Cette étude a été menée exclusivement avec la lignée cellulaire de chondrocytes humains C28/I2, disponible commercialement. Aucun participant humain, échantillon de tissus humain, matériel dérivé des patients ou animal vivant n’a participé à cette recherche. Par conséquent, l’approbation du Conseil d’Éthique Institutionnelle (IRB) et celle du Comité de Soins et d’Utilisation des Animaux Institutionnels (IACUC) n’étaient pas requises conformément aux directives institutionnelles et nationales. Les outils, produits chimiques, kits et réactifs utilisés dans le protocole sont listés dans le tableau des matériaux.
1. Culture cellulaire et construction de modèles d’OA
La lignée cellulaire de chondrocytes humains C28/I2 (détails fournis dans le tableau des matériaux) a été obtenue auprès d’un fournisseur commercial. Pour garantir la reproductibilité expérimentale, les cellules ont été authentifiées par profilage en tandem court (STR) et testées régulièrement pour confirmer l’absence de contamination par mycoplasme. Des cellules entre les passages 3 et 8 ont été utilisées pour toutes les expériences. Les cellules ont été maintenues dans le DMEM complétées avec 10 % de sérum bovin fœtal (FBS) et 1 % de pénicilline-streptomycine (tous les réactifs de culture sont détaillés dans le Tableau des matériaux) à 37 °C dans une atmosphère humidifiée contenant 5 % de CO2.
Pour établir le modèle d’arthrose in vitro (OA), les cellules C28/I2 ont été stimulées avec de l’IL-1β humain recombinant. Sur la base de la littératureétablie 6,7, des expériences préliminaires d’optimisation dose-réponse conçues pour induire un état catabolique robuste sans cytotoxicité immédiate excessive, les cellules ont été traitées avec 20 ng/mL d’IL-1β pendant 24 heures.
2. Regroupement expérimental et transfection
Pour élucider les voies mécanistiques, l’étude a été divisée en trois modules expérimentaux principaux, chacun comportant au moins trois réplications biologiques indépendantes :
- Gain / perte de fonction SPRY2 :
Les cellules ont été assignées au Contrôle, modèle OA, OA + vecteur vide (NC), plasmide de surexpression OA + SPRY2 (OE-SPRY2), ainsi qu’aux petits groupes d’ARN interférents correspondants (si-NC et trois constructions spécifiques si-SPRY2 : si-695, si-800, si-896) pour évaluer l’efficacité des interférences.
- Modulation miR-590-5p :
Les cellules ont été divisées en groupes témoins, modèle OA, OA + mimimique NC, OA + miR-590-5p mimique, OA + inhibiteur NC, et OA + miR-590-5p inhibiteurs.
- Validation fonctionnelle de la relation réglementaire miR-590-5p/SPRY2 :
Pour évaluer davantage la relation régulatrice proposée entre miR-590-5p et SPRY2, des cellules ont été soumises à des conditions miMétiques et inhibitrices de miR-590-5p afin de déterminer si la modulation miR-590-5p modifiait l’expression de SPRY2 dans le modèle OA.
Pour la transfection, les cellules C28/I2 ont été ensemencées en plaques à 6 puits à 2 × 10 cellules5 par puits. À une confluence de 70 % à 80 %, les transfections ont été effectuées à l’aide d’un réactif commercial à base de lipides selon le protocole du fabricant et les procédures établies pour la délivrance de petits ARN dans leschondrocytes 24. En résumé, les plasmides (OE-SPRY2 et NC ; 2 μg/puits) et les oligonucléotides (miR-590-5p mimic/inhibiteur et siARN ; 50 nM) ont été dilués dans un milieu sérique réduit. Les complexes ADN-lipid/ARN ont été incubés à température ambiante pendant 15 minutes avant d’être ajoutés goutte à goutte aux cellules dans le DMEM sans sérum. 6 h après la transfection, le milieu a été remplacé par un DMEM complet contenant 10 % de FBS, et les cellules ont été cultivées pendant 48 heures supplémentaires avant l’extraction de l’ARN et des protéines.
