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Article de méthode

Analyse quantitative micro-CT du parenchymateux pulmonaire et du remodelage des voies respiratoires dans un modèle de Ferret de mucoviscidosse pulmonaire

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DOI :

10.3791/71220

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31 juillet 2026

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1Department of Pediatrics and Human Development, College of Human Medicine, Michigan State University, 2Division of Pulmonary and Critical Care Medicine, Corewell Health, 3Department of Electrical and Computer Engineering, University of Iowa, 4Department of Radiology, College of Human Medicine, Michigan State University, 5Department of Medicine, College of Human Medicine, Michigan State University, 6Department of Radiology, University of Iowa

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons un protocole pour utiliser la micro-tomodensise afin d’évaluer quantitativement les caractéristiques de la fibrose pulmonaire induite par la bléomycine dans un modèle de furet. Ce modèle de furet démontre un fort potentiel translationnel pour comprendre la fibrose pulmonaire et tester de nouvelles thérapies.

Résumé

La fibrose pulmonaire (PF) est une maladie pulmonaire chronique et progressive caractérisée par une lésion alvéolaire répétée entraînant un épaississement du parenchyme, des cicatrices et une insuffisance respiratoire. Les modèles actuels de rongeurs, en particulier ceux utilisant la bléomycine (BLEO), ont une pertinence translationnelle limitée pour la fibrose pulmonaire idiopathique humaine (IPF) en raison de différences anatomiques telles que l’absence de bronchioles respiratoires. Pour répondre à cette limitation, nous avons développé un modèle animal de grande fibrose pulmonaire chez les furets, qui possèdent des bronchioles respiratoires similaires à celles chez l’humain. Les furets sauvages de trois mois ont reçu une instillation intratrachéale de BLEO. Les poumons ont été prélevés 8 semaines après le traitement pour une micro-tomodensitométrie (micro-CT) et une évaluation histologique. En raison de la résolution spatiale limitée du scanner multidétecteur (MDCT) pour visualiser les petites voies respiratoires du furet, les poumons excisés ont été imagés ex vivo à l’aide d’un microscanner CT à des pressions contrôlées des voies respiratoires (0 cmH2O et 25 cmH2O) pour simuler des conditions expiratoires et inspiratoires.

L’imagerie micro-CT a révélé des différences structurelles distinctes entre les poumons de furet normaux et traités par BLEO. Les poumons normaux présentaient une faible atténuation et une architecture préservée, tandis que les poumons traités à la BLO présentaient une atténuation nettement accrue compatible avec la fibrose. Des caractéristiques caractéristiques de la maladie pulmonaire fibrosique humaine, notamment le réseautage en nid d’abeilles avec les espaces kystiques, l’épaisissement des septa interlobulaires et les opacités du verre dépoli indiquant des modifications fibrotiques ou inflammatoires précoces, étaient évidentes. Grâce à une analyse quantitative par micro-CT, il a été observé que les voies respiratoires dans les poumons de furets traités avec BLUO présentaient une expansion radiale significativement réduite, un étirement longitudinal et un changement de volume aux deux pressions d’air appliquées. De plus, une analyse par génération a révélé un épaississement significatif des parois des voies respiratoires dans les régions présentant une fibrose visuellement apparente. L’évaluation histologique, incluant la coloration trichrome de Masson, a confirmé un dépôt important de collagène et une fibrose.

Cette étude démontre que les furets traités par BLUO développent des caractéristiques radiologiques, mécaniques et histopathologiques ressemblant à la fibrose pulmonaire humaine. De plus, la micro-tomodensitomométrie permet une évaluation à haute résolution de la distribution des fibres, de la dynamique des voies respiratoires et des variations du volume pulmonaire. Ces résultats mettent en lumière le potentiel du furet comme modèle translationnel pour étudier la pathogenèse de la PF et évaluer de nouvelles stratégies thérapeutiques.

