Détection des hormones sexuelles dans le film lacrymal humain à l’aide de tests immunosorbants liés aux enzymes

Résumé

Ce protocole décrit une méthode optimisée d’immunosorbent lié aux enzymes (ELISA) pour détecter et quantifier le 17β-estradiol et la testostérone dans le liquide lacrymal humain collecté par des tubes microcapillaires. Cette approche permet une mesure peu invasive des niveaux d’hormones lacrymaux.

Résumé

Le film lacrymal est un fluide complexe et multicouche, essentiel pour maintenir la santé de la surface oculaire, la clarté visuelle et la protection contre les agents pathogènes et les facteurs de stress environnementaux. Composé principalement de lipides, de liquide aqueux, de protéines solubles et de mucines, il sert non seulement à lubrifier et protéger l’œil, mais aussi à constituer un médium diagnostique précieux pour les troubles de la surface oculaire tels que la maladie de l’œil sec (DED). Les hormones sexuelles, y compris les androgènes et les œstrogènes, sont connues pour influencer la composition du film lacrymal, mais la mesure de ces hormones dans le liquide lacrymal est limitée par un faible volume d’échantillons et des difficultés techniques. Ce protocole décrit une méthode étape par étape pour adapter les kits d’immunosorbent liés aux enzymes (ELISA) disponibles dans le commerce afin de détecter et quantifier le 17β-estradiol et la testostérone dans des déchirures basales collectées à l’aide de tubes microcapillaires. Le flux de travail intègre des stratégies optimisées de collecte d’échantillons, de dilution et de préparation des essais afin de permettre l’analyse d’échantillons de larmes à faible volume. Le protocole démontre la faisabilité et la reproductibilité de la détection hormonale dans le liquide lacrymogène en utilisant des méthodes ELISA adaptées. Les résultats représentatifs sont dérivés d’échantillons pilotes regroupés et visent à illustrer la performance du test plutôt que les différences biologiques. Cette approche pourrait soutenir de futures études sur le liquide lacrymal comme matrice pour la mesure des hormones dans la recherche sur la surface oculaire.

Introduction

Le film lacrymal joue un rôle vital dans la protection, la nutrition et la lubrification de la surface^{oculaire 1}. Il a une épaisseur d’environ 2 à 5,5 μm et un volume de 3 à 10 μL, avec un taux de renouvellement de 1 à 2 μL par minute sur un œil^{sain 2,3}. Les glandes lacrymales sécrètent la composante aqueuse des larmes, riche en eau, électrolytes, protéines et facteurs antimicrobiens, tandis que les glandes de Meibomius produisent des lipides qui ralentissent l’évaporation du film lacrymal, et les cellules gobelets conjonctivales libèrent des mucines qui soutiennent la lubrification de la surface^{oculaire 4}. La production de larmes se produit de deux manières principales : 1) la sécrétion basale, qui maintient un film lacrymal stable sur une surface oculaire saine, et 2) la sécrétion réflexe, déclenchée par des stimuli tels que l’irritation, l’émotion ou des lumières vives. La composition biochimique diffère entre les deux, ce qui peut finalement influencer la méthode utilisée pour collecter les larmes^{en vue de l’analyse 5,6}. Les larmes basales contiennent généralement des concentrations plus élevées de protéines et de lipides qui soutiennent la stabilité du film lacrymal et la santé cornéenne, tandis que les larmes réflexes ont tendance à avoir un volume aqueux plus élevé et sont plus diluées pour éliminer les irritants et protéger la surface oculaire ^7,8,9.

Parce que les larmes servent à moduler l’inflammation, à se défendre contre les agents pathogènes et à fournir des nutriments à la cornée^{avasculaire 1}, elles sont devenues un point central de recherche sur les^{biomarqueurs 10}. Les déchirures constituent une alternative peu invasive et relativement rentable au prélèvement sanguin pour surveiller les changements physiologiques, en particulier ceux survenant près du site de la^{maladie 8}. Pour capturer ces données avec précision, une collecte appropriée est^{essentielle 10}. Les tubes microcapillaires en verre sont largement utilisés pour prélever les déchirures basales car ils permettent leur collecte avec un minimum d’irritation et de dilution^{des larmes 5}. Cette méthode minimise le risque de stimulation de la déchirure réflexe, qui peut modifier la composition^{de la déchirure 9,11}, en positionnant soigneusement le tube pour éviter le contact avec la conjonctive bulbaire et la marge de la paupière. Grâce à cette approche, les chercheurs peuvent obtenir des déchirures basales non diluées qui reflètent l’état physiologique de la surface oculaire. Cela garantit que l’échantillon reste un support fiable pour quantifier les analytes sensibles, tels que les hormones^{sexuelles 10,12}. Cependant, le volume limité obtenu présente des défis analytiques pour les essais biochimiques en aval. La collecte des larmes basales à l’aide de tubes microcapillaires permet généralement de produire quelques microlitres par échantillon, ce qui limite la compatibilité avec les tests standards.