3. détection qPCR
L’ARN total et le miARN ont été isolés à l’aide d’un kit d’extraction dédié selon le protocole du fabricant. La pureté et la concentration de l’ARN ont été évaluées à l’aide d’un spectrophotomètre UV-Vis, et des échantillons avec des rapports A260/A280 de 1,8–2,0 ont été utilisés pour des analyses en aval. Des réactifs commerciaux à transcription inverse ont été utilisés pour synthétiser l’ADNc. La procédure de cycle qPCR était la suivante : 95 °C pendant 10 minutes ; 40 cycles de 95 °C pendant 10 s, 58 °C pendant 30 s et 72 °C pendant 30 s ; suivie d’une analyse de la courbe de fusion pour vérifier la spécificité de l’amorce et l’absence de dimers d’amorce. β-actine et U6 servaient respectivement de contrôles internes pour l’ARNm et le miARN. L’expression relative des gènes a été calculée à l’aide de la méthode 2-ΔΔCt 25. Toutes les séquences d’amorce, y compris celles de Col-II, SPRY2, Beclin-1, LC3, Bcl-2, miR-590-5p et gènes de référence, sont listées dans le Tableau 1.
| Nom d’introduction | Amorce avant (5′-3′) | Amorce inversée (5′-3′) |
| U6 | ATTGGAACGATACAGAAGATT | GGAACGCTTCACGAATTTG |
| miR-590-5p | GCGTAAGGCACGCGGTG | AGTGCAGGGTCCGAGGTATT |
| β-actine | TGGCACCCAGCACAATGAA | CTAAGTCATAGTCCCCCCTAGAAGCA |
| SPRY2 | TAAGCCACTGAGCAAGGAAGAT | TGGAAGGTAACACCATAAAAAGG |
| BCL-2 | TGGGATTCCTGCGGATTGAC | TCAGTCTACTTCCTCTGTGATGTTG |
| Beclin-1 | TCCCGTGGAATGGAATGAATGAGA | GTAAGGAACAAGTCGGTATCTCTCTG |
| LC3-II | CATCCAACCAAAATCCCGGT | GAGCTGTAAGCGCCTTTTTTAA |
Tableau 1 : Séquences d’amorces utilisées pour l’analyse quantitative PCR (qPCR). Séquences d’amorces avant et arrière utilisées pour l’amplification et la quantification des transcripts cibles et les contrôles internes de référence par qPCR.
Sauf indication contraire, les données sont exprimées en moyenne ± écart-type (DE). La signification statistique a été déterminée à l’aide d’ANOVA unidirectionnelle suivie du test post hoc S-N-K. Les symboles indiquent : *P < 0,05 vs. Control ; #P < 0,05 vs. le modèle indiqué ou le groupe témoin négatif ; &P < 0,05 vs. OA+Inhibiteur-NC.
4. Détection des taches occidentales
Les cellules ont été prélevées et lysées à l’aide d’un tampon RIPA complété par des cocktails d’inhibiteurs de protéase et de phosphatase, suivant des procédures établies d’extraction protéique et d’immunoblotting. Après centrifugation à 14 000 × g pendant 15 minutes à 4 °C pour éliminer les débris cellulaires, le surnageant a été collecté, et les concentrations de protéines quantifiées à l’aide d’un kit de test protéique BCA. Des quantités égales de lysat protéique (30 μg) ont été dénaturées, résolues par SDS-PAGE pendant 1,5 heure, puis transférées sur les membranes PVDF à 300 mA pendant 1,5h 26. Les membranes ont été obstruées avec 5 % de lait écrémé dans une solution séline Tween 20 (TBST) contenant 0,1 % de Tween 20 (TBST) pendant 1 heure à température ambiante, suivie d’une incubation à 4 °C pendant 16 heures avec des anticorps primaires spécifiques (par exemple, anti-SPRY2, dilution 1:1000). Après trois lavages dans le TBST, les membranes ont été incubées avec des anticorps secondaires conjugués au HRP appropriés à température ambiante pendant 2 heures. Les bandes protéiques ont été visualisées à l’aide d’un système de détection ECL et quantifiées à l’aide du logiciel ImageJ.
5. Analyse statistique
Les données ont été analysées à l’aide d’un logiciel d’analyse statistique. Toutes les expériences ont été réalisées avec au moins trois réplications biologiques indépendantes (n ≥ 3), et les données quantitatives sont présentées comme la moyenne ± l’écart type (DE). Avant les tests paramétriques, la normalité des données était évaluée à l’aide du test de Shapiro-Wilk, et l’homogénéité de la variance était évaluée. La signification statistique entre plusieurs groupes a été évaluée à l’aide d’une analyse unidirectionnelle de la variance (ANOVA), suivie du test Student-Newman-Keuls (S-N-K) à posteriori pour les comparaisons multiples. P < 0,05 était considéré comme statistiquement significatif.