Un modèle complet de rats pour évaluer les voies de transport hépatique par prélèvement simultané des vasculaires lymphatiques et sanguins

Résumé

Ce protocole expérimental décrit un modèle hépatique de rat canulé par canal lymphatique qui permet une évaluation directe et quantitative du drainage lymphatique et vasculaire hépatique. Le modèle permet un prélèvement simultané du sang lymphatique hépatique et du sang systémique pour étudier le transport hépatique, le métabolisme et la signalisation immunitaire, soutenant les études en pharmacocinétique des médicaments et en biologie spécifique au foie.

Résumé

Le foie est un centre métabolique et immunologique qui traite les nutriments, les xénobiotiques et les médiateurs immunitaires circulants. Les substances atteignent les hépatocytes et autres cellules hépatiques via les capillaires sinusoïdaux qui reçoivent le sang de l’intestin via la veine porte et de la circulation systémique via l’artère hépatique. Le filtrat plasmatique des capillaires sinusoïdaux s’écoule dans l’espace de Disse, où il peut subir une transformation métabolique, participer à une surveillance immunitaire ou s’écouler dans les vaisseaux lymphatiques pour former de la lymphe hépatique. L’échantillonnage de la lymphe hépatique et du sang peut permettre une analyse détaillée du transport hépatique, des processus métaboliques et de l’activité immunitaire. Un modèle chirurgical de rat permettant un prélèvement simultané de l’écoulement lymphatique hépatique et du sang systémique à travers trois sites de canulation distincts est décrit : canal lymphatique hépatique, artère carotide et veine jugulaire. Les canulations lymphatiques et artérielles hépatiques permettent un prélèvement continu, tandis que la canule de la veine jugulaire peut être utilisée pour une hydratation continue et un soutien de liquides, ou pour la collecte de sang veineux, permettant de comparer le sang artériel et veineux. Une canulation réussie permet un débit lymphatique hépatique d’environ 0,1 mL/h chez les rats anesthésiés, permettant un prélèvement lymphatique continu allant jusqu’à 8 heures lors d’un prélèvement simultané du sang artériel et veineux. Cette configuration permet une comparaison directe entre le sang artériel systémique et l’écoulement lymphatique hépatique, permettant un examen complet du transport et de la dégagement hépatique, ainsi que des processus métaboliques et de signalisation immunitaire. Pour étendre davantage le modèle, un prélèvement terminal de l’artère hépatique et de la veine porte peut être effectué à la fin de la procédure afin de permettre une comparaison directe de l’afflux hépatique, de l’écoulement et du drainage lymphatique. En fin de compte, ces techniques offrent une plateforme polyvalente pour évaluer les processus hépatiques, y compris la pharmacocinétique des médicaments, le flux et le métabolisme des nutriments, ainsi que les réponses spécifiques au foie, sous diverses conditions physiopathologiques.

Introduction

Le foie est un organe métabolique et immunologique central responsable du traitement des nutriments, de la désintoxication xénobiotique et de la surveillance immunitaire. Le foie est le plus grand organe producteur de lymphe du corps. Des études sur de grands mammifères suggèrent qu’il contribue entre 25 % et 50 % du flux lymphatique^{total 1,2}. Chez les rongeurs, les études de canulation indiquent qu’environ 10 % à 20 % du flux lymphatique thoracique total provient du^{foie 3,4}. La lymphe hépatique provient du plasma filtré à travers l’endothélium fenestralé des capillaires sinusoïdaux au sein du parenchyme hépatique. Ce filtrat se ramasse dans l’espace de Disse, un compartiment interstitiel entre les hépatocytes et les cellules endothéliales sinusoïdales. Le filtrat traverse ensuite l’espace du centre commercial pour entrer dans des capillaires lymphatiques portales qui convergent vers les vaisseaux collecteurs se déversant vers l’hillum hépatique et la citerne^{chylli 5,6}.

Le système lymphatique hépatique est anatomiquement divisé en réseaux portes, sous-capsulaires et^{sublobulaires 6,7}. Des études récentes d’imagerie volumétrique démontrent que les lymphatiques hépatiques forment un réseau fortement ramifié du facteur de croissance endothéliale vasculaire C (VEGF-C), largement confiné aux voies portes. Ce réseau est principalement composé de capillaires lymphatiques qui drainent rétrogradement vers la veine porte. En revanche, les lymphatiques sous-capsulaires et sublobulaires, répartis respectivement le long de la surface hépatique et dans les régions veineuses centrales, constituent des voies de drainage supplémentaires. L’imagerie post-mortem humaine a également révélé un réseau vasculaire lymphatique dense le long des veines hépatiques, indiquant que les lymphatiques veineux périportal et hépatique régulent conjointement l’écoulement lymphatique^{hépatique 8}.

La lymphe hépatique représente un ultrafiltrat dérivé du plasma qui reflète à la fois les processus métaboliques et^{immunitaires 9,10}. Des analyses biochimiques montrent que la lymphe hépatique contient de l’albumine, des lipoprotéines, des cytokines et des métabolites issus de l’activité parenchymatouse^{hépatique 3,4,6}, ce qui correspond au profil protéomique général du liquide lymphatique rapporté dans d’autres^{tissus 10}. Des études précoces ont démontré que la lymphe hépatique contient des classes distinctes de lipoprotéines, les lipoprotéines de haute densité (HDL) représentant une fraction dominante, ce qui correspond au rôle central du foie dans la synthèse et le remodelage du^{HDL 11}. Notamment, des travaux plus récents ont montré que la lymphe hépatique est enrichie en HDL et en esters de cholestérol comparée à la lymphe mésentérique, soulignant sa contribution distincte au trafic lipidique et au transport inverse du^{cholestérol 3}. De plus, la lymphe hépatique sert de conduit immunologique, transportant des médiateurs immunitaires, des cellules présentatrices d’antigènes et des vésicules extracellulaires qui relient les microenvironnements hépatiques à l’immunité^{systémique 9}.

Les altérations de la formation et du drainage de la lymphe hépatique sont des caractéristiques clés des maladies du foie. Dans la cirrhose et l’hypertension portale, une pression sinusoïdale élevée entraîne une augmentation multipliée par plusieurs de la production de lymphe, conduisant à la lymphangiectasie, à la fibrose et à l’ascite une fois la capacité de drainage dépassée. Les lésions hépatiques chroniques favorisent également la lymphangiogenèse dépendante de la VEGF-C/VEGFR-3, avec un remodelage lymphatique excessif ou aberrant contribuant à l’inflammation hépatique, à l’œdème et à l’accumulation^{lipidique 9,12}. De plus, dans la maladie hépatique stéatotique associée à un dysfonctionnement métabolique (MASLD) et le carcinome hépatocellulaire, une augmentation de la densité lymphatique hépatique a été corrélée à la progression de la maladie et à la^{métastase 13,14}.

