Augmentation standardisée de la vessie iléale pour entérocystoplastie chez les rats via laparotomie médiane

Résumé

Ce protocole décrit un modèle standardisé d’entérocystoplastie de rat utilisant une plaque illéale pédiculée, vascularisée et détubulée, avec une déviation urinaire temporairement externalisée via un tube canulaire pour obtenir une augmentation reproductible de la vessie.

Résumé

L’augmentation de la vessie utilisant des segments intestinaux reste une procédure reconstructive fondamentale pour les patients ayant une vessie faible ou peu complaisante lorsque les traitements conservateurs échouent. Malgré sa pertinence clinique, les progrès expérimentaux et les études approfondies sont limités par l’absence de protocoles standardisés et reproductibles qui modélisent de manière fiable les principes chirurgicaux dans un cadre préclinique contrôlé. Ici, nous présentons un protocole d’entérocystoplastie étape par étape du rat qui utilise un patch iléal vascularisé et détubulé comme lambeau pédiculé pour augmenter la vessie native. La procédure comprend une laparotomie médiane, une exposition contrôlée, la stabilisation de la vessie avec des sutures de maintien, une déviation urinaire via un tube de canule extériorisé Foley, l’isolement d’un court segment iléal avec un pédicule mésentérique intact, la détubularisation et l’anastomose sans tension avec la paroi de la vessie. L’accent est mis sur le maintien de la perfusion mésentérique, la prévention de la torsion pédiculaire, l’assurance de sutures étanches et la sécurisation de la permanence du cathéter, qui sont essentiels au succès des procédures et à la reproductibilité. Une validation intraopératoire représentative par imagerie hyperspectrale (HSI) chez huit rats non survivants a démontré une oxygénation tissulaire préservée et une perfusion du segment intestinal après des étapes chirurgicales clés, soutenant la viabilité tissulaire à la fin de cette procédure. Ainsi, ce protocole fournit une approche expérimentale standardisée pour la mise en œuvre chirurgicale reproductible de l’entérocystoplastie chez le rat. Les applications potentielles en aval du modèle incluent l’étude des altérations métaboliques et électrolytiques, la susceptibilité aux infections, la production de mucus et l’induction de dysplasie ou de malignité, et restent à aborder dans les futures recherches de survie.

Introduction

Une fonction physiologique de la vessie urinaire est fondamentale pour maintenir une haute qualité de vie, car un stockage et une miction efficaces de l’urine sont essentiels à la continence, au bien-être social et à la santé globale. Les troubles affectant la fonction de la vessie peuvent entraîner une morbidité importante, notamment l’incontinence urinaire, des infections récurrentes, une insuffisance rénale et un impact négatif profond sur la vie quotidienne.

Les pathologies congénitales et acquises de la vessie peuvent entraîner une altération fonctionnelle significative, nécessitant souvent une intervention chirurgicale lorsque les traitements conservateurs et pharmacologiques s’avèrent insuffisants. Des anomalies congénitales telles que les valves urétrales^{postérieures 1}, l’exstrophie de la vessie et cloacale, et l’épispadie ^2,3 sont fréquemment associées à des vessies de faible capacité et peu complaisantes, augmentant ainsi le risque de détérioration des voies urinaires supérieures. De même, des affections neurologiques, notamment la myélodysplasie⁴, la sclérose^{en plaques 5} et la lésion de^{la moelle épinière 6}, entraînent souvent un dysfonctionnement neurogène de la vessie, altissant à la fois les mécanismes de stockage et de vidange. De plus, des étiologies infectieuses telles que la^{tuberculose 7} et la schistosomiase⁸ peuvent induire une fibrose de la paroi vessicale, réduisant la compliance et prédisposant à des complications secondaires. Dans les cas réfractaires, l’augmentation de la vessie sert de stratégie efficace pour améliorer la capacité de stockage, réduire la pression intravésicale et préserver la fonction rénale, améliorant ainsi la qualité de vie et atténuant les complications à long terme.

Selon les recommandations de l’American Urological Association (AUA) sur la vessie hyperactive, l’augmentation de la vessie (entérocystoplastie) est indiquée pour les patients présentant une capacité vessiale diminuée, une mauvaise compliance ou une suractivité du detruseur réfractaire à la prise en charge^{conservatrice 9}. Initialement décrite par Tizzoni et Foggi en 1888 à l’aide d’un modèle canin¹⁰, puis adaptée à l’usage humain par von Mikulicz en 1899-11, l’entérocystoplastie reste l’approche chirurgicale standard pour réduire les pressions de stockage urinaire et atténuer les risques de lésions rénales et d’incontinence associés à diverses dysfonctions de la vessie, notamment la vessie neurogène, l’exstrophie de la vessie et les valves urétrales ^{postérieures 12. 13}.

