Prise en charge sélective non opératoire après blessures par balle abdominales et explosions chez un modèle porcin

Résumé

Ce travail décrit l’établissement de modèles porcins des blessures abdominales par balle et explosion, fournit les résultats de la prise en main sélective non opératoire (SNOM) et de la laparotomie immédiate chez les porcs blessés, et souligne la nécessité d’une observation attentive et de critères prédéfinis pour la conversion en chirurgie.

Résumé

Le rôle de la prise en charge sélective non opératoire (SNOM) après des blessures par balle et explosion a été de plus en plus reconnu mais non exploré dans les modèles animaux. Au total, 24 mâles ont été préparés, dont 12 ont servi à créer un modèle de blessure par balle, et les 12 restants un modèle de blessure par explosion. Les animaux de chaque modèle de blessure ont été divisés aléatoirement en groupes chirurgie immédiate et groupes SNOM à l’aide d’une séquence aléatoire générée par ordinateur. La blessure par balle a été causée en tirant une boule d’acier de 7 mm et 1,45 g sur le haut de l’abdomen droit, à 10 cm sous 170 bars. Les blessures par explosion ont été créées en exposant le haut droit de l’abdomen à une onde de choc à haute pression de 6 cm sous 170–190 bars. Dans le groupe SNOM, une évaluation ciblée avec échographie pour traumatisme (FAST) a été réalisée immédiatement après la modélisation et répétée lorsqu’une instabilité hémodynamique ou une détérioration clinique était suspectée. La conversion à la chirurgie a été déclenchée par une échogénicité hétérogène persistante ou un liquide hypoéchoïque sur FAST, une instabilité hémodynamique ou une détérioration clinique progressive. Le résultat principal était le résultat SNOM sur 7 jours. L’échec du SNOM était défini comme une conversion en chirurgie ou décès. Après la modélisation des blessures par balle, le taux de survie sur 7 jours était de 91,67 % (11/12). Dans le groupe chirurgical immédiat, 2 porcs ont subi une laparotomie thérapeutique et 4 ont subi une laparotomie négative. Dans le groupe SNOM, 1 cochon a subi une conversion en chirurgie, 1 est décédé d’un choc hémorragique le premier jour après la modélisation, et 4 ont réussi le SNOM. Après la modélisation des blessures par explosion, le taux de survie sur 7 jours était de 100 % (12/12). Dans le groupe chirurgical immédiat, 3 porcs ont subi une laparotomie thérapeutique et 3 ont subi une laparotomie négative. Dans le groupe SNOM, 2 porcs ont subi une conversion en chirurgie, et 4 ont réussi la SNOM. Ce travail décrit l’établissement de modèles préliminaires de porcs blessés, présente des résultats représentatifs des stratégies SNOM et laparotomie immédiate, et souligne la nécessité d’un suivi étroit lors de l’utilisation de la stratégie SNOM.

Introduction

Pendant la Première Guerre mondiale, la laparotomie obligatoire était considérée comme le traitement standard pour les blessures abdominales pénétrantes afin de réduire la^{mortalité 1}. En 1974, Nance et al. ont rapporté pour la première fois les avantages de la prise en main sélective non opératoire (SNOM) par rapport à la chirurgie de routine pour les lésions pénétrantes^{abdominales 2}. Depuis, la stratégie SNOM a été de plus en plus reconnue, car elle pourrait réduire les coûts de séjour et d’hospitalisation, et éviter le risque de complications associées à une laparotomie^{non thérapeutique 3,4,5}. Il a été rapporté que le SNOM peut éviter efficacement 25 à 47 % des laparotomies non^{thérapeutiques 6}. Néanmoins, son applicabilité clinique aux blessures par balle et explosions abdominales reste moins clairement^{définie 7,8}. Certains chirurgiens préfèrent encore la laparotomie exploratoire comme stratégie thérapeutique initiale, même chez les patients répondant aux critères de prise en main non^{opératoire 9}. Parmi les patients adultes ayant des blessures par balle abdominales, 73,00 % subissent une laparotomie, dont 10 % sont jugés^{inutiles 10}. L’incidence des complications après laparotomie négative peut atteindre jusqu’à 20,00 à 40,00 ^%.

