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Article de méthode

Évaluations de l’oxygénation et de la perfusion vasculaire dans des modèles précliniques du cancer et de la cicatrisation des plaies utilisant l’OS-DCE OAI

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DOI :

10.3791/70689

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7 avril 2026

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1Department of Medical Physics, University of Wisconsin, 2University of Texas MD Anderson Cancer Center

Dans cet article

Résumé

Nous présentons ici un protocole pour réaliser l’imagerie optacoustique améliorée par contraste dynamique (OS-DCE OAI) pour évaluer des modèles précliniques de cancer et de cicatrisation des plaies. L’OAI peut imager l’oxy- et la désoxyhémoglobine, cartographiant l’oxygénation tissulaire. Le DCE-OAI peut imager la pharmacocinétique d’un agent de contraste exogène, cartographiant ainsi la perfusion vasculaire.

Résumé

L’imagerie optoacoustique sensible à l’oxygène (OSO OAI) et l’imagerie optoacoustique dynamique à contraste amélioré (DCE OAI) fournissent des lectures complémentaires et non invasives de la physiologie tissulaire. L’OAI de l’OS exploite la détection multispectrale de l’oxyhémoglobine endogène et de la désoxyhémoglobine pour générer des cartes de saturation en oxygène sanguin ( %sO₂), tandis que l’OAI de la DCE suit la pharmacocinétique in vivo d’un absorbeur proche infrarouge pour quantifier la perfusion vasculaire et la perméabilité. L’objectif de ce protocole est de présenter un flux de travail unifié OS-DCE OAI permettant une évaluation simultanée de l’oxygénation et de la perfusion dans deux contextes précliniques largement utilisés : les tumeurs orthotopiques du cancer du sein et les plaies cutanées à pleine épaisseur.

Dans ce protocole, nous avons démontré l’OAI de modèles murins de cancer du sein ou de blessure par lacération. Pour l’OAI, les balayages multispectraux multi-tranches sont obtenus à 700–875 nm afin de permettre le démélange spectral et l’estimation de %sO₂. Pour l’OAI DCE, des acquisitions répétées à la résolution temporelle ≤5-s sont effectuées avant et après l’injection intraveineuse en bolus d’indocyanine verte (ICG), en utilisant soit un échantillonnage multispectral à 700-875 nm, soit un échantillonnage à longueur d’onde unique à 800 nm pour générer des courbes d’amplitude du signal OA en fonction du temps. Le développement de modèles animaux, la préparation à l’imagerie OA, les acquisitions OAI OS et DCE OAI, ainsi que les analyses pour mesurer les caractéristiques de l’oxygénation et de la perfusion vasculaire sont détaillés, ainsi que des directives clés pour le dépannage des artefacts de mouvement, des absorbeurs superficiels et des injections ratées.

Ensemble, ce protocole OS-DCE OAI permet de fournir un portrait fonctionnel intégré de l’hypoxie et du transport vasculaire capable de détecter les changements physiologiques des tumeurs et des plaies plus tôt que les mesures anatomiques globales. L’OS-DCE OAI est facilement adaptable à d’autres modèles de maladies.

Introduction

L’imagerie optoacoustique (IAO), également appelée imagerie photoacoustique ou tomographie optoacoustique multispectrale, est une modalité relativement récente qui associe l’excitation optique à la détection par ultrasons (US) afin de permettre l’imagerie des tissusprofonds 1,2. Dans l’OAI, de brèves impulsions laser en nanosecondes excitent des chromophores endogènes tels que l’oxy- et la désoxyhémoglobine, produisant une expansion thermoélastique localisée et des ondes acoustiques à large bande détectées par les transducteurs américains. Ces signaux permettent à l’OAI de produire des images avec un contraste optique à une résolution spatiale similaire à celle d’un ultrason tout en atteignant une profondeur de vue à l’échelle du centimètre in vivo. Lorsque les données sont acquises à plusieurs longueurs d’onde et analysées par démélange spectral, l’IAO sensible à l’oxygène (OS) peut estimer les concentrations relatives d’oxy- et de désoxyhémoglobine et ainsi déduire la saturation en oxygène tissulaire ( %sO₂)2. La saturation en oxygène dans le sang fournit une évaluation fonctionnelle de la physiologie microvasculaire difficile à atteindre de manière non invasive avec d’autres méthodes.

La perfusion vasculaire est également utile pour l’évaluation de la physiologie microvasculaire. La perfusion vasculaire représente une combinaison de flux vasculaire, de perméabilité et de surfacevasculaire 3. Pour quantifier la perfusion, l’OAI peut être utilisé avec un agent de contraste exogène pour réaliser l’OAI Dynamic Contrast Enhanced (DCE OAI). Dans cette approche, l’imagerie temporelle avant, pendant et après l’injection de l’agent de contraste surveille la pharmacocinétique (PK) de l’agent. Ces résultats peuvent être modélisés pour mesurer le taux de lavage (NKtrans) du compartiment plasmatique sanguin vers le compartiment extravasculaire extracellulaire tumoral, et le taux de lavage (kep) du compartiment extravasculaire extracellulaire tumoral vers le compartiment plasmatique. Nous avons développé une méthode de modélisation PK qui évite le problème notoire de la fluidité lumineuse (c’est-à-dire la diffusion et l’absorption dans les tissus qui provoquent une énergie radiante variable à travers les tissus)4. Notre méthode normalise la variation du signal OAI dynamique de 0 % (pré-injection) à 100 % (amélioration maximale), puis utilise des équations différentielles pour estimer le tauxde trans NK et lek ep. D’autres études de DCE OAI ont utilisé des méthodes standard de modélisation PK qui reposent sur l’hypothèse principale que la fluidité lumineuse est uniforme dans tout letissu 5,6.

Les résultats de DCE OAI peuvent également être utilisés pour évaluer les taux de wash-in en effectuant des mesures empiriques de l’amélioration maximale du signal (MSE), du temps jusqu’au pic (TTP) pour atteindre le MSE, de la pente (généralement pour l’injection à TTP) et de la surface initiale sous la courbe (IAUC ; là encore typiquement pour l’injection en TTP après injection)7. Il convient de noter que si la TTP se produit plus tard dans la courbe PK, la pente ou IAUC peut être prise pendant la portion linéaire de la courbe ou du moment de l’injection jusqu’à 1 minute après l’injection. Nous avons montré que les mesures empiriques peuvent également être utiles lors de l’évaluation des traitements administrés à des modèles tumoraux ou lors de l’évaluation de la cicatrisationdes plaies 8,9. D’autres études ont également montré la valeur d’utiliser des mesures empiriques pour évaluer la perméabilité vasculaire tumorale et la fibrosehépatique 10,11. La forme de la courbe PK peut également être utilisée pour catégoriser qualitativement la perfusion vasculaire tumorale en haute ou faible 12,13,14.