La technique conventionnelle d’entérocystoplastie consiste à bivaler la vessie dans le plan coronal ou sagittal jusqu’au trigon, suivie de l’incorporation d’un segment intestinal^{détubulé 12}. L’iléon est le segment intestinal le plus fréquemment utilisé, généralement prélevé à 25-40 cm proximal de la valve iléocécale^. Lorsque l’iléon est inadapté, le côlon sigmoïde sert de¹² alternatives préférées.

Bien que cette procédure offre une durabilité à long terme et un taux élevé de satisfaction des^{patients 14}, l’introduction de tissu gastro-intestinal dans les voies urinaires présente des inconvénients notables, notamment des troubles métaboliques, la formation de calculs urinaires et un risque accru de^{malignité 15, 16, 17}.

Compte tenu de ces complications potentielles, il est crucial de mener des études contrôlées pour explorer les mécanismes sous-jacents, affiner les techniques chirurgicales et évaluer des matériaux alternatifs d’augmentation. Un modèle de rongeurs offre un environnement structuré et reproductible pour étudier ces aspects, permettant aux chercheurs d’analyser les adaptations métaboliques après augmentation, y compris l’équilibre acide-basique et les perturbations électrolytiques. De plus, il permet d’examiner le remodelage du tissu vessial au fil du temps, fournissant un aperçu de la fibrose, de la régénération urothéliale et de l’intégration des segments augmentés. De plus, compte tenu du risque accru de malignité associé à l’entérocystoplastie, un modèle de rongeur offre la possibilité d’étudier les changements histopathologiques au fil du temps et d’identifier les marqueurs précoces de la carcinogenèse. Il est important de noter qu’un tel modèle facilite également la recherche sur les applications de l’ingénierie des biomatériaux et des tissus, ouvrant potentiellement la voie à des matériaux d’augmentation alternatifs présentant des risques cancérigènes et immunogènes^{plus faibles 12}.

Bien que des modèles expérimentaux d’augmentation de vessie chez les rongeurs et d’autres espèces aient été rapportés, un protocole standardisé et directement comparable étape par étape pour l’entérocystoplastie iléale chez les rats via laparotomie médiane fait défaut. Des études antérieures sur des rats ont établi la cystoplastie d’augmentation classique comme modèle expérimental et ont décrit des variantes telles que l’entérocystoplastie séromusculaire et assistée par^laser 18,19,20. Des travaux ultérieurs ont porté sur des modifications histopathologiques et bactériologiques à long terme, le développement tumoral, la physiologie du transport et les résultats fonctionnels, tandis que d’autres modifications reconstructives telles que la transplantation partielle de la vessie et le remplacement photodynamique de la muqueuse intestinale par de l’urothélium ont également été^explorées 21,22,23,24,25,26,27 . Pris ensemble, ces études montrent que les modèles d’augmentation chez les rats existent, mais hétérogènes dans leur portée et se concentrent principalement sur la faisabilité, les séquelles biologiques, la physiologie ou des modifications reconstructives^spécifiques 18,19,20,21,22,23,24,25,26,27 . Par conséquent, l’objectif de ce travail est de présenter un guide procédural détaillé pour réaliser une entérocystoplastie standardisée via laparotomie médiane chez les rats. Le protocole a été établi dans un cadre non lié à la survie. Les applications nécessitant une observation à long terme sont plausibles, mais pourraient nécessiter une adaptation de ce protocole à un cadre d’étude de survie avec récupération postopératoire et suivi longitudinal. Cela peut inclure l’évaluation des résultats fonctionnels, des mécanismes de défaillance postopératoire, la régénération des tissus au fil du temps ou l’intégration en ingénierie tissulaire.

