Un système microfluidique pour modéliser le dysfonctionnement endothélial sous contrainte physiologique de cisaillement pulsatile combinée et hyperglycémie oscillatoire

Summary

Ici, nous présentons un protocole pour fabriquer et exploiter un système microfluidique qui expose les cellules endothéliales à une hyperglycémie oscillatoire synchronisée et à une contrainte de cisaillement pulsatile. Cette approche fournit un modèle in vitro physiologiquement pertinent pour étudier le dysfonctionnement endothélial diabétique. Ce protocole permet une mesure quantitative du stress oxydatif et des réponses des cellules endothéliales.

Abstract

Le dysfonctionnement endothélial dans les complications vasculaires diabétiques implique des interactions complexes entre des troubles métaboliques, en particulier le glucose oscillatoire (OG) et la contrainte de cisaillement pulsatile (PSS). Bien que ces facteurs aient été étudiés isolément, les modèles conventionnels restent limités à un taux statique de glucose élevé ou à un flux laminaire simplifié, manquant de capacité à imiter le couplage spatiotemporal intégré observé dans le vasculaire diabétique. En utilisant une plateforme microfluidique programmable, ce protocole offre une plateforme précieuse pour étudier les effets intégrés de l’hyperglycémie oscillatoire synchronisée et du PSS physiologique sur les cellules endothéliales. Ce protocole vise à modéliser le dysfonctionnement endothélial dans des conditions métaboliques et mécaniques couplées physiologiquement pertinentes. L’utilisation d’une puce polydiméthylsiloxane (PDMS) combinée à un système de contrôle basé sur la pression permet une modulation précise et indépendante des formes d’onde d’écoulement et des profils de concentration de glucose. La fidélité hémodynamique du système est validée par la vélocimétrie par image microparticulaire (Micro-PIV), tandis que la réponse cellulaire est caractérisée quantitativement par la surveillance des niveaux d’espèces réactives intracellulaires d’oxygène (ROS) et de la viabilité cellulaire. Les résultats représentatifs démontrent que le PSS physiologique atténue efficacement la lésion oxydative induite par l’OG. Cet effet est démontré par une réduction des niveaux de ROS intracellulaires et une amélioration de la viabilité cellulaire dans des conditions de stimulation combinées. Selon la question de recherche, des paramètres tels que les schémas de contrainte de cisaillement, les fréquences d’oscillation du glucose et les géométries des canaux peuvent être ajustés. Cette méthode sert d’outil polyvalent pour les études mécanistes des voies mécanobiologiques et le dépistage de médicaments pour les interventions thérapeutiques dans les maladies vasculaires diabétiques.

Introduction

Le dysfonctionnement endothélial est un événement critique précoce dans le développement des complications vasculaires diabétiques, provoqué à la fois par des troubles métaboliques et des forces hémodynamiques^{anormales 1,2}. Les niveaux d’OG, plutôt que l’hyperglycémie soutenue seule, sont de plus en plus reconnus comme des inducteurs puissants du stress oxydatif et de la signalisation inflammatoire dans les cellules endothéliales, conduisant à des lésions vasculaires et à une homéostasie^{altérée 3,4,5}. Parallèlement, la contrainte de cisaillement hémodynamique est un déterminant majeur du phénotype endothélial, le PSS dans des conditions d’exercice physiologique favorisant la production d’oxyde nitrique, la défense antioxydante et la protection vasculaire ^6,7,8. Par conséquent, comprendre les effets intégrés de l’hyperglycémie oscillatoire et de la stimulation hémodynamique est essentiel pour élucider les mécanismes des dysfonctionnements endothéliaux.

