Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Sénescence associée à la neurodégénérescence : évaluation simultanée de l’activité β-gal et de la tache de Nissl dans les sections histologiques du cerveau des rongeurs

118 vues

⸱

DOI :

10.3791/70676

⸱

17 juillet 2026

 ,  , 
1Laboratorio de Neuroinmunología, Unidad de Investigación en Medicina Experimental, Facultad de Medicina-UNAM, Hospital General de Mexico "Dr. Eduardo Liceaga"

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole est présenté comme un outil permettant de détecter l’activité de β-galactosidase associée à la sénescence, de réaliser une coloration de Nissl pour une évaluation simultanée de la sénescence et de l’intégrité neuronale, et d’étudier les liens entre la charge de la sénescence et la neurodégénérescence.

Résumé

La sénescence cellulaire est un processus physiologique caractérisé par un arrêt irréversible du cycle cellulaire qui nuit à la régénération et à la fonction des tissus. Ce phénomène est apparu comme un moteur clé de la neurodégénérescence, alimenté par l’accumulation de cellules sénescentes au sein du système nerveux central (SNC). Les cellules sénécentes acquièrent un phénotype sécréteur associé à la sénescence pro-inflammatoire (SASP) qui soutient une neuroinflammation chronique et perturbe le microenvironnement neuronal. Par conséquent, des processus essentiels tels que la neurogenèse, la plasticité synaptique et la survie neuronale sont compromis. Un vaste corpus de littérature associe la sénescence cellulaire à plusieurs troubles neurodégénératifs, tels que la maladie de Parkinson, la maladie d’Alzheimer ou la sclérose en plaques, ainsi qu’à des lésions neuronales aiguës, telles que l’ischémie cérébrale ou un traumatisme crânien.

L’évaluation combinée de l’activité β-galactosidase (SA-β-gal) associée à la sénescence et de la coloration de Nissl dans les sections histologiques offre une approche globale pour évaluer simultanément la sénescence cellulaire et l’intégrité neuronale dans le même contexte tissulaire. Cette stratégie permet une corrélation spatiale précise entre l’accumulation de cellules sénescentes dans des régions vulnérables spécifiques (par exemple, l’hippocampe ou le cortex) et la perte neuronale ou les lésions tissulaires. En intégrant un marqueur fonctionnel de sénescence avec un indicateur classique de morphologie et de densité neuronales, cette approche renforce la robustesse interprétative de l’analyse. De plus, il permet une caractérisation plus précise de la relation entre la charge sénescente et les changements neurodégénératifs, maximisant ainsi la quantité d’informations provenant d’échantillons de tissus limités.

De plus, ce protocole peut déterminer comment l’accumulation cellulaire sénéscente se produit en réponse à des interventions (pharmacologiques, manipulations génétiques, etc.) dans des modèles rongeurs de maladies neurodégénératives, fournissant ainsi un outil puissant pour analyser cette contribution à leur physiopathologie.

Introduction

La sénescence cellulaire se définit par un arrêt essentiellement irréversible du cycle cellulaire accompagné d’altérations macromoléculairesétendues 1. De plus, les cellules sénécentes acquièrent un phénotype hypersécréteur (SASP), caractérisé par la sécréation robuste d’une grande variété de cytokines pro-inflammatoires, de facteurs de croissance etde protéases 2. Collectivement, ces facteurs contribuent à l’établissement d’un microenvironnement pro-inflammatoire qui renforce la sénescence et impacte l’homéostasie tissulaire. Dans le SNC central, les cellules sénescentes s’accumulent progressivement avec l’âge, en particulier dans les régions vulnérables à la pathologie liéeà l’âge 3. La sénescence cellulaire joue un rôle important dans les altérations fonctionnelles associées au vieillissement et aux troubles neurodégénératifs, la charge des cellules sénescentes augmentant progressivement au cours du vieillissement normal. Plusieurs types cellulaires du SNC sont sensibles à la sénescence, notamment les astrocytes, microglies, oligodendrocytes, neurones et cellules souchesneuronales 4. L’accumulation de preuves implique la sénescence de ces populations cellulaires du SNC dans l’étiopathologie de plusieurs maladies neurodégénératives, notamment la maladie d’Alzheimer, la maladie de Parkinson, la démence frontotemporale, la sclérose latérale amyotrophique et la scléroseen plaques 5. Les troubles neurodégénératifs ont été associés à la sénescencecellulaire 6, et il a été démontré que les cellules sénescentes s’accumulent à proximité des plaques amyloïdes β et des nœuds neurofibrillaires. Des augmentations liées à l’âge de l’activité SA-β-gal ont été décrites dans le cerveau des rongeurs (par exemple, 3, 8, 17 et 24 mois), avec des élévations statistiquement significatives les plus visibles dans la cohorte la plus âgée (24 mois)7.