Le modèle actuel a été conçu pour reproduire les principes techniques clés de l’entérocystoplastie clinique dans un environnement contrôlé chez le rat tout en restant réalisable pour une mise en œuvre expérimentale standardisée. Un patch iléal détubularisé a été choisi car la détubularisation réduit la contractilité intrinsèque de l’intestin et reflète mieux le principe reconstructeur couramment utilisé en augmentation clinique. L’utilisation d’un segment pédiculaire et vascularisé permet la préservation de la perfusion mésentérique et permet une évaluation directe de la viabilité tissulaire pendant et après la préparation de la greffe. Une déviation urinaire externalisée via un tube de Foley canulaire a été intégrée pour assurer un drainage contrôlé de la vessie pendant la procédure et faciliter une évaluation intraopératoire standardisée du segment reconstruit.

Protocole

Toutes les procédures animales décrites dans ce document ont été réalisées dans des établissements accrédités et ont reçu l’approbation du comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) du Conseil régional du Bade-Wurtemberg à Karlsruhe, Allemagne (35-9185.81/G-62/23). Les animaux expérimentaux ont été manipulés conformément aux protocoles institutionnels et à la législation allemande régissant le bien-être animal, ainsi qu’aux directives établies par le Conseil de la Communauté européenne (2010/63/UE) et aux directives ARRIVE. Des rats mâles de Sprague-Dawley (n = 8), âgés de 8 à 12 semaines et pesant 400 g, obtenus auprès de Janvier Labs, ont été utilisés après une période d’acclimatation d’une semaine.

1. Anesthésie et analgésie

1. Induire l’anesthésie en plaçant l’animal dans une chambre d’induction et en utilisant de l’isoflurane à 4 vol % dilué dans 100 % d’oxygène à un débit de 5 L/min.
2. Pour l’anesthésie dissociative, l’analgésie et la sédation, administrez une injection sous-cutanée de 100 mg/kg de kétamine (solution à 10 % ; équivalente à 0,35 mL pour 400 g de poids corporel) et 4 mg/kg de xylazine (dilution 1:10 de solution à 2 % ; équivalente à 0,75 mL pour 400 g)28,29,30,31 après perte du réflexe de redressement. Administrez tous les agents anesthésiques et analgésiques sur une base de mg/kg de poids corporel.
   REMARQUE : Tous les volumes d’injection indiqués sont des exemples approximatifs pour des rats d’un poids corporel de 400 g et doivent être calculés individuellement pour chaque animal.
3. Confirmez la profondeur de l’analgésique en ne présentant pas de réponse ferme de pincement à l’orteil à l’aide de pinces et appliquez une pommade cornéenne pour prévenir la dessiccation cornéenne.
4. Obtenir une quantité supplémentaire d’analgésie par une injection sous-cutanée de 5 mg/kg de carprofène (dilution 1:10 de la solution à 5 % ; équivalente à 0,35 mL pour 400 g).
5. Maintenir la narcose avec de l’isoflurane supplémentaire via un masque facial néonatal, selon les besoins tout au long de l’opération.
6. Effectuer une gestion de température intraopératoire en plaçant l’animal sur une bouillotte réglée à 40°C. De plus, placez une sonde de température rectale, mais ce n’est pas obligatoire.
7. Assurer un soutien fluide périopératoire et postopératoire par injection sous-cutanée de solution isotonique à 37 °C de 25 mL/kg par heure (soit 10 mL pour 400 g), répartie en injections toutes les 20 minutes. Cela doit inclure une injection finale après fermeture abdominale, calculée pour la narcose restante attendue de généralement 30 minutes.

2. Site d’exploitation et préparation des instruments

1. Préparez la table de nettoyage avec des instruments et des matériaux, notamment :
   Pinces de préparation atraumatique
   Pinces d’overholt émoussées
   Ciseaux de préparation
   Suture monofilament 6-0 à double bras non résorbible
   Suture 4-0 en polyfilament résorbiable rapide à bras simple
   Un cathéter de calibre 20 comme cathéter de Foley improvisé
   Cotonne-coton humidifié
   Prélèvements de gaze
   Solution isotonique de chlorure de sodium
2. Montez l’animal sur l’appareil d’exposition chirurgicale aux rongeurs comme décrit dans les publications^{précédentes 30,31}. Rasez la zone d’accès abdominale et stérilisez-la en effectuant des triples frottements alternés avec des précipitations antiseptiques à base d’éthanol à 70 % et d’antiseptiques à base d’iode povidone ou de chlorhexidine, en travaillant en cercles concentriques depuis le site de l’incision vers l’extérieur. Répétez trois fois.
3. Couvrez l’animal de rideaux stériles et laissez uniquement le champ chirurgical exposé.

