Une série de dérivés d’acétamide à base de triazole et d’oxadiazol a été synthétisée et évaluée comme inhibiteurs de l’uréase et de la α-glucosidase. Le composé 8c a montré la plus forte inhibition de l’uréase, tandis que 9e a surpassé l’acarbose face à la α-glucosidase. Les études de liaison BSA et in silico ont soutenu leurs propriétés similaires à celles des médicaments, identifiant les deux composés comme des candidats prometteurs comme des plombs.
Article de recherche
Synthèse, évaluation biologique et études en silice des nouveaux acétamides à base de triazole et d’oxadiazole en tant qu’inhibiteurs de l’uréase et de la α-glucosidase
Dans cet article
Résumé
Résumé
Cette étude a étudié le potentiel thérapeutique des nouveaux dérivés d’acétamide à base de 1,2,4-triazole et 1,3,4-oxadiazole comme inhibiteurs à double cible de l’uréase et de la α-glucosidase, deux enzymes impliquées respectivement dans les troubles gastro-intestinaux et le diabète de type 2. Une approche intégrée combinant synthèse organique en plusieurs étapes, évaluation biologique in vitro , docking moléculaire, prédiction ADME in silico et analyse de la théorie de la fonction de la densité (DFT) a été employée pour identifier des composés principaux puissants aux propriétés pharmacocinétiques favorables. À partir de l’acide benzoïque, une série de dérivés de 1,2,4-triazole (8a–c) et de dérivés de 1,3,4-oxadiazole (9d–f) portant des moitiés substitutives d’acétamide ont été synthétisés avec succès. Tous les composés ont montré une activité inhibitrice contre les deux enzymes cibles. Le composé 8c était l’inhibiteur de l’urase le plus puissant (IC₅₀ = 6,14 ± 1,06 μM), tandis que le composé 9e montrait l’inhibition la plus forte de la α-glucosidase (IC₅₀ = 27,29 ± 0,41 μM), dépassant l’inhibiteur de référence acarbose (IC₅₀ = 38,25 ± 0,12 μM). Des analyses computationnelles ont confirmé les résultats expérimentaux : les prédictions de l’ADME ont indiqué des propriétés favorables similaires aux médicaments, et le docking moléculaire a démontré de fortes interactions de liaison, le composé 8a présentant la plus grande affinité pour la α-glucosidase (−7,165 kcal/mol) et le composé 9e la liaison la plus forte à l’urase (−7,30 kcal/mol). Les calculs DFT ont également corrélé l’activité biologique aux propriétés électroniques, révélant des écarts d’énergie relativement faibles HOMO–LUMO pour les composés les plus actifs, 8c (0,14831 u.) et 9e (0,14302 u.). Collectivement, ces résultats identifient les composés 8c et 9e comme des bases prometteuses pour le développement d’inhibiteurs de nouvelle génération de l’uréase et de la α-glucosidase.
Introduction
Les hétérocycles ont déjà été rapportés dans de nombreux médicaments existants, et les hétérocycles représentent une classe importante d’inhibiteurs enzymatiques utilisés dans le traitement des maladies métaboliques etinfectieuses 1. Parmi les hétérocycles, les 1'3'4-oxadiazoles figurent parmi les échafaudages les plus étudiés dans la découverte de médicaments et ont été rapportés comme agents antiviraux « antibactériens », anticancéreux, hypotensieux, neuroprotecteurs, anticonvulsivants etantituberculeux 2, 3,4,5. De même, les dérivés 1'2'4-triazole ont également montré des activités anticonvulsivantes, antibactériennes, antivirales, antituberculaires, antidiabétiques, anti-inflammatoires, antiprolifératives, antipaludiques et inhibitrices de l’uréase 6,7. Les composés contenant de l’acétamide possèdent un profil pharmacologique fort et ont été utilisés comme intermédiaires synthétiques en chimie hétérocyclique, ainsi que comme antidiabétiques, anticoagulants et agents chimiosensibilisants, ce qui en fait des structures principales attractives pour la découverte de médicaments 8,9.
Des efforts importants ont été dirigés vers le développement d’inhibiteurs multicibles de la α-glucosidase et de l’uréase. L’inhibition de la α-glucosidase retarde la digestion des glucides et l’absorption du glucose, réduisant ainsi les niveaux de glucose sanguin postprandiaux chez les patients atteints de diabète sucré de type 2. Les inhibiteurs actuels tels que l’acarbose sont efficaces mais sont associés à des effets secondaires gastro-apaisants, ce qui crée un besoin d’inhibiteurs structurellementdiversifiés 10,11. L’urease décompose l’urée en ammoniac et en dioxyde de carbone. Cette réaction permet à la bactérie Helicobacter pylori', qui provoque des ulcères et rend l’hôte plus susceptible au cancer gastrique, de survivre dans l’estomac ; l’uréase est donc une cible importante dans le développement de médicaments anti-ulcères. A L’objectif thérapeutique est le développement de nouveaux inhibiteurs pour les deux enzymes 9,12.
Cependant, malgré les études disponibles sur les échafaudages de 1'2'4-triazole et 1'3'4-oxadiazole, très peu d’études ont été rapportées concernant les dérivés d’acétamide 1'2'4-triazole et 1'3'4-oxadiazole contenant une moitié thioéther en tant qu’inhibiteurs doubles de α-glucosidase et d’uréase13. Leur comportement de liaison aux protéines et leur caractérisation computationnelle ont également reçu une attention limitée dans ce contexte. En voici : Nous avons proposé que la fusion du triazole ou de l’oxadizole et des fragments d’acétamide substitués dans le même cadre moléculaire donnerait un profil enzymatique inhibiteur satisfaisant avec des propriétés physicochimiques acceptables.
Pour tester cette hypothèse, une série de dérivés d’acétamide à base de 1,2,4-triazole (8a–c) et de dérivés à base de 1,3,4-oxadiazole d’acétamide (9d–f) ont été synthétisés et évalués pour leur activité inhibitrice face à la α-glucosidase et à l’uréase. Les interactions de liaison des composés les plus actifs (8a, 8c et 9e) avec l’albumine sérique bovine (BSA) ont été étudiées à l’aide de spectroscopie de fluorescence, de détermination de la constante de liaison et d’analyse thermodynamique. De plus, des calculs de docking moléculaire, de prédiction ADME et de théorie de la fonction de la densité (DFT) ont été réalisés pour étudier leurs modes de liaison, leurs propriétés pharmacocinétiques et leurs caractéristiques électroniques.
Protocole
Tous les réactifs étaient de qualité analytique et utilisés sans purification supplémentaire. L’évolution de la réaction a été suivie par chromatographie en couche fine (TLC) sur gel de silice utilisant n-hexane/acétate d’éthyle (7:3–6:4, v/v), avec des taches visualisées sous lumière ultraviolette. Sauf indication contraire, toutes les réactions ont été effectuées dans l’atmosphère ambiante. Les composés synthétisés ont été caractérisés par la spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier (FTIR), la RMN à 1H et la RMN à 13C. Les spectres RMN de 1H et 13C ont été enregistrés en CDCl₃ à 600 MHz et 150 MHz respectivement, et des décalages chimiques ont été rapportés en ppm par rapport au signal résiduel de solvant. La voie synthétique est représentée à la Figure 1. Les données complètes de caractérisation physicochimique pour tous les composés synthétisés sont fournies dans le Fichier Supplémentaire 1.
Synthèse de l’éthylbenzoate (1)
L’acide benzzoïque (50 g, 0,41 mol) a été placé dans une fiole à fond rond de 500 mL, et de l’éthanol absolu (150 mL) a été ajouté. Un acide sulfurique concentré (6 mL) a été ajouté goutte à goutte comme catalyseur sous agitation magnétique continue. Le mélange de réaction était chauffé sous reflux à 78 °C pendant 4 à 6 heures à l’aide d’un condenseur refroidi par eau. Les progrès de la réaction ont été suivis par TLC. Une fois terminé, le mélange était refroidi à température ambiante et neutralisé avec du carbonate de sodium aqueux saturé jusqu’à ce que le pH atteigne 7–8. Le mélange de réaction était transféré dans un entonnoir séparateur, puis la couche organique était prélevée, lavée à l’eau distillée, puis séchée sur du sulfate de sodium anhydre. Après filtration, l’éthylbenzoate (1) a été utilisé directement à l’étape suivante sans purification supplémentaire (Figure 1).