Différentes études apportent des éclairages importants sur la relation entre les altérations histologiques et les résultats fonctionnels, tels que le trouble cognitif et la dysrégulation métabolique, dans des modèles animaux pathologiques qui abordent les corrélats fonctionnels ou comportementaux des lésionscérébrales 8,9.

Malgré des recherches approfondies, il n’existe aucun marqueur universel unique qui identifie de manière fiable les cellules sénescentes tout en les distinguant des autres états non prolifératifs ; cependant, le marqueur le plus utilisé de la sénescence cellulaire est l’enzyme lysosomale associée à la sénescence β-galactosidase (SA-β-gal), détectée au pH 6, une enzyme hydrolase qui catalyse l’hydrolyse des β-galactosides en monosaccharides. Un facteur distinctif clé est le pH. La SA-β-gal présente une activité optimale au pH 6, contrairement à la β-galactosidase bactérienne, qui agit à un pH de 7,4, et à la β-galactosidase lysosomale endogène, qui agit à des valeurs de pH acides allant de 3 à 5 7,10.

La densité cellulaire et la cytoarchitecture cérébrale sont des déterminants fondamentaux de l’organisation et de la fonction neuronale. La distribution spatiale et l’abondance de populations cellulaires spécifiques sont essentielles au fonctionnement des circuits, et leur quantification précise est essentielle pour étudier les conditions neuropathologiques impliquant une vulnérabilité ou une perte cellulaire sélective. La coloration de Nissl, une méthode standard en neurosciences, est une technique histologique largement utilisée pour évaluer la densité neuronale et la cytoarchitecture dans les tissus nerveux. En marquant sélectivement les corps de Nissl au sein des somates neuronaux, cette méthode permet une visualisation et une quantification fiables des populations neuronales à travers les régionscérébrales 11. En plus de sa robustesse, la coloration Nissl se caractérise par sa simplicité technique, son faible coût et son temps de traitement relativement court, ce qui en fait un outil pratique et accessible pour les études neuroanatomiques et de neurodégénérescence de routine.

L’évaluation combinée de la coloration de Nissl et de l’activité β-galactosidase (SA-β-gal) associée à la sénescence au sein d’une même section histologique fournit un cadre robuste et spatialement résolu pour interroger simultanément l’intégrité neuronale et la charge cellulaire sénescente. Cette approche intégrative permet de cartographier directement la sénescence sur des caractéristiques neurodégénératives spécifiques à une région, y compris la perte neuronale et la perturbation cytoarchitecturale. Associer un marqueur structurel classique à un indicateur fonctionnel de sénescence renforce l’interprétation des données et révèle des liens mécanistiques entre l’accumulation cellulaire sénéscente et la dysfonction tissulaire, tout en maximisant le rendement analytique à partir d’échantillons limités.

Il est important de noter que cette stratégie est particulièrement adaptée aux études à disponibilité tissulaire limitée, aux plans longitudinaux ou basés sur l’intervention (par exemple, traitements sénolytiques ou sénomorphes), ainsi que pour les analyses régionales dans des structures cérébrales complexes, où la corrélation de la sénescence avec la vulnérabilité neuronale est cruciale.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Effectuer toutes les procédures animales conformément aux directives institutionnelles et nationales pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire, et obtenir l’approbation préalable du comité d’éthique compétent. Ce protocole est conforme à la norme officielle mexicaine actuelle pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire (NOM-062-ZOO-1999 (Muñoz, 2001)), à la révision préalable et à l’approbation par les comités d’éthique et de recherche, ainsi que par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (CICUAL) de la Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México (FM/DI/039/2023, CICUAL-009-2023). Les animaux étaient fournis par le vivarium de l’Unidad de Medicina Experimental, Facultad de Medicina.

REMARQUE : Pour permettre l’évaluation simultanée de l’activité β-galactosidase (SA-β-gal) associée à la sénescence et de la coloration de Nissl dans le tissu cérébral des rongeurs, ce protocole utilise des cerveaux de rongeurs fixés à 4 % de paraformoldéhyde, cryosectionnés à -20 ± 1 °C. Toutes les coupes sont d’abord évaluées pour l’activité SA-β-gal (étape 1), puis colorées à la Nissl (étape 2), puis montées avec un milieu antifade (étape 3). Une fois traitées, les lames sont examinées au microscope optique en champ clair, permettant d’acquérir des images haute résolution des régions d’intérêt pour une analyse ultérieure.