Introduction

La fibrose pulmonaire (PF) est une maladie pulmonaire interstitielle chronique et progressive dans laquelle une lésion alvéolaire répétée entraîne un épaississement parenchymatose, une fibrose et une dysfonction respiratoireprogressive 1. La fibrose pulmonaire peut être induite par diverses expositions, notamment des médicaments, des toxines environnementales, des infections, des troubles auto-immuns sous-jacents, ou elle peut êtreidiopathique 1. Bien que des médicaments aient été développés pour ralentir la progression de la maladie, en particulier chez les patients atteints de fibrose pulmonaire idiopathique (IPF), la fibrose pulmonaire reste incurable, avec un taux de survie de 3 à 5 ans après le diagnostic 1,2. Dans la plupart des cas, le seul traitement définitif est une greffe pulmonaire ; Il est donc urgent de développer de nouvelles options thérapeutiques plus efficaces.

La bléomycine est un médicament couramment utilisé chez l’humain pour le traitement des cancers ; Cependant, son utilisation est limitée par la toxicité pulmonaire, qui peut rapidement évoluer vers la fibrosepulmonaire 3. Suite à la découverte de cet effet secondaire, la bléomycine a été utilisée dans la recherche pour développer des modèles animaux de fibrose pulmonaire. Les souris ont été couramment utilisées à cet effet 4,5,6 avec diverses méthodes d’administration de la Bléomycine, notamment l’instillation intratrachéaleet intratrachéale 7,8. Bien que la fibrose se développe dans ces modèles, aucun d’eux n’englobe toutes les caractéristiques cardinales de la fibrose pulmonaire observée chezl’humain. Les modèles de fibrose pulmonaire chez les rongeurs ne reflètent pas les caractéristiques clés de la maladie avancée, notamment la formation de kystes en nid d’abeille et la bronchiolisation des alvéolesdistaux 9. De plus, des études ont montré que les lésions pulmonaires induites par la bléomycine commencent à se résoudre spontanément chez les rongeurs environ 28 jours après le traitementà la bléomycine 10. De plus, aucun des agents démontrés pour inhiber la fibrose dans ces modèles n’a eu un effet équivalent chez l’humain, limitant nos optionsthérapeutiques 11.

Les furets domestiques (Mustela putorius furo) sont de plus en plus utilisés dans la recherche biomédicale respiratoire en raison de leurs similitudes anatomiques avec le système respiratoirehumain 12. De plus, ils sont sensibles à des agents pathogènes respiratoires similaires infectant l’humain, notamment le virus syncytial respiratoire (VRS) et la grippe, ce qui montre leurs similitudesphysiologiques 12. Les modèles de bléomycine de furet démontrent la bronchiolisation, la formation de foyers fibrotiques et la présence de cellules aberrantes de type basaloïde (KRT7+/KRT17+/KRT5–/TP63+)9. Une seule dose de bléomycine a induit une fibrose pulmonaire soutenue chez les furets, avec une physiologie restrictive et des anomalies pulmonaires fibrotiques persistant pendant au moins 22semaines 13. Cette constatation diffère considérablement du modèle largement utilisé de la bléomycine chez la souris, où la fibrose est généralement auto-limitante et commence à se résoudre après environ 28 jours, avec une régression substantielle survenant vers 6 à 8 semaines, ce qui suggère que le modèle du furet pourrait mieux reproduire la nature chronique et progressive de la fibrose pulmonaire humaine. De plus, les furets ont récemment été utilisés dans la recherche sur la mucoviscidose, une maladie systémique qui affecte le plus couramment le système respiratoire, en raison de leur ressemblance avecl’humain. Par conséquent, ces animaux peuvent servir de meilleurs modèles pour la PF que les modèles précédents chez les rongeurs.

Cette étude actuelle visait à développer un modèle animal de fibrose pulmonaire qui ressemble davantage à la condition humaine. Nous avons administré de la bléomycine intratrachéale à des furets domestiques. Après 8 semaines, ces furets ont montré des changements radiographiques et histologiques similaires à ceux observés chez les humains atteints de fibrose pulmonaire.

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Protocole

Toutes les procédures animales ont été menées conformément aux directives et règlements du Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’Université d’État du Michigan (Approbation du protocole animalier n° PROTO202300066). Les protocoles de soins et expérimentaux ont été approuvés par l’Université d’État du Michigan et réalisés conformément aux normes institutionnelles pour l’utilisation éthique des animaux en recherche.