Synthèse de benzohydrazide (2)
L’éthylbenzoate (1 ; 0,41 mol) était dissous dans de l’éthanol absolu (100 mL), et l’hydrazine hydrate (80 %, 25 mL, excès) était ajouté sous un brassage continu. Le mélange de réaction était chauffé sous reflux à 78 °C pendant 4 à 5 heures sous l’air à l’aide d’un condenseur refroidi à l’eau. Les progrès de la réaction ont été suivis par TLC. À l’achèvement, le précipité cristallin blanc de benzohydrazide (2) était collecté par filtration, lavé à l’éthanol froid, séché à un poids constant à température ambiante, puis utilisé lors des étapes synthétiques suivantes (Figure 1).
Synthèse du 5-phényl-1,3,4-oxadiazole-2-thiol (3)
La benzohydrazide (2 ; 10 g, 0,073 mol) et l’hydroxyde de potassium (4,12 g, 0,073 mol) ont été placés dans une fiole à fond rond de 250 mL contenant de l’éthanol (30 mL). Le mélange était chauffé sous reflux à 78 °C pendant 10 minutes à l’aide d’un condenseur refroidi par eau. Le disulfure de carbone (CS₂ ; 5 mL, 0,083 mol) a ensuite été ajouté, et le reflux a été poursuivi pendant 3 à 4 heures supplémentaires. Les progrès de la réaction ont été suivis par TLC. Une fois terminé, le mélange de réaction était transféré dans de l’eau distillée et chauffé avec un brassage continu. De l’acide chlorhydrique dilué a été ajouté goutte à goutte jusqu’à ce que le pH atteigne 5, entraînant la précipitation du composé (3) (Figure 1). Le précipité était collecté par filtration, soigneusement lavé à l’eau distillée froide, séché à un poids constant, puis pesé pour déterminer le rendement. Le composé a été caractérisé par spectroscopie FTIR, RMN à 1H et RMN à 13C.
Synthèse du 4,5-diphényl-4H-1,2,4-triazole-3-thiol (4)
La benzohydrazide (2 ; 5 g, 0,037 mol) et le phénylisothiocyanate (4 mL, 0,037 mol) ont été placés dans une fiole à fond rond de 100 mL équipée d’un condenseur refroidi à l’eau. Le mélange réactionnel a été chauffé sous reflux à 78 °C jusqu’à ce que la formation de l’intermédiaire thiosemicarbazide soit complète, comme le confirme le TLC utilisant n-hexane/acétate d’éthyle (7:3, v/v). L’hydroxyde de potassium (2 g, 0,036 mol), dissous dans de l’éthanol (20 mL), a ensuite été ajouté, et le reflux a été poursuivi jusqu’à la formation du composé (4), comme confirmé par TLC. Le mélange réactionnel était transféré dans de l’eau distillée, chauffé par un brassage continu, puis acidifié avec de l’acide chlorhydrique dilué à pH 5 pour précipiter le composé (4) (Figure 1). Le précipité a été collecté par filtration, lavé soigneusement à l’eau distillée froide, séché à poids constant, et caractérisé par spectroscopie FTIR, RMN 1H et RMN 13°C.
Synthèse des intermédiaires de bromoacétamide 7(a–f)
Chaque dérivé d’aniline substitué 5(a–f) (1 équiv.) était dissous dans du chloroforme et refroidi dans un bain de glace pour maintenir la température de réaction à 0–5 °C. Le bromure de bromoacétyle (6, ≥98 %, 1 équivalent) a été ajouté goutte à goutte avec un brassage continu. Pendant la réaction, une solution aqueuse de carbonate de sodium à 18 % a été ajoutée selon les besoins pour maintenir le pH de la réaction entre 9 et 10 en neutralisant l’acide bromique généré. Après l’ajout du bromure de bromoacétyle, le mélange réactionnel était laissé chauffer à température ambiante et remué jusqu’à ce que la TCP confirme la consommation complète du matériau de départ. Les intermédiaires obtenus de bromoacétamide 7(a–f) ont été collectés par filtration, lavés à l’eau distillée froide, séchés à un poids constant, puis utilisés directement lors de l’étape synthétique suivante sans purification supplémentaire (Figure 1).
Synthèse des dérivés d’acétamide à base de triazole 8(a–c)
Le dérivé de triazole (4 ; 0,5 g, 0,002 mol) a été dissous dans du N, N-diméthylformamide (10 mL) dans un flasque à fond rond de 50 mL. L’intermédiaire approprié de bromoacétamide (7a, 7b ou 7c ; 0,002 mol, 1 équiv.) a été ajouté en brassant continu, suivi de l’hydrure de sodium (0,05 g, 0,002 mol) pour favoriser l’alkylation S. Le mélange réactionnel a été remué à température ambiante pendant 24 à 48 heures, avec un suivi de la progression par TLC. Une fois terminé, le mélange réactionnel était versé dans de l’eau glacée pour induire des précipitations. Le précipité a été collecté par filtration, soigneusement lavé à l’eau froide, séché et caractérisé par spectroscopie FTIR, RMN 1H et RMN à 13°C (Figure 1).
Synthèse des dérivés d’acétamide à base d’oxadiazole 9(d–f)
Le dérivé d’oxadiazole (3 ; 0,5 g, 0,002 mol) a été dissous dans N, N-diméthylformamide (10 mL) dans une fiole à fond rond de 50 mL. L’intermédiaire correspondant à la bromoacétamide, 7d, 7e ou 7f (0,002 mol, 1 équiv.), a été ajouté, suivi de l’hydrure de sodium (0,05 g, 0,002 mol) pour faciliter la S-alkylation. Le mélange réactionnel a été brassé à température ambiante pendant 24 à 48 heures, avec un suivi de l’évolution par le TLC. Une fois terminé, le mélange était versé dans de l’eau glacée pour précipiter le produit. Le précipité a été collecté par filtration, soigneusement lavé à l’eau froide, séché et caractérisé par spectroscopie FTIR, RMN 1H et RMN à 13°C (Figure 1).
Essai d’inhibition de la α-glucosidase
L’activité inhibitrice de la α-glucosidase a été évaluée en mélangeant 50 μL de la solution d’échantillon test avec 100 μL de solution de α-glucosidase (0,35 U/mL) préparée dans un tampon phosphaté (pH 6,8). Le mélange réactionnel a été incubé à 37 °C pendant 10 minutes, puis 100 μL de 1,5 mM de p-nitrophényl-α-D-glucopyranoside a été ajouté comme substrat. Après une nouvelle incubation à 37 °C pendant 20 minutes, la réaction a été interrompue par l’ajout de 1 mL de carbonate de sodium de 1 M (Na₂CO₃). L’absorbance a été mesurée à 400nm 14. L’acarbose a été utilisé comme témoin positif. Le mélange de réaction sans le composé test servait de témoin négatif, tandis que le mélange de réaction sans enzyme était utilisé comme blanc.
Toutes les expériences ont été réalisées en triple exemplaire, et les résultats sont exprimés en moyenne ± écart-type (DS). Le pourcentage d’inhibition de l’activité de la α-glucosidase a été calculé à l’aide de l’équation suivante(1)14 :
(1)
où As représente l’absorption de la solution d’échantillon d’essai, Ab est l’absorption du réactif blanc (sans α-glucosidase), et A0 est l’absorbance du témoin négatif (sans l’échantillon). Les valeurs de l’IC50 ont été déterminées en testant des concentrations de composés allant de 3,125 à 100 μM. L’analyse de régression non linéaire a été réalisée à l’aide d’un logiciel de graphisation standard.