1. Préparation de coupes tissulaires et détection de l’activité β-galactosidase (SA-β-gal) associée à la sénescence

  1. Préparation des coupes cérébrales
    1. Obtenir le cerveau par perfusion transcardiaque avec du paraformoldéhyde à 4 % selon le protocole précédemment décrit par Wu et al., 202112. Transférez le cerveau dans une solution saline tamponnée phosphate (PBS) contenant 0,01 % d’azide de sodium pour un stockage à long terme à 4 °C.
    2. Pour suivre le protocole, placez le cerveau dans une solution de saccharose à 30 %, attendez qu’il s’enfonce au fond, puis stockez-le à -20 à -80 °C. Ce protocole peut être utilisé dans différents tissus cérébraux de rongeurs (par exemple, rat, souris, cochon d’Inde) et congelé dans le 2-méthylbutane.
    3. Cryosectionner le tissu à -20 ± 1 °C afin d’obtenir des sections uniformes intégrées dans un composé optimal à température de coupe (O.C.T.) (20–40 μm d’épaisseur) et monter sur des lames en verre recouvertes de gélatine.
    4. Montez les sections sur des lames en verre et conservez dans des conditions froides jusqu’à utilisation.
  2. Détection de l’activité β-galactosidase (SA-β-gal) associée à la sénescence.
    1. Préparez la solution de coloration SA-β-gal fraîche le jour de l’utilisation à partir des solutions présentées dans le Tableau 1.
    2. Ajustez la solution à un pH de 6,0 pour garantir la spécificité de l’activité SA-β-gal.
      REMARQUE : Préparez la solution de coloration SA-β-gal avant utilisation ; Évitez de prémélanger dans une solution aqueuse.
      Le 5-bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D-galactopyranoside (X-Gal) n’est pas stable en solution aqueuse.
  3. Équilibrez la température des lames tissulaires.
    1. Retirez les lames du stockage frigorifique.
    2. Placez les lames dans un bocal Coplin et laissez-les s’équilibrer à température ambiante (RT) pendant 5 minutes.
    3. Hydratez les sections en ajoutant suffisamment de PBS pour couvrir les lames dans le bocal Coplin.
    4. Placez les coulisses sur un vibrateur orbital à basse vitesse pendant 5 minutes en RT.
    5. Répétez le lavage une fois.
  4. Préparez les lames pour la teinture.
    1. Retirez doucement l’excès de PBS des bords des lames à l’aide de papier absorbant.
    2. Tracez une barrière hydrophobe autour de chaque section à l’aide d’un stylo résistant à l’eau, évitant ainsi le contact avec le tissu.
  5. Effectuer une teinture SA-β galons
    1. Placez les lames dans une chambre d’humidité.
    2. Avec une micropipette, ajoutez environ 200 μL de solution colorante par section, assurant ainsi une couverture complète du tissu.
    3. Couver à 37 °C pendant 48 heures.
    4. Après l’incubation, retirez la solution de tache à l’aide de papier absorbant.
    5. Placez les lames dans un bocal Coplin et ajoutez du PBS pour recouvrir les lames, puis appliquez une légère agitation sur un vibrateur orbital à basse vitesse pendant 5 minutes en RT.
      REMARQUES : N’utilisez pas d’incubateur CO₂. Procédez immédiatement à la teinture Nissl.