Malgré le rôle physiologique et clinique central de la lymphe hépatique, elle reste peu étudiée et peu explorée dans la recherche expérimentale, principalement en raison de difficultés techniques dans l’isolement de la lymphe hépatique pure. Les modèles de collecte de lymphes thoraciques et mésentériques ont été décrits plus largement, mais ils ne fournissent qu’une compréhension indirecte des mécanismes de transport hépatique. Une limitation du domaine a été comblée en développant un modèle de canulation lymphatique hépatique chez le rat, permettant la collecte directe de la lymphe^{hépatique 4}. Grâce à cette approche, il a été démontré que la majeure partie de l’absorption lymphatique des protéines thérapeutiques administrées par voie intraveineuse se produit dans le foie et le mésentère. Ces résultats mettent en avant la lymphe hépatique comme une voie clé pour l’échange macromoléculaire entre le sang et les systèmes lymphatique, avec des implications importantes pour la pharmacocinétique et la distribution des thérapies^{biologiques 4}.

Pour combler les lacunes restantes, la présente étude décrit un modèle complet chez le rat permettant un prélèvement simultané du sang lymphatique hépatique et du sang systémique via la canulation du canal lymphatique hépatique, de l’artère carotide et de la veine jugulaire. Cette approche permet une évaluation en temps réel du transport des solutés et de l’échange entre compartiments interstitiels et systémiques hépatiques, fournissant une plateforme expérimentale robuste pour étudier le transport hépatique, le métabolisme, la signalisation immunitaire et la disposition des médicaments dans des conditions physiologiques et pathologiques. Le modèle comprend également un échantillonnage terminal optionnel de l’artère hépatique et de la veine porte afin de permettre une comparaison directe de l’afflux hépatique, de l’écoulement et du drainage lymphatique.

Figure 1. Schéma du modèle multi-canulation pour un prélèvement simultané de lymphatique et de sang. Un modèle complet de canulation illustrant l’échantillonnage simultané de l’artère carotide, de la veine jugulaire, de l’artère hépatique, du canal lymphatique hépatique et de la veine porte. (A) L’artère carotide est canulée pour un prélèvement sanguin intermittent. (B) La veine jugulaire externe est canulée pour une infusion saline continue afin de maintenir l’hydratation et de compenser la perte de liquide lors de l’échantillonnage. (C) L’artère hépatique commune, qui court parallèlement au canal lymphatique hépatique, est canulée pour un prélèvement sanguin terminal. (D) Le canal lymphatique hépatique est canulé pour une collecte continue de la lymphe. (E) La veine porte est accessible par perforation à l’aiguille pour un prélèvement sanguin terminal. Les procédures indiquées dans (A), (B) et (D) sont effectuées avant l’échantillonnage terminal, suivies d’un prélèvement (C) de l’artère hépatique puis d’un prélèvement de la veine porte (E). Abréviations : EJV, veine jugulaire externe ; CA, artère carotide ; SVC, veine cave supérieure ; VCI, veine cave inférieure ; Ao, aorte ; CHA, artère hépatique commune ; HL, canal lymphatique hépatique ; ML, canal lymphatique mésentérique ; AMS, artère mésentérique supérieure ; PV, veine porte. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Protocole

Toutes les procédures expérimentales impliquant des animaux ont été examinées et approuvées par le Comité d’éthique animale de l’Institut Monash des sciences pharmaceutiques (ID éthique #46283) et ont été menées en stricte conformité avec les directives du Conseil australien et néo-zélandais pour le soin des animaux en recherche et enseignement (ANZCCART) ainsi que le Code australien pour le soin et l’utilisation des animaux à des fins scientifiques (National Health and Medical Research Council, Australie)¹⁵.

Modèles animaux : Des rats albinos mâles ou femelles en surproduction Rattus norvegicus, ou Sprague–Dawley (SD) pesant entre 250 et 350 g ont été utilisés. Les animaux ont été obtenus auprès de fournisseurs agréés d’animaux de laboratoire (Monash Animal Research Platform) et hébergés dans des cages ventilées individuellement à température contrôlée (22 ± 2 °C) et un cycle clair-obscur de 12 heures, avec un accès libre à la nourriture et à l’eau avant l’expérimentation. Les animaux ont été acclimatés pendant au moins une semaine avant l’opération afin de minimiser les variations physiologiques liées au stress.

Un modèle de canulation du canal lymphatique hépatique, de l’artère carotide et de la veine jugulaire permettant un prélèvement simultané du sang lymphatique hépatique et du sang systémique est décrit. Un échantillonnage terminal optionnel de l’artère hépatique et de la veine porte peut être réalisé sous anesthésie pour une analyse comparative de l’afflux hépatique et de l’écoulement lymphatique. Les réactifs et équipements utilisés sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Préparatifs la veille de l’opération

1. Jeûnez le rat toute la nuit si nécessaire selon le protocole expérimental spécifique. Assurez-vous d’avoir un accès libre à l’eau en permanence.
2. Préparez un sérum physiologique stérile pour une perfusion intraveineuse lors de la collecte de la lymphe. Déterminer le volume requis en fonction de la durée de prélèvement (généralement 3 à 5 heures) et d’un débit d’infusion suggéré de 1,5 à 3,0 mL/h pour remplacer la perte de liquide due à la prélève lymphatique et sanguine ainsi que les pertes physiologiques telles que la sortie urinaire.
3. Préparez trois canules en polyéthylène pour la canulation du canal lymphatique hépatique, de l’artère carotide et de la veine jugulaire comme suit :
   1. Canal lymphatique hépatique
      1. Taillez une canule de 0,8 mm de diamètre extérieur (O.D.) et 0,5 mm de diamètre intérieur (I.D.) à 30–35 cm. Assurez-vous que la longueur permet un rassemblement sans tension.
      2. Le biseau de la pointe d’insertion à environ 45° avec une lame chirurgicale stérile pour faciliter l’insertion.
   2. Artère carotide
      1. Coupez une canule de 0,8 mm de diamètre extérieure et de 0,5 mm de diamètre intérieure à 20–30 cm. Marquez environ 2 à 2,5 cm de l’extrémité interne pour indiquer la profondeur d’insertion.
   3. Veine jugulaire
      1. Coupez une canule de 0,8 mm de diamètre extérieure, 0,5 mm de diamètre intérieure ou 0,96 mm de diamètre extérieure, 0,58 mm de diamètre intérieure à 50 cm ou plus. Marquez 1–1,5 cm de l’extrémité interne pour la profondeur d’insertion. Assurez-vous que la longueur peut atteindre la pompe d’infusion sans tension.
4. Préparez une solution anticoagulante composée soit de 0,1 % d’EDTA dans de l’eau stérile, soit de 20 UI/mL d’héparine dans une solution saline stérile.
5. Remplir une seringue de 1 mL avec une solution anticoagulante et fixer une aiguille de 25 g sur les canules de 0,8 mm de 0,8 mm ou une aiguille de 23 g sur les canules de 0,96 mm.
6. Rinçez chaque canule avec environ trois fois son volume interne, en veillant à ne pas laisser de bulles d’air.
7. Gardez les canules remplies d’anticoagulant et bouchées avec l’aiguille et la seringue attachées toute la nuit. Le pré-trempage avec un anticoagulant minimise la formation de caillots.
8. Préparez des tubes de prélèvement pour le sang et la lymphe. Ajoutez une solution anticoagulante pour atteindre une concentration finale de 1 mg/mL d’EDTA ou 10 UI/mL d’héparine après la collecte de l’échantillon.