Essai d’inhibition de l’uréase
L’activité inhibitrice de l’uréase a été déterminée à l’aide d’une méthode modifiée de Berthelot. Le mélange réactionnel comprenait 300 μL de solution d’échantillon d’échantillon, 200 μL de solution d’urase de haricot jack, et 200 μL d’urée de 25 mM. Le mélange a été incubé dans un bain-marie à 37 °C pendant 30 minutes. Après l’incubation, 500 μL d’une solution colorante contenant 10 g/L de phénol et 50 g/L de nitroprusside de sodium, suivis de 500 μL d’une seconde solution contenant 5 % (v/v) d’hypochlorite de sodium et 5 g/L d’hydroxyde de sodium, ont été ajoutés. Le mélange réactionnel a ensuite été incubé pendant 15 à 30 minutes supplémentaires pour permettre le développement des couleurs.
L’absorption de la solution a été mesurée à 625 nm contre un réactifblanc 15. La thiourée était utilisée comme témoin positif, le mélange réactionnel sans le composé test comme témoin négatif, et le mélange sans l’enzyme uréase comme point négatif. Toutes les expériences ont été réalisées en triple exemplaire (n = 3), et les résultats sont exprimés en valeurs moyennes ± écart-type (S.D.). Le pourcentage d’inhibition a été calculé à l’aide de la formule mathématique suivante (2)15 :
(2)
où A0 est l’absorbance du témoin (sans inhibiteur) et A s est l’absorbance de l’échantillon test (avec inhibiteur). Des graphiques et des analyses de régression non linéaires pour déterminer les valeurs IC50 ont été réalisées à l’aide d’un logiciel standard de tracé de données.
Dosage de liaison BSA
Les interactions de liaison entre l’albumine sérique bovine (BSA) et les composés synthétisés ont été étudiées à l’aide de spectroscopie de trempe par fluorescence. Une solution de base BSA de 10 μM a été préparée dans un tampon phosphate de 20 mM (pH 7,4). Pour chaque expérience de titration, 1,0 mL de la solution de BSA était mélangée avec 2,0 mL de tampon phosphate dans une cuvette en quartz. La solution a été titrante par des ajouts successifs d’aliquotes de 5 μL du composé test (1,5 mM en méthanol). Les spectres d’émission de fluorescence ont été enregistrés sur la plage de longueurs d’onde de 300 à 400 nm après excitation à 295 nm, avec une émission maximale observée à environ 336 nm. Les mesures de fluorescence ont été effectuées à l’aide d’un spectrophotomètre à fluorescence équipé d’un logiciel standard d’acquisition de fluorescence, avec des largeurs de fente d’excitation et d’émission réglées respectivement à 10 nm et 2,5 nm. Pour déterminer les paramètres thermodynamiques de liaison, y compris l’énergie libre de Gibbs (ΔG), l’enthalpie (ΔH) et l’entropie (ΔS), les expériences de titration ont été répétées à 298, 308 et 313 K.
Pour étudier le mécanisme de trempe par fluorescence, les données expérimentales ont été analysées à l’aide de l’équation de Stern–Volmer (Équation 3)16 :
(3)
où F, 0 et F représentent respectivement les intensités de fluorescence de la BSA en l’absence et en présence du quencher, ; Kq est la constante de vitesse de trempe bimoléculaire ; τ0 est la durée de vie moyenne de la BSA en l’absence d’un quencher ; KSV est la constante de trempe de Stern-Volmer ; et [Q] est la concentration du quencher. La constante de liaison (Kb) et le nombre de sites de liaison (n) ont ensuite été déterminés en traçant le double logarithme selon l’équation (4)16 :
(4)
De plus, le changement standard d’énergie libre de Gibbs (ΔG°), le changement standard d’enthalpie (ΔH°) et le changement d’entropie standard (ΔS°) régissant l’interaction de liaison ont été calculés à l’aide des relations de Van’t Hoff et Gibbs-Helmholtz exprimées dans les équations (5) et (6)17 :
ΔG∘ = -RT ln Kb (5)
(6)
où R est la constante universelle du gaz et T est la température absolue en kelvin.
Amarrage moléculaire
Toutes les simulations de modélisation moléculaire et d’amarrage étaient réalisées à l’aide de la suite Schrödinger (interface Maestro), l’amarrage étant effectué via le module Glide. Les structures cristallines de la α-glucosidase (PDB ID : 5NN8) et de l’urase (PDB ID : 4H9M) ont été extraites de la base de données protéiques RCSB. Les structures protéiques ont été préparées à l’aide du Protein Preparation Wizard en retirant les ligands co-cristallisés, les molécules d’eau et les hétératomes non essentiels, en ajoutant des résidus et boucles manquants, en assignant les ordres de liaisons corrects et en ajoutant des atomes d’hydrogène polaire. La protonation et les états tautomériques ont été attribués au pH physiologique (7,0 ± 2,0) à l’aide du module Epik. Les structures protéiques préparées ont ensuite été soumises à une minimisation d’énergie contenue avec le champ de force OPLS pour soulager les affrontements stériques.
Les structures bidimensionnelles des composés 3, 4, 8(a–c) et 9(d–f), ainsi que les inhibiteurs de référence acarbose et thiourée, ont été préparées à l’aide du module LigPrep. Les ordres de liaison, la stéréochimie et les états d’ionisation au pH physiologique ont été optimisés, et les conformations tridimensionnelles des ligands résultantes ont été minimisées en énergie à l’aide du champ de force OPLS.
Les grilles réceptrices ont été générées à l’aide de l’outil de génération de grilles de récepteurs, les boîtes de grille étant centrées sur les ligands natifs cocristallisés pour définir les sites actifs. Les dimensions de la boîte de grille étaient fixées à 25 × 25 × 25 Å pour les deux protéines. La grille de l’urase était centrée sur x = −38,76, y = −44,14, et z = 66,88, tandis que la grille α-glucosidase était centrée sur x = 21,14, y = −7,56 et z = 24,37.
Les calculs d’amarrage ont été effectués en mode extra-précision (XP) de Glide avec échantillonnage flexible de ligands. Plusieurs poses de liaison ont été générées pour chaque ligand, et la pose avec le score de dockage Glide le plus bas a été sélectionnée pour une analyse plus approfondie. Le protocole d’amarrage a été validé en réaccostant les ligands cocristallisés à leurs grilles réceptrices respectives. Les valeurs de déviation moyenne quadratique (RMSD) de ≤2,0 Å ont confirmé la fiabilité et la reproductibilité du protocole d’amarrage.
Les conformations de liaison des complexes amarrés ont été visualisées à l’aide de PyMOL (version 3.1)18. Les interactions protéine-ligand, incluant les liaisons hydrogène, les contacts hydrophobes et les interactions électrostatiques, ont été analysées à l’aide du Discovery Studio Visualizer19.
Analyse de la théorie de la fonction de la densité (DFT)
Tous les calculs de la théorie de la fonction de la densité (DFT) ont été réalisés à l’aide de Gaussienne 09, et les géométries moléculaires optimisées ainsi que les orbitales de frontière ont été visualisées à l’aide de GaussView 5. Les dérivés synthétisés à base de triazole et d’oxadiazole, 8(a–c) et 9(d–f), ont été soumis à une optimisation géométrique en phase aqueuse en utilisant la fonctionnelle hybride à trois paramètres Lee–Yang–Parr (B3LYP) de Becke, en conjonction avec l’ensemble de base 6-311+G(d,p)20. Les effets des solvants ont été intégrés à l’aide du modèle du continuum polarisable de type conducteur (CPCM)21. Des calculs de fréquence vibratoire ont ensuite été effectués au même niveau théorique pour confirmer que toutes les structures optimisées correspondaient aux véritables minima locaux sur la surface d’énergie potentielle, comme l’indique l’absence de fréquences imaginaires.
Pour comprendre les transitions électroniques et la stabilité cinétique des composés synthétisés, les énergies de l’orbitale moléculaire la plus occupée (EHOMO) et de l’orbitale moléculaire inoccupée la plus basse (ELUMO) ont été calculées. L’écart d’énergie orbitale moléculaire frontière (ΔE = ELUMO - EHOMO) A ÉTÉ DÉTERMINÉ POUR CHAQUE DÉRIVÉE AFIN D’ÉVALUER SA RÉACTIVITÉ CHIMIQUE ET SA STABILITÉ CINÉTIQUE, UN ÉCART D’ÉNERGIE PLUS FAIBLE INDIQUANT UNE RÉACTIVITÉ PLUS ÉLEVÉE.