De plus, le signal OAI à un seul point temporel post-injection peut être utilisé comme évaluation empirique de la perfusion, connue sous le nom de OAI non dynamique avec contraste amélioré (CE OAI)15. Une image d’OA de CE qui montre une tumeur ou une plaie brillante est simple et très visuelle, et pourtant elle est souvent utilisée uniquement pour une évaluation qualitative de la perfusion élevée ou faible. En général, le changement dynamique des signaux OAI après la TTP n’est pas analysé pour évaluer empiriquement la perfusion vasculaire dans les tumeurs. Cependant, comme montré ci-dessous, les taux de lavage dans les plaies sont extrêmement rapides, de sorte que latrans NK, le TTP, la pente et l’IAUC sont difficiles à mesurer. Nous avons donc utilisé la pente linéaire ou exponentielle de la phase de lavage comme mesure empirique de la perfusion vasculaire dans les plaies9.

La plupart des agents OAI absorbent dans la gamme de longueurs d’onde du proche infrarouge (NIR), qui peuvent pénétrer plus profondément dans lestissus 16,17. Cependant, l’absorption de l’eau à des longueurs d’onde supérieures à 900 nm limite la plage de longueurs d’onde OAI utilisable in vivo à 700–900 nm pour la plupart des applications2. L’indocyanine green (ICG) est un agent prototypique de DCE OAI car il offre une forte absorption du NIR à 780–800 nm, produit un signal OAI modérément fort et présente une biocompatibilité favorable avec l’approbation de la FDA pour un usage clinique. Ces caractéristiques permettent un contraste intravasculaire et des courbes PK interprétables.

Nous avons développé un protocole combiné OS-DCE OAI pour évaluer l’oxygénation et la perfusion vasculaire dans des modèles précliniques de tumeurs solides et de plaies 8,9. La partie OS de ce protocole peut évaluer l’oxygénation dans plusieurs tranches d’imagerie qui couvrent l’ensemble des volumes tumoraux et des plaies dans des modèles murins. La partie DCE de notre protocole propose la possibilité d’imager une tranche unique de la tumeur ou de la plaie en utilisant plusieurs longueurs d’onde laser (améliorant la précision de la détection des agents de contraste), ou d’imager jusqu’à 5 tranches avec une seule longueur d’onde laser (améliorant la couverture spatiale). Nous avons utilisé l’OS-DCE OAI pour surveiller les changements d’oxygénation et de perfusion vasculaire après avoir traité un modèle tumoral par radiothérapie ou avec du phosphate combrétastatine A4, un agent perturbateurvasculaire 4,8. Nous avons également utilisé OS-DCE OAI pour surveiller la cicatrisationdes plaies 9. L’OAI DCE permet à l’OAI de suivre la progression via la perfusion vasculaire, ce qui peut être appliqué à une variété de maladies.

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Protocole

Effectuez toutes les procédures sous l’approbation du Comité Institutionnel de Soins et d’Utilisation des Animaux (IACUC) de votre établissement. Toutes les procédures du protocole ci-dessous ont été approuvées par l’IACUC de notre établissement.

1. Anesthésie (pour les interventions ultérieures)

  1. Induire l’anesthésie. Induire et maintenir initialement l’anesthésie avec 5 % d’isoflurane dans un gaz porteur d’oxygène à 100 % jusqu’à ce que la souris ne soit plus réveillée.
  2. Maintenez l’anesthésie. Continuez à anesthésier la souris avec 1,5 à 2 % d’isoflurane dans un gaz porteur d’oxygène à 100 %. Vérifiez l’absence de réflexe pédalier.
  3. Maintenir la normothermie. Veillez à maintenir les animaux sur une surface chaude et à surveiller la température pendant toute la période d’anesthésie.
    REMARQUE : (Point de pause) Procéder à l’implantation tumorale ou à la formation de la plaie une fois l’animal complètement anesthésié.

2. Préparation du modèle

REMARQUE : Tout travail cellulaire doit être effectué dans un cabinet de biosécurité afin d’éviter toute exposition et contamination potentielle.

