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Sites expérimentaux
Les essais ont été menés sur deux sites situés à 7 km l’un de l’autre ; Les sites ont été inoculés avec différents traitements. Lors du premier essai, une installation de réseau avec 40 % d’ombre a été installée à la ferme de recherche de Molelwane, North-West University (NWU) (25,810°S, 25,630°E, 1276 m) dans la province du Nord-Ouest de l’Afrique du Sud. Le sol limoneux sableux rouge était classé en forme Hutton et contenait 75 % de sable, 4 % de limon et 21 %d’argile 25. La deuxième expérience a été menée dans l’installation de la maison en réseau du campus NWU Mafikeng (25 8278 °S, 25 6079 °E, 1 276 m). Les sols du second site présentaient du limon sablonneux avec 82 % de sable, 3 % de limon, 15 % d’argile, et étaient auparavant classés comme Arcadia forme25. Les NP hybrides verts CuO/ZnO ont été synthétisés dans le laboratoire du Département de chimie, École des sciences physiques et chimiques, Faculté des sciences naturelles et agricoles de la NWU, en Afrique du Sud.
Synthèse des NP hybrides verts CuO/ZnO
Dix (10) g de substrat de champignon usé (SMS) séché de Pleurotus ostreatus ont été ajoutés à 100 mL d’eau désionisée, chauffés à 70 °C, puis remués pendant 2h 26. Le mélange a ensuite été refroidi à température ambiante, filtré, et 30 mL de filtrat ont été ajoutés à une solution contenant 2,5 g d’acétate de cuivre et 2 g d’acétate de zinc dans 30 mL d’eau distillée. Le pH de cette solution était ajusté à 8 à l’aide d’hydroxyde de sodium (NaOH), chauffé à 80 °C pendant 2 heures, centrifugé après la réaction, séché toute la nuit au four, puis calciné à 650 °C pendant 2h 26. Les NP synthétisés ont été caractérisés et confirmés comme des NP hybrides verts CuO/ZnO.
Échantillonnage et analyse des sols
Des échantillons de sol ont été prélevés à la ferme universitaire de Molelwane et au site d’essai du campus à des profondeurs de 0 à 15 cm et de 15 à 30 cm. Ils ont ensuite été catégorisés et examinés pour leurs propriétés physiques et chimiques, comme l’a décrit27.
Conception expérimentale
L’étude a utilisé une expérience factorielle organisée selon un plan randomisé par blocs complets (RCBD) avec trois réplications. Pour évaluer l’efficacité des NP hybrides CuO-ZnO synthétisés en vert dans divers scénarios de contamination, deux modes d’exposition indépendants ont été établis sur des sites distincts : le Site 1 (campus de l’Université North-West) représentait un modèle de contamination exogène où le sol a été ajouté à AFB1 extrait à un taux de 160 ppb/kg afin d’évaluer les capacités d’adsorption directe et de protection par translocation. Site 2 (Ferme de recherche Molelwane) : Représentait un modèle d’infection biologique où le sol était inoculé avec des spores d’A. flavus à 160 spores/kg pour étudier l’impact antifongique des NP sur la production de mycotoxines de novo et l’absorption ultérieure par les plantes. Les NP poudrés ont été pesés et mélangés uniformément avec 1 kg de terre dans un sac plastique de plantation après l’inoculation (sporesAFB 1 ou A. flavus ). Chaque traitement était réalisé séparément, et les mains étaient désinfectées entre les séances. Ensuite, quatre graines de maïs ont d’abord été plantées dans chaque pot (9 cm de diamètre supérieur, 6,5 cm de diamètre inférieur). Pour garder trois semis en bonne santé par pot, les semis étaient taillés une semaine après leur sortie. Conformément aux recommandations pour une production optimale de maïs issues de l’analyse du sol, le sol a été fertilisé. Les pots étaient placés à des espacements entre et intra-rangées de 0,75 m × 0,3 m, pour un total de 216 pots. Le sol dans les pots a été arrosé à 60 % de la capacité des champs après l’ensemencement. Des échantillons de sol et de plantes ont été prélevés à trois stades de développement : V10 (développement), R1 (floraison) et R6 (maturité). Les échantillons étaient ensuite apportés au laboratoire dans une glacière remplie de glace et conservés à -20 °C pour des examens complémentaires. Des sacs en papier brun ont été utilisés pour stocker et congeler en profondeur les échantillons restants de plantes pour les concentrationsAFB 1 et d’autres tests. Les échantillons restants de plantes pour les concentrations de base1 et autres analyses ont été conservés dans des sacs en papier brun et congelés jusqu’à l’analyse.