Jusqu’à présent, les études existantes sur l’application de la NOM chez les patients atteints de blessures par balle abdominales et de blessures par explosion se sont concentrées sur les scénarios^{cliniques 8, 12, 13, 14, 15}. À notre connaissance, très peu d’études animales concernant le SNOM ont été disponibles. Dans les modèles animaux, les conditions expérimentales peuvent être contrôlées et ajustées ; En revanche, dans les scénarios cliniques, de nombreux facteurs de confusion complexes sont présents. De plus, dans les modèles animaux, des mesures sérielles répétées sont autorisées dans une période relativement courte, fournissant ainsi des données essentielles pour évaluer de nouvelles stratégies de gestion clinique ; cependant, la complexité multisystémique du traumatisme de combat humain ne peut être entièrement reproduite. Comparés aux petits modèles animaux ou aux études cliniques observationnelles, les modèles porcins permettent une évaluation abdominale ciblée avec échographie pour traumatismes (FAST), laparotomie et prélèvement sanguin en série dans des conditions expérimentales contrôlées. Cette étude vise à établir des modèles porcins des blessures par balle et blast abdominales et à comparer leurs résultats après SNOM et une chirurgie immédiate.

Protocole

Cette étude a été approuvée par le sous-comité d’éthique animale du General Hospital of Northern Theater Command (Numéro d’approbation éthique : 2024–23) et menée conformément aux directives ARRIVE (Animals in Research : Reporting In Vivo ^{Experiments)16}. Tous les porcs étaient fournis et entretenus par le Centre des animaux de laboratoire de l’Hôpital général du Commandement du Théâtre Nord.

1. Regroupement

1. Utilisez 24 porcs mâles de Landrace âgés de 4 mois, avec un poids corporel moyen de 27,7 kg et une plage de 25 à 30 kg.
2. Hébergez chaque cochon individuellement dans une cage standard pendant au moins 48 heures avant l’expérience.
3. Assignez aléatoirement 24 cochons au groupe modèle des blessures par balle (n = 12) ou au groupe des blessures par explosion (n = 12) en utilisant une séquence aléatoire générée par ordinateur.
4. De plus, assignez aléatoirement les porcs de chaque groupe de modèle de blessure au groupe de chirurgie immédiate (n = 6) ou au groupe de gestion non opératoire sélective (SNOM) (n = 6) en utilisant la même méthode de randomisation (Figure 1).
5. Définissez les résultats chirurgicaux et SNOM comme suit : la chirurgie immédiate fait référence à une laparotomie planifiée réalisée immédiatement après la modélisation des blessures ; La laparotomie thérapeutique désigne une laparotomie nécessitant une intervention chirurgicale active pour une hémorragie persistante ou une lésion viscérale traitable chirurgicalement ; Laparotomie négative désigne une laparotomie sans saignement actif ni lésion abdominale opératoire ; la conversion à la chirurgie fait référence à une laparotomie réalisée après une SNOM initiale ; L’échec du SNOM fait référence à la conversion en chirurgie ou au décès durant la période d’observation de 7 jours ; et la réussite du SNOM fait référence à la fin de la période d’observation de 7 jours sans conversion en chirurgie ni décès.

2. Anesthésie et préparation avant le modélisme

1. Fixez chaque porc pendant au moins 12 heures avant la modélisation des blessures et laissez un accès libre à l’eau.
2. Induire une anesthésie générale par la veine auriculaire en utilisant 1 % de propofol à une dose de 0,8 mL/kg. Administrez 2 à 4 mL supplémentaires de propofol lorsque nécessaire pour obtenir une anesthésie adéquate.
3. Maintenir l’anesthésie tout au long de l’expérience par perfusion continue de propofol à une dose de 1,2 mg/kg/h.
4. Confirmer une anesthésie adéquate par l’absence de réflexe cornéen, des pupilles dilatées avec un réflexe lumineux diminué, et une relaxation naturelle des membres.
5. Placez chaque cochon en position couchée après une anesthésie adéquate obtenue.
6. Intubez chaque porc avec un tube endotrachéal 7,5F lors d’une laryngoscopie pour maintenir la perpétuité des voies respiratoires.
7. Maintenez une respiration spontanée lorsque les signes vitaux restent stables, et assurez une ventilation à pression positive en cas d’apnée, de respiration laborieuse ou de désaturation de l’oxygène.
8. Confirmez les signes vitaux stables pendant 10 minutes avant la modélisation des blessures.
9. Ne pas effectuer de charge prophylactique de liquide avant la modélisation des blessures. Pendant la période périopératoire, administrez du sérum physiologique tiède normal uniquement en tant que liquide d’entretien ou de secours lorsque cliniquement nécessaire. L’hypotension persistante ou la détérioration clinique progressive est utilisée comme indication pour une exploration chirurgicale immédiate ou une conversion en chirurgie, plutôt qu’une réanimation conservatrice prolongée.
10. N’administrez pas de produits sanguins pendant l’expérience. Lorsque l’hémorragie est identifiée, il faut obtenir un contrôle de l’hémorragie par hémostasie chirurgicale chez les animaux affectés à une chirurgie immédiate ou convertis en chirurgie, plutôt qu’une réanimation par transfusion.