3. Accès chirurgical via laparotomie médiane

1. Effectuer une laparotomie abdominale médiane d’environ 5 cm à l’aide de ciseaux fins et inciser longitudinalement la ligne alba dans la ligne médiane pour accéder à la cavité péritonéale.
2. Utilisez des crochets de préparation et des compresses humides pour rétracter la paroi abdominale et exposer la cavité péritonéale.

4. Identification et préparation de l’intestin grêle et de la vessie urinaire (Figure 1)

1. Identifiez l’intestin grêle et mobilisez doucement une boucle à l’aide de pinces de préparation atraumatique et de cotons-tigeons humidifiés (Figure 1A.1).
2. Approchez la boucle de l’intestin grêle à la vessie pour identifier un emplacement approprié
3. segment de l’intestin grêle d’environ 12 mm de long pour l’augmentation (Figure 1A.2). Il s’agit du premier ancle intestinal mécaniquement adapté d’au moins 2 cm proximal à la jonction iléocécale.
4. Mobiliser la vessie urinaire en disséquant le tissu conjonctif environnant à l’aide de ciseaux de préparation (Figure 1B).
5. Placez les points de suture à base aux positions 3, 6, 9 et 12 heures sur la paroi de la vessie à l’aide de sutures monofilament 4-0 non résorbibles à bras unique (Figure 1C.1–1C.5).
6. Saisir le dôme de la vessie avec des pinces atraumatiques et créer un défaut transverse d’environ 4 mm entre les points de suture de maintien à l’aide de ciseaux disséqueurs (Figure 1D.1–1D.2).
7. Remplacez les 4 points de suture à base pour inclure le bord de coupe : tirez séquentiellement chaque suture à travers. Une suture à la fois, guidez l’aiguille autour de la marge de l’incision, prenez une morsure du côté luminal directement au bord, puis sortez par la couche sérosmusculaire adjacente pour boucler, rétracter et exposer la marge (Figure 1E.1–1E.6).

5. Placement et fixation du tube de la canule Foley pour une déviation urinaire externe (Figure 1)

1. Insérez la canule intraveineuse (G20) à travers la lumière de la vessie et faites-la avancer du côté intraluminal à travers la paroi abdominale vers l’extérieur (Figure 1F.1–1F.3).
2. Retirer la canule métallique du tube tout en stabilisant la canule avec une pince comme cathéter de Foley improvisé (Figure 1F.4–1F.5).
3. Pour fixer le tube de Foley canulaire à la peau, faites passer une suture monofilament 4-0 non résorbable à travers la lumière du tube et ancranz-la avec une marge de sécurité suffisante depuis l’ouverture externe afin de minimiser le risque de délogement ultérieur (Figure 1G.1–1G.6).
4. Rincez le tube de la canule Foley avec du sérum physiologique pour confirmer la perpétuité, en utilisant le tube d’une seconde canule intraveineuse d’une taille supérieure (par exemple, G18) que la canule initiale (Figure 1G.1–1G.9).
5. Suture le tube de la canule en Foley par voie intravésisée à la paroi de la vessie à l’aide d’une suture polyfilament 4-0 réabsorbable rapidement, en maintenant une marge de sécurité depuis le moyeu du tube de la canule afin de réduire le risque de délogement accidentel (Figure 1H.1–1H.4).
6. Saisir le moyeu du tube de la canule avec des pinces et détacher-le du tube à l’aide de ciseaux (Figure 1H.5–1H.7).
7. Placez le tube de Foley de la canule dans la vessie (Figure 1H.8–1H.9).

Figure 1 : Préparation de l’intestin grêle et de la vessie avec pose d’un tube de canule de dérivation urinaire externalisée Foley. (A) Identification et approximation de l’intestin grêle et de la vessie (A.1–A.2). (B) Mobilisation de la vessie par dissection du péritoine (B.1–B.4). (C) Pose des points de suture de maintien au niveau du dôme de la vessie (C.1–C.5). (D) Dissection de la paroi de la vessie (cystotomie) (D.1–D.2). (E) Remplacement des points de suture de maintien (E.1–E.6). (F) Placement de la canule pour une déviation urinaire externe via la cystotomie (F.1–F.5). (G) Fixation du segment externe du tube de la canule au niveau de la paroi abdominale (G.1–G.9). (H) Fixation et pose finale intravésicale de la pointe du tube de la canule (H.1–H.9). (I) Illustration schématique résumant la préparation décrite et le placement du tube de canule en tant que Foley. La ligne pointillée épaisse représente l’intestin grêle. La fine ligne pointillée représente la vessie. Des carrés noirs représentent la section d’image agrandie sur la photo suivante. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