2. Coloration de Nissl

  1. Préparez la solution de fonctionnement Nissl.
    1. Préparez les solutions d’origine comme décrit dans le tableau 2.
    2. À partir des solutions d’origine, préparez la solution de travail Nissl en mélangeant 15 mL de solution de crsyl violette avec 85 mL de tampon acétate.
    3. Filtrez la solution pour éliminer les précipités avec du papier filtre (grade 4, pores de 20-25 μm).
    4. Après la solution filtrante, préchauffez à 37 °C pendant au moins 30 minutes (ou 40–43 °C dans un bain-marie).
    5. Ajoutez 10 gouttes d’acide acétique 0,1 M immédiatement avant utilisation, à la solution de travail Nissl.
      REMARQUE : Utilisez la solution de travail Nissl jusqu’à quatre fois dans la même journée ; Ne pas conserver la nuit.
    6. Préparez de l’éthanol acidifié en ajoutant 95 mL d’éthanol absolu dans une fiole volumétrique et en ajoutant 15 gouttes d’acide acétique 0,1 M. Apportez à 100 mL avec de l’eau distillée et mélangez soigneusement.
  2. Préconditionnez les glisses.
    1. Placez les lames dans un bocal Coplin et ajoutez du PBS si nécessaire pour recouvrir les lames et incubez à 37 °C pendant 5 minutes.
  3. Zones de tache.
    1. Immergez soigneusement les lames dans la solution Nissl préchauffée, diapositive par diapositive.
    2. Incubez les lames pendant 5 à 20 minutes dans une solution Nissl.
      REMARQUE : Le temps dépend de l’épaisseur du tissu. Tache de surveillance toutes les 5 minutes jusqu’à ce qu’une couleur violette foncée apparaisse.
  4. Lavez les sections.
    1. Rincez doucement les lames dans de l’eau distillée pendant 1 minute. Transférez sur des lames au pot Coplin avec de l’eau distillée fraîche pendant 1 minute supplémentaire.
    2. Évaluez la qualité des taches. Observez les lames sous un microscope en champ clair (objectif 10×).
    3. Au microscope en champ clair, confirmez une coloration intense des points violets avec un fond minimal.
      REMARQUE : Si le fond est excessif, immergez les lames dans de l’éthanol acidifié à 95 % pendant 10 secondes.
    4. Transférez immédiatement à l’éthanol absolu pendant 10 secondes pour arrêter la différenciation.
      REMARQUE : Retenir si nécessaire, en répétant les étapes de coloration (8.1-9.3) si la coloration est faible.
  5. Déshydratez et dégagez les lames.
    1. Immergez les lames dans du xylène pendant au moins 5 minutes (jusqu’à 2 heures si besoin)
      REMARQUE : Travaillez rapidement, car les tissus se déshydratent en ~2 minutes.

3. Montage

  1. Préparez le support de montage
    1. Mélangez 8 mL de médium de montage avec 2 mL de xylène.
      REMARQUE : Préparez uniquement le volume requis ; Le support de montage durcira rapidement.
    2. Retirez les lames du xylène et tapez doucement les bords. Placez les glissières sur une surface plane.
    3. Appliquez ~120 μL du milieu de montage sur le tissu.
    4. Placez lentement la housse d’un côté pour éviter les bulles.
  2. Séchez les diapositives et prenez des images.
    1. Laissez les lames sécher au moins 5 minutes en temps de réflexe.
    2. Observez sous un microscope en champ clair et acquérez des images des régions d’intérêt.
    3. Après le montage, le séchage complet du support nécessite un temps prolongé (24 h).
  3. Stockez les diapositives.
    1. Stockez les diapositives chez RT pour une conservation à long terme (pendant plusieurs mois).

4. Quantification de la charge de la sénescence

REMARQUE : Cette approche est appliquée comme une évaluation qualitative ; cependant, lorsque le plan de l’étude l’exige, il peut être étendu à l’analyse quantitative.

