Toutes les procédures expérimentales menées dans la présente étude ont été réalisées conformément au Guide pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire des National Institutes of Health et ont été approuvées par le Comité institutionnel de soins aux animaux et d'utilisation (Numéro d'approbation : IACUC-2023-0156).
Animaux
Des rats femelles Sprague-Dawley (n = 24, âgés de 6 semaines, poids corporel de 180 à 200 g) ont été obtenus auprès du centre des animaux de laboratoire de l'institution affiliée et élevés dans des conditions environnementales contrôlées (température de 22 ± 2°C, humidité de 50 ± 10 %, cycle lumière/obscurité de 12 heures) avec un accès ad libitum à une nourriture standard pour rongeurs et à de l'eau purifiée. Après une période d'acclimatation d'une semaine, les animaux ont été répartis aléatoirement en trois groupes expérimentaux (n = 8 par groupe) : contrôle, modèle de SOPK et traitement par ZeLan. La taille de l'échantillon a été déterminée d'après des études antérieures portant sur les modifications du microbiote intestinal chez les modèles de SOPK, une analyse de puissance indiquant que 8 animaux par groupe permettraient d'obtenir une puissance de 80 % pour détecter une différence d'un facteur 1,5 dans les indices de diversité alpha à α = 0,05.
Établissement du modèle de SOPK et protocole de traitement
Le modèle de SOPK a été établi à l'aide d'un protocole bien validé, impliquant une injection sous-cutanée de déhydroépiandrostérone (DHEA ; Sigma-Aldrich, États-Unis) dissoute dans de l'huile de sésame au niveau de la région dorsale du cou, à une dose de 6 mg/100 g de poids corporel, administrée quotidiennement pendant 21 jours consécutifs. Les animaux témoins ont reçu des volumes équivalents d'huile de sésame servant de véhicule. La durée totale de l'expérience comprenait 7 jours d'acclimatation, 21 jours d'induction du modèle et 28 jours d'intervention, avec un prélèvement final au jour 56 du protocole, incluant la période d'acclimatation (Figure 1). L'extrait de ZeLan a été préparé à partir de la plante authentifiée Lycopus lucidus Turcz. par extraction aqueuse et a été standardisé pour contenir au moins 2,5 % de flavonoïdes totaux, mesurés par chromatographie liquide à haute performance, ce qui a constitué le critère de contrôle qualité chimique de l'extrait botanique. À partir de la fin de l'induction du modèle par le DHEA, les rats du groupe ZeLan ont reçu par gavage oral l'extrait de ZeLan à une dose de 200 mg/kg de poids corporel, administré quotidiennement pendant 28 jours consécutifs, tandis que les groupes Témoin et Modèle ont reçu des volumes équivalents d'eau distillée. La dose de 200 mg/kg a été choisie comme dose pharmacologique exploratoire, sur la base d'expériences antérieures d'utilisation d'extraits botaniques chez l'animal et de considérations préliminaires de tolérabilité ; une évaluation formelle de la relation dose-réponse n'a pas été incluse dans la présente étude. Le poids corporel a été enregistré hebdomadairement tout au long de la période expérimentale. Dans cette conception expérimentale, la réussite de l'établissement du modèle de SOPK a été évaluée à l'aide du protocole d'induction par le DHEA, combiné aux phénotypes endocriniens et métaboliques finaux, incluant le poids corporel, la testostérone sérique, le rapport LH/FSH et l'insuline à jeun. L'examen histopathologique ovarien, le décompte des follicules, la quantification des corps jaunes et le suivi en série du cycle œstral n'ont pas été inclus comme critères de confirmation du modèle, et l'interprétation du dysfonctionnement ovarien s'est donc appuyée sur des paramètres endocriniens et métaboliques, plutôt que sur une évaluation directe au niveau tissulaire.