La surface oculaire humaine est de plus en plus reconnue comme un tissu cible pour les hormones^{sexuelles 13,14}. Les preuves à l’appui de cela incluent la détection de transcrits d’ARNm pour les récepteurs aux androgènes (RA), les récepteurs d’œstrogènes (RE) et les récepteurs de progestérone (PR) dans les cellules acinaires des glandes lacrymales et de Meibomium, ainsi que dans les cellules épithéliales de la cornée, de la conjonctive et des cellules gobelets^{conjonctivales 15}. De plus, des ARNm codant pour des enzymes stéroïdogènes ont été identifiés dans ces tissus, suggérant la capacité de convertir localement les précurseurs de stéroïdes en hormones sexuelles biologiquement^{actives 16}. Cela indique un potentiel de synthèse hormonale in situ à la surface oculaire et soulève une question cruciale quant à savoir si ces hormones sont sécrétées dans le film lacrymal à des niveaux détectables.

Les preuves actuelles suggèrent que les hormones sexuelles sont essentielles au maintien de l’homéostasie de la surface oculaire, bien que les mécanismes moléculaires précis restent à l’étude^13,14. Les androgènes, tels que la testostérone, semblent stimuler la sécrétion lipidique et supprimer l’inflammation ; Par conséquent, la carence en androgènes est largement reconnue comme un facteur de sécheresse oculaire par^évaporation 13,14,17. En revanche, le rôle des œstrogènes est plus nuancé et dépendant du^contexte 13,14,18. Bien qu’elles soient impliquées dans la modulation de la composition et du volume des larmes, les fluctuations d’œstrogènes, telles que celles survenant pendant la ménopause, la grossesse ou l’utilisation de contraceptifs oraux, sont fréquemment associées à une sécrétion aqueuse compromise, à une diminution de la stabilité du film lacrymal et à une inflammation de la surface^{oculaire 19,20}. En conséquence, les personnes souffrant de ces déséquilibres hormonaux représentent une population à risque accru de développer une maladie de l’œil sec (DED⁾13,14,20.

Malgré ces preuves, surveiller l’état hormonal des patients atteints de TED reste un défi. Plus précisément, il n’est pas encore établi si les niveaux d’hormones sériques systémiques reflètent fidèlement les niveaux d’hormones locales dans^{l’œil 21}. Cette distinction est cruciale car il a été démontré que les tissus de la surface oculaire possèdent des récepteurs aux hormones sexuelles et une expression d’enzymes stéroïdogènes qui soutiennent la synthèse locale et le métabolisme des stéroïdes^{sexuels 16}. Cette capacité intracrine suggère que les concentrations hormonales locales dans le film lacrymal peuvent différer significativement des niveaux sériques^{circulants 13}. Par conséquent, une mesure directe de la concentration hormonale dans le liquide lacrymal est nécessaire pour mieux comprendre les effets hormonaux locaux sur la surface oculaire. Cependant, de telles mesures sont techniquement complexes en raison du faible volume d’échantillons de larmes disponibles pour analyse. Des techniques analytiques avancées telles que la chromatographie liquide-spectrométrie de masse (LC-MS) ont été utilisées pour quantifier les hormones dans le sang et les fluides lacrymaux à haute sensibilité, mais cette méthode nécessite des instruments spécialisés et une expertise technique qui ne sont pas forcément accessibles à tous les^{chercheurs 21,22}.

Le test immunosorbent lié aux enzymes (ELISA) est une technique largement établie pour la détection et la quantification des protéines, des anticorps et des hormones. Pour l’analyse de petites molécules telles que les stéroïdes sexuels, ce protocole utilise un format de liaison compétitif. Dans cette méthode, l’hormone non marquée présente dans l’échantillon lacrymal est en concurrence avec un analogue hormonal marqué par enzyme pour un nombre limité de sites de liaison d’anticorps. En raison de cette compétition, l’intensité du signal, mesurée en densité optique, est inversement proportionnelle à la concentration de l’hormone dans l’échantillon ; En effet, un signal plus faible indique une concentration plus élevée de l’hormone cible^23,24.