2. Préparatifs immédiats avant l’opération

1. Rincez toutes les canules avec un anticoagulant pour confirmer la perpétuité. Assurez-vous qu’aucune bulle d’air ne soit présente.
2. Induire l’anesthésie chez le rat avec 5 % d’isoflurane en oxygène à 1 L/min dans une chambre d’induction.
3. Surveillez la respiration et assurez-vous que la fréquence a ralenti à environ 1,5 respiration par seconde (environ 90 respirations/min), indiquant une profondeur anesthésiante adéquate.
   ATTENTION : L’isoflurane est un anesthésique volatil et doit être utilisé dans un système anesthésique correctement ventilé ou une hotte à fumée afin de minimiser l’exposition au travail.
4. Transférez le rat sur un coussin chirurgical chauffé (37°C) et maintenez l’anesthésie avec 1 à 3 % d’isoflurane en oxygène délivré à 0,4–0,6 L/ min via un cône nasal.
5. Confirmez une profondeur anesthésique adéquate en l’absence de réflexes cornéens et pincés des orteils. Maintenez l’anesthésie tout au long de la chirurgie et de la période de collecte de la lymphe.
   REMARQUE : L’anesthésie continue est essentielle pour prévenir la douleur lors de l’opération et éviter le déplacement de la canule dû au mouvement.
6. Rasez les régions chirurgicales, y compris le quadrant abdominal droit (de la ligne médiane au flanc droit, environ 2 cm sous la cage thoracique) et la région claviculaire droite ou gauche.
7. Désinfectez toutes les zones chirurgicales en utilisant 0,5 % de chlorhexidine suivie d’éthanol à 70 %.

3. Canulation de l’artère carotide

REMARQUE : La canulation de l’artère carotide peut être réalisée avant ou après la canulation de la veine jugulaire.

1. Maintenez la même position dorsale et la même incision cervicale.
2. Placez un petit support (par exemple, une seringue de 3 mL) sous le cou pour relever la région carotide.
   REMARQUE : Cette étape est optionnelle.
3. Séparez les muscles du cou pour exposer l’artère carotide à environ 1 cm sous la surface cutanée.
4. Isoler l’artère à l’aide de pinces à iris courbé. Identifiez et séparez doucement le nerf vague adjacent afin d’éviter toute lésion du nerf.
5. Placez des pinces Graefe droites sous l’artère pour obstruer le flux sanguin et passez deux points de suture de soie 4-0 en dessous. Attachez solidement la suture proximale (crânienne).
6. Faites une petite incision sur la surface artérielle.
7. Soulevez doucement le volet du vaisseau avec la pointe de la pince du cristallin pour stabiliser la lumière du vaisseau en vue de l’insertion de la canule.
8. Insérez la canule à la profondeur pré-marquée de 2 à 2,5 cm. Attendez-vous à un léger reflux ; Si c’est excessif, re-occlusion et nettoyez avant de continuer.
   ATTENTION : La ponction vasculaire et la canulation impliquent des instruments tranchants et doivent être réalisées avec soin pour éviter des blessures accidentelles.
9. Confirmez la bonne position en prélevant doucement un petit volume de sang et en réinjectant une solution anticoagulante dans la canule sans ressentir de résistance ni remarquer de gonflement sous-cutané.
10. Fixez la canule avec des points de suture et scellez l’extrémité extérieure avec un bouchon.
11. La procédure peut être brièvement interrompue après la canulation de l’artère carotide tout en restant sous anesthésie.
12. Refermer la blessure au niveau du cou avec des points stériles. Un aperçu de l’isolement de l’artère carotide et de la canulation réussie est présenté à la Figure 2.

Figure 2 : Canulation de l’artère carotide. (A) Les muscles jumelés du cou flanquant l’artère carotide (flèches orange). La glande salivaire (flèches bleues) est repliée crâniquement. (B) L’artère carotide exposée se trouve à environ 1 cm sous la surface cutanée. La glande salivaire (flèches bleues) est repliée crâniquement. (C) Installation chirurgicale avant l’insertion de la canule, montrant une occlusion du flux sanguin avec des pinces Graefe droites et deux sutures de soie isolant l’artère, avec son extrémité supérieure attachée. (D) Environ 2 cm de la canule sont insérés avec succès dans l’artère carotide (flèches jaunes). La canule de l’artère carotide est indiquée par les flèches vertes. (E) La canulation réussie de l’artère carotide a été confirmée en prélèveant du sang dans la canule. (F) Trois points de suture (taille 4-0) sont attachés autour de l’artère carotide et de la canule pour la fixation (flèches violettes). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

4. Canulation de la veine jugulaire

1. Placez le rat en position dorsale couchée, le cou tendu et la tête légèrement tournée vers la gauche.
2. Identifiez la veine jugulaire au-dessus de la clavicule par son emplacement et son flux sanguin visible. Effectuer une incision oblique de 1 à 1,5 cm de la clavicule vers la trachée.
3. Disséquez sans détour le tissu sous-cutané pour exposer la veine.
4. Séparez la veine du tissu conjonctif environnant à l’aide de pinces iris courbées. Confirmez l’isolement en passant une pince sous la veine.
5. Placez deux points de suture de soie 4-0 sous la veine à chaque extrémité du segment exposé. Attachez solidement la suture crânienne (supérieure) pour obstruer le flux sanguin.
6. Pour éviter le reflux sanguin, placez des pinces Graefe droites sous la veine et reposez les poignées sur une seringue ou un support.
7. Faites une petite incision (~1 mm) sur le dessus de la veine, un tiers le long du segment isolé, à l’aide de ciseaux à iris.
8. Soulevez doucement le volet du vaisseau avec la pointe de la pince du cristallin pour stabiliser la lumière du vaisseau en vue de l’insertion de la canule.
9. Insérez la pointe de la canule dans l’incision à l’aide de pinces d’iris et avancez-la jusqu’à la profondeur pré-marquée (1–1,5 cm).
10. Relâchez l’occlusion une fois la canule stabilisée pour permettre la circulation sanguine.
    REMARQUE : Maintenez une prise stable pour éviter le reflux veineux. En cas de saignement, re-occlus immédiatement et nettoyez le champ avant de procéder.
11. Confirmez la bonne position en prélevant doucement un petit volume de sang et en réinjectant une solution anticoagulante dans la canule sans ressentir de résistance ni remarquer de gonflement sous-cutané.
12. Sécuriser la canule avec des points de suture aux deux extrémités proximale et distale.
13. Obstruez temporairement le tube externe, retirez la seringue et scellez la canule avec un bouchon.
14. Couvrez l’incision avec une gaze humidifiée à la solution séline tiède jusqu’à ce que la canulation de l’artère carotide soit terminée. Des images représentatives de l’isolement et de la canulation de la veine jugulaire sont présentées à la Figure 3.