1. Instillation bronchoscopique de bléomycine chez les furets

  1. Adoptez des furets mâles âgés de 3 à 4 mois. Le poids moyen d’un mâle furet à cet âge devrait être d’environ 0,9 à 1,6 kg. Hébergez les animaux à 21 °C avec une humidité de 40 % à 50 %.
  2. Administrez du gaz isoflurane à 3 % à 5 % au furet à l’aide d’une machine d’anesthésie vaporisatrice de précision.
  3. Maintenir l’anesthésie en couvrant le nez du furet avec un cône nasale et continuer à administrer du gaz isoflurane à une concentration de 3 % à 5 %.
  4. Lorsque le furet est suffisamment sédaté et couché, commencez la bronchoscopie à l’aide d’un bronchoscope de 2,7 mm de diamètre extérieur.
  5. Injectez un mélange de bléomycine (2 U/kg de poids corporel) et de solution saline via le canal de travail dans la trachée distale pour permettre une dispersion diffuse de la bléomycine. Assurez-vous que le volume total injecté ne dépasse pas 1 mL. Ramenez les furets dans leurs logements respectifs et surveillez pendant 8 semaines.
    REMARQUE : L’installation ne doit pas prendre plus de deux minutes à être terminée.
  6. Administrez de l’isoflurane à l’aide d’une machine d’anesthésie gazeuse vaporisatrice de précision. Couvrir le nez du furet avec un cône de nez et administrer 1 % à 5 % d’isoflurane jusqu’à ce que le furet soit couché. Continuez l’exposition au gaz jusqu’à ce qu’un décès clinique apparent soit confirmé. Administrez une solution d’euthanasie intraveineuse à une dose de 90 mg/kg et surveillez les constantes jusqu’à la confirmation du décès.
  7. Prélèvez les poumons 8 semaines après le traitement pour une micro-tomodensitométrie (micro-CT) et une évaluation histologique.

2. Imagerie micro-CT haute résolution des poumons de furet

  1. Préparez le tissu pulmonaire excisé pour l’imagerie en retirant les tissus et le sang superflus via l’incision de la veine cave inférieure afin de permettre le drainage sanguin. Effectuez le scanner immédiatement après avoir préparé les poumons.
  2. Obtenir des images tomographiques micro-CT à l’aide d’un système micro-CT avec les réglages d’acquisition d’image suivants : 90 keV, 88 μA, réglage de puissance avec un filtre collimateur à rayons X en cuivre de 60 μm et 500 μm en aluminium, en utilisant un champ de vision (FOV) de 72 mm à une résolution isotrope de 144 μm.
  3. Acquérir un total de 5 images à des temps standards de portique de 18 s en utilisant un protocole de couture automatisé pour chevaucher, assembler et rejeter des coupes en double afin de créer une image finale brodée pour l’analyse des voies respiratoires ; cela donnera un champ de vision cylindrique de 68 mm de diamètre x 186 mm de profondeur d’image cousue totale (plan Z) à une résolution voxel de 144 μm, permettant la capture complète de l’ensemble du bloc pulmonaire de furet ex vivo .
    1. Répétez ce protocole d’imagerie pour chaque paire de poumons de furet ex vivo à la fois à 0cmH 2O et 25 cmH2O.
    2. Utilisez un système de surveillance de la pression directement connecté au poumon pour contrôler et maintenir précisément la pression des voies respiratoires lors de l’imagerie.
    3. Couplez le pressiomètre à une source de débit d’air régulé pour permettre un ajustement continu de la pression intrapulmonaire.
    4. Avant l’imagerie, réglez le système au niveau de pression souhaité (soit 0 cmH₂O, soit 25 cmH₂O) et gonflez le poumon en utilisant un flux d’air constant.
    5. Lors de l’imagerie, utilisez le surmètre pour fournir un retour en temps réel sur la pression des voies respiratoires et compenser les fluctuations mineures de pression grâce à la source d’écoulement d’air.

