Analyse numérique de la canalisation intraopératoire de fluorescéine dans les yeux humains lors d’une canaloplastie ab-interne

Résumé

Cette étude présente un flux de travail standardisé en source ouverte pour quantifier la canalisation intraopératoire de la fluorescéine lors de la canaloplastie ab-interne, qui peut être utilisé pour évaluer les schémas d’écoulement de l’humour aqueux et potentiellement prédire les résultats postopératoires concernant la pression intraoculaire.

Résumé

La canaloplastie ab interne (AbiC) est une chirurgie du glaucome peu invasive conçue pour améliorer l’écoulement physiologique de l’humeur aqueuse par dilatation circonférentielle du canal de Schlemm. Bien que la canalisation de la fluorescéine ait été utilisée intraopératoirement lors de la canaloplastie ab-externe pour visualiser les voies d’écoulement, son application quantitative pendant l’AbiC n’a pas encore été évaluée. Cette étude introduit un flux de travail standardisé pour l’analyse quantitative de la canalisation de fluorescéine intraopératoire pendant l’AbiC, dans le but d’évaluer les schémas d’humour aqueux et leur valeur prédictive potentielle pour les résultats chirurgicaux. À cette fin, l’AbiC a été réalisé avec des images viscoélastiques teintes à la fluorescéine et des images de canalographie en phase précoce et tardive ont été acquises en cours d’opération. Un flux de travail d’analyse d’image étape par étape utilisant le logiciel d’analyse d’images open source a été développé pour quantifier la coloration subconjonctivale à la fluorescéine. Trois approches complémentaires ont été appliquées : mesure de l’intensité de coloration circonférentielle à l’aide d’anneaux concentriques autour de la cornée, analyse par quadrants de la coloration segmentaire, et évaluation qualitative des schémas de coloration focale correspondant aux sites possibles d’altération du maillage trabéculaire. Des cas exemplaires ont suggéré qu’une coloration étendue et homogène à la fluorescéine à travers les quadrants était associée à une réduction durable de la pression intraoculaire et à une indépendance médicamenteuse, tandis qu’une coloration limitée et hétérogène a été observée dans des yeux avec des résultats moins favorables. Ce flux de travail permet donc une évaluation quantitative reproductible de l’écoulement de l’humour aqueux pendant l’AbiC, sans nécessiter d’expertise en analyse d’image, et peut être utilisé pour prédire le succès d’une chirurgie du glaucome mini-invasive.

Introduction

Le glaucome est une maladie multifactorielle avec une neuropathie optique progressive et l’une des causes les plus courantes de cécité dans le^{monde 1,2}. Divers facteurs ont été identifiés contribuant à la pathogenèse du glaucome – notamment la vulnérabilité structurelle de la lame cribroseuse, une perfusion oculaire altérée, la génétique et les processus auto-immuns – mais le seul facteur de risque modifiable reste l’élévation de la pression intraoculaire (PIO⁾3,4,5,6,7,8 . Le sous-type le plus courant, le glaucome primaire à angle ouvert (AGAP), se caractérise par une résistance accrue à l’exution entraînant une diminution de l’humeur aqueuse et donc une augmentation à long terme de la^{PIO 9}. Cela entraîne une perte des fibres nerveuses rétiniennes et des défauts du champ visuel au fur et à mesure que la maladie progresse.

Plusieurs stratégies de traitement sont disponibles, sélectionnées en fonction de la gravité et de la durée du glaucome ainsi que de la PIO mesurée. Si la thérapie topique de réduction de la PIO avec des gouttes ophtalmiques n’est pas efficace ou non tolérée par le patient, des interventions au laser ou chirurgicales peuvent être^{réalisées 10,11}. En plus des chirurgies traditionnelles de filtration telles que la trabéculectomie, il existe désormais une variété de chirurgies du glaucome mini-invasif (MIGS) à faible risque^. Cela inclut la canaloplastie ab-interne (AbiC), qui, contrairement à la canaloplastie ab-externe, ne nécessite pas d’incision de la sclère ni de création d’un^{lambeau 13}. L’approche ab-interno offre une procédure nettement moins invasive dans laquelle aucune suture n’est laissée sous forme de matière étrangère. Il a également été démontré que l’effet correspond à celui de l’approche ab-externe, avec une manipulation nettement plus simple et moins de complications^14,15. Un avantage supplémentaire de l’AbiC est que le tissu conjonctif est préservé pour de futures interventions, si nécessaire.