  1. Établissez un modèle tumoral orthotopique 4T1 (Figure 1).
    1. Préparer les cellules sur glace : Resuspendre 4 cellules T1 dans des PBS glacés à une concentration de 2 × 107 cellules/mL.
    2. Mélanger les cellules avec la matrice : Combiner la suspension cellulaire 1:1 (v/v) avec de l’hydrogel biologique glacé qui possède une matrice extracellulaire riche. La combinaison devrait produire une solution de cellules à 1 × 107 cellules/mL.
    3. Chargez la seringue : Chargez le mélange cellulaire dans une seringue de laboratoire stérile d’un volume ne dépassant pas 1,0 mL. Limitez le volume à 100 μL par injection (1 × 106 cellules). En option, chauffez doucement la seringue à 30 °C, ce qui rend l’hydrogel biologique légèrement visqueux et plus concentré au site d’injection.
      ATTENTION : Faites attention que les seringues sont tranchantes et évitez de les recapter.
    4. Anesthésiez la souris comme décrit à la section 1.
    5. Retirez la fourrure si elle est présente : dépilez la zone de la poitrine. Omettez cette étape si vous utilisez des souris nues athymiques.
    6. Positionner l’aiguille et injecter : Stériliser le 4e coussin graisseux mammaire inguinal. Insérez l’aiguille en biseau et injectez lentement 100 μL dans le coussinet graisseux pour éviter le reflux.
    7. Récupérer l’animal de l’anesthésie : Remet la souris dans une cage chauffée et surveille-la jusqu’à ce qu’elle soit déplacée.
    8. Laissez la tumeur croître : Laissez 8 à 10 jours pour que les tumeurs 4T1 atteignent un diamètre minimum de 0,3 cm avant l’imagerie.
      REMARQUE : Les tumeurs de diamètre plus grand peuvent également être imaginées. Le diamètre de la tumeur peut être mesuré avec un étrier vernier calibré. Les tumeurs dépassant le diamètre maximal approuvé par l’IACUC (ou un comité institutionnel équivalent) doivent être euthanasiées. Suivez l’injection orthotopique et adaptez le nombre/volume cellulaire au protocole d’engressement souhaité.
  2. Génération d’une blessure excisionnelle chez une souris (Figure 2)
    1. Préparez le terrain chirurgical : Stérilisez l’espace de travail et les instruments.
    2. Anesthésiez la souris comme décrit à la section 1.
    3. Retirer la fourrure si présente : dépilez la région dorsale. Omettez cette étape si vous utilisez des souris nues athymiques.
    4. Administrez une analgésie : Fixez la souris sur une surface chirurgicale stérile. Injecter de la buprénorphine 0,05–0,1 mg/kg par voie sous-cutanée (SC) dans la région dorsale.
    5. Désinfectez la zone de la plaie : désinfectez la peau dorsale avec de l’iode povidone suivi d’un taux d’éthanol à 70 %.
    6. Créez une blessure excision : Utilisez une poinçonne de biopsie de 6 mm pour délimiter le site. Exciser la peau et le panniculus carnosus pour former un défaut d’épaisseur complète.
    7. Placez l’attelle en silicone :
      1. Centrez une attelle en silicone en forme de donut autour de la plaie. Assurez-vous que le diamètre intérieur de la fissure soit 2 à 4 mm plus grand que celui de la plaie, et que la largeur de l’attelle soit de ~5 mm.
      2. Découpez une attelle en silicone en forme de donut dans une feuille de matériau siliconé. Utilisez un tissu transparent pour recoudre l’attelle en place. Si besoin, utilisez un film adhésif fin pour fixer la bague.
        REMARQUE : Les matériaux de suture pigmentés peuvent absorber la lumière NIR et, par conséquent, ne doivent pas être utilisés.
    8. Suture de l’attelle : Placez huit points interrompus espacés uniformément pour fixer l’attelle à la peau environnante sans étranglement.
    9. Appliquez un pansement oclusif : couvrez la plaie et la attelle avec un pansement occlusif pour protéger le lit et standardiser l’environnement de la plaie.
    10. Récupérer l’animal de l’anesthésie : Remet la souris dans une cage chauffée et surveille-la jusqu’à ce qu’elle soit déplacée.
    11. Laissez l’animal guérir : Poursuivez les soins quotidiens et les évaluations selon le plan de l’étude ou jusqu’à ce que la blessure soit complètement guérie.
    12. Remplacez le pansement chaque jour : Remplacez le pansement occlusif chaque jour après l’imagerie ou la photographie afin de limiter la contamination et de maintenir la stérilité.
      REMARQUE : (Étape critique) Attelle sur la plaie pour supprimer la contraction et favoriser la réépithélialisation, améliorant ainsi la pertinence translationnelle pour la guérison humaine. (Point de pause) Après l’application du pansement, faites une pause jusqu’à la prochaine évaluation ou séance d’imagerie programmée.

