Un modèle de plaie cutanée de rat permettant l’évaluation de divers agents thérapeutiques dans des conditions physiologiques ou pathologiques à travers les différentes étapes du processus de guérison est décrit. De plus, un protocole pour réaliser la planimétrie manuelle afin de surveiller le taux de contraction de la plaie tout au long de la réparation tissulaire est détaillé.
Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.
Article de méthode
Un modèle chirurgical de plaie cutanée chez le rat : une approche pour les études de cicatrisation des plaies et l’évaluation des biomatériaux
Dans cet article
Résumé
Résumé
La cicatrisation des plaies cutanées est un processus biologique complexe impliquant des phases coordonnées d’inflammation, de prolifération et de remodelage. Étant donné la nécessité de mieux comprendre les mécanismes sous-jacents de la cicatrisation, les modèles animaux excisionnels sont largement utilisés pour approfondir la connaissance de ce processus et faciliter le développement de nouvelles approches thérapeutiques. Dans ces modèles, l’induction des plaies cutanées par biopsie par punch est fréquemment employée car elle produit des lésions standardisées. Cependant, cette technique limite la lésion à une forme circulaire, ce qui peut ne pas convenir à certains objectifs expérimentaux. Dans ce contexte, un protocole chirurgical simple et reproductible pour induire des plaies cutanées excisionnelles d’épaisseur complète chez le rat, en utilisant un modèle carré standardisé sur le flanc, est présenté. Cette méthodologie permet la création de lésions de tailles et géométries variées, offrant une plus grande flexibilité expérimentale adaptée aux objectifs spécifiques de chaque étude et permettant le suivi du processus de cicatrisation dans des conditions physiologiques ou pathologiques. De plus, une méthode de suivi du taux de contraction de la plaie par planimétrie manuelle est décrite. Bien que l’exécution de ce protocole nécessite une attention aux détails et une maîtrise technique, des compétences chirurgicales avancées ne sont pas requises.
Introduction
La cicatrisation cutanée des plaies est un processus biologique complexe et orchestré qui comprend plusieurs événements coordonnés visant à restaurer l’intégrité des tissus. Ce phénomène progresse à travers des phases distinctes mais qui se chevauchent, incluant l’hémostasie et l’inflammation, la prolifération et leremodelage 1. La phase inflammatoire commence quelques minutes après la formation de la plaie, atteint son pic entre 24 et 48 heures après la blessure, et implique le recrutement des cellules immunitaires et la libération de médiateurs inflammatoires. La phase proliférative se caractérise par la réépithélialisation et la formation de tissu de granulation, débutant 4 à 5 jours après la blessure et pouvant durer plusieurs semaines. Enfin, la plaie entre dans la phase de remodelage, qui commence à la troisième semaine suivant la blessure et peut durer des mois voire des années, caractérisée par une réorganisationtissulaire 2. Lorsque la guérison ne progresse pas normalement, cela peut entraîner une blessure chronique, ce qui représente un fardeau important pour le patient et le systèmede santé 3, soulignant la nécessité de développer de nouvelles approches thérapeutiques.
La création d’une plaie excisionnelle par l’ablation chirurgicale de toutes les couches cutanées (épiderme, derme et tissu sous-cutané) de l’animal permet d’étudier l’inflammation, la formation de tissu de granulation, la réépithélialisation, l’angiogenèse et le processus deremodelage 4. Au cours des dernières décennies, l’adoption de modèles de cicatrisation a permis de nombreuses découvertes, élargissant les connaissances et la compréhension des événements moléculaires et cellulaires qui facilitent ceprocessus 5. Les modèles in vivo restent les outils les plus prédictifs pour étudier la réparation des plaies humaines, car ils représentent plus précisément le microenvironnement complet de la guérison grâce à la présence de multiples types cellulaires, aux indices environnementaux et aux interactionsparacrines 6. Dans ce contexte, les rats et les souris sont largement utilisés en raison de leur facilité de manipulation et d’entretien4.