6. Isolement du segment de l’intestin grêle (Figure 2)

1. Placez la boucle de l’intestin grêle sur un écouvillon stérile, évaluez sa mobilité vers la vessie urinaire, puis sélectionnez un segment approprié d’environ 12 mm de longueur (Figure 2A.1–2A.4).
2. Transectez le segment intestin sélectionné à partir de l’intestin restant tout en préservant son apport sanguin mésentérique et maintenez une orientation correcte pour éviter une torsion ultérieure du pédicule vasculaire (Figure 2B.1–1B.4).
3. Exprimez doucement le contenu luminal résiduel des deux extrémités intestinaux tranchées à l’aide d’un coton-tige (Figure 2C.1–2C.6).
4. Réfléchissez les deux membres adjacents de la boucle intestinale grêle vers le haut afin que seul le segment sélectionné reste sur le prélèvement de gaze (Figure 2D–2E).

Figure 2 : Identification et isolement d’un segment de l’intestin grêle pour l’augmentation de la vessie. (A) Mobilisation et identification d’un segment de l’intestin grêle adapté à l’augmentation de la vessie (A.1–A.4). (B) Transection du segment de l’intestin grêle sélectionné à partir de la boucle intestinale restante (B.1–B.4). (C) Évacuation des contenus luminaux résiduels (C.1–C.4). (D) Séparation et positionnement des extrémités buccale et aborale de la boucle restante de l’intestin grêle. (E) Segment isolé de l’intestin grêle préparé pour une augmentation ultérieure. (F) Illustration schématique résumant la sélection et l’isolement des segments. La ligne pointillée épaisse représente le segment isolé de l’intestin grêle. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

7. Préparation du segment intestinal et de l’augmentation de la vessie (Figure 3)

1. Ouvrir le segment isolé de l’intestin le long de la bordure antimesentérique à l’aide de ciseaux, créant ainsi une zone détubulée d’environ 12 mm × 8 mm (Figure 3A.1–3A.3).
2. Retirez les angles nouvellement formés du greffon (Figure 3B.1–3B.3).
3. Procéder à l’anastomose du segment de l’intestin grêle en utilisant une suture monofilament 6-0 à double bras. À la position de 12 heures, faire passer l’aiguille à travers la paroi de la vessie du côté extraluminique vers l’intraluminal (Figure 3C.1–3C.2).
4. Faites passer l’aiguille par le coin inférieur droit du segment de l’intestin grêle, du côté intraluminal vers l’extraluminique. Assurez-vous que la suture à double bras est tirée jusqu’à environ son point médian, car cela définit le point d’ancrage supérieur (Figure 3C.3–3C.4).
5. Serrez la suture pour approcher la greffe intestinale de la vessie, ce qui entraîne une rotation du segment d’environ 45° dans le sens antihoraire. Nouez le nœud du côté extraluminique (Figure 3D.1–3D.2) et faites passer la deuxième aiguille autour du mésentère du segment de l’intestin pour permettre la suture circonférentielle de la greffe des deux côtés (Figure 3E.1).
6. Commencez l’anastomose circonférentielle du patch d’augmentation de vessie : suturez séquentiellement le segment intestinal dans le défaut de la vessie en utilisant une morsure extérieure-intérieure au bord de la vessie, suivie d’une morsure de l’intérieur vers l’extérieur à travers le segment de l’intestin, puis procédez au point suivant.
7. Relâcher séquentiellement les points de suture de maintien (Figure 3E.1–3E.15). Utilisez des morsures légèrement plus grandes pour la plaque de l’intestin grêle que pour la vessie ; Cependant, il est prévu qu’il y ait beaucoup plus de longueur à couvrir sur la plaque, afin que l’excès de longueur de l’intestin grêle non suturé subsiste.
8. Après avoir terminé la fermeture circonférentielle du défaut de vessie, attachez une extrémité de la suture. À l’aide de la suture restante, fermez la portion libre résiduelle du segment intestinal de façon conique (« en forme de capuchon pointu ») et nouez la suture (Figure 3F.1–3F.6).
9. Ramenez la vessie à sa position anatomique et repositionnez l’intestin, en veillant à ce que l’intestin ne soit pas tordu (Figure 3G.1–3G.2).