3. Protocoles d’acquisition OS-DCE OAI

  1. Préparez une souris et l’agent de contraste pour l’échographie OAI.
    1. Préparez l’agent de contraste.
      1. Préparez une solution de 1,62 mM d’agent de contraste ICG dans de l’eau stérile. Filtrez la solution avec un filtre à seringue de 0,3 μm. Remplir une seringue de laboratoire stérile avec 100 μμL de cette solution.
        REMARQUE : Cette dose est de 162 nmol ou 125,5 μμg basée sur une masse moléculaire d’ICG de 775 g/mol. La dose est de 6,28 mg/kg de poids corporel de souris, étant donné qu’une souris pèse environ 20 g. Une dose équivalente animale est 12,3 fois supérieure à une doseéquivalente humaine de 18. Par conséquent, la dose équivalente humaine est de 0,51 mg/kg de poids corporel humain. La dose maximale tolérée chez l’humain est de 2 mg/kg 19. Par conséquent, la dose utilisée dans cette étude préclinique est d’environ un quart de la dose maximale tolérée chez l’humain.
    2. Préparez le scanner OAI.
      1. Remplissez le réservoir d’imagerie avec de l’eau distillée déionisée. Réglez la température de l’aquarium à 36 °C pour une souris de <25 g de poids corporel.
        REMARQUE : La température de ce bac maintiendra la température corporelle centrale autour de 37 °C car la souris est enveloppée dans un sac plastique dans le berceau. La température de l’aquarium doit être réglée à 35 °C pour une souris plus grande de >25 g de poids corporel afin d’éviter la surchauffe, car une souris plus grande possède plus de tissu adipeux sous-cutanés qui agit comme une couche isolante.
    3. Anesthésiez la souris comme décrit à la section 1. Pour le reste du protocole d’acquisition, assurez-vous que la souris reste anesthésiée avec 1,5 à 2 % d’isoflurane dans un gaz porteur d’oxygène à 100 %.
    4. Si vous effectuez un DCE OAI, placez un accès veineux.
      1. Rinçez un cathéter caudal-veine de 27 G avec une solution saline héparinée. Insérez le cathéter dans une veine latérale de la queue et sécurisez le cathéter pour éviter qu’il ne se débranche de la veine (Figure 3A). Assurez-vous qu’il n’y a pas de bulles d’air présentes.
        REMARQUE : (Étape critique) Utilisez du sérum physiologique héparinisé pour maintenir la perpétuité du cathéter.
      2. De plus, préparez une seringue de laboratoire stérile d’un volume ne dépassant pas 500 μL pouvant être reliée au cathéter. Assurez-vous que la seringue contient 100 μL de 2,14 mM ICG (~322 nmol ; ~16 μmol/kg pour une souris de 20 g).
    5. Couvrir la souris et la bercer avec du gel à ultrasons (Figure 3B).
      1. Appliquez une fine couche de gel ultrasonore transparent sur la tumeur ou la zone de la plaie (Figure 3C). De plus, appliquez du gel à ultrasons sur le berceau pour créer un joint entre le berceau et la tumeur ou la zone de la plaie.
        REMARQUE : Éliminez les bulles d’air. En option, le gel à ultrasons peut être centrifugé pour éliminer l’air avant l’utilisation du gel. Utilisez également une quantité minimale de gel ultrasonore pour éviter que des bulles ne se forment dans les couches épaisses de gel.
    6. Placez la souris dans le berceau (Figure 3D) : Consultez les instructions du fabricant pour l’instrument. Placez la souris dans un support avec le nez fermement à l’intérieur du nez. Utilisez des menottes pour tenir les mains et les pieds de la souris. Utilisez la boucle dentaire pour stabiliser la tête.
      1. (OPTIONNEL) Utilisez le berceau avec un cône de nez de rat lorsque vous imaginez une souris. Le cône de nez du rat soulève la tête de souris du bas du berceau, ce qui peut éviter une noyade accidentelle si une petite quantité d’eau s’infiltre dans le berceau.
    7. Placez la souris et le berceau dans l’instrument OAI. Consultez les instructions du fabricant pour l’instrument.
      1. Observez toute fuite dans le berceau de la souris. En cas de fuites, retirez la souris et le berceau de l’instrument et refermez-la dans le berceau pour éviter des noyades accidentelles.
      2. Si l’OAI DCE est souhaité, connectez le cathéter à la seringue avec l’agent de contraste.
    8. Équilibrez la souris avant l’imagerie : prévoyez 10 minutes pour stabiliser la physiologie de la souris dans le réservoir d’eau chaude avant l’acquisition de l’image (Figure 3E).
    9. Positionner la souris par rapport au transducteur OAI :
      1. Déplacez la souris ou le transducteur OAI selon les instructions du fabricant afin que la tumeur ou la plaie soit située dans l’ensemble d’images multi-tranches.
      2. Optimisez la vitesse du son pour l’ensemble d’images. Complétez cette étape pendant que la souris est en équilibre avant l’imagerie (étape 3.1.7).
      3. (Étape critique) Maintenir une orientation animale/position de tranche cohérente pour toutes les souris et en tous points afin d’assurer des résultats rigoureux
  2. Définissez les paramètres OAI du système d’exploitation.
    1. Sélectionnez les paramètres de la tranche d’image afin que plusieurs tranches soient imagées pour couvrir toute la tumeur ou la zone de la plaie avec une épaisseur de tranche de 1 mm.
    2. Sélectionnez les longueurs d’onde d’absorption. Pour l’OAI, sélectionnez les longueurs d’onde d’absorption de 700, 730, 760, 800, 850 et 875 nm.
    3. Utiliser la moyenne du signal : Sélectionnez des paramètres pour acquérir 10 moyennes par longueur d’onde avant d’acquérir la longueur d’onde suivante, et avant de passer à la tranche d’imagerie suivante. Les 10 moyennes par longueur d’onde augmentent le rapport signal/bruit de chaque tranche d’image.
    4. Fixez le nombre de répétitions :
      1. Réglez le nombre de répétitions comme indiqué dans le tableau 1 pour maintenir un temps total d’acquisition d’environ 2 minutes. Pour les utilisateurs d’un instrument ayant un taux de répétition de 10 Hz, le temps total d’acquisition est de 6,0 s par tranche d’image.
      2. Déplacer la souris vers la tranche d’imagerie suivante puis revenir à la première tranche nécessite en moyenne 0,2 s, de sorte que chaque tranche nécessite 6,2 s.
      3. Effectuez au moins 3 répétitions pour assurer la stabilité de la mesure. Un temps total d’acquisition supérieur à 2 minutes est acceptable si on souhaite répéter plus de fois.
  3. Acquérez les images OA du système d’exploitation.
  4. Définir les paramètres OAI DCE.
    1. Définir les paramètres d’acquisition de DCE OAI pour un protocole d’imagerie à tranche unique avec plusieurs longueurs d’onde.
      1. Positionnez les tranches d’imagerie. Sélectionnez ≤5 tranches d’imagerie centrées sur la tumeur ou la zone de la plaie d’une épaisseur de tranche de 1 mm.
      2. Sélectionnez la longueur d’onde d’absorption optimale pour l’agent de contraste. Pour le vert d’indocyanine dans un environnement in vivo , réglez la longueur d’onde à 800 nm.
      3. Fixez le nombre de moyennes et de répétitions comme indiqué dans le tableau 2. Ces recommandations maintiendront une résolution temporelle ≤ 5 s et un temps d’acquisition total de 11,0 à 11,2 min pour les utilisateurs de l’instrument OAI, qui a un taux de répétition d’imagerie de 10 Hz.
        REMARQUE : Les utilisateurs d’autres instruments avec un taux de répétition d’imagerie différent doivent ajuster le nombre de moyennes pour maintenir une résolution temporelle de ≤ 5 secondes pour chaque série d’images.
    2. En alternative à l’étape 3.4.1, définissez les paramètres d’acquisition de DCE OAI pour un protocole d’imagerie multi-tranches avec une seule longueur d’onde.
      1. Positionnez les tranches d’imagerie. Sélectionnez ≤ 5 tranches d’imagerie centrées sur la tumeur ou la plaie avec une épaisseur de tranche de 1 mm.
      2. Sélectionnez la longueur d’onde d’absorption optimale pour l’agent de contraste. Pour le vert d’indocyanine dans un environnement in vivo , réglez la longueur d’onde à 800 nm.
      3. Fixez le nombre de moyennes et de répétitions comme indiqué dans le tableau 2. Ces recommandations maintiendront une résolution temporelle ≤ 5 s et un temps d’acquisition total de 11,0 à 11,2 min pour les utilisateurs de l’instrument OAI, qui a un taux de répétition d’imagerie de 10 Hz.
        REMARQUE : Les utilisateurs d’autres instruments avec un taux de répétition d’imagerie différent doivent ajuster le nombre de moyennes pour maintenir une résolution temporelle de ≤ 5 s pour chaque ensemble d’images.
  5. Acquérez les images DCE OA.
    1. Enregistrer les images de base : Commencez l’acquisition et collectez 12 ensembles d’images (~1 min).
    2. Injectez l’agent de contraste : administrez 100 μL via le cathéter tout en poursuivant l’acquisition.
      REMARQUE : L’injection en bolus doit être constante pendant environ 10 à 15 secondes afin d’éviter une accumulation de pression dans le cathéter dans la veine fragile de la queue. Cette consistance peut être contrôlée par une pression constante sur le plongeur de la seringue lors de l’injection manuelle, ou à l’aide d’un injecteur automatisé. Il est important de noter que des taux d’injection de 10 à 15 s lissent l’administration initiale de l’agent à la tumeur, plutôt que de créer des pics cinétiques au premier passage dans la courbe PK causés par des délais d’injection plus rapides, ce qui améliore la modélisation PK et l’analyse des mesures empiriques.
      1. (Étape critique) Évitez la fuite des agents de contraste du vaisseau sanguin vers les tissus environnants au site de l’injection afin de préserver un moment précis du bolus.
    3. Poursuivre l’imagerie : Acquérir les 128 ensembles d’images restants pendant 10,2 minutes après l’injection afin de capturer la cinétique wash-in/washout.
    4. Surveillez le processus d’imagerie pour vous assurer que les images sont acquises : surveillez la fréquence respiratoire de la souris pour garantir que la physiologie de la souris est stable pendant les scans.
    5. Retirez la souris et le berceau de l’instrument : Retirez la souris du berceau. Laissez la souris récupérer de l’anesthésie. Remet la souris dans une cage chauffée et surveille-la jusqu’à ce qu’elle marche.
      REMARQUE : Utilisez le logiciel approprié et consultez les instructions du fabricant pour l’instrument OAI. Les étapes ci-dessous décrivent les étapes de reconstruction et d’analyse pour un instrument OAI utilisant le logiciel viewMSOT v4.0, ainsi que Matlab R2019b ou une version plus récente du logiciel Matlab.