  1. Définir la charge de sénescence comme l’abondance relative des cellules β-galactosidase (SA-β-gal)–positives associées à la sénescence dans une région d’intérêt (ROI) définie. Exprimez cette métrique en pourcentage de cellules positives par rapport au nombre total de cellules, ou en densité de cellules positives par unité de surface (cellules/mm2).
  2. Sélectionnez la région d’intérêt (ROI). Identifier les ROI à partir de repères neuroanatomiques standardisés à l’aide d’un atlas cérébral adapté à l’espèce et à l’âge. Les régions recommandées incluent les sous-champs hippocampiques (CA1, CA3, gyrus denté) et les zones corticales avec une organisation laminaire définie.
    1. Sélectionnez 3 à 5 champs non chevauchants par ROI par section.
    2. Analysez au moins 2 à 3 sections par animal, espacées à intervalles anatomiques réguliers.
    3. Maintenez un ROI identique sur tous les échantillons.
    4. Aveugler l’opérateur aux conditions expérimentales lors de la sélection du ROI pour minimiser les biais.
  3. Acquérir des images.
    1. Acquérir des images à l’aide d’un microscope en champ clair équipé d’un appareil photo numérique dans des conditions standardisées :
      1. Utilisez des grossissements constants (par exemple, 10× pour une vue d’ensemble régionale, 20× ou 40× pour la quantification).
      2. Maintenez un éclairage constant, un temps d’exposition et un équilibre des blancs sur tous les échantillons.
      3. Évitez la saturation du signal SA-β-gal (bleu) et assurez-vous d’une visualisation claire de la coloration Nissl (violet).
      4. Sauvegardez les images dans un format sans perte (par exemple, TIFF) pour une analyse en aval.
  4. Pré-traiter les images.
    1. Effectuer le prétraitement à l’aide d’un logiciel d’analyse d’image (par exemple, ImageJ/Fiji)13.
      1. Convertissez les images en format RVB si nécessaire.
      2. Appliquez une soustraction de fond pour corriger un éclairage inégal.
      3. Normaliser le contraste uniformément sur toutes les images sans modifier l’intensité relative du signal.
      4. Évitez le surtraitement qui pourrait déformer les frontières du signal.
  5. Identifier les cellules SA-β-gal-positives.
    1. Définissez les cellules positives en fonction de la présence d’un précipité bleu distinct localisé dans le cytoplasme. Utilisez le seuil de couleur pour isoler le signal bleu (par exemple, des plages de teinte/saturation/intensité déterminées empiriquement).
    2. Validez les seuils à l’aide de contrôles négatifs (tissus jeunes ou non traités) afin d’exclure la coloration de fond.
  6. Confirmer la cohérence morphologique avec les profils cellulaires observés lors de la coloration de Nissl.
  7. Approches de quantification
    1. Quantification basée sur les cellules : Compter manuellement ou à l’aide d’outils semi-automatisés les cellules SA-β-gal-positives. Déterminez le nombre total de cellules dans le même ROI en utilisant la coloration Nissl.
    2. Exprimez les résultats comme suit :
      Charge de sénescence ( %) = (cellules SA-β-gal-positives/Cellules totales) ' 100
    3. Quantification basée sur la densité : calculer le nombre de cellules SA-β-gal–positives par unité de surface :
      Densité cellulaire = Cellules positives/aire de ROI (mm2)
    4. Définition des seuils et contrôles : Établir empiriquement les seuils de détection :
    5. Utilisez des contrôles négatifs pour définir les niveaux de signal en arrière-plan.
    6. Inclure des témoins positifs (par exemple, tissu cérébral vieilli ou modèles induits par le stress) pour valider la sensibilité.
    7. Appliquez des paramètres de seuil identiques sur tous les échantillons d’une expérience. Documentez tous les paramètres seuils pour garantir la reproductibilité.

5. Normalisation des données et analyse statistique

  1. Normaliser la charge de sénescence pour tenir compte des différences régionales de densité cellulaire ; utiliser la coloration de Nissl pour estimer le nombre total de cellules par ROI — mesures moyennes sur ROI, sections et animaux. Effectuer des analyses statistiques à l’aide de tests appropriés (par exemple, test t, ANOVA) selon le plan expérimental.
  2. Déclarez les données comme moyenne ± SEM ou SD, en spécifiant le nombre de réplications biologiques (n).
  3. Aveuglement et reproductibilité : Effectuer toutes les analyses de quantification en conditions aveugles. Valider la reproductibilité par : (a) Analyse indépendante par au moins deux observateurs, ou (b) Réanalyse d’un sous-ensemble d’images pour évaluer la variabilité intra-observateur.
  4. Limites de la stratégie de quantification : Interpréter les résultats quantitatifs en parallèle avec des marqueurs complémentaires lorsque cela est possible. De plus, la variabilité de l’intensité de coloration entre les sections peut influencer la quantification basée sur le seuil et doit être soigneusement contrôlée.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

L’application combinée de la coloration β-galactosidase associée à la sénescence (SA-β-gal) et de la coloration Nissl permet la visualisation simultanée de la charge cellulaire sénescente et de la cytoarchitecture neuronale au sein d’une même section cérébrale.