Prélèvement et traitement des échantillons
Des échantillons (sérum et fèces) ont été prélevés chez les trois groupes (n = 8 par groupe) en vue d'analyses biochimiques, de microbiote et de métabolomique ultérieures. Les prélèvements terminaux ont été effectués le matin après un jeûne nocturne afin de réduire les variations liées au rythme circadien et à l'alimentation. Les échantillons sanguins ont été collectés de l'aorte abdominale sous anesthésie et centrifugés à 3 000 × g pendant 15 minutes à 4 °C pour obtenir le sérum, qui a été aliquoté et stocké à -80 °C jusqu'à l'analyse des hormones et de la métabolomique. Des échantillons fécaux frais ont été prélevés directement du caecum en conditions aseptiques dans des cryotubes stériles, maintenus sur de la glace sèche pendant le transfert, congelés instantanément dans l'azote liquide dans les 10 minutes suivant le prélèvement, puis stockés à -80 °C jusqu'au séquençage du gène ARNr 16S.
Mesures hormonales sériques
Les concentrations sériques de testostérone, d'hormone lutéinisante (LH), d'hormone folliculo-stimulante (FSH) et d'insuline ont été quantifiées à l'aide de kits commerciaux de dosage immunoenzymatique (ELISA) (Cusabio Biotech, Wuhan, Chine), conformément aux instructions du fabricant. Le rapport LH/FSH a été calculé comme un indice composite du déséquilibre gonadotrope caractéristique du SOPK. Tous les échantillons ont été analysés en double, et les mesures dont les coefficients de variation en double étaient supérieurs à 15 % ont été répétées. Les coefficients de variation intra-essai et inter-essai devaient rester respectivement inférieurs à 10 % et 15 %. Les valeurs potentiellement aberrantes ont été vérifiées par rapport aux données d'origine et aux informations sur la performance des dosages, et aucune valeur n'a été exclue uniquement pour des raisons statistiques sans justification technique documentée.
Séquençage du gène ARNr 16S et analyse bioinformatique
L'ADN génomique bactérien total a été extrait à partir du contenu cæcal à l'aide du kit QIAamp DNA Stool Mini Kit (Qiagen, Allemagne), conformément au protocole du fabricant. La qualité et la quantité d'ADN ont été évaluées par spectrophotométrie NanoDrop et électrophorèse sur gel d'agarose, et les extraits d'ADN ont été stockés à -80 °C avant la construction des bibliothèques. Les régions hypervariables V3-V4 du gène ARNr 16S ont été amplifiées à l'aide des amorces universelles 338F (5'-ACTCCTACGGGAGGCAGCA-3') et 806R (5'-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3') munies de séquences adaptateurs Illumina. Les bibliothèques d'amplicons ont été construites, purifiées, quantifiées, regroupées à des concentrations équimolaires, puis séquencées sur la plateforme Illumina NovaSeq 6000 (Novogene, Pékin, Chine) en utilisant des lectures en lecture double de 250 pb.
Les lectures de séquençage brutes ont été traitées à l'aide du pipeline QIIME2 (version 2022.2). Les lectures en lecture bidirectionnelle ont été démultiplexées, assemblées, filtrées en qualité en utilisant un seuil de score Phred d'au moins 20, puis traitées avec DADA2 pour éliminer les séquences chimériques et générer des variants de séquence d'amplicon (ASV). La classification taxonomique a été réalisée à l'aide de la base de données de référence SILVA 138 en utilisant un classificateur naïf de Bayes. Les métriques de diversité alpha, incluant l'indice de Shannon, l'indice de Simpson et l'estimateur de Chao1, ont été calculées afin d'évaluer la diversité et la richesse intra-échantillon. Les résultats liés à la profondeur de séquençage, incluant les résumés de lectures, les tableaux d'abondance des ASV, la couverture de Good et les fichiers de courbes de raréfaction, ont été considérés comme faisant partie du jeu de données microbiomiques décrit dans la section Disponibilité des données. L'analyse linéaire discriminante de la taille de l'effet (LEfSe) a été utilisée pour identifier les taxons associés à la maladie dans la comparaison Contrôle versus Modèle, en utilisant un seuil de score LDA supérieur à 2,0 et une valeur P < 0,05 ; le rétablissement associé à ZeLan a été évalué en comparant le sens des variations d'abondance taxonomique dans le groupe ZeLan par rapport au groupe Modèle.