Figure 3 : Canulation de la veine jugulaire. (A) La veine jugulaire (contour noir pointillé) se trouve juste sous la peau, au-dessus de la clavicule. La canule de l’artère carotide établie peut être observée à proximité de la veine jugulaire (flèches vertes). (B) La veine jugulaire est isolée par deux points de suture de soie ; l’extrémité supérieure est attachée. (C) Environ 1 cm de la canule est inséré avec succès dans la veine jugulaire (flèches jaunes). La canule de la veine jugulaire est indiquée par des flèches bleues ; La canule de l’artère carotide est indiquée par les flèches vertes. (D) Trois points de suture (taille 4-0) sont attachés autour de la veine jugulaire et de la canule pour la fixation (flèches violettes). Une canulation réussie de la veine jugulaire confirmée par injection de solution physiologique lisse. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

5. Canulation du canal lymphatique hépatique

1. Placez le rat en position dorsale couchée sous un microscope chirurgical.
2. Effectuer une incision cutanée horizontale de 4 à 5 cm de la ligne médiane jusqu’au flanc droit, environ 1,5 à 2 cm sous la cage thoracique (Figure 4A, B).
3. Rétractez la peau et réalisez des incisions correspondantes dans les muscles obliques externes et internes.
4. Cautériser ou ligater les gros vaisseaux sanguins rencontrés afin d’éviter une perte excessive de sang.
5. Repositionnez doucement les organes à l’aide de cotons-tiges humidifiés au sérum physiologique : déplacez le foie vers le diaphragme, l’estomac vers la gauche et l’intestin grêle vers le bas.
6. Maintenez les organes rétractés avec une gaze imbibée de solution saline. Le site de l’incision et la position des organes sont illustrés à la figure 4C.
7. Identifiez le canal lymphatique hépatique (diamètre ~0,6 mm) à l’aide de repères anatomiques établis. Le canal est parallèle et légèrement caudal à l’artère hépatique, situé médial au rein droit et adjacent à la veine cave inférieure.
8. Observez l’apparence du canal lymphatique hépatique. Elle apparaît généralement translucide et étroite.
9. Distinguez le canal lymphatique hépatique du canal lymphatique mésentérique, qui est plus grand et apparaît généralement opaque ou blanc en raison de la teneur en chylomicrons. Le canal lymphatique mésentérique peut donc servir de repère anatomique pour aider à l’identification du canal lymphatique hépatique situé crânienement.
10. Retirez le tissu conjonctif recouvrant les canaux lymphatiques et la veine cave à l’aide de pinces Graefe droites.
11. Créez un passage sous la veine cave en insérant des pinces Graefe droites à travers le lit graisseux sous le rein droit. Avancez jusqu’à ce que les extrémités émergent du côté opposé sous la veine cave, parallèlement au canal lymphatique hépatique.
12. Saisir l’extrémité externe de la canule préparée avec la pince Graefe droite et la tirer à travers le tunnel créé sous la veine cave jusqu’à ce que la pointe émerge du côté opposé.
13. À l’aide de la pince hémostatique Halsted-Mosquito, pliez la pointe d’une aiguille de 25G à environ 90°. À l’aide de l’aiguille pliée, perforez le canal lymphatique hépatique du côté droit (le plus proche de l’opérateur).
    ATTENTION : Soyez prudent lors de la manipulation d’aiguilles acérées lors d’une ponction des canaux lymphatiques afin d’éviter des blessures accidentelles.
14. Assurez-vous que la canule est remplie d’une solution anticoagulante sans bulles d’air. Insérez l’extrémité biseautée d’environ 2 mm dans le conduit.
15. Observez l’extrémité externe de la canule pour le flux lymphatique (~ 100 μL/h). Si aucun écoulement n’est observé, ajustez ou réinsérez la canule.
16. Une fois le flux lymphatique confirmé, bouchez la canule avant d’appliquer une petite goutte d’adhésif vétérinaire pour sécuriser le site d’insertion. Une fois séché, confirmez le flux lymphatique à travers les tubes.
17. Retirez la gaze et remettez les organes à leur position d’origine.
18. Placez le tube de collecte contenant la solution anticoagulante sous la sortie de la canule. Confirmez que la lymphe s’écoule gouttement dans la trompe.
19. Fermez la paroi abdominale en suturant séquentiellement les couches oblique interne, oblique externe et cutanée. L’identification et la canulation réussie du canal lymphatique hépatique sont illustrées à la Figure 5.
    REMARQUE : Après une canulation hépatique réussie des canaux lymphatiques, la procédure peut être brièvement interrompue pendant que l’anesthésie et l’hydratation sont maintenues avant le début de la collecte lymphatique.

Figure 4 : Exposition aux canaux lymphatiques hépatiques. (A) Repère anatomique indiquant 1,5 à 2 cm sous la cage thoracique droite pour l’incision. (B) Incision à travers la peau et les muscles abdominaux, exposant les organes internes. (C) Organes repositionnés pour exposer le canal lymphatique hépatique. Le foie est déplacé vers le diaphragme, l’estomac à gauche de l’animal, et les intestins grêles sont repliés en dessous. Le canal lymphatique hépatique se situe entre l’artère hépatique (flèche verte) et l’artère mésentérique (flèche bleue). À gauche : foie ; SI : intestin grêle ; VCI : veine cave inférieure ; RK : Rein droit. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 5 : Identification et canulation des canaux lymphatiques hépatiques. (A) Les structures lymphatiques et artérielles peuvent être observées après repositionnement des organes et avant l’ablation du tissu conjonctif environnant. L’artère hépatique (flèches vertes) est située crânialement par rapport au canal lymphatique hépatique adjacent (flèches jaunes). Le canal lymphatique mésentérique (flèches violettes) est situé au-dessus de l’artère mésentérique (contour noir pointillé). Ces structures sont perpendiculaires à la veine cave inférieure. VCI : veine cave inférieure ; RK : Rein droit. (B) Le canal lymphatique hépatique (flèches jaunes) peut être clairement visualisé après l’ablation du tissu conjonctif environnant. Le canal lymphatique hépatique est parallèle à l’artère hépatique (contour vert pointillé) et crânien en relation avec le canal lymphatique mésentérique (flèches violettes) et l’artère mésentérique (contour noir pointillé). (C) La canule (flèches blanches) est insérée dans le canal lymphatique hépatique (flèches jaunes) via la petite perforation réalisée dans le canal lymphatique (flèches orange). Le canal lymphatique mésentérique (flèches bleues) peut être visualisé. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