Dans cette procédure, après avoir évalué la chambre antérieure via une incision cornéenne, un microcathéter est inséré dans le canal de Schlemm à l’aide d’un gonioscope, incisant la grille trabéculaire et la traversant en cercle à 360°. Un viscoélastique dilate le canal de Schlemm et les ostiae des canaux collecteurs et peut induire des micro-ruptures focales du réseau^{trabéculaire 16}. On pense que ces effets facilitent l’écoulement aqueux de l’humeur en réduisant la résistance dans la voie d’écoulement conventionnelle, conformément à l’anatomie et à la physiologie de l’œil et en améliorant l’accès aux canaux collecteurs, bien que les mécanismes exacts ne soient pas encore entièrement compris¹⁷. De plus, l’AbiC peut être combiné à une chirurgie de la cataracte, ce qui permet une réduction supplémentaire de la PIO. Dans ce contexte, la visualisation intraopératoire des voies d’écoulement peut fournir des informations indirectes sur l’état fonctionnel du maillage trabéculaire et du système d’écoulement distal.

La canaloplastie ab-externe a déjà été combinée à la canalisation intraopératoire avec la fluorescéine pour visualiser les voies d’écoulement 18,19,20. Les yeux présentant des zones plus tachées de la sclère et ainsi une amélioration de l’écoulement de l’humeur aqueuse ont montré une PIO plus faible un an après l’intervention. La canalisation intraopératoire peut donc être utilisée pour prédire l’effet de la chirurgie¹⁹. À notre connaissance, cela ne s’applique également à AbiC n’a pas encore été examiné. L’objectif de cette étude est donc d’évaluer un flux de travail pour analyser la canalisation intraopératoire pendant l’AbiC. Nous avons développé ce flux de travail pour quantifier l’intensité et l’étendue de la coloration à la fluorescéine sous-conjonctivale à une phase précoce et tardive. Il s’agit de la première évaluation de l’effet de la viscoélastique fluorescéinée chez AbiC.

Par la suite, on peut étudier s’il existe une corrélation entre la quantification des zones colorées et l’étendue de l’écoulement de l’humeur aqueuse individuelle, ainsi que la réduction du médicament anti-IOP ou de la réduction des IOP utilisés post-opératoirement. On suppose qu’une coloration plus forte et donc un débit d’humeur aqueux visiblement plus élevé signifierait également une plus grande réduction de la PIO et de l’utilisation de médicaments. La division en quadrants sera utilisée pour vérifier si le flux d’exhumation est significativement modifié selon la localisation anatomique.

À long terme, le flux de travail présenté sera utilisé pour clarifier si le succès d’AbiC peut être prédit sur la base de la coloration à la fluorescéine et peut également être utilisé pour d’autres traitements chirurgicaux nécessaires.

Protocole

Déclaration éthique :

Cette étude a été réalisée conformément à la Déclaration d’Helsinki. Il a été considéré comme non interventionnel car il s’agissait d’une revue rétrospective des données des patients collectées dans le cadre de la pratique médicale régulière. Aucune approche thérapeutique prospective n’a été envisagée, et tous les traitements ont été administrés de façon routinière dans le cadre des soins standards. Le Comité d’éthique de Bonn a examiné le protocole de l’étude et a renoncé au consentement éclairé compte tenu du plan non interventionnel (n° 2026-220). Les données des patients ont été désidentifiées avant l’analyse.

1. Canalisation AbiC et intraopératoire

REMARQUE : Effectuer l’AbiC dans chaque œil en utilisant le système de canaloplastie basé sur microcathéter. La procédure suivante décrit l’utilisation de cet appareil. Réaliser l’AbiC soit en tant que procédure autonome, soit à la fin d’une chirurgie de la cataracte sans incident par phacoémulsification.