En suivant la procédure de coloration SA-β-gal (étape 1), examinez les lames au microscope en champ clair. La coloration réussie est indiquée par la présence d’un précipité bleu distinct localisé dans l...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Actuellement, la disponibilité limitée d’outils robustes et spécifiques pour identifier, isoler et retirer sélectivement les cellules sénécentes du SNC reste un obstacle majeur aux études mécanistiques. Cette lacune méthodologique limite notre capacité à démêler les contributions causales de la sénescence cellulaire à la neuropathologie de la simple corrélation avec la progression de la maladie. Le flux de travail présenté ici combine la détection enzymatique SA-β-gal avec la contre-colo...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par la Dirección General de Asuntos del Personal Académico, UNAM (PAPIIT IN224624), ainsi que par les programmes Secretaría de Ciencia, Humanidades, Tecnología e Innovación (SECIHTI) Ciencia de Frontera CBF-2025-I-1337 et UNAM Posdoctoral Program (POSDOC). RJRC a reçu la bourse numéro 1020262 du CONAHCyT. VSV a reçu une bourse postdoctorale du Programa de Becas Postdoctorales, Dirección General de Asuntos del Personal Académico (DGAPA), UNAM.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
2-méthylbutaneSIGMAM32631-500ML
5-bromo-4-chloro-3-indolyl &bêta;-D-galactopyranoside (X-Gal)PROMEGAV394AConserver à -30 à -10 °C
Acide citrique MERCK251275-5G
Acétate de violet de crésylSIGMAC5042-10G
DPX Montant pour histologieSIGMA06522-500ML
Papier filtreWhatmanWHA1001929
Acide acétique glacialSIGMA695092-500ML
Stylo hydrophobe MERCKZ672548
Xylénes de qualité histologiqueSIGMA534056-500ML
Chambre d'humiditéSTAINTRAY25501
Chlorure de magnésium anhydreSIGMAM8266-100GAjuster la molarité si du chlorure de magnésium hydraté est utilisé.
OCTSAKURA FINE TEK4583
Tampon phosphate (PBS)SIGMAP4417-50TABDes comprimés commerciaux sont utilisés.
Ferricyanide de potassium (hexacyanoferrate(III) de potassium)SIGMAP8131-100G
Ferrocyanure de potassium (hexacyanoferrate(II) de potassium trihydraté)SIGMAP9387-100G
Acétate de sodium anhydreSIGMAS2889-250GAjuster la molarité si de l'acétate de sodium hydraté est utilisé.
Chlorure de sodiumSIGMAS9888-2.5KG
Phosphate de sodium (phosphate de sodium dibasique dodécahydraté)SIGMA71649-500G

Références

  1. Melo Dos Santos, L., et al. Cellular senescence in brain aging and neurodegeneration. Ageing Res Rev. 93, 102141(2024).
  2. Chinta, S. J., et al. Cellular senescence and the aging brain. Exp Gerontol. 68, 3-7 (2015).
  3. Baker, D. J., Petersen, R. C. Cellular senescence in brain aging and neurodegenerative diseases: evidence and perspectives. J Clin Invest. 128 (4), 1208-1216 (2018).
  4. Kuźniar, J., et al. Connections between cellular senescence and Alzheimer’s disease—a narrative review. Int J Mol Sci. 26 (17), 8638(2025).
  5. Martínez-Cué, C., Rueda, N. Cellular senescence in neurodegenerative diseases. Front Cell Neurosci. 14, 16(2020).
  6. Wang, Y., et al. The role of cellular senescence in neurodegenerative diseases. Arch Toxicol. 98 (8), 2393-2408 (2024).
  7. Piechota, M., et al. Is senescence-associated β-galactosidase a marker of neuronal senescence? Oncotarget. 7 (49), 81099-81109 (2016).
  8. Zhang, H., et al. Mangiferin alleviated poststroke cognitive impairment by modulating lipid metabolism in rats with cerebral ischemia/reperfusion. Eur J Pharmacol. 977, 176724(2024).
  9. Hussain, M. S., et al. Autophagy and cellular senescence in Alzheimer’s disease: key drivers of neurodegeneration. CNS Neurosci Ther. 31 (7), e70503(2025).
  10. Si, Z., Sun, L., Wang, X. Evidence and perspectives of cell senescence in neurodegenerative diseases. Biomed Pharmacother. 137, 111327(2021).
  11. Meystre, J., et al. Cell density quantification of high resolution Nissl images of the juvenile rat brain. Front Neuroanat. 18, 1463632(2024).
  12. Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio Protoc. 11 (5), (2021).
  13. Lozano-Gerona, J., García-Otín, Á-L. ImageJ-based semiautomatic method to analyze senescence in cell culture. Anal Biochem. 543, 30-32 (2018).
  14. Huang, W., et al. Cellular senescence: the good, the bad and the unknown. Nat Rev Nephrol. 18 (10), 611-627 (2022).
  15. Zeng, W. -J., et al. A novel inflammation-related lncRNAs prognostic signature identifies LINC00346 in promoting proliferation, migration, and immune infiltration of glioma. Front Immunol. 13, 810572(2022).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Mots-clés

NeurosciencesNum ro 233Num ro 233Ce mois ci dans JoVENum roVieillissementMaladie neurod g n rativeb ta galactosidase
Vidéo bientôt disponible
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d'utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.