Dans ces modèles, les biopsies par punch sont fréquemment utilisées pour induire des plaies chirurgicales car elles permettent des excisions standardisées. Par conséquent, la plupart des modèles expérimentaux décrits dans la littérature reposent sur l’établissement des lésionscirculaires 7 à 12. Bien que cette approche soit largement acceptée, l’utilisation de géométries alternatives peut diversifier les approches méthodologiques disponibles pour les études de cicatrisation. À cet égard, créer des plaies avec un scalpel permet de générer des lésions de tailles variées et dans des formes définies en dehors du motif circulaire standard utilisé dans les biopsies par punch13, 14, 15, 16, 17, 18. De plus, des études comparatives sur des modèles animaux ont démontré que les incisions par scalpel infligent moins de dommages tissulaires initiaux comparé à d’autrestechniques 19.
Ce protocole décrit une méthodologie chirurgicale alternative pour induire des plaies cutanées excisionnelles d’épaisseur complète chez les rats, en utilisant un modèle de lésions carrées sur le flanc. L’approche présentée facilite la standardisation de la zone de la lésion et le suivi du processus de réparation tissulaire. De plus, il est applicable aux études visant à évaluer les effets de différentes stratégies thérapeutiques et biomatériaux à travers les différentes étapes de la cicatrisation cutanée dans des conditions physiologiques ou pathologiques.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Protocole
Toutes les procédures expérimentales ont été approuvées par le Comité d’éthique sur l’utilisation des animaux (CEUA) de l’Universidade Estadual de Santa Cruz (UESC). Des rats Wistar (Rattus norvegicus) ont été obtenus auprès du Laboratoire d’Élevage, de Maintenance et d’Expérimentation Animale (LaBIO)/Animal Facility de l’UESC, selon le protocole CEUA/UESC n° 010/25. Toutes les procédures animales ont été menées conformément au NIH Guide for the Care and Use of Laboratory Animals et ont respecté les directives institutionnelles en matière de bien-être animal et d’utilisation éthique. La conception globale du protocole expérimental est illustrée à la Figure 1, et les matériaux et équipements utilisés dans ce protocole sont détaillés dans le tableau des matériaux disponible en tant que matériel supplémentaire.
Figure 1 : Conception expérimentale du protocole d’induction cutanée de la plaie dans des modèles de rats. (A) Après sédation animale, raser la région expérimentale ; (B) induire l’anesthésie dans une chambre contenant de l’isoflurane et, après perte des réflexes, maintenir un plan anesthésique adéquat via un masque facial ; (C) effectuer une antisepsis de la zone rasée, délimiter les dimensions de la lésion avec un pied à coulisses et créer la plaie chirurgicale à l’aide d’un scalpel stérile ; (D) protéger la lésion avec un pansement transparent et effectuer une planimétrie manuelle à l’aide du papier adhésif de fond ; (E) administrer une analgésie postopératoire avec du chlorhydrate de tramadol toutes les 12 heures pendant 3 jours ; (F) appliquer le traitement expérimental 24 heures après l’induction de la plaie ; (G) effectuer l’euthanasie au moment expérimental établi précédemment et procéder à la collecte d’échantillons et aux traçages de planimétrie pour les analyses ultérieures. Cette figurine a été créée par les auteurs avec BioRender. Galvão, M. (2026) https://BioRender.com/jsiygmf. Une licence de publication est attachée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.
1. Animaux et manipulation
- Utilisez des rats Wistar mâles adultes âgés de 2 à 3 mois.
- La veille de l’opération, assurez-vous que les cages sont propres et désinfectées, et étiquetez-les selon les groupes expérimentaux.
- Le jour de l’opération, pesez chaque animal à l’aide d’une balance numérique et notez les valeurs.
- Distribuez les animaux de manière aléatoire dans les cages préalablement désinfectées et étiquetées, en respectant la capacité d’hébergement afin d’assurer le bien-être animal.
- À l’aide d’un marqueur permanent à pointe fine, identifiez chaque animal sur la queue selon son groupe expérimental et son numéro, afin d’assurer la traçabilité tout au long de l’expérience.