De plus, des descripteurs de réactivité chimique globale — y compris la dureté chimique (η), la douceur (S), le potentiel chimique (μ), l’électronégativité (X) et l’indice d’électrophilicité (w) — ont été calculés à partir des énergies orbitales frontières à l’aide des équations opérationnelles standardsuivantes 22 :
(7)
(8)
(9)
(10)
Les propriétés électroniques calculées et les descripteurs globaux ont été systématiquement comparés à travers la série afin d’établir des relations structure-activité (SAR) qui reflètent leurs profils observés de α-glucosidase et d’inhibiteurs de l’uréase.
De plus, des cartes de potentiel électrostatique moléculaire (MESP) ont été générées et visualisées à l’aide de VESTA pour cartographier la distribution de charge à travers les cadres moléculaires optimisés. Les surfaces MESP permettaient d’identifier les régions électrophiles (déficientes en électrons, favorisant l’attaque nucléophile) et nucléophiles (riches en électrons, favorisant l’attaque électrophile). Cette distribution du potentiel électrostatique a finalement été corrélée aux interactions spécifiques de liaison non covalente, telles que les liaisons hydrogène et les contacts électrostatiques, observées dans les simulations d’amarrage moléculaire.
Analyse ADME
Pour évaluer la ressemblance avec le médicament et les propriétés biopharmaceutiques des dérivés synthétisés à base de triazole et d’oxadiazole 8(a–c) et 9(d–f ), une analyse in silico de l’absorption, distribution, métabolisme et excrétion (ADME) a été réalisée. Les représentations simplifiées du système d’entrée moléculaire en entrée de lignes (SMILES) de tous les composés synthétisés, ainsi que des inhibiteurs de référence acarbose et thiourée, ont été générées à l’aide d’un logiciel de modélisation moléculaire et soumises au serveur webSwissADME 23.
Les paramètres physicochimiques calculés comprenaient le poids moléculaire (MW), la lipophilicité (logP), la surface polaire topologique (TPSA), le nombre de donneurs de liaisons hydrogène (HBD), le nombre d’accepteurs de liaisons hydrogène (HBA) et le nombre de liaisons rotatives (RB).
Les propriétés pharmacocinétiques ont été évaluées en prédisant l’absorption gastro-intestinale (GI) et la perméabilité de la barrière hémato-encéphalique (BBB). De plus, les composés ont été évalués pour leur conformité à la règle des cinq de Lipinski et à d’autres critères établis de ressemblance aux médicaments afin d’estimer leur biodisponibilité orale. Enfin, le score d’accessibilité synthétique (SA) a été calculé pour chaque composé sur une échelle allant de 1 (facile à synthétiser) à 10 (très difficile à synthétiser). Les profils ADME et de ressemblance des médicaments prédits des composés synthétisés ont été comparés à ceux des inhibiteurs de référence afin d’évaluer leur potentiel en tant que candidats principaux au développement de médicaments.
Résultats
Chimie et caractérisation des composés synthétisés
Les dérivés cibles à base de triazole et d’oxadizole à base d’acétatide ont été synthétisés selon la voie synthétique présentée à la Figure 1. Les composés désirés ont été obtenus avec des rendements bons à excellents (69 %–87 %) sous forme de solides cristallins blancs à jaunes. Leur pureté a été confirmée par la TCT, la détermination du point de fusion et des analyses spectroscopiques. Les spectres RMN représentatifs confirmant les groupes fonctionnels caractéristiques des composés synthétisés sont présentés à la Figure 2. Les spectres présentaient les bandes d’absorption attendues correspondant aux groupes fonctionnels amide carbonyle (C=O), N–H, C=N, C–S et aromatiques C–H, soutenant la synthèse réussie des dérivés cibles.
Les spectres RMN représentatifs de la H 1sont présentés à la Figure 3. Les spectres ont montré des résonances caractéristiques pour le proton amide NH, les protons aromatiques, le liant méthylène et les substituants méthyle, qui étaient cohérentes avec les structures proposées. Les spectres RMN représentatifs à 13°C sont présentés à la Figure 4. Les résonances carbones observées ont confirmé la présence de carbones carbonilés, aromatiques, méthylènes et hétérocycliques attendus pour les dérivés synthétisés. Les composés représentatifs comprenaient 8a (rendement de 87 %), 8c (rendement approximatif de 80 % à 85 %) et 9e (rendement de 69 %). Les données complètes de caractérisation physico-chimique et les spectres RMN pour tous les composés synthétisés sont fournis dans le Fichier Supplémentaire 1.
Inhibition de α-glucosidase
Les activités inhibitrices de la α-glucosidase des composés synthétisés sont résumées dans le Tableau 1. Tous les composés inhibaient la α-glucosidase à des degrés divers. Le composé 9e a présenté l’activité inhibitrice la plus élevée, avec une valeur IC50 de 27,29 ± 0,41 μM, suivie du composé 8a (33,15 ± 0,07 μM) et du composé 8c (40,93 ± 0,59 μM). Les composés 8b, 9d et 9f présentaient une inhibition relativement faible, avec des valeurs IC50 de 108,19 ± 0,18 μM, 108,10 ± 0,03 μM, et 94,44 ± 0,25 μM, respectivement. Le composé 9e présentait une puissance inhibitrice supérieure à celle de l’inhibiteur de référence acarbose (IC50 = 38,25 ± 0,12 μM), tandis que le composé 8a montrait une activité comparable. Les profils d’inhibition dépendants de la concentration sont présentés à la Figure 5.
Potentiel d’inhibition de l’urease
Les activités inhibitrices de l’uréase des composés synthétisés sont résumées dans le Tableau 1. Le composé 8c présentait la plus forte inhibition de l’uréase, avec une valeur IC50 de 6,14 ± 1,06 μM, suivie des composés 9e (8,14 ± 0,71 μM) et 8a (12,25 ± 0,42 μM). Ces composés ont démontré une activité inhibitrice plus importante que l’inhibiteur de référence, la thiourée (IC50 = 21,25 ± 0,15 μM). Les composés 8b, 9d et 9f étaient moins actifs, avec des valeurs IC50 allant de 82,15 à 103,05 μM. Les courbes d’inhibition correspondantes dépendantes de la concentration sont représentées à la Figure 5.
Liaison BSA
Les paramètres de trempe par fluorescence sont résumés dans le tableau 2. Pour les composés 8a et 9e, la constante de Stern–Volmer (Ksv) augmentait avec l’augmentation de la température, tandis que la constante de trempe (Kq) dépassait la limite maximale contrôlée par diffusion (2 ×10 10 M⁻1 s⁻1), indiquant un mécanisme mixte de trempe statique et dynamique. En revanche, le composé 8c présentait des valeurs Ksv décroissantes avec l’augmentation de la température, tout en maintenant des valeurs Kq au-dessus de la limite contrôlée par diffusion, indiquant une trempe principalement statique. L’analyse thermodynamique a montré des valeurs négatives de ΔH et ΔS pour le composé 8a, suggérant que les liaisons hydrogène et les interactions de van der Waals prédominaient lors de la liaison. Les valeurs positives de ΔH et ΔS obtenues pour les composés 8c et 9e ont indiqué que les interactions hydrophobes étaient la principale force motrice. L’analyse d’affinité de liaison réalisée à 298 K a montré que le composé 8a présentait la constante de liaison la plus élevée (Kb = 3,92 × 105 M⁻1), suivi par le composé 8c (1,54 × 104 M⁻1) et le composé 9e (6,78 × 101M⁻1). Les spectres de fluorescence et les graphiques de Stern–Volmer sont présentés dans les figures 6, 7, 8, 9, 10 et 11.
Analyse de l’amarrage
Les résultats du docking moléculaire sont résumés dans le tableau 3. Le protocole d’amarrage a été validé en réacmantissant les ligands co-cristallisés dans leurs sites de liaison respectifs, obtenant des valeurs RMSD ≤2,0 Å, confirmant ainsi la fiabilité du protocole d’amarrage (Figure supplémentaire 1).