Figure 3 : Construction de la plaque de l’intestin grêle et de l’anastomose d’augmentation circonférentielle de la vessie. (A) Dissection et préparation du segment de l’intestin grêle (préparation du greffon) (A.1–A.3). (B) Excision des bords d’angle du greffon (B.1–B.3). (C) Initiation de l’anastomose en plaçant le point d’ancrage entre la greffe et l’ouverture de la vessie (C.1–C.4). (D) Fixation du point d’ancrage pour aligner les marges du greffon et de la cystotomie (D.1–D.2). (E) Anastomose circonférentielle de la plaque d’augmentation de la vessie à la paroi de la vessie (E.1–E.15). (F) Fermeture du tissu restant du segment de l’intestin grêle dans une configuration conique à capuchon pointu (F.1–F.6). (G) Repositionnement des organes à leur position anatomique (G.1–G.2). (H) Illustration schématique résumant la préparation des greffons et l’anastomose d’augmentation de la vessie. La ligne pointillée épaisse représente le segment de l’intestin grêle. La fine ligne pointillée représente l’ouverture de la paroi de la vessie. La flèche blanche représente l’aiguille. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

8. Anastomose de l’intestin grêle de bout en bout (Figure 4)

1. Utilisez la suture monofilament 6-0 à double bras non résorbable, coupée en deux pour l’anastomose. Faites passer l’aiguille par la bordure antimesentérique des deux extrémités intestinales. Ne serrez pas encore le nœud, mais utilisez une technique de parachute en plaçant une pince sur le segment de suture entre les extrémités intestinales pour préserver la visualisation (Figure 4A.3–4A.6).
2. Placez une suture à travers la bordure mésentérique des deux extrémités intestinales et clampez de manière similaire (Figure 4A.7–4A.10).
3. Placez deux points de suture à travers la paroi antérieure des deux extrémités de l’intestin grêle pour faciliter la fermeture ultérieure, et fixez les extrémités de la suture avec des pinces (Figure 4B.1–4B.4).
4. Réfléchissez les deux extrémités intestinales vers le haut afin d’exposer la paroi postérieure de l’intestin grêle. De manière analogue à la paroi antérieure, placez deux points de suture à travers la paroi postérieure et fixez les extrémités de la suture avec des pinces (Figure 4C.1–4C.4).
5. Une fois toutes les sutures posées, attachez séquentiellement les six points de suture (Figure 4D.1–4D.6).
6. Fermer le défaut mésentérique avec 2 à 3 sutures 4-0 en polyfilament résorbable rapide et interrompu pour éviter une hernie ultérieure (Figure 4F.1–4F.8).

Figure 4 : Anastomose intestinale grêle de bout en bout et fermeture des défauts mésentériques. (A) Pose des points d’alignement aux bords antimesentérique et mésentérique (A.1–A.10). (B) Pose de deux points d’approximation à paroi antérieure (B.1–B.4). (C) Exposition de la paroi postérieure et pose de deux points d’approximation de la paroi postérieure (C.1–C.4). (D) Ligotage séquentiel des six points de suture pour compléter l’anastomose (D.1–D.6). (E) Anastomose élargie d’un bout à l’autre (E.1–E.2). (F) Fermeture du défaut mésentérique avec des sutures interrompues pour prévenir une hernie interne (F.1–F.8). (G) Illustration schématique de l’anastomose de l’intestin grêle de bout en bout. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

9. Étapes terminales et considérations

1. Fermez la paroi abdominale de manière multicouche dans des conditions stériles, conformément aux protocoles^{précédemment publiés 29, 30, 31}.
2. Pour les interventions non liées à la survie ou l’interruption programmée après un suivi, euthanasiez les animaux sous anesthésie profonde par cardiectomie brusque, luxation cervicale ou décapitation guillotine.
3. Si nécessaire, exciser la vessie pour une évaluation anatomique ultérieure (par exemple, évaluation du site d’augmentation de la vessie et de l’anastomose intestin-vessie), des analyses biomoléculaires ou des images histopathologiques.
4. À cette fin, retirer la vessie augmentée en bloc par une dissection progressive soigneuse sous visualisation directe, avec un léger relâchement des adhérences environnantes, l’identification de la vessie native, de la plaque intestinale augmentée et des bordures anastomotiques, suivie d’une transection de la sortie distale de la vessie et des attaches mésentériques ou intestins adjacentes selon les besoins, tout en évitant la compression ou la déformation de l’échantillon pour préserver l’architecture tissulaire en vue d’analyses ultérieures.