REMARQUE : Les femelles peuvent également être utilisées dans ce protocole, selon la disponibilité des animaux dans l’établissement animalier institutionnel et les objectifs spécifiques de l’étude. L’identification alphanumérique des animaux est recommandée, la lettre indiquant le groupe expérimental et le numéro indiquant l’animal. par exemple, A1 désigne le groupe A, l’animal 1.
2. Procédure pré-chirurgicale
- Sédation
- Préparez à l’avance : coton, 70 % d’éthanol, une seringue hypodermique de 1 mL avec une aiguille par animal, sulfate de morphine (10 mg/mL), et préparez la chambre de CO₂.
- Pratiquez des antisepties sur la région abdominale de l’animal en utilisant 70 % d’éthanol et de coton. Comme médicament pré-anesthésique, administrer du sulfate de morphine à une dose de 5 mg/kg (10 mg/mL) par voie intrapéritonéale dans le quadrant inférieur droit de l’abdomen.
- Dix minutes après l’administration du médicament pré-anesthésique, placez l’animal dans la chambre de CO₂.
ATTENTION : Le sulfate de morphine, les aiguilles, les systèmes d’exposition au CO₂ et l’éthanol à 70 % doivent être manipulés exclusivement par du personnel formé utilisant un équipement de protection individuelle (EPI) approprié, y compris des gants, une blouse de laboratoire et des lunettes de protection. Les aiguilles et seringues doivent être jetées dans des contenants approuvés pour objets tranchants, tandis que les déchets chimiques et biologiques doivent être éliminés conformément aux réglementations institutionnelles sur la biosécurité et les déchets dangereux.
REMARQUE : Pendant la période d’attente de 10 minutes, effectuez la procédure anesthésiante dans la chambre de CO₂ et préparez la zone de la plaie.
- Procédure anesthésique
- Préparez-vous à l’avance : anesthésique inhalé d’isoflurane 4 V % (pourcentage volumique), chambre de CO₂ et 1 couverture thermique.
- Induire une anesthésie avec de l’isoflurane à une concentration de 4 V % dans une chambre CO₂.
- Après la perte de réflexes de l’animal, transférez-le de la chambre CO₂ vers le masque facial.
- Maintenir l’anesthésie animale avec de l’isoflurane à 2 V % ou la concentration nécessaire pour la maintenir dans un plan anesthésique chirurgical adéquat, avec un débit de gaz frais de 50 mL/min.
- Tout au long de la procédure, maintenez la température corporelle de l’animal à l’aide d’une couverture thermique.
REMARQUE : Un plan anesthésique chirurgical adéquat est considéré comme atteint lorsque l’animal présente l’absence de réflexes, y compris aucune réaction de sevrage à la stimulation mécanique interdigitale, ainsi que des mouvements respiratoires réguliers et l’absence de mouvements volontaires du corps tout au long de la procédure.
ATTENTION : L’isoflurane est un anesthésique volatil qui présente un risque d’exposition à l’inhalation. Par conséquent, son administration à l’aide d’un système d’anesthésie doté d’une ventilation d’extraction adéquate est fortement recommandée. De plus, les opérateurs doivent porter des équipements de protection individuelle, y compris des blouses, des gants, des masques et des casquettes. Une surveillance continue du plan anesthésique et de la température corporelle tout au long de la procédure est nécessaire. Les matériaux anesthésiques résiduels et les jetables contaminés doivent être jetés conformément aux réglementations institutionnelles sur les déchets chimiques et biologiques.
- Préparation du site de la plaie
- Préparez à l’avance : éponges en gaze, lame en acier inoxydable, 70 % d’éthanol, 10 % de povidone-iode ou 0,2 % de chlorhexidine aqueuse.
- Appliquez une compresse en gaze et du savon sur la région du flanc gauche de l’animal.
- Sur la table d’opération, positionnez l’animal dans le décubitus latéral droit.
- Rasez le flanc gauche à l’aide d’une lame en acier inoxydable ou d’un rasoir électrique.