Les modèles in vitro conventionnels, qui reposent souvent sur des conditions statiques de glucose élevé ou un flux laminaire simplifié, ne parviennent pas à reproduire l’interaction complexe et dynamique entre les signaux métaboliques et mécaniques présents in^{vivo 9,10,11}. Bien que les modèles animaux capturent les aspects systémiques du diabète, ils manquent de la résolution au niveau cellulaire nécessaire pour disséquer la signalisation dans des conditions microenvironnementales^{contrôlées 12}. La technologie microfluidique offre une alternative efficace, offrant un contrôle spatiotemporel précis des stimuli biochimiques et biomécaniques dans des géométries physiologiquement^{pertinentes 13}, et a conduit à des avancées récentes significatives dans diverses applications biomédicales^{innovantes 14,15}. Par exemple, Chen et ^al.16 ont conçu un dispositif microfluidique avec contraintes de cisaillement de paroi spatiale et temporale et de signalisation ATP pour étudier la dynamique intracellulaire de Ca²⁺ des cellules endothéliales. Yu et ^al.11 ont développé un système de puce microfluidique hémodynamique pour détecter les réponses cellulaires sous différentes combinaisons de PSS physiologique et de concentrations élevées de glucose. Bien que ces systèmes aient été utilisés pour étudier les réponses endothéliales aux contraintes de cisaillement ou aux perturbations métaboliques à facteur unique, peu ont réussi à intégrer à la fois les oscillations du glucose et le PSS au sein d’un seul système. Par conséquent, un protocole standardisé et reproductible qui synchronise les deux facteurs dans un contexte microfluidique contrôlé fait défaut.

Cette méthode comble cette lacune en établissant un système microfluidique reproductible capable de fournir un OG et un PSS couplés. L’objectif principal de cette approche est de modéliser le stress oxydatif, la viabilité cellulaire altérée et les réponses mécanobiologiques sous-jacentes au dysfonctionnement endothélial de manière physiologiquement pertinente. Contrairement à la culture statique ou aux chambres de perfusion conventionnelles, cette approche améliore les modèles existants en permettant une modulation simultanée et contrôlée des stimuli métaboliques et mécaniques, en se rapprochant davantage du microenvironnement vasculaire diabétique. De plus, le système est compatible avec l’imagerie cellulaire vivante, la surveillance en temps réel et l’analyse moléculaire, ce qui le rend adapté à un large éventail d’applications, notamment les études mécanistes, la modélisation des maladies et le dépistage de médicaments pour la fonction endothéliale et les lésions.

Protocol

Déclaration d’éthique :

REMARQUE : Tous les réactifs, dispositifs et logiciels utilisés dans ce protocole sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Fabrication de puces microfluidiques

1. Utilisez un logiciel de conception assistée par ordinateur (CAO) pour concevoir la structure de la puce microfluidique (Largeur x L x H = 2 mm x 30 mm x 0,1 mm, Figure 1A) et fabriquer le moule maître SU-8 via une entreprise commerciale.
2. Mélangez l’agent de durcissement PDMS et le prépolymère à un ratio de 10:1 en poids dans un gobelet propre et remuez vigoureusement manuellement pendant 5 minutes.
3. Placez le récipient dans une chambre à vide sous -0,08 MPa pendant au moins 15 minutes pour éliminer les bulles d’air piégées pendant le mélange.
   REMARQUE : Pour accélérer l’élimination des bulles et éviter le débordement, ventilez temporairement la chambre à la pression atmosphérique pour faire éclater les grosses bulles, puis réappliquez immédiatement le vide. Répétez ce cycle d’évacuation 2 à 3 fois jusqu’à ce que le mélange en vrac devienne complètement transparent et exempt de bulles macroscopiques.
4. Verser le PDMS sur la plaquette placée dans une boîte de Petri en verre.
5. Dégazer le PDMS a versé sur la plaquette dans un dessiccateur pendant 15 minutes supplémentaires pour éliminer les éventuelles bulles qui auraient pu se former lors de la coulée.
   REMARQUE : Si des micro-bulles tenaces restent piégées près ou à l’intérieur des structures maîtresses du moule SU-8, soufflez-les doucement jusqu’au bord ou éclatez-les à l’aide d’un souffleur d’air manuel en caoutchouc. L’élimination complète des bulles d’air est cruciale pour éviter les défauts structurels dans les microcanaux.
6. Placez la boîte de Petri contenant de la moisissure et du polymère dans un four chaud réglé à 80 °C pendant 2 heures.
   ATTENTION : Utilisez des gants résistants à la chaleur lors de la manipulation de matériaux chauds
7. Décollez soigneusement la dalle de polymère solidifiée du moule maître à l’aide d’un scalpel.
8. Utilisez un outil perforateur à noyau (par exemple, 1,2 mm de diamètre) pour créer des orifices d’entrée et de sortie aux extrémités désignées des canaux sur la dalle polymère.
9. Nettoyez la barbe de verre et la face à motifs de la dalle polymère avec du ruban adhésif.
   POINT DE PAUSE : Les plaques de PDMS durcies et perforées peuvent être conservées dans un récipient propre (par exemple, une boîte de Petri scellée) à température ambiante pendant plusieurs semaines avant le traitement au plasma et la liaison.
10. Traitez à la fois la dalle polymère et la couche de verre avec un nettoyant plasma à 65W de puissance sous air ambiant pendant 60 s.
11. Alignez immédiatement la face du canal polymère sur le côté traité de la barbe de verre.
12. Appuyez doucement pour créer un canal microfluidique permanent et fermé.