ELISA offre plusieurs avantages pratiques pour la quantification ciblée. Il est économique et techniquement accessible, permettant une mise en œuvre dans des laboratoires standards sans nécessiter d’instruments spécialisés. De plus, ELISA facilite un criblage à haut débit dans des formats de plaques à 96 puits avec une préparation minimale de l’échantillon, offrant à la fois une efficacité en temps et une haute^{reproductibilité 23}. Cependant, les kits ELISA disponibles dans le commerce sont généralement optimisés pour des échantillons biologiques à plus grand volume tels que le sérum ou le plasma, et leurs performances dans les échantillons lacrymaux à faible volume sont mal définies. Pour répondre à cette limitation, le protocole intègre des stratégies optimisées de dilution et de manipulation des échantillons afin de permettre la détection des hormones dans la plage de sensibilité du test.

Dans cette étude, nous présentons un protocole visualisé qui adapte des kits ELISA disponibles dans le commerce pour la détection et la quantification du 17β-estradiol et de la testostérone dans un échantillon de larmes humaines de faible volume collecté à l’aide de tubes microcapillaires en verre. Ce protocole met l’accent sur des modifications pratiques dans la collecte d’échantillons, la manipulation et la préparation des tests afin de permettre la mesure reproductible des hormones à partir de volumes larmescaux limités. Ce travail vise à établir un flux de travail réalisable pour appliquer la méthodologie ELISA existante à l’analyse des fluides déchirants. Cette approche pourrait servir de base à de futures études sur les niveaux hormonaux locaux à la surface oculaire.

Protocole

Cette étude a été approuvée par le Conseil d’Éthique Institutionnelle de l’Université de l’Indiana (IRB#1908362633), et un consentement éclairé écrit a été obtenu de tous les participants avant la collecte de l’échantillon.

1. Collection de films larmoyaux

1. Préparation
   1. Déterminez le volume de déchirure à collecter, en gardant à l’esprit que 2 réplications sont nécessaires pour la fiabilité statistique des résultats ELISA.
   2. Préparez un tube microcentrifuge de 1,5 mL pour le stockage du film lacrymal.
   3. Sélectionnez des micro-capillaires appropriés pour collecter les larmes. Je recommande de commencer avec 3,33 μL ou 5 μL et de passer à une taille plus petite si vous collectez des larmes à partir d’un volume plus faible sur la surface oculaire.
   4. Préparez une ampoule à compression en caoutchouc fournie avec le kit de tubes microcapillaires, pour faciliter le transfert du liquide lacrymal dans un tube de microcentrifuge.
2. Collection de larmes
   1. Demandez au joueur de regarder droit devant lui ou légèrement vers le haut.
   2. Placez délicatement l’ouverture du tube microcapillaire dans le ménisque de déchirure près du canthus latéral pour recueillir les déchirures basales.
   3. Minimisez le contact avec la conjonctive bulbaire et la marge de la paupière pour éviter autant que possible la déchirure réflexe.
   4. Remplissez le tube de larmes jusqu’à le remplir.
   5. Si plusieurs séances de prélèvement sont nécessaires, programmez les séances à 24 heures d’intervalle et à des moments similaires dans la journée afin de minimiser la variabilité des niveaux hormonaux.
3. Stockage des larmes
   1. Obstruez le trou sur le dessus de l’ampoule à compression en caoutchouc, puis insérez le tube microcapillaire dans l’ampoule tout en plaçant rapidement l’extrémité ouverte à l’intérieur du tube de la microcentrifuge pour laisser les déchirures s’écouler par le tube microcapillaire. Un comprimement supplémentaire de la poile peut être nécessaire pour extraire autant que possible l’échantillon de larme du tube microcapillaire.
   2. Fermez le bouchon du tube de la microcentrifugeuse pour éviter l’évaporation.
   3. Faites tourner le tube à l’aide d’un dispositif microcentrifuge sur table à 2 000 × g pendant 3 à 5 secondes pour laisser l’échantillon au fond du tube avant le stockage.
   4. Conserver à -80 °C pour préserver la stabilité de l’analyte avant l’analyse.