3. Établissement du modèle

1. Placez chaque cochon anesthésié en position décubitus latérale droite.
2. Transférer le cochon sur la plateforme multifonctionnelle de modélisation des traumatismes animaux de l’institution (Figure 2).
3. Identifiez le site ciblé dans le quadrant supérieur droit, immédiatement sous la marge côtale droite.
4. Marquez le point ciblé à environ 27 cm au-dessus de la symphyse pubienne (étendue : 25–30 cm) et 2 cm latéralement à la ligne médiane.
5. Établir le modèle de la blessure par balle en tirant verticalement une petite boule d’acier de 7 mm de diamètre et pesant 1,45 g, au point marqué de l’abdomen à une distance de 10 cm en utilisant une pression de 170 bar.
6. Établir le modèle de lésions par explosion en dirigeant une onde de choc à haute pression vers le point abdominal marqué à une distance de 6 cm en utilisant une pression de 170–190 bars.
7. Utilisez la plateforme de modélisation des traumatismes à l’aide du système de télécommande.
8. Gardez tous les chercheurs dans une zone d’observation séparée et protégée pendant l’établissement du modèle afin d’éviter une exposition à haute pression et les traumatismes acoustiques.
   REMARQUE : Laissez la profondeur de pénétration être déterminée par la pression standardisée et la résistance individuelle des tissus. Définissez la défaillance du modèle comme la mortalité immédiate à l’impact.

4. Gestion du groupe de chirurgie immédiate

1. Transférez chaque porc du groupe chirurgical immédiat en salle d’opération immédiatement après la modélisation de la blessure.
2. Placez le cochon en position couchée.
3. Préparez la zone abdominale avec de l’iodophore et drapez le champ chirurgical de manière stérile.
4. Effectuer une incision horizontale d’environ 10 à 15 cm de long près du site de la plaie pour pénétrer dans la cavité abdominale.
5. Utilisez un écarteur métallique pour ouvrir adéquatement la paroi abdominale et exposer les organes et structures intra-abdominaux.
6. Évacuez l’hémopéritoine à l’aide d’un dispositif d’aspiration lorsque le sang intrapéritonéal est observé.
7. Estimez la perte totale de sang en combinant le volume sanguin aspiré avec l’augmentation du poids des éponges chirurgicales imbibées de sang.
8. Examinez systématiquement la cavité abdominale après avoir évacué le sang intrapéritonéal, en portant une attention particulière au foie et aux autres organes lésés.
9. Déterminer la prise en charge chirurgicale ultérieure selon les résultats intraopératoires.
10. Utilisez une coagulation électrochirurgicale d’environ 40 W pour gérer une hémorragie persistante dans la lésion hépatique.
11. Effectuer une résection partielle du foie lorsque la coagulation électrochirurgicale ne contrôle pas le saignement ou que le tissu hépatique est gravement dévitalisé.
12. Évitez toute intervention chirurgicale supplémentaire lorsqu’aucun saignement actif ni blessure viscérale chirurgicale traitable n’est identifié lors de l’exploration.
13. Fermez l’incision abdominale en couches à l’aide de points de suture à calibre 0.

5. Gestion du groupe SNOM

1. Faites VITE immédiatement après la création du modèle.
2. Mesurer et enregistrer les signes vitaux post-modélisation, notamment la température corporelle, la pression artérielle et la saturation en oxygène.
3. Surveillez en continu les signes vitaux pendant les deux premières heures suivant la modélisation des blessures. Notez les signes vitaux toutes les 4 heures après les 2 premières heures de surveillance continue.
4. Effectuer le scan FAST initial immédiatement après la modélisation de la blessure à l’aide d’un système de diagnostic Doppler couleur portable équipé d’une sonde à réseau convexe avec une plage de fréquences de 1 à 7 MHz et une fréquence centrale de 3,2 MHz.
5. Effectuer des examens FAST répétés lorsque l’on soupçonne une détérioration clinique ou une instabilité hémodynamique.
6. Attribuez des examens FAST à un échographe expérimenté qui est aveugle aux paramètres physiologiques initiaux des animaux.
7. Effectuer des examens FAST selon le protocole standard d’échographie de traumatisme.
8. Permettre à un chirurgien traumatologue senior de prendre la décision finale concernant la conversion de SNOM à intervention chirurgicale selon les seuils échographiques ou hémodynamiques prédéfinis.
9. Transférez le porc en salle d’opération pour une intervention chirurgicale lorsque FAST révèle une échogénicité hétérogène persistante dans le parenchyme hépatique, une expansion progressive du liquide libre intrapéritonéal ou un agrandissement de l’hématome hépatique.
10. Transférer le cochon en salle d’opération pour une intervention chirurgicale lorsqu’une instabilité hémodynamique, définie comme une tension artérielle systolique <90 mmHg, survient.
11. Poursuivez la prise en main de manière conservatrice lorsque les signes vitaux restent stables, et que FAST ne montre aucun résultat anormal.