2. Préparation et ensemencement des cellules endothéliales

1. Placez la puce microfluidique collée dans une bouteille en verre boronisé remplie d’eau déionisée et stérilisez en autoclavant à 121 °C et 15 psi pendant 20 minutes.
   REMARQUE : Immergez la puce dans l’eau lors de l’autoclavage pour égaliser la pression et éviter la déformation des microcanaux PDMS. Cela aide également à éliminer les bulles d’air piégées et prépare les canaux pour l’introduction ultérieure du liquide.
   POINT DE PAUSE : Les puces microfluidiques stérilisées peuvent être stockées en toute sécurité dans la bouteille en verre scellée à température ambiante pendant plusieurs semaines jusqu’à ce qu’elles soient nécessaires à l’ensemencement des cellules.
2. Placez la puce stérilisée dans un plat de culture de 60 mm rempli d’un mélange 1:1 de solution tampon phosphate (PBS) et du Médium Eagle Modifié (DMEM) de Dulbecco à faible taux de glucose.
3. Introduisez 100 μg·^mL-1 de fibronectine dans le canal à l’aide d’une seringue de 1 mL et incubez à 37 °C pendant 4 heures.
   REMARQUE : Assurez-vous que la puce microfluidique est placée en dessous du niveau liquide. Connectez le tuyau adaptateur à l’aiguille de la seringue, remplissez le tuyau de liquide et insérez-le en dessous du niveau liquide, connectez l’entrée puis injectez pour éviter l’entrée de bulles.
4. Ajoutez 24,5 mM de D-mannitol à un faible taux de glucose DMEM (5,5 mM de glucose) pour augmenter la pression osmotique. Ajouter 5 mM de D-glucose à un taux élevé de DMEM (25 mM de glucose) à un taux final de 30 mM de glucose. Préparez un milieu de culture glycémique (NG) normal et un milieu de culture à glucose élevé (HG) complétés respectivement avec 20 % de sérum fœtal bovin (FBS), 1 % de pénicilline/streptomycine (P/S).
5. Chauffer 1× PBS, trypsine, NG et milieu de culture HG dans un bain-marie à 37 °C. Prélever les cellules endothéliales des veines ombilicales humaines (HUVEC) de la boîte de culture à 90 % de confluence. Détacher les cellules à l’aide d’une solution de Trypsine-EDTA à 0,25 % et incuber à 37 °C pendant 30 secondes. Comptez les cellules prélevées et ajustez la concentration à 1 x 10⁶ cellules/mL dans un milieu NG et un milieu HG, respectivement.
6. Injecter 100 μL de la suspension cellulaire dans le port d’entrée d’une puce microfluidique à l’aide d’une seringue de 1 mL, en utilisant un milieu NG pour le groupe témoin et un milieu HG pour le groupe expérimental. Placez les puces microfluidiques dans un incubateur humidifié à 37 °C avec 5 % de_CO2 pendant 48 heures.
   REMARQUE : Laissez les cellules adhérer pendant au moins 4 heures avant un traitement supplémentaire. Alternez manuellement les deux milieux de culture toutes les 2 heures pour stimuler l’hyperglycémie oscillatoire pendant la phase de culture statique. Maintenez les cellules à 5,5 mM de glucose toute la nuit pour imiter la situation in vivo (Figure 1B).