- Effectuer une antisepsis préchirurgicale de la zone rasée avec une éponge en gaze et 70 % d’éthanol (trois fois), suivie d’une éponge en gaze et 10 % de povidone-iode ou 0,2 % de chlorhexidine aqueuse (trois fois).
ATTENTION : Les objets tranchants doivent être manipulés avec précaution et jetés dans des contenants rigides appropriés après utilisation. De plus, les produits chimiques décrits doivent être manipulés avec un équipement de protection individuelle recommandé et éviter tout contact avec les yeux et les muqueuses. Les lames usagées doivent être jetées dans des contenants approuvés pour objets tranchants, tandis que la gaze contaminée, les résidus antiseptiques et les matériaux biologiques doivent être éliminés conformément aux réglementations institutionnelles sur la biosécurité et les déchets dangereux.
3. Induction de la plaie cutanée
- Préparez à l’avance : 1 étrier, 1 marqueur permanent à pointe fine, gaze et instruments chirurgicaux stériles (scalpel n° 23, ciseaux Mayo et pinces anatomiques)
- À l’aide du pied à coulisse et du marqueur permanent, délimitez quatre points équidistants sur la peau, en délimitant un carré de 1 x 1 cm.
- Créez la plaie chirurgicale en retirant complètement la peau de la zone délimitée à l’aide d’une lame de scalpel stérile n°23, de ciseaux Mayo et de pinces anatomiques stériles, exposant ainsi le tissu sous-cutané et la musculature sous-jacente.
- Réalisez l’hémostasie sur le site à l’aide d’une gaze stérile, en appliquant une pression douce directement sur la plaie jusqu’à ce que le saignement cesse.
ATTENTION : Le sang et les tissus doivent être considérés comme des déchets biologiques potentiellement infectieux. En suivant la procédure, assurez-vous d’un élimination appropriée conformément aux normes institutionnelles de biosécurité.
REMARQUE : Veillez à ce que les techniques aseptiques appropriées soient appliquées tout au long de la procédure d’induction de la plaie. Le personnel est obligatoire : l’équipement de protection individuelle (EPI), comprenant un filet à cheveux, des gants, un masque et une blouse de laboratoire, ainsi que l’utilisation d’instruments chirurgicaux stériles.
4. Planimétrie manuelle de la zone de la plaie
- Préparez-vous à l’avance : film transparent pour la pellicule, feuille de papier blanche (8,5 × 11 pouces), marqueur permanent à pointe fine et ruban adhésif transparent.
- Découpez des rectangles du pansement transparent de 5 x 3,5 cm et couvrez toute la plaie.
- Sur une feuille en papier blanc, identifiez le groupe (par exemple, Groupe A), l’animal (par exemple, A1, A2, A3, A4) et le jour de la collecte de la planimétrie de la plaie. Attribuer D0 à la planimétrie obtenue le jour de l’induction de la plaie et DX aux planimétries collectées le jour correspondant d’euthanasie (par exemple, D3, D7, D14, D21).
- Utilisez le pansement transparent pour enregistrer la zone de la plaie et transférez-la sur le papier à lettres. Pour cela, positionnez le film sur la plaie et, à l’aide d’un marqueur permanent à pointe fine, effectuez une planimétrie manuelle en suivant tout le contour de la plaie.
- À l’aide d’un ruban adhésif transparent, fixez la planimétrie obtenue sur un papier à lettres selon son identification respective (groupe/animal/jour). Les planimétries seront utilisées pour surveiller la zone de la plaie et déterminer le taux de contraction tout au long de l’expérience.
REMARQUE : L’utilisation de pansements est recommandée pour éviter les combats entre animaux, le léchage excessif de la zone blessée, ainsi que le cannibalisme, qui pourrait aggraver les blessures ou nuire à la guérison. D0 correspond au jour de l’induction de la plaie (ligne de base). Les points temporels D3, D7, D14 et D21 indiquent les jours post-induction (3e, 7e, 14 et 21) durant lesquels l’euthanasie animale et la collecte de planimétrie sont effectuées, permettant de surveiller les phases de guérison pendant les périodes inflammatoires, prolifératives et de remodelage.