6. Période post-chirurgicale

1. Immédiatement après une canulation lymphatique hépatique réussie, initiez la réhydratation en infusant du sérum stérile à 1,0–2,0 mL/h à travers la canule de la veine jugulaire.
2. Maintenir l’infusion tout au long de la collecte de la lymphe. Sinon, la réhydratation peut être réalisée via une canule gastrique ou duodénale, ce qui permet de réserver la canule de la veine jugulaire pour un prélèvement veineux si nécessaire.
3. Gardez l’animal sous anesthésie sur un coussin chirurgical chauffant (37°C) pendant toute la période de prélèvement.
4. Surveillez la fréquence respiratoire et la profondeur de l’anesthésie tout au long de l’expérience en observant les rythmes respiratoires et les réflexes tout en maintenant une anesthésie à l’isoflurane via un cône nasal.
5. L’hydratation a été maintenue par une infusion saline continue (1,0 à 2,0 mL/h) via la canule de la veine jugulaire.
6. Pour minimiser les perturbations physiologiques, le volume total de sang prélevé avant l’échantillonnage terminal était limité à <10 % du volume sanguin circulant estimé, conformément aux directives institutionnelles d’éthique animale.
7. Collectez continuellement la lymphe hépatique dans des tubes contenant des anticoagulants. Remplacez les tubes de collecte toutes les heures ou selon les besoins.
8. Prélèvez des échantillons de sang artériel à des moments désignés :
   1. Obstruez temporairement le tube externe et fixez une seringue vide.
   2. Prélève du sang jusqu’à ce que le tube soit rempli.
   3. Remplacer la seringue par une nouvelle pour la collecte d’échantillons et prélever environ 100 à 200 μL de sang artériel à chaque moment d’échantillonnage désigné.
   4. Rincez la canule avec une solution anticoagulante après chaque prélèvement.
   5. Scellez la canule avec un bouchon.
9. Après la collecte de l’échantillon, il faut soit procéder à un prélèvement terminal de l’artère hépatique et de la veine porte, soit tuer le rat de manière humaine avec de la pentobarbitone sodique (>100 mg/kg) via la carotide ou la canule jugulaire.

7. Prélèvement terminal de l’artère hépatique et de la veine porte

1. À la fin de la prélèvement de lymphe et de sang, maintenez une anesthésie profonde et assurez-vous d’assurer une respiration stable avant de procéder à un prélèvement vasculaire terminal.
2. Rouvrez soigneusement l’incision abdominale pour exposer la cavité abdominale supérieure.
3. Rétractez doucement le foie vers le diaphragme, l’estomac vers la gauche, et l’intestin grêle vers le bas à l’aide d’une gaze humidifiée à la solution saline pour révéler le canal lymphatique hépatique canulé.
4. Identifiez l’artère hépatique, qui est parallèle et caudale au canal lymphatique hépatique.
   REMARQUE : L’artère apparaît plus petite et plus pâle que la veine porte et présente un flux plus pulsatif.
5. Préparez une canule polyvinyle de 0,61 mm O.D., 0,28 mm I.D., pré-remplie d’une solution anticoagulante et sans bulles d’air.
6. À l’aide de pinces iris courbées, isolez un court segment de l’artère hépatique et placez une suture en soie 4-0 en dessous.
7. Soulevez doucement l’artère et placez une seconde suture distale à la première. Attachez la suture distale pour contrôler le reflux tout en laissant la suture proximale non attachée pour une fermeture ultérieure.
8. À l’aide de microciseaux à pointe fine, réalisez une petite incision transversale (environ 0,5 mm) dans la paroi artérielle entre les points de suture.
9. Soulevez doucement le rabat du vaisseau avec la pointe de la pince Dumont pour stabiliser la lumière du vaisseau en vue de l’insertion de la canule.
10. Insérez l’extrémité biseautée de la canule en polyvinyle dans l’ouverture et avancez d’environ 2 à 3 mm.
11. Sécuriser la canule en attachant la suture proximale autour du vaisseau et de la canule.
12. Confirmez la bonne position en observant le flux sanguin pulsatile dans la canule ou en aspirant doucement une petite quantité de sang artériel rouge vif.
13. Prélever 0,5 à 1 mL de sang dans un tube pré-marqué contenant un anticoagulant.
14. Après la collecte, retirez la canule et obtenez une hémostasie en resserrant les deux points de suture. L’exposition des artères hépatiques et la procédure de canulation sont illustrées à la Figure 6.
15. Identifiez la veine porte, qui est médiale et perpendiculaire à l’artère hépatique. La veine porte présente un diamètre plus grand et une coloration plus foncée que l’artère hépatique.
16. Fixez une aiguille de 23 ou 25 g sur une seringue de 1 mL, pré-rincée avec une solution anticoagulante.
17. Insérez le biseau à aiguille dans la veine porte à un angle faible (environ 20°–30°) pour éviter l’effondrement ou la déchirure du vaisseau.
18. Aspirez doucement le volume sanguin requis.
19. Comme la ponction de la veine porte est terminale, il faut tuer l’animal de manière humaine immédiatement après la collecte de l’échantillon en administrant >100 mg/kg de pentobarbitone sodique via la carotide ou la canule jugulaire pendant que l’animal reste sous anesthésie profonde. La localisation de la veine porte et la méthode d’échantillonnage terminal sont illustrées à la Figure 7.
    ATTENTION : La pentobarbitone sodique est une substance contrôlée et doit être manipulée et administrée conformément aux réglementations institutionnelles et aux procédures de sécurité appropriées.
20. Confirmer le décès par arrêt de la respiration et de l’activité cardiaque avant l’élimination des carcasses, conformément au Code australien pour les soins et l’utilisation des animaux à des fins scientifiques (NHMRC) ¹⁵ et les directives ANZCCART.