3. Installation de stimulation dynamique

1. Remplissez deux réservoirs de 100 mL avec des milieux de culture NG et HG, respectivement, et connectez-les aux canaux correspondants du système de contrôle de pression programmable.
2. Reliez les réservoirs, la vanne magnétique à deux positions à trois voies, et la puce microfluidique à l’aide de tubes en silicone.
3. Utilisez des connecteurs en acier inoxydable inclinés à 90° de diamètre de 1,3 mm pour fixer les ports d’entrée et de sortie de la puce PDMS au tuyau.
   REMARQUE : Stérilisez préalablement les réservoirs de 100 mL, les tubes en silicone et les connecteurs en acier inoxydable dans un autoclave haute pression et haute température.
4. Calculez le débit (Q) nécessaire pour atteindre le PSS cible (τ). On utilise la formule τ = (6μQ)/(wh²), où μ la viscosité, w est la largeur du canal, et h est la hauteur du canal.
5. Fixez un PSS physiologique cible (τ = 10 ± 2 dyn·^cm-2, 1 Hz), qui correspond à un débit calculé de 200 ± 40 μL·^min-1.
6. Programmez la pompe à air programmable pour générer une fonction d’onde sinusoïdale afin de maintenir le PSS. Programmer le contrôleur de valve pour changer de canal toutes les 5 minutes afin de générer une oscillation de glucose en ondes carrées pendant la stimulation dynamique.
7. Démarrez le système de pompe programmable pour fournir l’OG et le PSS combinés pendant un total de 30 minutes.

4. Micro-PIV pour la vérification du champ d’écoulement

1. Préparez les milieux NG et HG contenant une concentration volumique de 0,05 % de microparticules fluorescentes (1 μm). Assurez-vous que les particules sont uniformément dispersées et exemptes d’agrégation.
2. Placez une puce microfluidique propre et sans cellules (identique à celle utilisée dans les expériences cellulaires) sur la scène du microscope à fluorescence inversée.
3. Connectez tous les composants du système (Figure 1C).
   1. Connectez la source de pression au régulateur de pression.
   2. Connectez le contrôleur de pression au contrôleur de valve, qui est relié à l’ordinateur pour le contrôle automatisé des formes d’onde de pression.
   3. Reliez les sorties du régulateur de pression aux réservoirs HG et NG via des conduites de tuyauterie séparées.
   4. Connectez les deux réservoirs à la valve de pression 3/2, qui alterne entre les médias HG et NG selon le protocole oscillatoire de glucose programmé.
   5. Connectez la sortie de la vanne de pression 3/2 à l’entrée de la puce microfluidique via un tuyau.
   6. Connectez la sortie de la puce microfluidique au réservoir de déchets.
   7. Placez la puce microfluidique sur la plateforme du microscope pour l’imagerie des cellules vivantes tout au long de l’expérience.
      REMARQUE : Assurez-vous que toutes les connexions de tuyau sont bien sécurisées et exemptes de fuites avant d’initier le débit.
4. Déclenchez la caméra à grande vitesse (fonctionnant à 15 Hz en mode double image) une fois le flux stable pour capturer des paires d’images séquentielles des microparticules en mouvement. Réglez le délai précis (Δt) entre les deux trames de chaque paire à 80 μs.
5. Capturez des images pour la région d’intérêt (ROI) au sein du canal. Sélectionnez le ROI au centre de la section du canal droit (Figure 2A), à égale distance de l’entrée et de la sortie, pour éviter les effets finaux et garantir des mesures de débit représentatives.
6. Traitez les paires d’images acquises à l’aide d’un logiciel d’analyse PIV. Utilisez un algorithme adaptatif de corrélation croisée multi-passage, en commençant par une zone d’interrogation initiale de 64 × 64 pixels et en affinant jusqu’à une zone finale de 16 × 16 pixels avec une taille de pas de grille de 8 × 8 pixels, afin de déterminer le vecteur de déplacement (Δx) des particules entre les deux images.
7. Calculez le vecteur de vitesse (v) pour chaque zone d’interrogatoire en utilisant la formule v = Δx / Δt.

5. Acquisition de données

REMARQUE : Quantifier la viabilité et la fonction cellulaires à l’aide du kit Calcéine-AM/iodure de propidium (PI) et de la sonde fluorescente de stress oxydatif de cellules vivantes afin de vérifier les dommages causés par les fluctuations du glucose et d’évaluer l’effet de la co-stimulation.