4. Analyse des résultats OS-DCE OAI

  1. Reconstruis les images OA.
    1. Sélectionnez les paramètres de reconstruction de l’image : Configurez la reconstruction d’image pour utiliser une méthode de rétroprojection filtrée avec un filtre passe-bande de 50 kHz–6,5 MHz et activez la correction automatique de l’énergie impulsion à impulsion.
    2. Reconstruisez toutes les images : Obtenez des images à toutes les longueurs d’onde laser, toutes les positions de tranches d’image et tous les points temporels. Ce volume de données peut nécessiter un temps considérable pour la reconstruction de l’image.
  2. Analysez les images OA du système d’exploitation.
    1. Démélanger les chromophores : Effectuer le démélange spectral pour générer des applications paramétriques de l’oxyhémoglobine (HbO 2), de la désoxyhémoglobine (Hb), de l’hémoglobine totale (où HbT = HbO2 + Hb) et des %sO 2 (où les %sO 2 = HbO2/HbT).
    2. Définissez les ROI :
      1. Dessinez manuellement un ROI qui représente la tumeur ou la blessure dans chaque tranche d’image. Dessinez un ROI conservateur qui penche plutôt pour exclure les pixels de la périphérie tumorale ou périphérie de la blessure plutôt que d’inclure des pixels pour le tissu normal à la périphérie.
      2. En alternative, il faut tirer manuellement un ROI représentant le rebord tumoral et un second ROI représentant le noyau tumoral. Le bord tumoral peut présenter une plus grande vascularisation que le noyau tumoral, ce qui permet une analyse potentiellement utile de la sous-région.
        REMARQUE : Bien que des ROI supplémentaires des sous-régions tumorales ou de plaies puissent être prélevés, ou que les valeurs pixels par pixels deHbO 2, Hb, HbT ou %sO 2 puissent être évaluées (sans ROI), ces régions plus petites présentent un rapport signal-bruit plus faible, ce qui conduit à des mesures imprécises.
      3. Maintenir les positions du ROI cohérentes sur toutes les images à chaque longueur d’onde et à chaque point temporel.
    3. Calculez les paramètres moyens pour l’ensemble de la tumeur.
      1. Calculez la valeur moyenne deHbO 2, Hb, HbT et %sO 2 dans le ROI tumoral ou ROI de la plaie pour chaque tranche d’imagerie et chaque point temporel.
      2. Pour l’OAI OSO multi-tranches, calculez la valeur moyenne deHbO 2, Hb, HbT et %sO 2 à partir de toutes les tranches d’imagerie afin d’obtenir une valeur moyenne unique pour chaque paramètre pour l’ensemble de la tumeur ou de la plaie.
    4. Évaluer la stabilité des paramètres. Tracez la valeur de %sO 2 pour chaque répétition (voir étape 3.2.4). Évaluer si la valeur de %sO 2 a changé de plus de 10 % lors des scans, ce qui indique une mesure temporellement instable.
  3. Analysez les images DCE OA.
    1. Démélanger les chromophores dans des images DCE OA multi-longueurs d’onde : Effectuer le démélange spectral pour générer des cartes paramétriques deHbO 2, Hb et de l’agent de contraste. Cette étape n’est pas nécessaire pour l’OAI DCE à longueur d’onde unique.
    2. Définissez les ROI.
      1. Dessinez manuellement un ROI qui représente la tumeur ou la blessure dans chaque tranche d’image. Dessinez un ROI conservateur qui penche plutôt pour exclure les pixels de la périphérie tumorale ou périphérie de la blessure plutôt que d’inclure des pixels pour le tissu normal à la périphérie.
      2. En alternative, il faut tirer manuellement un ROI représentant le rebord tumoral et un second ROI représentant le noyau tumoral. Le bord tumoral peut présenter une plus grande vascularisation que le noyau tumoral, ce qui permet une analyse potentiellement utile de la sous-région.
        REMARQUE : Bien que des ROI supplémentaires des sous-régions tumorales puissent être dessinés, ou les valeurs pixels par pixel de l’agent de contraste puissent être évaluées (sans nécessiter de ROI), ces régions plus petites ont un rapport signal sur bruit plus faible, ce qui conduit à des mesures imprécises.
      3. Maintenir les positions du ROI cohérentes sur toutes les images à chaque longueur d’onde et à chaque point temporel.
    3. Extraire les courbes PK à partir d’images DCE OA.
      1. Pour le ROI dans chaque tranche d’image, exportez les points temporels par rapport au signal ICG moyen (provenant de DCE OAI multi-longueurs d’onde) ou du signal OAI à la seule longueur d’onde sélectionnée (pour DCE OAI à longueur d’onde unique).
      2. Calculez le signal moyen pour toutes les tranches d’image. Un graphique du signal moyen à travers la tumeur ou la plaie par rapport au temps est appelé la courbe PK.
      3. Transférez le signal moyen de toutes les tranches d’image à chaque point temporel vers un programme informatique capable d’évaluer les paramètres empiriques listés ci-dessous. Par exemple, Microsoft Excel et Graphpad Prism peuvent effectuer des analyses simples de graphiques.
    4. Calculer les paramètres empiriques tels que décrits aux étapes 4.3.5–4.3.11.
    5. Normaliser la courbe PK : Déterminer la valeur moyenne des points de temps de pré-injection, appelés signal de référence. Soustrayez la valeur de base du signal de toutes les valeurs post-injection.
    6. Déterminer l’amélioration maximale du signal (MSE) : Identifier la valeur de signal post-injection la plus élevée dans la courbe PK.
    7. Déterminer le temps jusqu’au pic (TTP) : Identifier la valeur en point temporel de la MSE.
    8. Calculez la pente initiale de la courbe PK.
      1. Obtenir cette pente initiale du moment de l’injection initiale jusqu’à la TTP. Sinon, calculez la pente 1 minute après l’injection si la forme de la courbe est trop raide ou si la TTP est trop tardive.
      2. Dans ce scénario, acquérez les images de pré-injection pendant 1 minute, et calculez cette pente de la minute 1.0 à la minute 2.0 sur la courbe PK.
    9. Calculer la surface initiale sous la courbe (IAUC) : Calculer la valeur moyenne des valeurs du signal du moment de l’injection initiale à la TTP sur la courbe PK.
    10. Calculez un taux empirique de la phase de lavage.
      1. Pour la portion de la courbe PK allant de 1 minute après TTP jusqu’au dernier point temporel, ajustez cette portion de la courbe avec une ligne droite ou une fonction à déclin monoexponentiel avec un terme de décalage constant.
      2. Utilisez la pente de la ligne droite ou la constante exponentielle de désintégration comme mesure empirique du taux PK de la phase de lavage.
    11. Calculer l’OAI amélioré par contraste.
      1. Sélectionnez un moment plus long que le TTP. Déterminez la valeur du signal à ce moment comme mesure de l’amélioration du contraste.
        REMARQUE : Le moment à 10 minutes après l’injection est souvent sélectionné, mais d’autres moments peuvent être sélectionnés selon les besoins.