Analyse des aflatoxines du maïs
Les composants de développement du maïs (racine, tige, feuille et grain) à différents stades de croissance étaient rassemblés dans des sacs plastiques stériles, marqués avec soin et transportés au laboratoire. Pour préserver l’intégrité des données de croissance et garantir des observations indépendantes à chaque étape du développement, un protocole d’échantillonnage destructif a été mis en place. Pour éliminer la contamination croisée entre concentrations de nanoparticules et types d’inoculation, les outils de récolte et les gants ont été nettoyés à 70 % d’éthanol et rincés à l’eau déionisée entre chaque groupe de traitement. À l’aide d’un mortier et pilon, 10 g de matière végétale et 1 g de chlorure de sodium (NaCl) ont été pulvérisés pendant 10 minutes dans 25 mL de 80 % de méthanol et 20 % d’eau distillée. Pour les grains de maïs et les carottes de maïs, 25 g d’échantillon moulu et 2,5 g de NaCl ont été mélangés à 100 mL d’eau distillée à 80 % de méthanol :20 à grande vitesse pendant 10 minutes. Ensuite, l’extrait homogénéisé a été filtré à travers un filtre en microfibre de verre, suivi d’un lavage avec 20 mL de Tween-2 à 20 % dans une solution séline tamponnée phosphate (PBS). Les aflatoxines ont été extraites de la colonne d’affinité immunitaire après élution à un débit d’une goutte par seconde, et le surnageant (cytoplasme) a été collecté dans un flacon ambré. Ensuite,AFB 1 et d’autres aflatoxines ont été mesurées selon la méthode de chromatographieliquide 28 , qui consistait à dériver les aflatoxines avec une solution d’o-phtaldialdéhyde et à injecter les composés dérivés dans un système de chromatographie liquide haute performance (HPLC). Le système HPLC était équipé d’un détecteur de fluorescence Jasco FP-920 réglé sur une excitation de 362 nm et une émission de 425 nm. L’AFB1 était intrinsèquement structurée physiologiquement pour être détectée à une longueur d’onde d’excitation de 362 nm. Une colonne Hichrom (4,6 mm × 150 mm) avec des particules de 5 μm a été utilisée, et le réacteur de dérivatisation était un programme KOBRA Cell à 100 μA. Les séparations des pics chromatographiques ont été effectuées dans une colonne Hichrom à laquelle une pré-colonne de phase stationnaire similaire avait été fixée. Les Inertsil ODS-3 et ODS-3 V étaient utilisés respectivement comme cartouches de garde et d’analyse, tandis que l’injecteur consistait en un autoéchantillonneur avec une valve réodyne. La phase mobile était composée d’eau : méthanol (65:35, v/v), bromure de potassium (119 mg) et 4 M d’acide nitrique (350 μL) par litre, et était pompée à un débit de 1,0 mL/min dans un programme isocratique. La détection d’aflatoxines a été considérée comme positive pour chaque pic à un temps de rétention similaire à chaque standard et à une hauteur cinq fois supérieure au bruit debase 29.
Les limites de détection (LOD), la limite de quantification (LOQ) et le pourcentage ( %) de récupération ont été calculées pour confirmer l’approche analytique du HPLC, à l’aide des équations 1, 2 et 3 respectivement. Le LOD est la concentration la plus faible d’aflatoxine pouvant être distinguée de manière fiable du bruit de fond, tandis que le LOQ est la concentration la plus faible d’aflatoxine pouvant être mesurée quantitativement avec une précision et une précisionacceptables 30. AFB 1 et ses métabolites ont été récupérés en ajoutant 10 μL d’étalons totaux d’aflatoxine (AFB1,AFB 2, AFG1 et AFG2) aux échantillons témoins de maïs négatifs en triple exemplaire. Les échantillons ont ensuite été extraits à l’aide de HPLC en utilisant les procédures mentionnées précédemment.
LOD = X + 3s 1
LOQ = X + 10s 2
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Où : « X » est la concentration moyenne des valeurs d’écarts d’échantillons fortifiés, et « s » est l’écart-type de l’échantillon.
Estimation de l’exposition AFB1
Les niveaux moyens d’aflatoxines dans le régime alimentaire du maïs, la consommation quotidienne de maïs et le poids corporel moyen (enfants, adultes, bovins de viande, vaches laitières et poussins) ont été utilisés pour calculer l’apport journalier estimé (EDI). L’EDI moyen des aflatoxines a été calculé selon l’équation 2 et exprimé en (ng/kg de poids corporel/jour) ; pour le calcul de l’indice de danger (HI), les valeurs de l’EDI ont été converties en ng/kg de poids corporel/jour (1 ppb/kg/jour = 1 000 ng/kg de poids corporel/jour) afin de correspondre aux unités de TD503231.
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Évaluation des risques et caractérisation
L’indice de danger (HI) a été calculé en divisant l’EDI par le TD50 et en multipliant par un facteur de sécurité de 50 000. La dose médiane toxique (TD) 50 est la dose nécessaire (ng/kg/poids corporel/jour) pour provoquer des tumeurs chez 50 % des animaux de test qui n’auraient pas développé de tumeurs à la dosezéro 31,32.
Analyse des données
L’analyse de la variance a été réalisée sur les données de croissance et de rendement collectées en utilisant la procédure RCBD dans SAS 9.4 (SAS Institute Inc., Cary, NC, USA). Des comparaisons multiples des moyennes des moindres carrés ont été réalisées à l’aide du test33 de la différence honnêtement significative (HSD) de Tukey.