2. Test de testostérone

1. Préparez les standards de testostérone, suivez le protocole
   1. Suivez le protocole du kit, assurez-vous que les réactifs et équipements nécessaires à la préparation des normes, témoins et échantillons de testostérone sont disponibles.
   2. Reconstituez la testostérone standard avec de l’eau déionisée ou distillée pour obtenir une solution d’origine de 100 ng/mL. Assurez-vous d’une reconstitution complète et laissez-le reposer au minimum 15 minutes.
   3. Préparez la testostérone standard le jour de l’expérimentation.
   4. Préparez 6 tubes microcentrifuge pour la norme, avec 900 μL de diluant calibrateur dans le tube de 10 ng/mL et 400 μL dans les tubes restants.
   5. Pipeter 100 μL de solution de base dans le premier tube (tube de 10 ng/mL), mélanger soigneusement et changer la pointe de la pipette pour le transfert suivant.
   6. Pipeter 200 μL du premier tube (tube de 10 ng/mL) dans le tube suivant (3,33 ng/mL), mélanger soigneusement, changer la pointe de la pipette pour le transfert suivant et répéter l’étape jusqu’au dernier tube (0,041 ng/mL).
   7. Note : Après avoir terminé toutes les étapes, il devrait y avoir 7 concentrations de normes. Le diluant calibrateur sert de norme zéro (0 ng/mL). Chaque standard préparé suffit largement pour deux répliques.
2. Préparez des contrôles de testostérone : faible concentration, moyenne et élevée
   1. Reconstituez chaque flacon avec le volume d’eau déionisée ou distillée indiqué dans le certificat d’analyse (COA) du kit de contrôle
   2. Diluez chaque contrôle en 2 fois dans le diluant calibrateur avant l’utilisation dans le test
3. Préparez des échantillons
   1. Retirez les échantillons de larmes à -80 °C et placez-les sur la glace pour les dégeler.
   2. Une fois les échantillons complètement décongelés, centrifugez brièvement les échantillons de larmes pour s’assurer que tous les échantillons sont au fond des tubes à température ambiante pendant 3 à 5 secondes.
   3. Mélangez 20 μL d’échantillon avec 80 μL de diluant calibrateur pour obtenir un volume total de 100 μL par réplication.
   4. Prévoyez deux réplications pour l’expérience afin de garantir la fiabilité et les puits de liaison non spécifique (NSB) pour le contrôle en arrière-plan.
   5. Note : Chaque échantillon est analysé dans des puits en duplication. Par conséquent, 40 μL d’échantillon de larme sont nécessaires par participant pour effectuer le test, en mélangeant avec 160 μL de diluant calibrateur pour obtenir un volume total de 200 μL.
4. Procédure d’essai
   1. Préparez tous les réactifs, standards de fonctionnement, échantillons de larmes et témoins.
   2. Retirez les puits excédentaires du cadre de la microplaque et restaurez-les dans le paquet de dessiccant à 4 °C.
   3. Ajouter 50 μL de solution primaire d’anticorps (bleue) à chaque puits, à l’exception des puits désignés pour les puits NSB. Couvrez la plaque de papier aluminium.
   4. Incubez la plaque à température ambiante pendant 1 h sur un vibrateur de microplaque orbitale horizontal (orbite de 0,12") réglé à 500 ± 50 tr/min ou au réglage le plus proche disponible.
   5. Préparez suffisamment de tampon de lavage pour un total de 8 lavages, 400 μL/puits/lavage (4 lavages avant et 4 lavages après l’étape d’incubation de 3 heures).
   6. Aspirez le contenu de chaque puits et lavez la plaque 4 fois avec un tampon de lavage.
   7. Ajoutez 100 μL de diluant de calibrateur aux puits NSB et zéro puits standard.
   8. Ajoutez 100 μL d’échantillons de déchirure standard, témoins et préparés aux puits désignés.
   9. Ajoutez 50 μL de conjugué de testostérone à chaque puits et mélangez soigneusement en pipettant.
   10. Incubez à température ambiante pendant 3 h sur un micro-vibrateur orbital horizontal (orbite de 0,12") réglé à 500 ± 50 tr/min ou au réglage le plus proche disponible.
   11. Aspirez chaque puits et lavez 4 fois avec un tampon de lavage.
   12. Préparez la solution de substrat immédiatement avant l’utilisation en mélangeant le Réactif de couleur A et le Réactif de couleur B à un ratio de 1:1. Allouez 200 μL par puits. Aspiration complète du tampon de lavage résiduel avant l’ajout du substrat.
   13. Ajoutez 200 μL de solution de substrat à chaque puits dans les 15 minutes suivant la préparation. Incubez pendant 30 minutes à température ambiante sur le plan de travail. Protégez-le de la lumière en recouvert avec du papier aluminium.
   14. Ajouter 50 μL de solution d’arrêt à chaque puits dans le même ordre que pour la solution substrat. Mélangez soigneusement chaque puits et la couleur devrait passer du bleu au jaune.
   15. Mesurez la densité optique à 450 nm et 560 nm dans les 30 minutes suivant l’ajout de la solution d’arrêt à l’aide d’un lecteur de microplaques.
   16. Note : Les instructions du fabricant recommandent une longueur d’onde de référence de 540 nm ou 570 nm. Dans ce protocole, une longueur d’onde de 560 nm était utilisée comme option la plus proche disponible sur le lecteur de microplaques, pour la correction du signal de fond et les imperfections optiques.
5. Calcul
   1. Soustrayons la densité optique mesurée à 560 nm (longueur d’onde de référence) de la densité optique mesurée à 450 nm.
   2. Soustrayez la densité optique moyenne NSB de chaque lecture individuelle des normes, échantillons et témoins, puis calculez la moyenne des mesures en double.
   3. Générez une courbe standard en ajustant les données à l’aide d’un modèle logistique à quatre paramètres (4PL).
   4. Déterminez les concentrations de testostérone en interpolant les valeurs de l’échantillon à partir de la courbe standard.
   5. Ajustez les concentrations calculées en appliquant un facteur de dilution de 5 pour tenir compte de la dilution de l’échantillon de 1:5.
   6. Vérifier la mesure en calculant le coefficient de variation (CV) entre les réplications ne doit pas dépasser 20 %.
      1. Note : %CV = (DE/moyenne) × 100