      2. En alternative, on calcule le signal moyen du TTP au point temporel sélectionné, le signal moyen du TTP au dernier point temporel, ou une autre plage de points temporels selon les besoins.
      3. Notez que le signal moyen est équivalent à la surface sous la courbe PK pour ces deux points temporels, ce qui est techniquement appelé une mesure de l’intensité du signal plutôt que celle de l’amplitude du signal.
    12. Effectuez la modélisation PK comme décrit aux étapes 4.3.13–4.3.20.
      REMARQUE : Les étapes suivantes analysent les images DCE OA acquises avec un instrument OAI inVision. D’autres instruments OAI peuvent produire des images dans un format de données différent. Les étapes ci-dessous peuvent toujours être suivies pour analyser les images DCE OA avec d’autres instruments OAI si le format des données des autres instruments peut être transféré dans MatLab et que le format des données est ajusté pour correspondre aux fichiers d’exemple fournis avec le logiciel.
    13. Téléchargez le logiciel.
      1. Pour l’OAI DCE multi-longueurs d’onde, téléchargez OE-DCE_MSOT_Matlab depuis le dépôt CAMEL-MartyPagel sur Github, ou https://github.com/CAMEL-MartyPagel/OE-DCE_MSOT_Matlab.
      2. Pour un DCE OAI à longueur d’onde unique, téléchargez DCE-MSOT_SingleWavelength_Matlab depuis le dépôt CAMEL-MartyPagel sur Github, ou https://github.com/CAMEL-MartyPagel/DCE_MSOT_SingleWavelength_Matlab.
      3. Décompressez le fichier compressé. Ouvrez le fichier SOP dans le dossier doc et suivez la procédure standard pour installer et utiliser le logiciel.
    14. Organisez les composants logiciels dans différents dossiers. Stockez les fichiers logiciels suivants dans un seul dossier :
      Code principal : run_MSOT_nonneg.m
      Sous-codes : run_DCE_MSOT_MSP.m ; run_OE_MSOT_AK_nonneg.m
      Autres codes : Negative_pixel_count.m ; Voxel_count.m ; ROI_modification.m
      Dossier intitulé : com.itheramedical.msotlib_beta_rev723_20221128_M2022b
      Données exportées depuis ViewMSOT après reconstruction et démélange spectral.
    15. Lancez le programme dans MatLab.
      1. Double-cliquez sur run_MSOT_nonneg.m pour lancer le programme dans Matlab. Cliquez sur le bouton « Run » en haut de la fenêtre Matlab. Le code peut signaler une erreur que run_OE_MSOT_AK_nonneg n’est pas trouvée dans le dossier courant ou sur le chemin MATLAB.
      2. Pour corriger cette erreur, tapez addpath puis mettez l’emplacement du fichier entre guillemets (par exemple addpath 'C :\Users\yourname\Documents\Non negative analysis') avant d’exécuter le code.
    16. Sélectionnez le type d’analyse : Entrez N pour l’analyse OE, et Y pour l’analyse DCE.
      REMARQUE : Le programme est capable d’analyser des images d’OA Oxygéné Amélioré (OE), qui consistent en une combinaison de cartes %sO 2 acquises avec un gaz respiratoire à 21 %O2 (air de qualité médicale) ou un gaz respiratoire à 100 %O2 , qui n’est pas utilisé pour les études OS-DCE OAI décrites dans ce protocole.
    17. Sélectionnez les données :
      1. Sélectionnez le dossier contenant les fichiers OAI DCE. Sélectionnez le dossier principal de scan et non le sous-dossier MSP.
      2. Ensuite, vérifiez le nom du scan. Enfin, sélectionnez le dossier pour enregistrer les données analysées.
    18. Entrez 3 pour le nombre de chromophores. Les chromophores sont Hb,HbO 2 et l’agent de contraste.
      REMARQUE : Le programme est conçu pour permettre l’analyse DCE OAI de plusieurs chromophores qui sont co-injectés dans le modèle murin, si nécessaire. Cependant, le protocole DCE OAI dans ce protocole n’utilise qu’un seul chromophore.
    19. Tirez les ROI comme décrit aux étapes 4.3.19.1–4.3.19.4.
      1. Dessinez le ROI du vaisseau sanguin qui servira de fonction d’entrée artérielle pour l’analyse : une image en niveaux de gris du scan apparaîtra. Retrace manuellement le ROI qui représente le vaisseau sanguin.
        REMARQUE : Zoomez en cliquant sur la loupe avec le signe plus juste au-dessus du coin supérieur droit de l’image. Cliquez à nouveau sur la loupe pour revenir au mode où vous souhaitez obtenir le retour sur investissement. La veine cave inférieure près de la colonne vertébrale peut souvent être identifiée et utilisée comme l’AIF.
      2. Dessinez le ROI de la tumeur : Une image en niveaux de gris du scanner apparaîtra. Retrace le ROI qui représente l’ensemble de la tumeur, le bord tumoral ou le noyau tumoral. Pour analyser plus d’un ROI, répétez toute cette procédure de modélisation PK (Étape 4.3.12) pour obtenir un ROI supplémentaire.
      3. Calculez le ROI d’une région musculaire : N’utilisez pas ce ROI dans le calcul de l’OAI DCE. Utilisez le ROI du muscle pour l’analyse DCE OAI en utilisant le modèle de la région de référence linéaire, qui n’est pas utilisé dans ce rapport. Cette étape doit encore être effectuée pour que le programme continue.
      4. Vérifiez que le bon retour sur investissement est réalisé. La modélisation de la courbe PK va commencer.
    20. Visualisez les résultats analysés de DCE OIA.
      1. Pour charger les données DCE analysées, allez dans la barre du navigateur et sélectionnez DCE_MSOT_MSP.
      2. Dans la fenêtre de commandes, saisi « effacer tout ».
        REMARQUE : L’onglet du dossier actuel est désormais rempli de données OAI DCE analysées, qui comprennent :
        Average_signal_Wavelength_ICG.mat : Double-cliquez pour voir les valeurs tabulées de NKtrans et kep pour le ROI de la tumeur. Les paramètres cinétiques sont tabulés de 3 façons :
        NKtrans_avg : Moyenne dela trans NK calculée pour chaque pixel.
        NKtrans _avg_signal : Valeurtrans NK unique calculée après avoir moyenné les signaux pour l’ensemble de la tumeur
        NKtrans _nz : NKtrans_avg calculé uniquement avec des valeurs de pixels non nulles.
        De même, k valeursep peuvent être affichées.
        NKtrans.fig : Affiche la cartetrans _avg NK superposée à une image en niveaux de gris.
        kep.fig : Affiche la cartek ep_avg superposée à une image en niveaux de gris.
        Maps_Wavelength_ICG.mat : Il faut charger cela pour visualiser d’autresNK trans ouk ep maps. Après avoir chargé cette matrice, utilisez le « code de chevauchement » (inclus séparément) pour afficher le paramètre désiré.
        Muscle_Average_signal_Wavelength_ICG.mat et Muscle_Maps_Wavelength_ICG.mat : Affichez les paramètres des ROI musculaires.
        Signal normalisé pour ICG. fig : Désigne le signal moyen d’ICG sur le temps dans les trois ROI, normalisé au signal maximal.
        Signal pour ICG.fig : Désigne le signal moyen d’ICG sur le temps dans les trois ROI.