5. Soins postopératoires immédiats
- Préparez à l’avance le chlorhydrate de tramadol et mettez de côté une seringue hypodermique stérile de 1 mL avec une aiguille pour chaque animal, en assurant ainsi des conditions strictement aseptiques. Préparez également des pansements en crêpe et du ruban médical pour protéger les plaies.
- Commencer l’analgésie avec 5 mg/kg de chlorhydrate de tramadol (50 mg/mL) par voie sous-cutanée toutes les 12 heures et maintenir pendant 3 jours.
- Enveloppez la zone chirurgicale de la plaie avec un pansement en crêpe et fixez-la avec du ruban adhésif médical pour protéger le site de la plaie.
- Placez le rat dans une cage individuelle et surveillez-le pour assurer la récupération après anesthésie et chirurgie.
- Après la récupération, remettez l’animal dans sa cage respective.
6. Traitement
- Après 24 heures d’induction de la plaie, commencez les traitements expérimentaux souhaités, en changeant les pansements quotidiennement.
REMARQUE : La durée du traitement dépendra de chaque protocole expérimental spécifique.
7. Euthanasie
- Effectuer l’euthanasie sur l’échantillon désigné de chaque groupe selon le protocole approuvé par le comité d’éthique animale.
- Après confirmation du décès, effectuer une planimétrie manuelle de la plaie comme décrit à l’étape 4.
REMARQUE : Dans cette étude, l’euthanasie a été induite par décapitation à l’aide d’un dispositif guillotine adapté aux rongeurs, réalisé par du personnel formé en stricte conformité avec les directives éthiques institutionnelles et de bien-être animal. Le décès a été confirmé par l’absence de mouvements respiratoires, de battements cardiaques et de réflexes après la procédure.
8. Mesure de la surface de la lésion
- Un logiciel d’analyse d’image est nécessaire pour évaluer la zone de la lésion. De plus, la planimétrie manuelle des plaies et une règle millimétrique sont également nécessaires pour la mesure et le suivi des plaies.
- Téléchargez le logiciel d’analyse d’images choisi et créez un compte, si nécessaire, pour accéder à la plateforme.
- Avant de commencer l’analyse, sélectionnez deux points fixes (par exemple, A et B) sur l’image de la planimétrie et, à l’aide de la règle millimétrique, mesurez la distance entre ces points et enregistrez séparément la valeur obtenue (Figure 2, étape A).
- Photographiez les planimétries précédemment délimitées avec les points mentionnés. Sauvegardez les fichiers avec leur identification de groupe expérimental respectif (Figure 2, étape B).
- Ouvrez la plateforme d’analyse d’images et lancez une évaluation de la zone de la plaie.
- Une fois l’image ouverte dans le logiciel, utilisez le curseur ou l’écran tactile du smartphone pour marquer de nouveaux points, en les superposant sur les points déjà créés, les identifiant comme les régions A et B (Figure 2, étape B).
- Le programme établira automatiquement une ligne entre les points A et B et demandera la mesure, en millimètres ou centimètres, obtenue avec la règle. Saisissez cette mesure dans le logiciel, puis cliquez sur « mesurer ».
- Le programme détectera automatiquement la zone de la blessure et fournira des données sur la longueur, la largeur, le périmètre, la surface et la profondeur de la plaie. En planimétrie, les informations de « profondeur » ne seront pas disponibles (Figure 2, étape C).
- Sauvegardez les images avec les analyses générées et exportez-les à l’emplacement souhaité.
REMARQUE : L’évaluation de la surface de la plaie décrite dans ce protocole a été réalisée à l’aide du logiciel d’analyse d’image commercialement disponible indiqué dans le Tableau des matériaux. Cependant, des plateformes équivalentes d’analyse d’images capables de mesurer des plaies et de planiméthérie numérique peuvent également être utilisées selon les préférences de l’utilisateur et la disponibilité institutionnelle. Si le logiciel ne détecte pas automatiquement l’image planimétrie, ou si le contour diffère de ce qui est observé visuellement dans la planimétrie, il est recommandé de renforcer le contour pour faciliter la reconnaissance de la zone par le logiciel. Cela peut être obtenu en utilisant une couleur contrastante (par exemple, rouge) et en appliquant une texture à la région externe sur une surface approximative de 4cm2. Les photographies des tracés de planimétrie peuvent être téléchargées directement depuis la galerie de l’appareil ou capturées par caméra pour une analyse logicielle ultérieure.