3. Essai à l’estradiol

1. Préparer les normes, contrôles et échantillons d’estradiol
   1. Suivez le protocole du kit, assurez-vous que les réactifs et équipements sont disponibles pour préparer les normes, les contrôles et les échantillons.
   2. Laissez tous les réactifs et matériaux atteindre la température ambiante avant utilisation.
   3. Préparez un réactif frais le jour de l’expérience.
   4. Les normes et le contrôle sont prêts à être utilisés. Seule la quantité requise pour le test actuel afin de minimiser la contamination et de limiter les variations répétées de température lors de la manipulation.
   5. Assurez-vous que six standards (n° 0–5) sont préparés, la norme 0 représentant 0 pg/mL, et incluez un échantillon témoin fourni avec le kit.
   6. Décongelez les échantillons congelés de -80 °C en les mettant sur glace.
   7. Faites descendre les échantillons de larmes pour vous assurer que tous les échantillons sont au fond du tube.
2. Procédure d’essai
   1. Retirez les puits excédentaires de la microplaque et remettez-les dans le paquet de dessiccant à 4 °C.
   2. Ajoutez 20 μL de normes, de témoins et d’échantillons dans les puits.
   3. Note : chaque standard et chaque échantillon doit être testé avec 2 répliqués.
   4. Pour garantir une distribution homogène, mélangez soigneusement tous les étalons, contrôles et échantillons immédiatement avant de les pipetter dans les puits.
   5. Ajoutez 160 μL de 17 bêta-estradiol-HRP conjugué dans les puits d’essai.
   6. Laissez un puits vide pour le substrat vierge.
   7. Couvrez le puits avec du papier aluminium avant de le mettre dans l’incubateur. La solution dans les puits peut s’évaporer vers le papier aluminium.
   8. Incubez à 37 °C pendant 2 heures.
   9. Préparez le tampon de lavage avec une solution de lavage 10X pendant la période d’incubation.
   10. Une fois l’incubation terminée, retirez le papier aluminium et aspirez le liquide des puits.
   11. Lavez chaque puits 3 fois avec du tampon de lavage. Faites tremper > 5 secondes à chaque cycle de lavage.
   12. Ajoutez 100 μL de solution de substrat TMB dans tous les puits.
   13. Couvrez toute la plaque de papier aluminium et faites éclore à température ambiante pendant exactement 30 minutes.
   14. Ajouter 100 μL de solution d’arrêt dans tous les puits dans le même ordre et au même rythme que la solution de substrat TMB ajoutée précédemment.
   15. Agitez doucement la microplaque et le réactif passe du bleu au jaune.
   16. Mesurez l’absorbance à 450 nm dans les 30 minutes suivant l’ajout de la solution d’arrêt.
3. Calcul
   1. Soustrayez l’absorption du puits blanc des lectures de toutes les normes, échantillons et contrôles pour corriger les imperfections du signal de fond et optiques.
   2. Calculez la moyenne des mesures dupliquées.
   3. Générer une courbe standard de meilleure adéquation en utilisant la logistique à quatre paramètres (4PL).
   4. Déterminer la concentration d’estradiol en interpolant les valeurs des échantillons à partir de la courbe standard.
   5. Vérifier la mesure en calculant le coefficient de variation (CV) entre les réplications ne doit pas dépasser 20 %.
      1. Note : %CV = (DE/moyenne) × 100.