Sur la base de l’activité biologique et des scores d’amarrage, les composés 8a, 8c et 9e ont été sélectionnés pour une analyse détaillée des interactions. Les poses d’amarrage représentatives au sein du site actif α-glucosidase sont présentées à la Figure 12A–D. Le composé 8a a affiché le score d’amarrage le plus élevé (−7,165 kcal/mol), suivi des composés 8c (−6,80 kcal/mol) et 9e. Ces composés établissaient des interactions hydrogène-liaison avec des résidus catalytiques clés, notamment D282, D404, D616, R600, S523 et H674.
Les poses d’amarrage représentatives à l’intérieur du site actif de l’urease sont illustrées à la figure 12E–H. Le composé 8c a établi des liaisons hydrogène avec A636, Q635 et R439, tandis que le composé 9e a formé un vaste réseau de liaisons hydrogène impliquant E493, D494, H593, R609 et A636. Le composé 8a a également démontré des interactions favorables avec les résidus du site catalytique. Dans l’ensemble, l’analyse d’amarrage a confirmé les résultats expérimentaux de l’inhibition.
Études sur la DFT
Les descripteurs quantique chimiques calculés sont résumés dans le tableau 4. Les distributions des orbitales moléculaires frontières et les cartes de potentiel électrostatique moléculaire des composés de référence sont présentées à la Figure 13, tandis que les analyses correspondantes pour les composés synthétisés sont présentées aux Figure 14 et 15.
Parmi les composés synthétisés, 9e présentait le plus petit écart d’énergie HOMO–LUMO (0,14302 u.a.), suivi de 8c (0,14831 a.u.) et 8a (0,15788 a.u.). Les cartes de potentiel électrostatique moléculaire ont identifié les régions riches et déficientes en électrons pouvant contribuer aux interactions intermoléculaires. Les descripteurs de réactivité globale calculés, incluant le potentiel d’ionisation, l’affinité électronique, l’électronégativité, le potentiel chimique, la dureté, la douceur et l’indice d’électrophilicité, sont listés dans le tableau 4. Les composés de la série 9 présentaient des lacunes HOMO–LUMO plus faibles et une électrophilicitie plus élevée que les dérivés correspondants de la série 8.
Analyse ADME
Les propriétés pharmacocinétiques prédites sont résumées dans le tableau 5. Tous les composés synthétisés satisfaisaient aux principaux critères de ressemblance avec un médicament. Les dérivés de la série 9 n’ont montré aucune violation de Lipinski, tandis que chaque composé de la série 8 en présentait une. Tous les composés étaient prédits comme ayant une forte absorption gastro-intestinale, aucune perméabilité de la barrière hémato-encéphalique, et des taux acceptables de donneurs et d’accepteurs de liaisons hydrogène. Les scores de biodisponibilité étaient constamment prédits à 0,55. Les scores d’accessibilité synthétique variaient de 5,70 à 6,39, indiquant une complexité synthétique modérée.
DISPONIBILITÉ DES DONNÉES :
Les ensembles de données et les supports générés lors de cette étude ont été déposés dans le dépôt Zenodo et sont disponibles publiquement à https://doi.org/10.5281/zenodo.21238952.
Figure 1 : Voie synthétique pour la préparation de dérivés d’acétamide à base de triazole et d’oxadiazole. Schéma de réaction illustrant la synthèse des composés intermédiaires et finaux 8(a–c) et 9(d–f). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.
Figure 2 : Spectres RMN du composé 8a. (A) spectreRMN 1 H du composé 8a. (B) spectre RMN 13C du composé 8a. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Spectres RMN du composé 8c. (A) 1H spectre RMN du composé 8c. (B) 13C spectre RMN du composé 8c. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Spectres RMN du composé 9e. (A) spectre RMN 1H du composé 9e. (B) spectre RMN 13C du composé 9e. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Activités inhibitrices des composés synthétisés contre la α-glucosidase et l’uréase. (A) Pourcentage d’inhibition de α-glucosidase et d’uréase par les composés 3, 4, 8(a–c) et 9(d–f) par rapport aux inhibiteurs de référence acarbose et thiourée, respectivement. (B) IC50 valeurs des mêmes composés contre α-glucosidase et uréase. Les données sont présentées en moyenne ± DE (n = 3). La signification statistique a été déterminée par rapport à l’inhibiteur de référence correspondant (p < 0,05, p < 0,01, p < 0,001, p < 0,0001 ; ns = non significatif). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.
Figure 6 : Analyse de la trempe par fluorescence de l’albumine sérique bovine (BSA) par le composé 8a. (A) Spectres d’émission de fluorescence de BSA (3,33 × 10⁻6 M) après addition incrémentale du composé 8a à 298 K. (B) Graphiques de Stern–Volmer obtenus à 298, 308 et 313 K. (C) Graphique double-logarithmique de log[(F− F)/F] versus log Q. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 7 : Analyse de trempe par fluorescence de l’albumine sérique bovine (BSA) par le composé 8b. (A) Spectres d’émission de fluorescence de BSA (3,33 × 10⁻6 M) suite à l’addition progressive du composé 8b à 298 K. (B) Graphiques de Stern–Volmer obtenus à 298, 308 et 313 K. (C) Graphique double-logarithmique de log[(F₀ − F)/F] versus log Q. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 8 : Analyse de la trempe par fluorescence de l’albumine sérique bovine (BSA) par le composé 8c. (A) Spectres d’émission de fluorescence de BSA (3,33 × 10⁻6 M) après addition incrémentale du composé 8c à 298 K. (B) Graphiques de Stern–Volmer obtenus à 298, 308 et 313 K. (C) Graphique double-logarithmique de log[(F₀ − F)/F] versus log Q. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 9 : Analyse de la trempe par fluorescence de l’albumine sérique bovine (BSA) par composé 9d. (A) Spectres d’émission de fluorescence de BSA (3,33 × 10⁻6 M) suite à l’ajout progressif du composé 9d à 298 K. (B) Graphiques de Stern–Volmer obtenus à 298, 308 et 313 K. (C) Graphique double-logarithmique de log[(F₀ − F)/F] versus log Q. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 10 : Analyse de trempe par fluorescence de l’albumine sérique bovine (BSA) par le composé 9e. (A) Spectres d’émission de fluorescence de BSA (3,33 × 10⁻6 M) après addition progressive du composé 9e à 298 K. (B) Graphiques de Stern–Volmer obtenus à 298, 308 et 313 K. (C) Graphique double-logarithmique de log[(F₀ − F)/F] versus log Q. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 11 : Analyse de la trempe par fluorescence de l’albumine sérique bovine (BSA) par le composé 9f. (A) Spectres d’émission de fluorescence de BSA (3,33 × 10⁻6 M) après addition incrémentale du composé 9f à 298 K. (B) Graphiques de Stern–Volmer obtenus à 298, 308 et 313 K. (C) Graphique double-logarithmique de log[(F₀ − F)/F] versus log Q. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 12 : Modes de liaison des inhibiteurs de référence et des composés synthétisés sélectionnés dans les sites actifs de la α-glucosidase et de l’uréase. (A) Position de liaison de l’acarbose dans le site actif α-glucosidase. (B) Pose de liaison du composé 8a. (C) Position de liaison du composé 8c. (D) Position de liaison du composé 9e. (E) Position de liaison de la thiourée dans le site actif de l’urase. (F) Pose de liaison du composé 8a. (G) Pose de liaison du composé 8c. (H) Pose de liaison du composé 9e. Les liaisons hydrogène sont représentées par des lignes jaunes pointillées. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.
Figure 13 : Orbitales moléculaires frontières et cartes du potentiel électrostatique moléculaire (MEP) des inhibiteurs de référence. (A) Acarbose. (B) Thiourée. Les surfaces de l’orbitale moléculaire occupée la plus haute (HOMO), de l’orbitale moléculaire inoccupée la plus basse (LUMO) et de la MEP sont montrées. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.