Figure 2 : Mesure de la zone de la lésion à l’aide d’ImitoWound. (A) Sur la planimétrie manuelle, marquez deux points (A et B), et mesurez la distance (x) entre eux à l’aide d’une règle millimétrique ; (B) téléverser l’image de la lésion dans le logiciel, et délimiter les mêmes points précédemment définis (A et B), en les superposant aux originaux ; Saisissez la mesure précédemment collectée (x) pour l’étalonnage de l’échelle ; (C) inviter le logiciel à procéder à la mesure de la surface de la lésion ; Attendez que la valeur de la surface soit automatiquement calculée et fournie par le système. Cette figurine a été créée par les auteurs avec BioRender. Lessa da Silva, M. (2026) https://BioRender.com/dzko62t. Une licence de publication est attachée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.
9. Détermination du taux de contraction de la plaie
- Après avoir déterminé la surface de la blessure aux points temporels évalués, utilisez les données pour calculer le taux de contractionde la plaie 20 à l’aide de l’équation suivante :
FF ( %) = [(A0 - A x) ÷ A0 ] × 100 (1)
Où A₀ = surface de la blessure au jour 0 ; Ax = surface de la blessure le jour de l’euthanasie ; FF = fraction de fermeture de la plaie
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Résultats
Dans cette expérience, la sulfadiazine d’argent a été utilisée comme traitement de référence. Le produit a été appliqué localement sur le lit de la plaie 24 heures après l’induction de la lésion. Le choix de la sulfadiazine d’argent reposait sur son utilisation clinique bien établie comme agent antimicrobien et dans la prise en charge des plaies cutanées. Les données sont présentées comme la médiane et l’interquartile, avec n = 5 animaux par moment expérimental. La f...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Discussion
Bien que les connaissances sur la cicatrisation des plaies humaines aient considérablement progressé, les difficultés et limitations inhérentes rendent l’utilisation de modèles expérimentaux indispensable à la recherche dans cedomaine 4. Dans ce contexte, le présent protocole visait à décrire un modèle de plaie excisionnelle à pleine épaisseur induit avec un scalpel sur le flanc des rats comme méthodologie alternative aux techniques conventionnelles. La région dor...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Déclarations de divulgation
Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.
Remerciements
Nous remercions chaleureusement la Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado da Bahia (FAPESB) et la Coordinación de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Supérieur (CAPES) pour leur soutien à la bourse ; la Pró-Reitoria de Pesquisa e Pós-Graduação (PROPP/UESC), le programme de troisième cycle en biologie et biotechnologie des micro-organismes (PPGBBM/UESC), pour le soutien financier. Nous remercions également l’Hôpital de médecine vétérinaire (HVET/UESC) d’avoir mis à disposition la salle d’opération et le matériel.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Alcohol (ethanol 70%) | Dinâmica | P.01.0024.006.06.81 | Antisepsis |
| Anatomical forceps | Sigma-Aldrich | F3892 | Acier inoxydable |
| Bandage | N'importe quel | Non applicable | protection des plaies |
| Caliper | Mitutoyo | 530-104 | Délimitation de la plaie |
| Chlorhexidine 0.2% aqueous antiseptic solution | Riohex | Non applicable | Antisepsis |
| CO2 chamber | Bonther | D149F1LYSZ | Anesthetic induction |
| Crepe bandage | Cremer | 818765 | 15 cm x 1,25 m |