Résultats

Pour confirmer la viabilité tissulaire après ce protocole, l’oxygénation et la perfusion tissulaires ont été évaluées sur huit rats (Tableau 1). Avant l’entérocystoplastie, l’imagerie hyperspectrale (HSI) de l’intestin grêle était réalisée pour visualiser la saturation en oxygène des tissus (StO₂) et la perfusion (NIR) (Figure 5A.1). En tant que témoin négatif, l’hypoperfusion maximale a été induite par le clampage de l’aorte (Figure 5A.2).<...

Discussion

Ce travail fournit un protocole chirurgical reproductible pour l’entérocystoplastie chez le rat utilisant une laparotomie médiane, une canulation extracorporelle et l’incorporation d’un segment iléal détubulé. La technique suit les principes décrits par Tizzoni et Foggi pour l’augmentation de la vessie et les adapte à un modèle de rongeur en combinant anesthésie précise, préparation aseptique, canulation extériorisée pour la dérivation urinaire et prélèvement d’un patch vascularisé de l’...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Atraumatic preparation forceps	Aesculap	FB395R	DE BAKEY ATRAUMATA atraumatic forceps, straight
Blunt overholt clamps	Aesculap	BJ012R	BABY-MIXTER preparation and ligature clamp, bent, 180 mm
Cannula tube foley for flusing and diversion	Mdk Mart	23-CA-CD-UL-CD	Cannula G18 (only the tube is used to flush the diversion cannula)
Carprofen	cp pharma	115	Carprofen 0,5% (5% with 50 mg/mL diluted 1:10) (Carprosol)
Cotton whool swabs	Amazon	ASIN: B0FPDB8ZGS	Non-sterile cotton whool swabs (autoclave for survival experiments)
Fast resorbable polyfilament 4-0 sutures	COVIDIEN	SV-494	Single-armed polyfilament surgical suture from resorbable polyglactin with one P-13 needle
Fixation rods	legefirm	‎500343896	Tuning forks used as y-shaped metal fixation rods
Foley catheter	B. Braun	4242010-02	20 Gauge 50 mm Introcan Safety 2 Catheter as diversion cannula
Gauze swabs	Medrull	ASIN: B09164D1JG	Sterile gauze swabs
Heating pad	Royal Gardineer	IP67	Royal Gardineer Heating Pad Size S, 20 Watt
Hyperspectral imaging camera system	Diaspective Vision	TIVITA Tissue Halogen	HSI system for validation
Isoflurane	Piramal Critical Care	PZN / EAN 09714675 / 4150097146757	100% isoflurane 250 mL
Isoflurane vaporizer	UNO ROESTVASTSTAAL BV	180000002	Isoflurane vaporizer
Isotonic sodium chloride solution	B. Braun	ASIN: B007PZJOQ4	0,9% sodium chloride solution
Ketamine	cp pharma	1202	Ketamine 10% (100 mg/mL)
Metal cannula	BD (Beckton, Dickinson)	301300	BD Microlance 3 cannula 20 Gauge as preparation hooks
Neontal face mask	asia connection	ME03016-0	Neontal face mask size #0 for neonate
Non-resorbable monofilament 4-0 sutures	COVIDIEN	SP-670	Single-armed monofilament surgical suture from non-resorbable poly-propylene with one C-16 needle
Non-resorbable monofilament 6-0 sutures	COVIDIEN	VP-733-X	Double-armed monofilament surgical suture from non-resorbable poly-propylene with two CV-22 needles
Ophthalmic ointment	Bayer Vital GmbH	1578681	5% dexpanthenol
Plastic perfusor tube	M. Schilling GmbH	S702NC150	Connecting tube COEX 150 cm
Preparation scissors	Aesculap	BC177R	JAMESON preparation scissors, bent, fine model, blunt/blunt, 150 mm (6")
Rat induction chamber	wpiinc	EZ-1785	Induction chamber for narcosis
Steel plate	Maschinenbau Feld GmbH	C010206	Galvanized sheet plate, 40 x 50 cm, thickness 4.0 mm
Xylazine	cp pharma	1206	Xylazine 0,2% (2% with 20 mg/mL diluted 1:10) (Xylavet)