3. Traitement d’image et segmentation

  1. Chargez les volumes d’images micro-CT reconstruits au format DICOM, qui sont convertis en format initiative technologique en informatique de neuroimagerie (NIfTI), dans la chaîne de segmentation des voies aériennes.
  2. Définir la région d’intérêt (ROI) dans l’image micro-CT en recadrant manuellement les tranches axiales à l’extrémité supérieure pour exclure le tube et d’autres inserts trachéaux (voir Figure 1A).
  3. Effectuez la segmentation des voies aériennes en utilisant l’algorithme automatisé Freeze-and-Grow15,16 décrit dans les étapes principales suivantes.
    1. Placer une graine à l’intérieur de la trachée sur la tranche axiale la plus haute de l’image dans le ROI ; créer un tableau d’images vide de taille d’image d’entrée pour représenter le volume initial confiant des voies respiratoires (CAV) avec tous les voxels assignés à '0' ; et ajouter le voxel de départ à CAV en fixant sa valeur à '1'.
    2. Fixez un seuil d’intensité micro-CT conservateur initial t = -1000 HU pour la segmentation de la lumière des voies respiratoires.
    3. Créez un tableau d’images vide de taille d’image d’entrée pour représenter le volume interdit (FV) avec tous les voxels initialisés à '0'.
    4. Répétez la segmentation itérative jusqu’à la convergence de la segmentation du lumen des voies aériennes définie par l’un des deux drapeaux : 1) toute la plage de seuil (-1000 à -600 HU) est vérifiée, ou 2) tous les voxels « 0 » adjacents aux voxels « 1 » dans l’image CAV sont marqués comme « 1 » dans l’image FV.
      1. Calculez l’arbre central duCAV 17 et identifiez les extrémités terminales18.
      2. Appliquez un seuil binaire sur l’image micro-CT à la valeur actuelle de t et calculezle nouveau volume 18 connecté au lumen avec le CAV comme graines sur la région seuillée (valeur voxel ≤ t), tout en excluant FV.
      3. Pour chaque extrémité CAV, calculez les voxels associés dans le nouveau volume de lumens, en excluant les CAV qui sont plus proches de ce point que de tout autre point final.
      4. Détecter l’extrémité CAV avec un grand volume de voxels associés (>150 voxels, équivalent à 0,5 mm3) comme sites potentiels de fuite dans le nouveau volume de lumens.
      5. Confirmer une fuite potentielle de lumen en utilisant les critères automatisés définis par Nadeem et al.15.
      6. Supprimez toute fuite de volume lumen en supprimant le volume du sous-arbre distal aux racines de fuite, et ajoutez des voxels autour des racines de fuite pour augmenter la FV en utilisant les algorithmes décritsprécédemment 15.
      7. Assigner le volume de lumens retirés par fuite pour mettre à jour le CAV en utilisant les algorithmes décritsprécédemment 15.
      8. Incrémentez le seuil t de '1'.
      9. Passe à l’étape 3.3.4.
  4. Effectuez le calcul d’un arbre central de voie aérienne d’une épaisseur d’un voxel en utilisant un algorithme automatisé17 précédemment validé, décrit dans les étapes principales suivantes.
    1. Saisissez l’arbre segmenté des voies aériennes sous forme d’image binaire NIfTI.
    2. Calculez l’arbre initial de la ligne centrale des voies aériennes en utilisant une approche de chemin à coût minimumpréférée en milieu 17 , décrite dans les étapes principales suivantes.
      1. Créer un tableau d’images squelettiques vide de taille d’image d’entrée avec tous les voxels assignés à '0' ; Ajoutez la graine automatisée de l’étape 3.3.1 comme voxel squelette initial avec la valeur '1'.
      2. Créez un tableau d’images vide de la taille de l’image d’entrée avec tous les voxels assignés à '0' pour représenter l’image du volume des voies respiratoires marquée.
      3. Identifiez le voxel dans le volume non marqué des voies respiratoires qui est le plus éloigné du squelette actuel et calculez le chemin à coût minimum médialement préféré reliant ce point au squelette actuel en utilisant l’algorithme décritprécédemment 17.
      4. Ajoutez le chemin résultant comme une nouvelle branche squelettique à la matrice d’images du squelette, et mettez à jour le volume marqué par les voies aériennes en appliquant une dilatation locale adaptative à l’échelle le long de la branche, comme décritprécédemment 17.
      5. Répétez les étapes 3.4.2.3–3.4.2.4 jusqu’à ce que le volume marqué des voies respiratoires soit rempli.
    3. Taillez les branches topologiques spuries tout en préservant les véritables lignes centrales des voies aériennes en utilisant une stratégie de sélection locale basée sur l’échelle sur la longueur des branches, comme décritprécédemment 17.
    4. Éliminer les pointssimples 19 de la ligne centrale des voies aériennes qui ne sont pas des extrémités de branche (c’est-à-dire celles adjacentes à plus d’un voxel de ligne centrale) afin d’assurer la cohérence topologique et de maintenir une ligne centrale d’épaisseur d’un seul voxel.
  5. Effectuer la segmentation du parenchyme pulmonaire dans des microimages des poumons de furet à 0cmH 2O.
    1. Délimitez manuellement le parenchyme pulmonaire sur chaque cinquième tranche d’image coronale à l’aide d’algorithmes computationnels et d’interfaces graphiques intégrées dansITK-SNAP 20.