Figure 6 : Identification et canulation de l’artère hépatique. (A) Exposition de l’artère hépatique (flèches vertes). L’artère hépatique est située à côté du canal lymphatique mésentérique (contour noir en points) et perpendiculaire à la veine cave inférieure. VCI : veine cave inférieure ; L : foie. (B) Isolement de l’artère hépatique à l’aide de pinces courbes. (C) Insertion réussie (flèches violettes) de la canule en polyvinyle de 0,61 mm × 0,28 mm (flèches orange) dans l’artère hépatique (flèches vertes), fixée par des sutures de soie 4-0 pour un prélèvement sanguin artériel terminal. Le canal lymphatique mésentérique (contour noir pointillé) peut être visualisé. PV : veine porte. (D) Après la sécurisation de la canule, la persévérance de la canule est confirmée en faisant prélever du sang dans la canule. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 7 : Identification de la veine porte et échantillonnage terminal. (A) La veine porte (indiquée par l’aiguille 25G) se trouve entre l’artère hépatique (contour blanc pointé) et le canal biliaire (contour noir pointillé). La veine porte apparaît plus grande et plus sombre que l’artère hépatique et est accessible sous anesthésie profonde pour la collecte de sang en phase terminale. PV : veine porte ; VCI : veine cave inférieure ; À gauche : foie ; SI : intestin grêle ; RK : Rein droit. (B) Insertion réussie de l’aiguille 25G dans la veine porte (contour noir pointillé) pour un prélèvement sanguin veineux terminal. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Résultats

L’approche chirurgicale décrite dans la section Protocole permet d’identifier clairement le canal lymphatique hépatique, situé médial au rein droit et courant parallèlement aux artères cœliaque et hépatique, comme précédemment^{rapporté 4}. L’anatomie représentative et la canulation sont illustrées à la Figure 5. La canulation réussie est confirmée par l’apparition immédiate d’un liquide lymphatique clair à légèrement trouble, exempt de contamination au chylomicron lacteux, suggérant un mélange minimal avec la lymphe mésentérique. Cette observation est cohérente avec les caractéristiques rapportées de la lymphe^{hépatique 3}. L’identification de la lymphe hépatique se faisait sur sa position anatomique par rapport à l’artère hépatique et à la veine cave inférieure, ainsi que sur son apparence caractéristique claire, en contraste avec l’apparence typiquement opaque ou lactée de la lymphe mésentérique.

Le flux lymphatique hépatique devrait rester stable tout au long de la période de prélèvement, avec un taux moyen d’environ 0,1 mL/^{h 3,4,11}. Le flux lymphatique hépatique reste généralement le plus stable pendant environ 2 à 3 heures après la canulation sous anesthésie, bien que des périodes de prélèvement plus longues (jusqu’à ~6 à 8 heures) puissent être réalisables dans des conditions expérimentales optimales. Les valeurs représentatives du flux lymphatique rapportées dans les études^{précédentes 4} sont résumées dans le tableau 1. Le débit lymphatique hépatique est généralement inférieur à celui rapporté pour les débits des canaux lymphatiques mésentérique et thoraciques chez les rats anesthésiés.

Sites lymphatiques (état conscient)	Débit lymphatique moyen (mL/h)
Lymphe thoracique (consciente)	1,74 ± 0,33
Lymphe thoracique (anesthésiée)	0,65 ± 0,10
Lymphe mésentérique (anesthésiée)	0,45 ± 0,11
Lymphe hépatique (anesthésiée)	0,12 ± 0,02

Tableau 1 : Débits lymphatiques moyens (mL/h) à travers les canulations thoraciques, mésentériques et hépáticas chez les rats conscients et anesthésiés. Les données sont présentées en moyenne ± SEM pour n = 3 à 5 rats. Adapté du tableau 3 dans Yadav et al. (2018)⁴.

Les résultats représentatifs illustrant le transport lymphatique des macromolécules sont présentés à la Figure 8. Ces exemples démontrent comment le modèle peut être utilisé pour évaluer la récupération lymphatique après administration intraveineuse de macromolécules thérapeutiques, dont environ 60 kDa d’interféron pégylé α2a (IFN-PEG40), environ 31 kDa d’interféron pégylé α2b (IFN-PEG12), et l’anticorps monoclonal trastuzumab, suggérant que le foie est un site majeur d’extravasation et d’accès lymphatique pour les thérapies^{macromoléculaires 4}.

Figure 8 : Récupération lymphatique des thérapies macromoléculaires administrées par voie intraveineuse dans les lymphes thoraciques, mésentériques et hépatiques. Le pourcentage total de dose récupéré dans les lymphes thoraciques, mésentériques et hépatiques après l’administration intraveineuse d’interférons PEGylés de différentes tailles moléculaires (IFN-PEG12 et IFN-PEG40) et d’un anticorps monoclonal (trastuzumab). Les données représentent la moyenne ± SEM de récupération de dose sur 8 heures. Adapté de Yadav et al. (2018)⁴. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Le modèle permet également un profilage détaillé des lipoprotéines de la lymphe^{hépatique 3}. Des analyses représentatives de la composition des lipides lymphatiques sont présentées à la Figure 9. Comparée à la lymphe thoracique et mésentérique, la lymphe hépatique présente une teneur en lipides totaux nettement plus faible mais des concentrations de protéines comparables à celles d’autres sources lymphatiques. L’analyse des lipoprotéines de la lymphe hépatique met en lumière le rôle unique du foie dans le trafic lipidique et le transport inverse du cholestérol. Les données représentatives sur la composition lipidique sont résumées dans le Tableau 2. La lymphe hépatique HDL est enrichie en esters de cholestéryl, la lymphe mésentérique HDL est principalement riche en triglycérides, et la lymphe thoracique HDL contient une teneur relativement plus élevée en phospholipides. Ces différences de composition indiquent des rôles distincts de chaque source lymphatique dans le métabolisme et le transport lipidique.

	%wt/wt
Fractions	Phospholipides	Cholestérol libre	Ester de cholestéryle	Triglycérides
Lymphe mésentérique
D-HDL	20 ± 3	1 ± 0	5 ± 1	16 ± 1
L-HDL	21 ± 4	2 ± 0	8 ± 2	23 ± 5
Lymphe hépatique
D-HDL	24 ± 1	3 ± 0	12 ± 3	8 ± 1
L-HDL	23 ± 1	6 ± 1	13 ± 2	14 ± 2
Lymphe thoracique
D-HDL	25 ± 1	1 ± 0	7 ± 0	11 ± 3
L-HDL	29 ± 1	2 ± 0	11 ± 1	11 ± 0
Plasma
D-HDL	29 ± 2	2 ± 0	20 ± 3	2 ± 0
L-HDL	36 ± 6	2 ± 0	18 ± 3	4 ± 1

Tableau 2 : Composition lipidique des fractions de lipoprotéines de haute densité (D-HDL) et légères (L-HDL) isolées de la lymphe mésentérique, hépatique et thoracique, ainsi que du plasma. Les valeurs représentent le pourcentage en poids ( % en poids/poids) de phospholipides, de cholestérol libre, d’ester de cholestéryl et de triglycérides par rapport à la fraction lipidique totale. Les données sont présentées en moyenne ± SEM. Adapté du tableau 1 dans Gracia et al. (2020)³.