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Résultats

Le signal OAI peut générer des cartes de saturation en oxygène dans les tumeurs et les plaies
Après acquisition et reconstruction de jeux de données OAI multispectraux, des régions d’intérêt (ROI) peuvent être définies au sein des tumeurs ou des lits de plaies pour quantifier l’intensité du signal à différentes longueurs d’onde. Des algorithmes de démélange spectral sont ensuite appliqués pour séparer les apports de l’oxyhémoglobine (HbO2) et de la désoxyhé...

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Discussion

Les courbes PK OAI DCE peuvent être affectées par divers artefacts qui réduisent la fiabilité de l’analyse PK. Un piège courant est la présence de plaies superficielles, de croûtes ou de sang séché dans le champ d’imagerie, ce qui peut introduire une forte absorption non spécifique à la surface de la peau et masquer les signaux plus profonds (Figure 8). Lors du retrait des ROI à l’intérieur de la tumeur, il convient de veiller à éviter d’inclure ces structur...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts concernant cette œuvre.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier le Dr Neal Burton de iThera Medical, GmbH pour sa consultation. Ce travail a été financé par une subvention NRSA de radiologie de l’UW-Madison (2T32CA009206-46), une bourse pilote ITPT Radiological Sciences Trainee, un programme de bourses en sciences cliniques et translationnelles (CTSA), des subventions UL1TR002373 et TL1TR002375 du National Center for Advancing Translational Sciences, des subventions et , NIH R43 CA265603, NIH R01 EB034261, NIH R21 EB037731, ainsi qu’un Falk Catalyst Award du Falk Medical Research Trust.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Aiguille 20 gExel INT26417Aiguille hypodermique ; 20G x 1", utilisé pour la préparation des solutions d’héparine
Cellules 4T1ATCCCRL-2539Lignée cellulaire triple négative du cancer du sein
Anti-Anti (100x)Gibco15240-062Cocktail antibiotique
Poinçon de biopsieIntegra  ;33-36Perforatrice jetable de 6 mm & nbsp ;
Eau de qualité culture cellulaireCorning25-055-CV500 mL ; testé avec un sater stérile USP pour les spécifications d’inection & nbsp ;
Solution de matrice de collagèneCorning354262Matrice de collagène pour la formation et l’injection tumorale
ÉthanolLaboratoire Deacon2701Antiseptique polyvalent
Lubrifiant pour les yeux  ;Optixcare  ;50-218-844220 g/0,70 oz ; pour usage animal uniquement   ;
Gaze  ;Fisherbrand22-415-468Compresse en coton ; 3 » x 3 » (7,6 x 7,6 cm) ; 12 plis
GantsVWR76457-130Gants d’examen en nitrile
HéparineMeithealNDC71288-402-1010 000 unités USP par 10 mL, 1000 unités USP par mL ; Flacon multidose de 10 mL
Vert d’indocyanineTCII0535Agent de contraste optoacoustique
IsofluraneIsospire17033-091-25Un anesthésique inhalatoire non inflammable et non explosif destiné aux chevaux et aux chiens ; 250 mL  ;
Film de laboratoireParafilm  ;PM-9922" x 250' ; Noyau de 1" de diamètre
Dépilant de poils pour le drame nair & nbsp ;NairLL4038Crème dépilatoire ; beurre de cacao riche & vitamine E
Aiguille  ;TerumoNN2732R27G x 1 1/4" (6,40 mm x 32 mm) ; R.W. Reg. Bevel  ;
Machine d’imagerie optacoustiqueiTheraMedical  ;MSOT dans Vision 512Scanner optoacoustique
PBS, 1xCorning  ;21-040-CV500 mL ; Solution saline tamponnée phosphate sans calcium ni magnésium   ;
RPMICorning  ;10-040-CVMilieux de culture cellulaire
Solution salineHospiraNDC0409-4888-0210 mL à dose unique ; Injection de chlorure de sodium à 0,9 %, USP
ChronomètreiTheraMedical  ;4135333Utilisé pour enregistrer les minutes et les secondes  ;
SeringuesSanté Cardinale11881280121 mL de seringue d’insuline ; U-100 uniquement ; 27G x 1/2" (0,35 x 12,7 mm)
Pansements transparents pour plaieTegaderm1624Wstyle de cadre de film transparent ; 2 3/8 » x 2 3/4 » (6 cm x 7 cm)
Pince à épilerTermo Electron  ;7626Utilisé pour tirer la peau en arrière lors de l’injection de cellules chez des souris
Gel à ultrasonsEcoVue283Sachet de 32 g, sans prpylène glycol, soluble dans l’eau, sans parabènes ni colorants
Sutures non teintesEthiconVR49318" de coupe ; P-3 3/8 13 mm ; non teint et tressé, suture synthétique absorbable, non USP
Coussin chauffantRepti Therm UTH120VAC 60Hz 8W  ;Utilisé pour réchauffer les animaux sous anesthésie ;   ;
AttellesLaboratoires biologiques Grace476684Silicone transparent, 14 mm de diamètre extérieur x 10 mm diamètre 0,5 épaisseur avec sites de suture   ;
Clips de plaieReflex 7203-1000Système de fermeture de peau Reflex, 7 mm, stee en inox