Analyse de métabolomique non ciblée
Le profilage métabolomique sérique a été réalisé à l'aide de la chromatographie liquide à ultra-haute performance couplée à un spectromètre de masse à quadrupôle et à temps de vol (UHPLC-Q-TOF-MS ; Agilent 1290 Infinity II/6550, USA). Des échantillons sériques (100 μL) ont été mélangés avec 400 μL de méthanol froid : acétonitrile (1:1, v/v) contenant des étalons internes, agités au vortex puis incubés à -20°C pendant 1 heure afin de précipiter les protéines. Après centrifugation à 14 000 × g pendant 15 minutes, les surnageants ont été séchés sous flux d'azote et reconstitués dans 100 μL d'acétonitrile : eau (1:1, v/v) pour l'analyse. La séparation chromatographique a été effectuée sur une colonne ACQUITY UPLC HSS T3 (2,1 × 100 mm, 1,8 μm) maintenue à 40°C, en utilisant de l'eau contenant 0,1 % d'acide formique comme phase mobile A et de l'acétonitrile contenant 0,1 % d'acide formique comme phase mobile B, à un débit de 0,30 mL/min. Un programme en gradient augmentant la phase organique de 5 % à 95 %, suivi d'un lavage de la colonne et d'une rééquilibration, a été utilisé pour la séparation des métabolites. Les données de spectrométrie de masse ont été acquises en modes d'ionisation électrospray positif et négatif, avec une plage de balayage de m/z 50–1200 ; les paramètres de la source comprenaient une tension de capillaire de 3,5 kV, un débit de gaz de séchage de 10 L/min, une température de gaz de séchage de 325°C, une pression de nébulisation de 35 psi et une tension de fragmenteur de 120 V.
Les fichiers de données brutes ont été convertis au format mzXML et traités à l'aide du package XCMS dans R pour la détection des pics, l'alignement des temps de rétention et l'intégration des aires de pics. Des échantillons de contrôle de qualité, préparés en mélangeant des aliquotes égales de tous les extraits sériques, ont été insérés tout au long de la séquence analytique afin de surveiller la stabilité de l'instrument. Les caractéristiques présentant un taux élevé de valeurs manquantes ou une reproductibilité instable dans les contrôles de qualité ont été éliminées avant la modélisation statistique. L'identification des métabolites a été réalisée en comparant la masse exacte, le temps de rétention et les profils de fragmentation en spectrométrie de masse tandem (MS/MS) avec ceux de la base de données Human Metabolome Database (HMDB), de METLIN et de bibliothèques spectrales internes. Des analyses statistiques multivariées ont été effectuées à l'aide de MetaboAnalyst 5.0. Les caractéristiques métabolomiques conservées pour le rapport final ont été priorisées selon un critère combiné intégrant la contribution discriminante multivariée, la direction du changement d'abondance et les preuves statistiques ; les valeurs P ont été ajustées selon la méthode de Benjamini-Hochberg afin de tenir compte des tests multiples. Le tableau complet annoté, contenant 52 caractéristiques métabolomiques, est fourni en Tableau supplémentaire 1. Une analyse d'enrichissement des voies métaboliques a été réalisée à l'aide de la base de données Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG).
Analyse statistique
Toutes les analyses statistiques ont été réalisées à l'aide du logiciel SPSS version 26.0 (IBM Corporation, Armonk, NY, USA) et du logiciel R (version 4.2.1). Les données continues ont été exprimées en moyenne ± écart type (ET) et leur normalité a été évaluée à l'aide du test de Shapiro-Wilk avant les tests inférentiels. Pour les données normalement distribuées, une analyse de variance à un facteur (ANOVA) suivie du test post hoc de Tukey a été utilisée pour les comparaisons entre plusieurs groupes ; pour les données non normalement distribuées, le test de Kruskal-Wallis avec le test post hoc de Dunn a été appliqué. Les corrélations entre les taxons microbiens intestinaux et les métabolites sériques ont été évaluées à l'aide du coefficient de corrélation de rang de Spearman et visualisées sous forme de cartes thermiques regroupées hiérarchiquement. Les valeurs P des corrélations ont été ajustées pour les tests multiples selon la méthode de taux de faux découvertes de Benjamini-Hochberg, et seules les corrélations dont le sens était cohérent et qui étaient statistiquement significatives ont été interprétées. Une valeur P bilatérale < 0,05 a été considérée comme statistiquement significative, sauf indication d'un seuil de valeur P ajustée.