Figure 14 : Orbitales moléculaires frontières et cartes du potentiel électrostatique moléculaire (MEP) des dérivés triazoles. (A) Composé 8a. (B) Composé 8b. (C) Composé 8c. Les surfaces HOMO, LUMO et MEP sont montrées pour chaque composé. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.
Figure 15 : Orbitales moléculaires frontières et cartes du potentiel électrostatique moléculaire (MEP) des dérivés de l’oxadiazole. (A) Composé 9d. (B) Composé 9e. (C) Composé 9f. Les surfaces HOMO, LUMO et MEP sont montrées pour chaque composé. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.
| Codes | Urease | α-Glucosidase | ||
| Inhibition ( %) à 0,5 mM | IC50 (μM) | Inhibition ( %) à 0,5 mM | IC50 (μM) | |
| 3 | 67,54 ± 1,03 | 41,51 ± 0,01 | 63,09 ± 0,25 | 79,12 ± 0,43 |
| 4 | 62,51 ± 0,42 | 45,14 ± 0,14 | 65,26 ± 0,55 | 70,28 ± 0,42 |
| 8a | 95,22 ± 1,55 | 12.25 ± 0.42 | 95,01 ± 0,57 | 33.15±0.07 |
| 8b | 62,64 ± 1,01 | 82,15 ±1,48 | 38.02 ± 1.71 | 108,19 ± 0,18 |
| 8c | 99,39 ± 0,27 | 06.14 ± 1.06 | 90,51 ± 0,01 | 40,93 ± 0,59 |
| 9d | 47,51 ± 1,01 | 103,05 ± 0,54 | 39.08 ± 0.25 | 108,10 ± 0,03 |
| 9e | 98,57 ± 0,04 | 08.14 ± 0.71 | 91,55 ± 0,34 | 27,29 ± 0,41 |
| 9f | 58,07 ± 1,68 | 85,15 ± 0,12 | 43,15 ± 0,42 | 94,44 ± 0,25 |
| Thiourea | 96,24 ± 0,16 | 21,25 ± 0,15 | - | - |
| Acarbose | - | - | 92,23 ± 0,14 | 38,25 ± 0,12 |
Tableau 1 : Activités inhibitrices des composés synthétisés contre la α-glucosidase et l’uréase. Valeurs IC50 et inhibition en pourcentage des composés 8(a–c) et 9(d–f) comparés aux inhibiteurs de référence acarbose et thiourée. Les données sont présentées en moyenne ± DE (n = 3). Abréviations : IC50 = concentration inhibitrice demi-maximale ; SD = écart-type.
| Compound | 298K | 308K | 313K | ||||||
| N | Kb (M-1) | ΔG | ΔH | ΔS (J/mol. K) | N | Kb (M-1) | N | Kb (M-1) | |
| (kJ/mol) | (kJ/mol) | ||||||||
| 8a | 1.28 | 3,92 x105 | -32.55 | -218.28 | -623.24 | 1.12 | 6,49 x104 | 0.85 | 4,33 x103 |
| 8b | 1.31 | 6,49 x105 | -34.24 | -306.6 | -913.96 | 1.1 | 6,95 x104 | 0.66 | 1.07 x103 |
| 9d | 1.47 | 2,41 x106 | -36.32 | -204.1 | -563.01 | 1.17 | 1,44 x105 | 1.04 | 4,84 x104 |
| 9e | 0.62 | 6,78 x101 | -10.32 | 243.16 | 850.61 | 0.81 | 1,32 x103 | 0.91 | 7,93 x103 |
| 9f | 1.11 | 4,69 x104 | -26.35 | 178.13 | 686.21 | 1.26 | 2,99 x105 | 1.41 | 1,67 x106 |
| 8c | 0.91 | 1,54 x104 | -23.98 | 341.31 | 1225.82 | 1.36 | 1,53 x105 | 1.6 | 1.10 x107 |
Tableau 2 : Constantes de liaison et paramètres thermodynamiques pour les interactions de composés sélectionnés avec l’albumine sérique bovine (BSA). Constante de liaison (Kb), nombre de sites de liaison (n), constante de trempe de Stern–Volmer (Ksv), constante de taux de trempe bimoléculaire (Kq), énergie libre de Gibbs (ΔG), changement d’enthalpie (ΔH) et changement d’entropie (ΔS) pour les composés 8a, 8c et 9e déterminés à 298, 308 et 313 K. Abréviations : BSA = albumine sérique bovine ; Kb = constante de liaison ; n = nombre de sites de liaison ; Ksv = constante de trempe de Stern–Volmer ; Kq = constante de taux de trempe bimoléculaire ; ΔG = énergie libre de Gibbs ; ΔH = changement d’enthalpie ; ΔS = changement d’entropie.
| Composés | Alpha Glucosidase (kcal/mol) | Uréase (kcal/mol) |
| Acarbose | −6,90 | - |
| Thiourea | - | −5,80 |
| 3 | −4,35 | −4,50 |
| 4 | −4,10 | −4,30 |
| 8a | −7,165 | −7,624 |
| 8b | −5,20 | −5,45 |
| 8c | −6,80 | −7,10 |
| 9d | −5,10 | −5,35 |
| 9e | −6,70 | −7,30 |
| 9f | −5,00 | −5,25 |
Tableau 3 : Scores d’amarrage moléculaire des composés synthétisés par rapport à la α-glucosidase et l’uréase. Scores d’amarrage (kcal/mol) des composés 8(a–c) et 9(d–f), ainsi que les inhibiteurs de référence acarbose et thiourée, contre α-glucosidase et uréase. Abréviations : kcal/mol = kilocalories par mol.
| Ligand | Moment dipolaire (Debye) | HOMO | LUMO | Énergie | Ionisation | Affinité électronique (eV) | Électro- négativité χ (eV) | Électro- potentiel chimique μ (eV) | Dureté η (eV) | Douceur | Électro- philicity |
| (a.u.) | (a.u.) | Écart (ΔEGap) | Potentiel (eV) | S (eV) | ω (eV) | ||||||
| Acarbose | 8.1124 | -0.1597 | -0.0336 | 0.12612 | 4.345 | 0.913 | 2.629 | -2.629 | 1.716 | 0.291 | 2.015 |
| Thiourea | 7.619 | -0.2193 | -0.0179 | 0.20135 | 5.967 | 0.488 | 3.228 | -3.228 | 2.739 | 0.182 | 1.903 |
| 8a | 8.8025 | -0.2044 | -0.0466 | 0.15788 | 5.566 | 1.266 | 3.416 | -3.416 | 2.15 | 0.233 | 2.71 |
| 8b | 8.2451 | -0.2033 | -0.0467 | 0.15659 | 5.534 | 1.27 | 3.402 | -3.402 | 2.132 | 0.234 | 2.72 |
| 8c | 8.319 | -0.2039 | -0.0555 | 0.14831 | 5.55 | 1.511 | 3.53 | -3.53 | 2.02 | 0.247 | 3.08 |
| 9d | 3.8264 | -0.2065 | -0.0621 | 0.14432 | 5.619 | 1.691 | 3.655 | -3.655 | 1.964 | 0.255 | 3.4 |
| 9e | 4.0969 | -0.2052 | -0.0621 | 0.14302 | 5.584 | 1.691 | 3.637 | -3.637 | 1.947 | 0.257 | 3.4 |
| 9f | 4.298 | -0.2059 | -0.0627 | 0.14324 | 5.604 | 1.704 | 3.654 | -3.654 | 1.95 | 0.256 | 3.42 |
Tableau 4 : Descripteurs de la théorie de la fonction de la densité (DFT) des composés synthétisés. Des descripteurs chimiques quantiques calculés des composés 8(a–c) et 9(d–f), ainsi que des composés de référence acarbose et thiourée, incluant les énergies HOMO et LUMO, l’écart d’énergie HOMO–LUMO (ΔE), le potentiel d’ionisation (IP), l’affinité électronique (EA), l’électronégativité (χ), le potentiel chimique (μ), la dureté chimique (η), la mollesse chimique (S), le moment dipolaire (D) et l’indice d’électrophilicité (ω). Abréviations : DFT = théorie de la fonction de la densité ; HOMO = orbitale moléculaire la plus occupée ; LUMO = orbitale moléculaire inoccupée la plus basse ; ΔE = écart d’énergie HOMO–LUMO ; IP = potentiel d’ionisation ; EA = affinité électronique ; χ = électronégativité ; μ = potentiel chimique ; η = dureté chimique ; S = douceur chimique ; D = moment dipolaire ; ω = indice d’électrophilicitie.