1. Viabilité cellulaire
   1. Préparez la solution de fonctionnement Calcein-AM/PI selon les instructions du fabricant au point d’arrivée expérimental.
      ATTENTION : Le PI est un mutagène connu et un cancérogène suspecté qui s’intercale dans l’ADN. Manipulez avec un soin extrême. Portez des gants et une poignée dans un espace de travail sûr désigné.
   2. Rincez la chaîne une fois avec PBS et introduisez la solution de travail Calcein-AM/PI dans la chaîne. Incubez l’appareil à 37 °C avec 5 % de_CO2 pendant 30 minutes dans le noir.
   3. Capturez immédiatement des images fluorescentes des cellules colorées à l’aide d’un microscope à fluorescence inversée équipé d’une lentille objective de 10×. Utilisez le filtre FITC (Vert) pour Calcein-AM et le filtre TRITC ou Rhodamine (Rouge) pour PI.
2. Mesurer les ROS intracellulaires
   1. Préparer la solution de travail fluorescente à contraintes oxydatives à cellules vives (voir Tableau des matériaux) à la concentration spécifiée par le fabricant (5 μM) dans PBS.
      ATTENTION : Les sondes fluorescentes et leurs solvants d’origine courants (tels que le DMSO) peuvent être toxiques et faciliter l’absorption de substances dangereuses par la peau. Portez des gants et une poignée dans un espace de travail sûr désigné.
   2. Rincer le canal trois fois avec du PBS et introduire la solution fluorescente fluorescente à contrainte oxydative à cellules vives dans le canal. Incubez la puce à 37 °C avec 5 % de CO2 pendant 30 minutes dans le noir.
   3. Rinçez le canal trois fois avec du PBS pour retirer la sonde non reliée. Capturez immédiatement des images fluorescentes à l’aide du filtre Far-Red (excitation 640 nm, émission 665 nm) à travers une lentille objective de 20×, en maintenant exactement les mêmes paramètres d’exposition pour tous les groupes.
      REMARQUE : Une intensité de fluorescence accrue indique des niveaux de ROS plus élevés.

6. Analyse des données

POINT DE PAUSE : Une fois toutes les images fluorescentes brutes et les images de caméra à grande vitesse acquises et enregistrées en toute sécurité sur un disque dur, le traitement d’image, l’analyse quantitative et les comparaisons statistiques peuvent être mis en pause et effectués ultérieurement.

1. Quantifier la viabilité cellulaire
   1. Ouvrez les images acquises Calcein-AM (vert) et PI (rouge) dans ImageJ (voir Tableau des matériaux). Ajustez manuellement le seuil pour chaque canal afin de distinguer les signaux fluorescents de l’arrière-plan. Utilisez la fonction compteur de cellules pour compter les cellules fluorescentes, ajustant la taille minimale des cellules selon la taille observée, et comptez le nombre de cellules vivantes (N_vivantes) et mortes (N_mortes) dans plusieurs champs de vision.
      REMARQUE : N_Live fait référence au nombre de cellules vertes (positif à la Calcéine-AM), N_Dead désigne le nombre de globules rouges positifs à la PI.
   2. Calculez le pourcentage de cellules vivantes (N_vivantes / (N_vivantes + N_mortes) x 100 %) pour chaque condition expérimentale à l’aide d’un logiciel de tableur. Calculez la moyenne et l’écart-type sur plusieurs champs de vision à l’aide d’un logiciel d’analyse statistique pour la comparaison entre groupes.
2. Quantifier les ROS intracellulaires
   1. Glisser l’image de votre choix dans ImageJ. Régler l’échelle en calibrant la taille des pixels à l’aide des métadonnées du microscope (ou d’une grille de référence connue) : Analyser | Fixez l’échelle.
   2. Supprimez un signal de fond uniforme non spécifique de toute l’image en utilisant la fonction de soustraction de fond : Process | Soustraire le contexte.
   3. Ajustez manuellement le curseur de seuil en segmentant et définissez le signal ROS intracellulaire : Image | Ajuster | Seuil. Une fois le seuil fixé, utilisez Analyser | Définissez les mesures pour choisir la valeur de la surface et la valeur moyenne du gris. Fixer la taille minimale de la cellule selon la taille observée et mesurer l’intensité moyenne du signal segmenté au sein du ROI de la monocouche : Analyser | Analysez les particules.
   4. Rapportez le niveau ROS pour chaque condition expérimentale comme la moyenne des valeurs mesurées (par exemple, l’intensité moyenne) dérivées d’au moins trois champs de vue sélectionnés au hasard par puce.
3. Réalisation de comparaisons statistiques
   1. Saisissez les résultats quantitatifs (pourcentage de viabilité et intensité moyenne ROS) dans un logiciel d’analyse de données et de graphiques (voir Tableau des matériaux).
   2. Déterminer la signification statistique en comparant les groupes expérimentaux avec le groupe témoin à l’aide d’une analyse bidirectionnelle de la variance (ANOVA) suivie du test post-hoc de Tukey, avec un niveau de signification p = 0,05. Utilisez le logiciel pour effectuer l’analyse et générez des graphiques avec des barres d’erreur représentant l’écart-type (SD).