      REMARQUE : Le contraste d’intensité micro-CT entre le parenchyme pulmonaire et le fond environnant à l’état d’inflation25 cmH 2Oétait insuffisant, empêchant une segmentation fiable du volume pulmonaire.
    2. Appliquez l’interpolation d’image pour générer une segmentation du parenchyme pulmonaire aux tranches intermédiaires de l’image.
    3. Effectuer un second contrôle qualité afin d’assurer la continuité structurelle de la segmentation parenchymatouse le long des directions axiale et sagittale.
    4. Excluez la lumière des voies respiratoires et les régions parois du parenchyme pulmonaire en utilisant une dilatation locale basée sur l’échelle du volume de la lumière, puis soustrayez le volume dilaté du parenchyme pulmonaire.
  6. Quantifier les mesures mécaniques des voiesaériennes 21.
    1. Quantifier l’expansion radiale liée à la respiration des voies respiratoires individuelles en mesurant les variations de la section transversale spatiale (CSA) spatialement adaptée entre les volumes pulmonaires inspiratoires (inflation 25 cmH2O) et expiratoires (0 cmH2 O). Calculons l’expansion radiale à une branche des voies aériennes b, notée Δair-R(b), comme suit :
      figure-protocol-1(1)
      où,CSA ins(b) et CSAexp(b) désignent la lumière des voies respiratoires (CSA) aux volumes pulmonaires inspiratoires et expiratoires. La CSA à b est calculée en utilisant un tracé radial de ligne et des méthodes localement adaptatives de demi-max sur la moitié centrale de la branche b22.
    2. Quantifiez l’étirement longitudinal lié à la respiration des voies respiratoires individuelles comme suit :
      figure-protocol-2(2)
      où Lins(b) et Lexp(b) désignent respectivement les longueurs de chemin géodésiques de la branche des voies respiratoires b aux volumes pulmonaires inspiratoires et expiratoires. La longueur du chemin géodésique d’une branche est calculée en suivant le chemin central de la carine jusqu’à l’extrémité distale de labranche 21.
  7. Quantifier les mesures basées sur l’intensité du parenchyme pulmonaire.
    1. Visualisez spatialement la répartition micro-CT de l’intensité du parenchyme pulmonaire chez les furets sains et fibrotiques en générant une « représentation volumique 3D à travers la vision » du volume du parenchyma pulmonaire dans le contexte de l’arbre des voies respiratoires. Réaliser l’effet de regard en utilisant une correspondance de transparence définie par l’intensité micro-CT et un codage couleur. Appliquez la même cartographie de transparence et le même codage par couleur des échelles pour les poumons de furet sains et fibreux. Les étapes suivantes sont appliquées pour générer la représentation volumique 3D à look-through.
      1. Utilisez le trancheur3D 23 pour ouvrir l’image tridimensionnelle (3D) du NIfTI de segmentation des voies aériennes à 0cmH 2O d’inflation comme une « segmentation ».
      2. Générez une représentation 3D des voies aériennes à l’aide du module Segmentations . Sélectionnez le volume des voies respiratoires en entrée et, dans l’onglet Représentations , cliquez sur Créer sous l’option Surface fermée .
      3. Importez l’image d’intensité micro-CT avec le parenchyme pulmonaire séparé dans un trancheur 3D en volume. Sur cette image, les valeurs d’intensité micro-CT originales sont conservées pour les voxels pulmonaires, tandis que tous les voxels non pulmonaires ont une valeur de -2000 HU.
      4. Configurez la cartographie des couleurs et de la transparence pour les intensités parenchymateuses pulmonaires à l’aide du module Volume Rendering . Des valeurs d’intensité cartographiques de -1500 HU, -600 HU, 0 HU et 1500 HU vers noir, vert, jaune et rouge, avec des opacités de 0, 0,15, 0,3 et 1 respectivement.
    2. Utilisez l’algorithme développé dans cette étude pour estimer la fraction de tissu malade dans le parenchyme pulmonaire en analysant la distribution d’intensité observée grâce à l’imagerie micro-CT. La méthode suppose que les valeurs d’intensité des régions parenchymateuses saines suivent une distribution gaussienne. En revanche, les régions fibrotiques, présentant des intensités caractéristiquement plus élevées, déforment la gaussianité du côté droit de l’histogramme observé. Accomplissez cette tâche dans les étapes suivantes.
      1. Calculez l’histogramme pour une image isolée du parenchyme pulmonaire à l’étape 3.7.1.3 avec 50 bins sur la plage d’intensité de -1500 HU à 500 HU.
      2. Calculez la moyenne de la distribution gaussienne cible comme mode de l’histogramme et dérivez le paramètre d’écart-type à partir des valeurs d’intensité situées à gauche du mode sur l’histogramme.
      3. Quantifier le volume tissulaire fibrosique comme l’excédent de surface sur le côté droit de l’histogramme observé qui se situe au-dessus de la courbe de distribution gaussienne attendue définie par les paramètres moyens et d’écart-type obtenus à l’étape 3.7.2.2.
      4. Calculez la fraction tissulaire malade comme le rapport entre le volume du tissu fibreux et le nombre total d’histogrammes représentant le volume de la région parenchymateuse.