6. Prélèvement sanguin

1. Prélever environ 2 mL de sang par prélèvement de la veine marginale et de l’artère carotide avant la modélisation (au départ), 24 h, 3 jours, 5 jours et 7 jours après la modélisation.
2. Prélever des échantillons de sang dans des tubes appropriés selon les exigences de chaque analyse de laboratoire.
3. Traiter tous les échantillons de sang dans les 30 minutes suivant la prélèvement.
4. Séparer le sérum par centrifugation à 3 000 tr/min pendant 5 minutes.
5. Conservez les échantillons de sérum à -80 °C jusqu’à une analyse approfondie.
6. Excluez les échantillons manquants causés par une mortalité précoce ou une défaillance technique à leurs moments correspondants.
7. Effectuez une analyse des gaz artériels à l’aide d’un analyseur de gaz sanguin. Analysez les numérations sanguines complètes à l’aide d’un analyseur hématologique. Mesurez le temps de prothrombine (PT) et les niveaux de fibrinogène (FIB) à l’aide d’un analyseur de coagulation. Analysez les niveaux de protéines C-réactives (CRP), de bilirubine totale (TBIL), de bilirubine indirecte (IBIL), d’aspartate aminotransférase (AST) et d’alanine aminotransférase (ALT) à l’aide d’un analyseur biochimique automatisé.
8. Quantifiez les niveaux sériques de facteur de nécrose tumeur-α (TNF-α), interleukine-6 (IL-6) et interleukine-10 (IL-10) à l’aide de kits spécifiques d’immunosorbent lié à l’enzyme porcine (ELISA).
9. Étalons d’analyse et échantillons en double. Utilisez les valeurs moyennes de densité optique des puits dupliqués pour générer des courbes standard et calculer les concentrations de facteurs inflammatoires.

7. Gestion après modélisation

1. Hébergez chaque cochon individuellement dans une cage séparée après la modélisation des blessures. Administrez 0,75 g de céfuroxime sodique par injection intramusculaire une fois par jour pendant les 5 premiers jours suivant le modélisation afin de prévenir l’infection.
2. Fournir des analgésiques postopératoires sous la supervision de personnel formé. Évaluez les comportements liés à la douleur, notamment la réduction de l’activité, une posture anormale et une diminution de la consommation alimentaire, au moins trois fois par jour. Administrez des analgésiques de sauvetage lorsque des comportements liés à la douleur sont observés.
3. Désinfectez la plaie chirurgicale avec une teinture d’iode trois fois par jour. Fournissez nourriture et eau trois fois par jour.
4. Surveillez en permanence l’état physique et mental de chaque porc pendant la période d’observation de 7 jours.
5. Au septième jour après la modélisation, euthanasiez chaque porc survivant par overdose intraveineuse de 1 % de propofol.
6. Faites une incision abdominale médiane pour exposer complètement la cavité abdominale. Effectuer une nécropsie approfondie pour confirmer la gravité et la répartition des blessures abdominales.
7. Évaluer la gravité des blessures en utilisant la révision de 2015 de l’Échelle abrégée des blessures (AIS⁾¹⁷.
8. Assigner deux chirurgiens expérimentés, aveugles aux affectations de groupe expérimentaux et aux résultats cliniques, à effectuer de manière indépendante la notation AIS et à résoudre toute divergence par discussion jusqu’à un consensus trouvé.

8. Analyse statistique

1. Présentez les variables continues comme des médianes avec des plages interquartiles (IQR).
2. Présentez les variables catégorielles comme des fréquences et des pourcentages.
3. Comparez les variables continues à l’aide du test U de Mann-Whitney.
4. Comparez les variables catégorielles en utilisant le test exact de Fisher.
5. Effectuez toutes les analyses statistiques à l’aide d’un logiciel statistique.
6. Utilisez une valeur P de <0,05 pour indiquer la signification statistique.
7. Exclure les animaux présentant une mortalité précoce des évaluations physiologiques et biochimiques en série ultérieures ainsi que de l’évaluation finale de l’AIS.