4. Analyse des données utilisant R et RStudio

1. Installez R et RStudio, et installez les paquets requis listés dans le tableau des matériaux avant d’effectuer l’analyse des données.
2. Importez les mesures de densité optique pour les normes, contrôles et échantillons dans le logiciel d’analyse.
3. Prétraiter les données en appliquant une correction de longueur d’onde telle que spécifiée par l’essai. Ensuite, soustraire des valeurs vierges ou NSB et calculer la moyenne des mesures en double.
4. Ajustez une courbe standard en utilisant un modèle de régression logistique à quatre paramètres (4PL) avec la concentration comme variable indépendante et la densité optique comme variable de réponse.
5. Effectuer l’ajustement de courbes dans R en utilisant la fonction drm() du package drc, avec le modèle spécifié comme fct = LL.4() pour la régression 4PL, avec des données de concentration et de densité optique en entrée.
6. Vérifiez la qualité de l’ajustement de la courbe (par exemple, R² > 0,99 ou une bonne adéquation acceptable) avant d’interpréter les concentrations de l’échantillon.
7. Calculez les concentrations hormonales par prédiction inverse à l’aide de la fonction ED() basée sur la courbe standard ajustée, en spécifiant la dose effective correspondant aux valeurs de densité optique de l’échantillon selon le modèle ajusté.
8. Ajustez les concentrations calculées en appliquant le facteur de dilution approprié (par exemple, ×5 pour une dilution 1:5).
9. Rapporter les concentrations hormonales finales dans les unités appropriées (par exemple, ng/mL ou pg/mL), en assurant la cohérence avec la courbe standard, et exporter les données traitées pour une analyse ou une visualisation ultérieure.

Résultats

Étude pilote du film larmoyant

Un total de 20 femmes (45 à 63 ans) ont été incluses dans cette étude. La classification DED était basée sur les symptômes et au moins un signe clinique de DED. Plus précisément, tous les participants à la DED avaient un score de l’Indice de la Maladie de la Surface Oculaire (OSDI) > 12 et au moins un œil avec soit un temps de rupture de la larme à la fluorescéine (TBUT) de < 5 s, soit un score de coloration corn...

Discussion

La collecte et l’analyse des larmes permettent un accès facile pour l’évaluation scientifique de la santé de la surface oculaire et l’identification de biomarqueurs^{potentiels 10,22}. Notre protocole décrit l’adaptation réussie des méthodes ELISA couramment utilisées pour analyser des échantillons de films lacrymaux pour les hormones sexuelles. Nous avons développé cette méthode pour répondre à la principale limitation de l’analyse...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
17 bêta Estradiol ELISA Kit	Abcam	ab108667
Papier aluminium	Reynolds Wrap	10900000154	Toute feuille d'aluminium disponible pour la cuisine pour protéger les réactifs de la lumière
Tube microcapillaire 3,33 μL	Drummond	1-000-0033	Inclut une poire à sertir pour le transfert de fluide
Tube microcapillaire 5 μL	Drummond	1-000-0050	Inclut une poire à sertir pour le transfert de fluide
Dispositif de microcentrifugation	Benchmark Scientific	C1012
Tube de microcentrifugation 1,5 mL	Fisher	05-408-129
Lecteur de microplaque	Promega	GM3000
Agitateur de microplaque orbital	Labnet International Inc.	S2030-1000-B
Langage informatique R	Posit Software, PBC (anciennement RStudio Inc.)	R version 4.5.1	Télécharger le langage R avant Rstudio via https://cran.r-project.org/
Logiciel RStudio	Posit Software, PBC (anciennement RStudio Inc.)	RStudio 2023.06.1 Build 524 "Mountain Hydrangea"	https://posit.co/downloads/
Paquets R "drc", "ggplot2", "patchwork", "ggpp", "dplyr", "readr", "tidyr", "writexl"	Posit Software, PBC (anciennement RStudio Inc.)		Installer le paquet dans Rstudio
Kit de contrôle de la testostérone	R&D Parameter	QC165	Vendu séparément du kit ELISA (KGE010)
Kit ELISA de testostérone	R&D Parameter	KGE010