| Compound | HA | RB | HBA | HBD | TPSA (Ų) | iLOGP | Consensus LogP | Absorption digestive | Perméabilité du BBB | Lipinski Violations | Score de biodisponibilité | SA Score |
| 8a | 30 | 7 | 5 | 4 | 84.86 | 4.41 | 4.71 | Haut | Non | 1 | 0.55 | 6.32 |
| 8b | 30 | 7 | 5 | 4 | 84.06 | 4.41 | 4.62 | Haut | Non | 1 | 0.55 | 6.34 |
| 8c | 30 | 7 | 5 | 4 | 84.26 | 4.41 | 4.11 | Haut | Non | 1 | 0.55 | 6.39 |
| 9d | 24 | 6 | 5 | 4 | 90.95 | 3.08 | 2.75 | Haut | Non | 0 | 0.55 | 5.71 |
| 9e | 24 | 6 | 5 | 4 | 90.82 | 3.08 | 2.27 | Haut | Non | 0 | 0.55 | 5.7 |
| 9f | 24 | 6 | 5 | 4 | 90.85 | 3.08 | 2.77 | Haut | Non | 0 | 0.55 | 5.73 |
Tableau 5 : Propriétés prédites d’absorption, de distribution, de métabolisme et d’excrétion (ADME) des composés synthétisés. Les propriétés physicochimiques, pharmacocinétiques et de ressemblance médicamenteuse prédites des composés 8(a–c) et 9(d–f) ont été générées via le serveur web SwissADME. Abréviations : ADME = absorption, distribution, métabolisme et excrétion ; MW = poids moléculaire ; LogP = octanol/coefficient de partage de l’eau ; TPSA = surface polaire topologique ; RB = liaisons rotatives ; HBA = accepteur de liaison hydrogène ; HBD = donneur de liaison hydrogène ; GI = gastro-intestinal ; BBB = barrière hémato-encéphalique ; SA = accessibilité synthétique.
Figure supplémentaire 1 : Validation de l’amarrage par réamorsage de ligands natifs. (A) Superposition du ligand co-cristallisé (pose de référence) et de l’acarbose réaccosté dans le site actif de la α-glucosidase (PDB ID : 5NN8), démontrant un alignement étroit des conformations de liaison. (B) Position de liaison de la thiourée dans le site actif de l’uréase (ID PDB : 4H9M), utilisée pour la validation d’amarrage du système d’uréase, montrant la préservation des interactions clés au sein de la poche catalytique. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
Fichier supplémentaire 1 : Données de caractérisation physicochimique et spectres complets de RMN 1H et 13C des composés 3, 4, 8(a–c) et 9(d–f).Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
Discussion
Cette étude a synthétisé une série de dérivés d’acétamide à base de triazole et d’oxadiazole et a évalué leurs propriétés structurales, biologiques, computationnelles et pharmacocinétiques. La caractérisation spectroscopique par SGR, analyse élémentaire, RMN à 1H et RMN à 13C a confirmé la synthèse réussie des molécules cibles. Les changements chimiques observés, les schémas de couplage et les résonances carbone étaient cohérents avec les structures proposées. Les signaux caractéristiques amides NH, les résonances méthylènes, les distributions de protons aromatiques et les signaux carbone quaternaires ont également confirmé l’intégration réussie des moitiés acétamide substituées dans les échafaudages triazole et oxadiazole. Les rendements synthétiques généralement élevés obtenus pour ces dérivés démontrent l’efficacité de la voie synthétique et suggèrent que ces cadres hétérocycliques sont susceptibles de modifications structurelles supplémentaires.
Une influence claire du schéma du substituant sur l’activité inhibitrice de l’uréase a été observée. Le composé 8c, porteur d’un substituant 2,6-diméthyle, a présenté l’activité inhibitrice de l’uréase la plus élevée, suivi des composés 8a (2,3-diméthyl) et 9e (2,5-diméthyle), identifiant ces molécules comme des candidats prometteurs comme des leaders potentiels. Une tendance similaire a été observée contre la α-glucosidase, le composé 9e affichant l’inhibition la plus forte, tandis que les composés 8a et 8c ont également montré une activité considérable. Parce que les composés 8a et 8c ne diffèrent que dans la position des substituants méthyle sur le cycle aromatique, tandis que le composé 9e diffère à la fois par le motif de substitution et l’échafaudage hétérocyclique, ces résultats suggèrent que le motif de substitution méthyle et l’architecture de l’échafaudage contribuent à l’activité biologique au sein de cette série. L’activité supérieure du composé 8c peut refléter une orientation plus favorable au sein du site actif enzymatique, tandis que l’activité forte du composé 9e suggère une contribution supplémentaire de l’échafaudage de l’oxadiazole ainsi que du schéma de substitution 2,5-diméthyle. Ces observations sont cohérentes avec des rapports antérieurs indiquant que les effets stériques résultant de la substitution phényle peuvent influencer la liaison du site actif chez les inhibiteurs enzymatiques à base de triazole etd’oxadiazole 24,25,26,27. Néanmoins, établir une relation structure–activité définitive nécessitera l’évaluation d’une série plus large de dérivées régiosomériques.
L’analyse des interactions entre les composés les plus actifs et l’albumine sérique bovine (BSA) par trempe par fluorescence et analyse thermodynamique a montré que les composés 8a et 9e suivaient un mécanisme mixte statique/dynamique de trempe, tandis que le composé 8c présentait une trempe statique majoritaire. Les paramètres thermodynamiques ont indiqué que la liaison du composé 8a était principalement due aux liaisons hydrogène et aux interactions de van der Waals, tandis que les interactions hydrophobes prédominaient dans la liaison des composés 8c et 9e. Le composé 8a présentait la plus forte affinité pour la BSA, avec une constante de liaison de 3,92 × 105 M⁻1 et une énergie de liaison libre de Gibbs négative favorable. Ces résultats indiquent une formation stable du complexe protéine–ligand et suggèrent un potentiel de transport médié par l’albumine dans des conditions physiologiques.
Les résultats expérimentaux ont été également confirmés par des études d’amarrage moléculaire, qui ont démontré que les composés 8a, 8c et 9e adoptaient des conformations de liaison favorables au sein des sites actifs de la α-glucosidase et de l’uréase. Ces composés formaient des liaisons hydrogène avec des résidus clés, notamment D282, A284, D404, R600, D616 et H674 dans α-glucosidase et A636, Q635, R439 et A440 dans l’uréase. Des interactions similaires ont déjà été rapportées pour des inhibiteurs enzymatiques structurellementliés 28,29. La plus grande différence entre le score d’amarrage et l’activité expérimentale a été observée pour le composé 8a, qui a montré le score d’amarrage le plus favorable face à la α-glucosidase (−7,165 kcal/mol), tandis que le composé 9e a montré la plus grande puissance inhibitrice in vitro (IC50 = 27,29 μM). Cette différence n’est pas inattendue car les scores d’amarrage estiment la liaison des ligands au sein d’une structure protéique relativement rigide et ne prennent pas en compte des facteurs tels que la solubilité des ligands, la flexibilité conformationnelle, la désolvation, la dynamique des protéines ou d’autres effets de la phase de solution qui influencent les valeurs de l’IC50 déterminées expérimentalement. Par conséquent, les différences entre l’affinité de liaison prédite et l’activité biologique mesurée représentent une limitation reconnue du docking moléculaire plutôt qu’une contradiction entre les résultats computationnels et expérimentaux. Dans l’ensemble, les données sur le docking et l’inhibition enzymatique identifient systématiquement les composés 8a, 8c et 9e comme les dérivés les plus prometteurs de cette série.