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Résultats

Parmi les cinq furets, les poumons excisés d’un furet sain et d’un furet fibrotique ont été imagés à l’aide d’un microscanner CT à des pressions contrôlées des voies respiratoires de 0cmH 2O et 25 cmH2O pour simuler respectivement les inflations pulmonaires expiratoires et inspiratoires.

La Figure 1 illustre les résultats intermédiaires du pipeline de traitement d’image pour l’image micro-CT ...

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Discussion

Cette étude décrit un protocole combinant l’administration intratrachéale de bléomycine chez des furets avec une micro-tomodensitométrie ex vivo à haute résolution (micro-CT) afin de caractériser les caractéristiques structurelles et mécaniques de la fibrose pulmonaire. La micro-tomodensitométrie peut détecter de petites voies respiratoires aussi petites que 0,2 mm et mesurer les volumes, l’épaisseur des voies respiratoires, la densité et la morphologie. L’augmentation de la den...

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Déclarations de divulgation

MATK a reçu un honoraire en tant que consultant d’InflaRx pour participer au conseil consultatif IMV/ECMO pour les patients hospitalisés COVID-19 en 5/2024. Ces frais ont été reversés à la Fondation Corewell Health.

Remerciements

Les auteurs déclarent qu’un soutien financier a été reçu pour la recherche, l’auteur et/ou la publication de cet article. Le financement de cette étude a été en partie financé par la subvention du R01 HL153165-01A1 (à X.P.L.) et du Fonds de recherche pédiatrique de l’hôpital pour enfants Helen DeVos.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1 mL Luer locking syringeBD309628
10 mL Luer locking syringeBD303134
24 G ´ 3/4" Exel safelet catheterEXELINT INTERNATIONAL CO.26751
3 mL Luer locking syringeBD309657
30 mL Luer locking syringeBD302832
5 mL Luer locking  syringeBD309647
BD Precision glide needle 18 G ´ 1 1/1" BD305196
BD Precision glide needle 20 G ´ 1"BD305175
BD Precision glide needle 23 G ´ 1" BD305145
Dulbecco's phosphate-buffered saline (DPBS -/-) Gibco14190250
Endotracheal intubation tubes with cuff oxygen catheterCaphstion2.0MM
ET Tube, Uncuffed, 2.0Teleflex5-10404
Ethicon Permahand silk suture, Size 2-0, No Needle, 18", 36/Box, A185HFisher Scientific50-209-2809
Invitrogen RNAlater stabilization solutionFisher ScientificAM7021
IsofluraneCovetrus11695-6777-2
Lubricant PM ointment AACE Pharmaceuticals71406-124-35Pommade pour les yeux
MADgic 700 atomizerTeleflexMAD700
Manometer, Professional air pressure meterLeatonT168
Rodent ventilator model 683Harvard Apparatus, Inc. 55-3438
Sterile saline, 0.9%CellProDS0329
Veterinary pulse oximeteruPM60VUVMI

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