Résultats

Chez les 24 porcs, les signes vitaux sont restés stables dans la 1 à 2 heures suivant la modélisation.

Modèle des blessures par balle

Dans le groupe chirurgical immédiat, les 6 cochons présentaient des blessures pénétrantes (Tableau 1). L’exploration chirurgicale a révélé qu’un porc (16,67 %) présentait une pénétration péritonéale sans lésion d’organe, 1 (16,67 %) une lésion de pénétration hépatique...

Discussion

Selon la trajectoire balistique, les blessures par balle peuvent être classées en blessures pénétrantes et par tube aveugle. Les blessures dues à l’explosion sont généralement classées en quatre types : 1) dommages causés uniquement par l’onde explosive ; 2) dommages causés principalement par les débris provenant de l’engin explosif ou de l’environnement environnant ; 3) dommages résultant du déplacement de la victime ou de structures environnementales ; et 4) brûlures, empoisonnement et...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Pipette monocanale réglable, 20–200 µL	Thermo Labsystems	4642080
Analyseurs de chimie clinique de la série AU5800	Beckman Coulter	B23279
Analyseur automatisé de coagulation sanguine CS-5100	Sysmex	BY990757
Analyseur d'hématologie automatique BC-6800Plus	Mindray	BC-6800Plus
Céfuroximesodu sodium pour injection, 0,75 g/flacon	Guangzhou Baiyunshan Tianxin Pharmaceutical Co., Ltd.	NMPA approval No. H10940187
Suture en soie tressée enduite	Covidien Healthcare International Trading (Shanghai) Co., Ltd.	N/A
Distributeur continu	TOMOS Life Science Group	1008004
Sonde convexe à matrice	SonoScape Medical Corp	Model 3C-A
Lecteur de microplaques Denley Dragon Wellscan MK-3	Thermo Labsystems	Wellscan MK-3
Incubateur thermostatique électrique à double paroi à affichage numérique	Shanghai Yuejin Medical Instrument Factory	PYX-DHS
Four à séchage par brassage thermostatique électrique	Shanghai Jinghong Experimental Equipment Co. Ltd.	DHG-9023A
Tube endotrachéal, taille 7,5 mm	Teleflex	5-10114
Analyseur de gaz sanguin GEM Premier 3500	Werfen	26000000
Centrifugeuse de table à grande vitesse	Shanghai Anting Scientific Instrument Factory	TGL-168
Tube de prélèvement sanguin sous vide EDTA-K2	Jiangsu Yuli Medical Instrument Co., Ltd.	N/A
Plate-forme multifonctionnelle de modélisation de traumatismes pour animaux	Chongqing Zhishangyun Technology Co., Ltd.	23X-FH
Kit Elisa IL-10 porcin	Aimeng Youning	LV70245
Kit Elisa IL-6 porcin	Aimeng Youning	LV70293
Kit Elisa TNF-alpha porcin	Aimeng Youning	LV70500
Système de diagnostic par échographie Doppler couleur portable	SonoScape Medical Corp	Model E3
Seringue de prélèvement sanguin artériel héparinée préréglée	BD	364390
Propofol 1% (10 mg/mL)	Fresenius Kabi	N/A
Moniteur multiparamètre vétérinaire RM800	RWD Life Science Co., Ltd.	RM800
Cathéter IV à fermeture de sécurité	Shandong Ande Healthcare Apparatus Co., Ltd.	N/A
Tube séparateur de sérum (SST), activateur de caillot + gel	Jiangsu Yuli Medical Instrument Co., Ltd.	N/A
Serum physiologique 0,9% à 500 ml	Anhui BBCA Pharmaceutical Co., Ltd.	NMPA approval No. H34021876
SPSS	IBM Corp, Armonk, New York, USA	26
Seringue stérile à usage unique, 10 mL	Shandong Ande Healthcare Apparatus Co., Ltd.	N/A
Seringue stérile à usage unique, 5 mL	Shandong Ande Healthcare Apparatus Co., Ltd.	N/A
Pinces chirurgicales stériles (droites et courbées)
Feuille d'emballage stérile (tissu non tissé)	MPACK	A082700
Tube de prélèvement sanguin sous vide, citrate de sodium	Jiangsu Yuli Medical Instrument Co., Ltd.	N/A
Mélangeur vortex	Shanghai Qingpu Huxi Instrument Factory	XW-80A
Laveuse de microplaques Wellwash 4 MK 2	Thermo Labsystems	N/A