| Disposable latex gloves | Descarpak | e0530101 | Non stérile |
| Gauze pad | Cremer | 819342 | 7,5 x 7,5 cm |
| Hypodermic syringe | Dercarpack | e0324201 | 1 mL avec aiguille |
| ImageJ | Image J | https://imagej.net/ij/ | Mesure planimétrique |
| ImitoWound | ImitoWound | https://imito.io/pt/imitowound | Mesure planimétrique |
| Interfolded paper towel | Scott Smart | 48260 | Nettoyage général |
| Isoflurane | Cristália | 7.89668E+12 | Anesthésie par inhalation |
| Latex gloves for procedure | Latex gloves for procedure Latex gloves for procedure | Équipement de protection individuelle | |
| Liquid soap | N'importe quel | Non applicable | Nettoyage de la zone de la plaie |
| Mayo scissors, straight, sharp/sharp | Fine Science Tools | 14001-12 | Acier inoxydable |
| Millimeter ruler | N'importe quel | Non applicable | |
| Morphine sulfate | Sigma-Aldrich | M8777 | Solution injectable 1 mg/mL |
| Paper sheet | N'importe quel | Non applicable | |
| Permanent marker | N'importe quel | Non applicable | Marquage cutané |
| Povidone-iodine | Rioquimica | ZK48BN72E | Antiseptique |
| Scalpel blade no. 23 | Descarpak | 740801 | Acier inoxydable |
| Scalpel handle no. 4 | Sigma-Aldrich | Non applicable | Acier inoxydable |
| Stainless steel razor blade | Wilkinson | N/A | Épilation |
| Sterile surgical glove | Descarpak | e0212101 | Stérile |
| Surgical mask | N'importe quel | Non applicable | Non stérile |
| Tramadol hydrochloride | UniãoQuímica | 7.89601E+12 | Solution injectable 50 mg/mL |
| Transparent film dressing | Vital derme | 1503 | 15 cm x 10 m |
| Transparent polypropylene adhesive tape | Transparent polypropylene adhesive tape Transparent polypropylene adhesive tape | protection des plaies | |
| Veterinary thermal blanket with PVC cover | Prevtech | MSO2VT001 | Maintien de la température corporelle |
| Waterproof adhesive tape | Cremer | 819113 | 10 cm x 4,5 m |
Références
- Lin X, Lai Y. Skin scarring: mechanisms and therapies. Int J Mol Sci. 2024;25(3):1458.
- Desjardins-Park HE, Mascharak S, Longaker MT, Wan DC. Endogenous mechanisms of craniomaxillofacial repair: toward novel regenerative therapies. Front Oral Health. 2021;2:676258.
- Han G, Ceilley R. Chronic wound healing: a review of current management and treatments. Adv Ther. 2017;34(3):599-610.
- Benito-Martínez S, Pérez-Köhler B, Rodríguez M, Izco JM, Recalde JI, Pascual G. Wound healing modulation through the local application of powder collagen-derived treatments in an excisional cutaneous murine model. Biomedicines. 2022;10(5):960.
- Elliott S, Wikramanayake TC, Jozic I, Tomic-Canic M. A modeling conundrum: murine models for cutaneous wound healing. J Invest Dermatol. 2018;138(4):736-740.
- Chen JS, Longaker MT, Gurtner GC. Murine models of human wound healing. Methods Mol Biol. 2013;1037:265-274.
- Rowland MB, Moore PE, Bui C, Correll RN. Assessing wound closure in mice using skin punch biopsy. STAR Protoc. 2023;4(1):101989.
- De Moura Estevão LR, et al. Morphological evaluation of wound healing events in the excisional wound healing model in rats. Bio-protocol. 2019;9(13):e3285.
- Ansell DM, Campbell L, Thomason HA, Brass A, Hardman MJ. A statistical analysis of murine incisional and excisional acute wound models. Wound Repair Regen. 2014;22(2):281-287.
- Masson-Meyers DS, Andrade TAM, Caetano GF, Guimaraes FR, Leite MN, Leite SN, et al. Experimental models and methods for cutaneous wound healing assessment. Int J Exp Pathol. 2020;101(1-2):21-37.