Références

  1. Wang, L. V., Hu, S. Photoacoustic tomography: In vivo imaging from organelles to organs. Science. 335 (6075), 1458-1462 (2012).
  2. Ntziachristos, V., Razansky, D. Molecular imaging by means of multispectral optoacoustic tomography (MSOT). Chem Rev. 110 (5), 2783-2794 (2010).
  3. Sourbron, S. P., Buckley, D. L. Classic models for dynamic contrast-enhanced MRI. NMR Biomed. 26 (8), 1004-1027 (2013).
  4. Hupple, C. W., et al. A light-fluence-independent method for the quantitative analysis of dynamic contrast-enhanced multispectral optoacoustic tomography (DCE MSOT). Photoacoustics. 10, 54-64 (2018).
  5. Xiao, T. G., et al. Applying dynamic contrast-enhanced MSOT imaging to intratumoral pharmacokinetic modeling. Photoacoustics. 11, 28-35 (2018).
  6. Han, Z., et al. Dynamic 2-deoxy-D-glucose-enhanced multispectral optoacoustic tomography for assessing metabolism and vascular hemodynamics of breast cancer. Photoacoustics. 32, 100531(2023).
  7. Pickles, M. D., Manton, D. J., Lowry, M., Turnbull, L. W. Prognostic value of pre-treatment DCE-MRI parameters in predicting disease-free and overall survival for breast cancer patients undergoing neoadjuvant therapy. Eur J Radiol. 71 (3), 498-505 (2009).
  8. Goel, S., et al. Evaluations of radiotherapy in small animal models of pancreatic cancer with oxygen-enhanced–dynamic contrast-enhanced multispectral optoacoustic tomography (OE-DCE MSOT). Photons Plus Ultrasound: Imaging and Sensing 2023, 12379, (2023).
  9. Yang, E., et al. Evaluations of a cutaneous wound healing model using oxygen-enhanced dynamic contrast-enhanced photoacoustic imaging (OE-DCE PAI). Mol Imaging Biol. 26 (6), 995-1004 (2024).
  10. Longo, D. L., et al. Water-soluble melanin derivatives for dynamic contrast-enhanced photoacoustic imaging of tumor vasculature and response to antiangiogenic therapy. Adv Healthcare Mater. 6 (1), 1600550(2017).
  11. Ermolayev, V., Dean-Ben, X. L., Mandal, S., Ntziachristos, V., Razansky, D. Simultaneous visualization of tumour oxygenation, neovascularization and contrast agent perfusion by real-time three-dimensional optoacoustic tomography. Molec Imaging. 26, 1843-1851 (2016).
  12. Chen, Z., et al. Concurrent fluorescence and volumetric optoacoustic tomography of nanoagent perfusion and bio-distribution in solid tumors. Biomed Opt Express. 10 (10), 5093-5102 (2019).
  13. Taruttis, A., Morscher, S., Burton, N. C., Razansky, D., Ntziachristos, V. Fast multispectral optoacoustic tomography (MSOT) for dynamic imaging of pharmacokinetics and biodistribution in multiple organs. PLoS One. 7 (1), e30491(2012).
  14. Tomaszewski, M. R., Gehrung, M., Joseph, J., Quiros-Gonzalez, I., Disselhorst, J. A., et al. Oxygen-enhanced and dynamic contrast-enhanced optoacoustic tomography provide surrogate biomarkers of tumor vascular function, hypoxia, and necrosis. Cancer Res. 78 (20), 5980-5991 (2018).
  15. Choi, W., Park, B., Choi, S., Oh, D., Kim, J., et al. Recent advances in contrast-enhanced photoacoustic imaging: and practical challenges. Chem Rev. 123 (11), 7379-7419 (2023).
  16. Weber, J., Beard, P. C., Bohndiek, S. E. Contrast agents for molecular photoacoustic imaging. Nat Methods. 13 (8), 639-650 (2016).
  17. Fu, Q. R., Zhu, R., Song, J. B., Yang, H. H., Chen, X. Y. Photoacoustic imaging: Contrast agents and their biomedical applications. Adv Materials. 31 (6), 1805875(2019).
  18. Nair, A. B., Jacob, S. A simple practice guide for dose conversion between animals and human. J Basic Clin Pharm. 7 (2), 27-31 (2016).
  19. Alander, J. T., et al. A review of indocyanine green fluorescent imaging in surgery. Int J Biomed Imaging. 2012, 940585(2012).
  20. Xia, J., Chen, W. Y., Maslov, K., Anastasio, M. A., Wang, L. H. V. Retrospective respiration-gated whole-body photoacoustic computed tomography of mice. J Biomed Opt. 19 (1), 016003(2014).
  21. Liu, S., Wang, T., Zheng, X., Zhu, Y., Tian, C. On the imaging depth limit of photoacoustic tomography in the visible and first near-infrared windows. Optics Express. 32 (1), 5460-5480 (2024).
  22. Oraevsky, A., Clingman, B., Zalev, J., Stavros, A., Yang, W., et al. Clinical optoacoustic imaging combined with ultrasound for coregistered functional and anatomical mapping of breast tumors. Photoacoustics. 12, 30-45 (2018).
  23. Cox, B., Laufer, J. G., Arridge, S. R., Beard, P. C. Quantitative spectroscopic photoacoustic imaging: a review. J Biomed Opt. 17 (6), 061202(2012).
  24. Khodaverdi, A., et al. Two photoacoustic spectral coloring compensation techniques adapted to the context of human in-vivo oxygenation measurements. Biomed Optics Express. 16 (6), 2217-2231 (2025).
  25. Reinhart, M. B., Huntington, C. R., Blair, L. J., Heniford, B. T., Augenstein, V. A. Indocyanine green: Historical context, current applications, and future considerations. Surg Innov. 23 (2), 166-175 (2016).

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