Figure 9 : Composition des protéines et lipides des lymphes mésentériques, hépatiques et thoraciques. Teneur proportionnelle en protéines et lipides totaux dans les lymphes mésentériques, hépatiques et thoraciques. La teneur en lipides comprend les phospholipides (PL), les triglycérides (TG), les esters de cholestéryl (CE) et le cholestérol libre (FC), exprimés en pourcentage de poids lipidique par rapport au poids total des protéines et des lipides. Les données sont présentées en moyenne ± SEM. Adapté de Gracia et al. (2020)³. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Discussion

La canulation du canal lymphatique hépatique est une procédure techniquement complexe, même pour les microchirurgiens expérimentés. Plusieurs étapes critiques peuvent améliorer les chances de préserver l’intégrité des canaux lymphatiques et d’atteindre un flux lymphatique stable. Lors de l’identification et de l’isolement du canal lymphatique hépatique (étapes du protocole 5.7-5.10), la première étape consiste à retirer le tissu conjonctif et la graisse recouvrant le canal lymphatique mésentérique et la veine cave près du canal lymphatique hépatique. Le canal lymphatique hépatique est translucide et fragile comparé au canal lymphatique mésentérique plus épais et opaque, et peut être facilement rompu s’il est manipulé directement. Le canal lymphatique mésentérique sert de repère anatomique utile, car le dégagement de son tissu supérieur révèle le canal lymphatique hépatique situé en haut. Comme le canal lymphatique hépatique présente souvent des courbures ou des courbures, l’opérateur doit choisir un point de canulation le long d’un segment droit et orienter la canule parallèlement au cours naturel du canal afin de minimiser le risque d’occlusion ou de déchirure (étapes 5.11-5.14).

La canulation elle-même est le facteur le plus déterminant du succès. Après la perforation du conduit (étape 5.13), l’accès intraluminique peut être confirmé visuellement en insérant la pointe de la pince dans l’ouverture et en s’assurant qu’une seule paroi du récipient recouvre l’instrument. L’apparition de deux murs opposés indique une perforation traversante. Une fois l’accès intraluminique confirmé, la canule peut être avancée en douceur le long du conduit à la même inclinaison. Il convient de veiller à éviter d’endommager la vascularisation adjacente, car une hémorragie dans le champ peut introduire du sang dans la canule de collecte lymphatique, contaminant l’échantillon et augmentant considérablement le risque de formation de caillots. Après avoir établi le flux lymphatique (étape 5.15), l’extrémité collectrice de la canule doit être capuchée, et un adhésif vétérinaire doit être appliqué avec précaution pour empêcher son entrée dans la lumière. La canule doit également être vérifiée pour détecter des bulles d’air, car l’air emprisonné augmente la contre-pression et peut entraver le flux lymphatique. Comme la lymphe hépatique est générée sous une faible pression de poussée, l’extrémité collectrice de la canule doit toujours être positionnée sous le niveau du site chirurgical pour faciliter le drainage par gravité.

La canulation réussie des canus lymphatiques hépatiques est indiquée par l’apparition immédiate du flux lymphatique. Une fois établie, la lymphe hépatique circule généralement à environ 0,1 mL/h, avec une production stable pendant plusieurs heures. Le débit peut varier selon l’anatomie, la physiologie et les conditions expérimentales de l’animal. Par exemple, la lymphe a été collectée sous anesthésie isoflurane dans ce protocole. L’anesthésie à l’isoflurane peut influencer les paramètres physiologiques liés à la fonction lymphatique, et les conditions expérimentales impliquant l’anesthésie doivent donc être prises en compte lors de l’interprétation des taux de formation^{de la lymphe 16}. La canulation hépatique des canaux lymphatiques nécessite une laparotomie et une manipulation microscopique délicate des vaisseaux lymphatiques abdominaux, et par conséquent, la collecte de lymphe sur des rats conscients n’est pas possible dans ce modèle. Des études antérieures comparant le transport lymphatique sous anesthésie et dans des conditions conscientes ou utilisant différents schémas anesthésiques ont montré que l’anesthésie peut influencer modestement les débits lymphatiques absolus mais ne modifie pas substantiellement les schémas globaux de transport^{lymphatique 4}. Par conséquent, les valeurs de flux lymphatique obtenues dans ce modèle doivent être interprétées dans le contexte des conditions expérimentales anesthésiées.

Une réduction progressive ou un arrêt du flux pendant la collecte est le plus souvent causée par la formation de caillots dans la canule, résultant d’une contamination sanguine ou d’un dépôt de fibrine. Le flux peut parfois être restauré en localisant et en pinçant doucement la canule avec de fines pinces pour fragmenter mécaniquement le caillot, ou en aspirant doucement à travers l’extrémité collectrice de la canule pour déloger l’obstruction. Si le blocage est confiné à la partie externe, la canule peut être coupée à proximité du caillot et reconnectée à un nouveau tube à l’aide d’un connecteur en silicone stérile. Si le caillot se forme au site de la canulation, une ré-cannulation est généralement nécessaire. Dans de tels cas, il est possible de tenter de retirer l’adhésif avec beaucoup de soin afin d’éviter la rupture du canal ou des vaisseaux sanguins adjacents. L’hémostasie doit être atteinte avant de recommencer la canulation, car même une fuite sanguine mineure dans la canule favorise nettement la coagulation du système lymphatique hépatique à basse pression.

Des facteurs physiologiques influencent également le flux lymphatique et la perpétuité. Le flux lymphatique hépatique chez les rats est intrinsèquement plus lent que celui des canaux mésentériques ou thoraciques, même dans des conditions basales^17,18. De plus, l’anesthésie générale peut réduire le flux lymphatique dans d’autres circuits lymphatiques comparé aux rats conscients et en mouvement^{libre 19}. Comme la canulation lymphatique hépatique nécessite une anesthésie et une laparotomie, ces facteurs contribuent probablement aux débits relativement faibles et à la tendance accrue à la formation de caillots observés lors de collectes prolongées. Maintenir l’hydratation par la veine jugulaire ou la canule gastro-intestinale pendant la collecte aide à stabiliser le flux lymphatique et à réduire la formation de caillots. Dans ce modèle, un flux lymphatique hépatique stable est généralement atteignable pendant 2 à 3 heures, après quoi le flux peut se détériorer et la coagulation est plus probable. Cependant, dans des conditions expérimentales optimales, la collecte de lymphe peut être maintenue plus longtemps, avec une durée maximale pouvant atteindre ~8 heures^{rapportée 4}.

L’inclusion d’un échantillonnage des artères hépatiques et de la veine porte (Figure 6 et Figure 7) élargit l’applicabilité du modèle en permettant une comparaison directe entre l’afflux hépatique, l’efflux lymphatique et la circulation systémique. Cette étape terminale permet une évaluation simultanée du transport microvasculaire hépatique et du dégagement interstitiel chez un seul animal. De telles comparaisons fournissent des informations précieuses sur la répartition des solutés entre les compartiments vasculaire hépatique et lymphatique, en particulier pour les grandes macromolécules ou les composés lipophiles dépendants de la diffusion interstitielle.