Les propriétés électroniques des composés les plus actifs ont été étudiées davantage par des analyses d’orbitales moléculaires de frontière (FMO) et de potentiel électrostatique moléculaire (MEP). Les composés présentant des écarts d’énergie HOMO–LUMO plus faibles ont généralement montré une réactivité électronique plus élevée, conformément aux études antérieures de DFT sur des dérivés à base de triazole et d’oxadiazolestructurellement apparentés. Parmi les composés synthétisés, 8a, 8c et 9e présentaient des écarts d’énergie HOMO–LUMO relativement faibles, indiquant des caractéristiques favorables de transfert d’électrons. Leurs cartes MEP ont révélé des régions distinctes riches et déficientes en électrons, les composés 8c et 9e présentant des régions nucléophiles particulièrement prononcées qui pourraient contribuer à leurs interactions enzymatiques favorables et à leurs activités biologiques. Les descripteurs de réactivité globale ont également soutenu les résultats expérimentaux et computationnels. Le composé 9e a présenté une combinaison favorable de potentiel d’ionisation, d’affinité électronique, de douceur et d’indice d’électrophilicitie, tandis que les composés 8a et 8c ont montré des valeurs de mollosité relativement élevées, cohérentes avec leurs fortes activités inhibitrices. La plus grande électrophilicitie et la douceur observées pour la série 9, en particulier le composé 9e, peuvent contribuer à des interactions plus fortes avec les résidus catalytiques et à une activité biologique accrue.
In silico Le profilage ADME des composés 8(a–c) et 9(d–f) a prédit des caractéristiques pharmacocinétiques favorables, notamment une forte absorption gastro-intestinale, une ressemblance acceptable avec un médicament et une biodisponibilité orale satisfaisante. Aucune responsabilité majeure liée à l’ADME n’a été identifiée dans les paramètres évalués. Collectivement, les données biologiques in vitro , l’analyse de liaison BSA, le docking moléculaire, les calculs DFT et les prédictions in silico ADME soutiennent la poursuite de l’investigation de ces dérivés d’acétamides à base de triazole et d’oxadiazole en tant qu’inhibiteurs doubles de l’uréase et de la α-glucosidase.
Pris ensemble, ces résultats identifient les composés 8a, 8c et 9e comme candidats principaux prometteurs pour développer des dérivés d’acétamides à base de triazole et d’oxadiazole ciblant l’uréase et la α-glucosidase. Les données combinées spectroscopeutes, biologiques, de liaison BSA, d’amarrage moléculaire, DFT et ADME fournissent une base solide pour de futures études. D’autres recherches devraient inclure des simulations de dynamique moléculaire pour évaluer la stabilité protéine-ligand au fil du temps, des études cinétiques enzymatiques pour déterminer le mécanisme d’inhibition, et l’extension de l’analyse de liaison BSA aux dérivés restants. Enfin, des études in vivo seront nécessaires pour valider les résultats prometteurs in vitro et in silico , et pour évaluer davantage le potentiel thérapeutique de cette série de composés.
Déclarations de divulgation
L’auteur déclare qu’il n’y a pas de conflit d’intérêts
Remerciements
L’auteur adresse son remerciement à la Faculté de pharmacie clinique de l’Université Al Baha, Arabie Saoudite.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| 1-Naphthylamine | Merck | 106148 | Amine aromatique utilisé pour la préparation d'analogues substitués |
| 2,5-Dimethylaniline | Sigma-Aldrich | D146706 | Amine aromatique utilisé pour la synthèse de dérivés substitués |
| 3,4-Dimethylaniline | Alfa Aesar | A15416 | Amine aromatique utilisé pour la préparation d'analogues structurels |
| Acide benzoïque | Sigma-Aldrich | 242381 | Matière première pour la synthèse de l'intermédiaire benzohydrazide |
| Bromure de bromoacétyle | Sigma-Aldrich | B17601 | Réactif électrophile utilisé dans la synthèse d'intermédiaires bromoacétamine |
| Disulfure de carbone | Sigma-Aldrich | 289116 | Réactif clé pour la cyclisation en système d'anneau oxadiazole |
| Chloroforme | Sigma-Aldrich | C2432 | Solvant utilisé dans les processus d'extraction et de purification |
| Dimethylformamide (DMF) | Sigma-Aldrich | 227056 | Solvant apolaire polaire utilisé dans les réactions de dérivatisation et de substitution |
| Diphénylamine | Sigma-Aldrich | D23802 | Amine aromatique utilisée dans la synthèse de composés dérivés |
| Epik (2022-1) | Schrödinger, LLC | N/A (logiciel) | Utilisé pour générer les états d'ionisation des ligands à pH 7,0; RRID: N/A |
| Éthanol | Sigma-Aldrich | E7023 | Solvant de réaction pour l'estérification et la formation d'hydrazide |
| Acétate d'éthyle | Sigma-Aldrich | 270989 | Composant de phase mobile polaire dans l'analyse par TLC et l'extraction |
| Gaussian 09, Revision D.01 (Gaussian 09W) | Gaussian, Inc. | N/A (logiciel) | Logiciel utilisé pour les calculs de DFT (HOMO-LUMO, MESP, descripteurs de réactivité globaux); RRID:SCR_014897 |
| GaussView 5 | Gaussian, Inc., Wallingford, CT, USA | N/A (logiciel) | Utilisé pour la visualisation des structures optimisées et des énergies orbitales; RRID: N/A |
| Glide (2022-1) | Schrödinger, LLC | N/A (logiciel) | Logiciel de docking utilisé pour la génération de grilles de récepteurs et le docking moléculaire extra-précision (XP); RRID:SCR_000187 |
| GraphPad Prism, version 9 | GraphPad Software, Boston, MA, USA | N/A (logiciel) | Utilisé pour l'analyse de régression IC50 et l'évaluation statistique des données d'inhibition enzymatique; RRID:SCR_002798 |
| Hydrazine | Sigma-Aldrich | 225819 | Réactif utilisé pour la conversion de l'ester en benzohydrazide |
| L(+)-Glutamine | Sigma-Aldrich | G3126 | Réactif utilisé dans les études d'évaluation biologique |
| LigPrep (2022-1) | Schrödinger, LLC | N/A (logiciel) | Utilisé pour l'optimisation de la structure des ligands et la génération de confomères 3D; RRID:SCR_016746 |
| Hydrure de lithium | Sigma-Aldrich | 201049 | Catalyseur utilisé pour l'activation du groupe thiol dans les réactions de substitution |
| Maestro (v13.2, Schrödinger Release 2022-1) | Schrödinger, LLC | N/A (logiciel) | Suite de modélisation moléculaire utilisée pour la préparation et la visualisation des structures des protéines/ligands; RRID:SCR_016748 |
| Méthanol | Sigma-Aldrich | 34860 | Solvant utilisé dans les préparations de purification et d'essais biologiques |
| n-Hexane | Merck | 104391 | Composant de phase mobile non polaire dans l'analyse par TLC |
| OPLS-2005 / OPLS-AA | Schrödinger, LLC | N/A (champ de force) | Champ de force utilisé pour la minimisation de l'énergie des structures des protéines et des ligands; RRID: N/A |
| Isothiocyanate de phényle | Merck | 807028 | Réactif utilisé dans la synthèse de dérivés triazole |
| Protein Preparation Wizard (2022-1) | Schrödinger, LLC | N/A (logiciel) | Utilisé pour l'affinement de la structure du récepteur avant le docking; RRID:SCR_016749 |
| Hydroxyde de sodium | Sigma-Aldrich | 221465 | Base utilisée pour l'ajustement du pH et la neutralisation des réactions |
| Acide sulfurique | BDH | 10276 | Catalyseur acide utilisé dans l'étape d'estérification sous conditions de reflux |
| Triméthylamine | Riedel-de Haen | 22129 | Base organique utilisée pendant la synthèse de dérivés substitués |
| VESTA, version 3.5.8 | Momma & Izumi (développeurs); distribué gratuitement | N/A (logiciel) | Utilisé pour la visualisation du potentiel électrostatique moléculaire (MESP) et des cartes de surface HOMO-LUMO; RRID: N/A |
Références
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