Results

Validation micro-PIV du champ d’écoulement dans le canal microfluidique
La figure 1D offre un aperçu de la plateforme microfluidique utilisée pour étudier les réponses endothéliales à la stimulation métabolique et mécanique couplée. Le système intègre une puce microfluidique PDMS à canal droit avec un module de contrôle de flux à pression alimenté, permettant l’application de la condition OG ainsi que du PSS physiologique. Une stratégie ...

Discussion

Le système microfluidique décrit ici offre une plateforme robuste et physiologiquement pertinente pour étudier les effets intégrés de l’OG et du PSS sur la fonction des cellules endothéliales. L’avantage principal de cette méthode réside dans sa capacité à contrôler et à découpler précisément les stimuli mécaniques et biochimiques au sein d’un microenvironnement défini. Contrairement aux cultures statiques conventionnelles qui ne disposent pas de forces hémodynamiques ou aux modèles anim...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
0,25 % Trypsin-EDTA	NEST Biotechnology Co., Ltd.	211052	Dissociation cellulaire
Seringue de 1 mL	Shanghai Zhengbang Medical Science Co., Ltd.	1mL	Injecter un fluide
Plaques de culture de 60 mm	NEST Biotechnology Co., Ltd.	705001	Culture cellulaire
Connecteur en acier inoxydable à 90°	Luoyang Mayer Trading Co.,Ltd.	1,3 mm	Dispositif d'étanchéité de l'adaptateur
Logiciel AutoCAD	Autodesk	RRID:SCR_014981	Logiciel de conception assistée par ordinateur
Bouteille en verre boré	Hunan Aidete Scientific Instruments Co., Ltd.	Double-pass 100mL	réservoir
Kit Calcein-AM/PI	Beyotime	byt-c2015	Coloration
Incubateur cellulaire	ESCO	Esco CelMate	Culture cellulaire
CellROX Deep Red	Invitrogen	C10422	Coloration
D-glucose	Sigma Aldrich	47249	Glucose
D-mannitol	Macklin	M813423	Équilibrer la pression osmotique
DynamicStudio	Dantec Dynamics	V8.6	Logiciel d'analyse PIV
Sérum bovin foetal (FBS)	Gibco	14190-094	Milieu
Fibronectine	Sigma Aldrich	F-2006	Adhésion cellulaire
Microparticules fluorescentes	Thermo Scientific	G0100	Micro-PIV
Lamelle de verre	Citotest Scientific Co.,Ltd.	#1	Puce microfluidique
DMEM à haute teneur en glucose	Solarbio	12100	Milieu
Caméra à grande vitesse	Dantec Dynamics	FlowSense EO	Micro-PIV
ImageJ	NIH	RRID:SCR_003070	Logiciel de traitement d'images
Microscope à fluorescence inversé	Olympus	IX73	Viabilité cellulaire
Microscope à fluorescence inversé	Olympus	IX83	Observation et acquisition
DMEM à faible teneur en glucose	Solarbio	31600	Milieu
Origin	OriginLab	RRID:SCR_014212	Logiciel d'analyse de données et de création de graphiques
PDMS	Dow lnc.	184	Puce microfluidique
Pénicilline/streptomycine (P/S)	NEST Biotechnology Co., Ltd.	211092	Milieu
Tampon phosphate (PBS)	NEST Biotechnology Co., Ltd.	211031	Culture cellulaire
Nettoyeur de plasma	Jiarun Wanfeng Technology Co., Ltd.	PC-6D	Puce microfluidique
Système de contrôle de pression programmable	Elvesys	OB1 MK4	Contrôle du débit
Tube en silicone	Nanjing Runze Fluid Control Equipment Co., Ltd.	96410	1mm*3mm
Gabarit SU-8	Boao Biology Group Co. Ltd.	N/A	Puce microfluidique
Contrôleur de vanne	Elvesys	MUX Wire V3	Contrôle du débit