- Chen Y, Chen X, Zhou Q. Different effects of a perioperative single dose of dexamethasone on wound healing in mice with or without sepsis. Front Surg. 2023;10:927168.
- Zhao J, Zhang S, Gong Z, Mao W, Bao W, Li Q, et al. NLRP3: a key regulator of skin wound healing and macrophage-fibroblast interactions in mice. Cell Commun Signal. 2025;23:55.
- Liu T, Qiu C, Ben C, Li H, Zhu S. One-step approach for full-thickness skin defect reconstruction in rats using minced split-thickness skin grafts with Pelnac overlay. Burns Trauma. 2019;7:19.
- Nayak BS, Maiya A, Kumar P. Influence of Helium-Neon laser photostimulation on excision wound healing in Wistar rats. Online J Biol Sci. 2007;7:89-92.
- Adhirajan N, Shanmugasundaram N, Shanmuganathan S, Babu M. Collagen-based wound dressing for doxycycline delivery: in vivo. evaluation in an infected excisional wound model in rats. J Pharm Pharmacol. 2009;61(12):1617-1623.
- Goorani S, Zangeneh MM, Koohi MK, Seydi N, Zangeneh A, Souri N, Hosseini MS. Assessment of antioxidant and cutaneous wound healing effects of Falcaria vulgaris aqueous extract in Wistar male rats. Comp Clin Pathol. 2019;28(2):435-445.
- Yassine KA et al. A topical ointment formulation containing powder of Lawsonia inermis leaves accelerates excision wound healing in Wistar rats. Vet World. 2020;13(7):1280-1287.
- Kuma DN, et al. Wound healing properties and antimicrobial effects of parkia clappertoniana keay fruit husk extract in a rat excisional wound Model. Biomed Res Int. 2022;2022:9709365.
- Wu AY, et al. Comparison of skin incision healing in swine made with a cold steel scalpel, a standard electrosurgical blade, and a novel tissue dissector. Med Res Innov. 2017;1(5):1000124.
- Ahmadi H, et al. Photobiomodulation-preconditioned diabetic stem cell transplantation accelerates ischemic wound healing in diabetic rats. Stem Cell Res Ther. 2020;11(1):494.
- Zhou Q, et al. Porous sodium carboxymethylamide microspheres for hemostasis and skin wound healing. ACS Appl Bio Mater. 2025;8(4):3076-3085.
- Corrêa JMX, et al. Treatment of surgical wounds in rats with copaiba oil-resin (Copaifera reticulata). Rev Bras Ciênc Vet. 2021;28(4):184-189.
- Huang L, et al. Topical administration of acyl homoserine lactone improves epithelialization of cutaneous wounds in hyperglycemic rats. PLoS One. 2016;11(7):e0158647.
- Dunn L, Prosser HC, Tan JT, Vanags LZ, Ng MK, Bursill CA. Murine model of wound healing. J Vis Exp. 2013;(75):e50265.
- Davidson JM, Yu F, Opalenik SR. Immobilization strategies to overcome wound contraction in experimental animal models. Adv Wound Care. 2013;2(4):142-148.
- Zhang Y, et al. Establishment and translational evaluation of animal models for skin wound healing: a systematic review. Front Physiol. 2026;17:1800001.
- Rizzo AE, Beckett LA, Baier BS, Isseroff RR. The linear excisional wound: an improved model for human ex vivo wound epithelialization studies. Skin Res Technol. 2012;18(1):125-132.
- Can H, et al. Clinical, histopathological, and immunohistochemical investigations of the effects of Aloe vera (Aloe barbadensis Miller) on open wound healing in rats. Pak Vet J. 2025;45(3):1135-1145.
- Shehasina KA, et al. Comparison of manual and digital planimetry techniques in full-thickness cutaneous wounds in dogs. Int J Vet Sci Anim Husb. 2024;9(2):603-607.
- Gill R, Poojar B, Bairy LK, Praveen KSE. Comparative evaluation of wound healing potential of Manuka and Acacia honey in diabetic and non-diabetic rats. J Pharm Bioallied Sci. 2019;11(2):116-126.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Réimpressions et autorisations