Malgré ces difficultés, le modèle de canulation lymphatique hépatique reste une technique précieuse et instructive. Le foie contribue à une proportion significative du flux lymphatique total du corps, et la lymphe hépatique contient des protéines et d’autres composants provenant du liquide interstitiel hépatique. En échantillonnant la lymphe drainée directement du foie, ce modèle permet d’analyser les molécules et cellules quittant le foie avant d’être diluées par la lymphe mésentérique et systémique dans le canal thoracique. L’analyse biochimique de la lymphe hépatique fournit un éclairage sur le métabolisme interstitiel hépatique et les processus de transport^{lipidique 12,20}. Cela complète les informations obtenues du sang porte ou systémique, qui intègre les effets du métabolisme hépatique et de l’échange extrahépatique. Il est important de noter que cette configuration, combinant canulations lymphatique hépatique, artérielle carotide et veineuse jugulaire, permet une évaluation dynamique des gradients de solutés entre l’efflux hépatique et l’afflux vasculaire, offrant une vision plus complète du transport et de la dégagement hépatique.

Des études antérieures utilisant ce modèle démontrent que l’échantillonnage lymphatique hépatique permet d’évaluer la récupération lymphatique des thérapies macromoléculaires et de comparer le transport de solutés entre la lymphe hépatique et la circulation systémique. Ensemble, la canulation lymphatique hépatique, l’échantillonnage vasculaire concomitant et le profilage biochimique constituent une base expérimentale robuste pour étudier la dynamique microvasculaire et interstitielle hépatique. Le modèle permet une évaluation simultanée du transport hépatique, du métabolisme, du traitement lipidique et de la signalisation immunitaire, et peut être adapté pour étudier les changements dans des conditions physiopathologiques telles que la MASLD ou l’inflammation hépatique.

En conclusion, ce modèle chirurgical affiné, intégrant l’accès lymphatique hépatique, hépatique artériel et veineux portaux, offre une approche complète et reproductible pour examiner les voies de transport hépatique. Il permet de comparer directement l’apport vasculaire, l’efflux interstitiel et le drainage lymphatique, ce qui soutient des études fournissant une compréhension mécaniste du transport, du métabolisme et des processus pharmacocinétiques spécifiques au foie. De plus, la capacité à échantillonner la lymphe hépatique offre une opportunité unique d’étudier le trafic des cellules immunitaires et des antigènes provenant du foie, offrant des informations précieuses sur la surveillance immunitaire hépatique, l’inflammation et les mécanismes de tolérance.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Anticoagulant solution (EDTA 0.1%)	Invitrogen	AM9261	Prévient la formation de caillots dans les canules et les échantillons collectés
Anticoagulant solution (Heparin 20 IU/mL)	Pfizer	00409-2723-01	Prévient la formation de caillots dans les canules et les échantillons collectés
Chlorhexidine (0.5%)	McFarlane Medical	12120-OR	Utilisé pour la désinfection du site chirurgical
Collection tubes (microcentrifuge)	Greiner Bio-One	616201	Utilisé pour la collecte de lymphe et de sang
Cotton gauze	Winc Australia	18874125	Utilisé pour la manipulation des organes et le maintien de l'humidité
Cotton swabs	Pacific Laboratory	1005199	Utilisé pour le repositionnement des organes pendant la chirurgie
Curved iris forceps	Macquarie Medical Systems	TTP5002-5	Utilisé pour l'isolement des vaisseaux et la manipulation des tissus
Dumont forceps	Fine Science Tools	11251-35	Utilisé pour ouvrir et stabiliser le lumen vasculaire de l'artère hépatique pour l'insertion de la canule
Ethanol (70%)	Ajax	AJA214-2.5PL	Utilisé pour la désinfection du site chirurgical
Halsted-Mosquito hemostat forceps	Fine Science Tools	13009-12	Utilisé pour plier l'aiguille 25G pour la ponction du canal lymphatique hépatique
Heated surgical pad (37 °C)	Ratek	IC-WT1	Maintient la température corporelle pendant la chirurgie
Induction chamber	Darvall	1859	Utilisé pour l'induction initiale de l'anesthésie
Infusion pump	Adelab Scientific	NE-300	Fournit une infusion saline contrôlée via la canule
Iris scissors	Stark Medical	E-AC985-11	Utilisé pour les incisions cutanées et musculaires
Isoflurane	Provet Pty Ltd	ISOF07	Anesthésique inhalé utilisé pour l'induction et le maintien de l'anesthésie
Kelman-McPherson lens forceps	ProSciTech	TY-1301	Utilisé pour ouvrir et stabiliser le lumen vasculaire de la veine jugulaire et de l'artère carotide pour l'insertion de la canule
Needle (23G × 1")	Livingstone	DN23GX1.0LV	Utilisé pour la ponction de la veine porte et le prélèvement sanguin
Needle (25G × 1")	Livingstone	DN25GX1.0LV	Utilisé pour le rinçage des canules et la ponction du canal lymphatique hépatique
Nose cone anesthesia system	Darvall	7885	Maintient l'anesthésie pendant la chirurgie
Oxygen supply with flowmeter	BOC	400NE	Gaz porteur pour l'anesthésie à l'isoflurane
Polyethylene cannula (0.8 mm O.D., 0.5 mm I.D.)	Microtube Extrusions	PE8050	Utilisé pour le cathétérisme de l'artère carotide, de la veine jugulaire et du canal lymphatique hépatique
Polyvinyl cannula (0.61 mm O.D., 0.28 mm I.D.)	Microtube Extrusions	PIV6128	Utilisé pour le cathétérisme de l'artère hépatique
Silk sutures (4-0)	SMI AG	SM8015	Utilisé pour fixer les vaisseaux et les canules
Sodium pentobarbitone	Lyppard Australia Pty Ltd	LETH250	Utilisé pour l'euthanasie (>100 mg/kg)
Sterile saline (0.9% NaCl)	FreeFlex	K690531	Utilisé pour la réhydratation et le rinçage
Straight Graefe forceps	Fine Science Tools	11150-10	Utilisé pour l'isolement délicat des vaisseaux
Surgical microscope	Zeiss	Stemi 2000-CS	Utilisé pour la visualisation lors du cathétérisme du canal lymphatique hépatique
Surgical sterile blades (for scalpel use)	Livingstone	SBLDCL15	Utilisé pour biseauter les extrémités des canules pendant la préparation
Syringe (1 mL)	Terumo	19032-TE	Utilisé pour le rinçage des canules
Syringe (3 mL)	Terumo	19048-TE	Utilisé pour le prélèvement sanguin
Syringe (30 mL)	Terumo	19034-TE	Utilisé pour l'infusion de sérum physiologique
Vannas scissors	Fine Science Tools	91500-09	Utilisé pour les incisions vasculaires
Veterinary tissue adhesive	3M	1469SB	Utilisé pour fixer le cathéter du canal lymphatique hépatique