1. Positionnez le spéculum de la paupière de façon à ce que le plus de tissu sclérique possible soit visible pour une analyse ultérieure.
2. Appliquer une anesthésie topique, comme le proxy métacaïne chlorhydrate. Désinfectez l’œil à opérer avec de l’iode. Administrez des anesthésiques parabulbaires.
3. Standardisez les réglages du microscope pour tous les patients.
   REMARQUE : Pour l’AbiC, réglez le microscope sur 20 % de lumière LED, 100 % de réflexe du fond d’eau et 0 % de lumière ambiante. Pour la canalisation, réglez le microscope sur 100 % lumière LED, 0 % réflexe du fond d’yeux, et 100–0 % lumière ambiante.
4. Appliquez les réglages sur le Zeiss Lumera (microscope chirurgical ophtalmique). Les réglages peuvent varier selon d’autres modèles de microscopes.
   REMARQUE : Utilisez une approche temporelle, que la procédure soit autonome ou combinée.
5. Créer une ou deux paracenteses de 1,0 mm à 2 heures de la position temporelle du siège, environ 1 mm dans la cornée claire.
6. Remplissez la chambre antérieure avec de la viscoélastique.
7. Inclinez la tête du patient loin du côté du chirurgien à un angle d’environ 30°. Inclinez le microscope à un angle d’environ 30°. Concentrez-vous sur le tissu iris périphérique et montrez l’angle de la chambre antérieure.
8. Mélangez le viscoélastique avec une teinture à la fluorescéine.
   1. Aspirez très lentement 0,05 mL de fluorescéine dans la viscoélastique à l’aide d’une canule stérile afin qu’une seule caverne soit créée à l’intérieur de la viscoélastique.
   2. Laissez la fluorescéine diffuser pendant 5 à 10 minutes.
   3. Appuyez lentement sur le venbour de la seringue viscoélastique pour exprimer complètement la caverne remplie de fluorescéine.
9. Remplissez le microcathéter avec un appareil viscoélastique teint à la fluorescéine.
10. Testez l’appareil en avançant le microcathéter au-delà de la pointe de l’injecteur.
11. Appliquez de l’hydroxy-méthylcellulose sur la cornée. Insérez le microcathéter AbiC dans la chambre antérieure via la paracentèse. Placez un gonioprisme, tel qu’une lentille gonioprisme de Swan-Jacob, sur la cornée.
12. Utilisez la pointe de l’appareil pour inciser la grille trabéculaire. Utilisez l’actionneur bleu de l’appareil pour faire avancer le microcathéter dans le canal de Schlemm.
13. Avancez le microcathéter de 360° à travers le canal de Schlemm tout en administrant douze bolus de 2,5 μL de viscoélastique teinté en tournant l’injecteur visco.
14. Administrez un bolus de 2,5 μL par horloge-heure.
15. Rétractez lentement le microcathéter de 360° tout en administrant douze bolus viscoélastiques de 2,5 μL.
16. Retirez le microcathéter de la chambre antérieure. Retirez le gonioprisme de la surface oculaire.
17. Réalignez la tête du patient et le microscope en position droite afin d’assurer une vue standardisée et droite de l’œil. Rinçez la cornée pour éliminer le colorant et l’hydroxyméthyl-cellulose.
    REMARQUE : Si nécessaire, utilisez un prélèvement pour enlever les taches de surface afin d’éviter une mauvaise interprétation d’une décoloration superficielle.
18. Passez au filtre de lumière bleue. Enregistrez la phase initiale de la chaîne à l’aide de vidéos ou d’une série photo.
19. Zoomez pour visualiser autant de tissu sclérique que possible et assurez-vous que l’image est nette.
20. Une fois terminé, coupez le filtre à lumière bleue.
    ATTENTION : Utilisez des sondes d’irrigation/aspiration bimanuelles pour éliminer la viscoélastique de la chambre antérieure. Prévenez le reflux sanguin en maintenant la chambre antérieure sous irrigation avec une solution salée équilibrée jusqu’à ce que la paracentèse soit hydratée.
21. Injectez du céfuroxime intracaméralement.
22. Revenez au filtre à lumière bleue. Enregistrez la phase finale de la channelographie à l’aide de vidéos ou d’une série de photos environ 2 minutes après la prise de l’image pour la phase initiale.
23. Zoomez pour visualiser autant de tissu sclérique que possible et assurez-vous que l’image est nette.
24. Coupez le filtre à lumière bleue et injectez la dexaméthasone de façon sous-conjonctivale.

2. Exportation d’images et stockage des données

1. Téléchargez les images de votre logiciel de microscope, Zeiss Forum.
2. Ouvrez le dossier patient correspondant au numéro de patient dans le logiciel de microscope et utilisez le bouton « Export » pour stocker les images dans un dossier sélectionné.
3. Divisez les images exportées en dossiers de phase précoce et de phase avancée.
4. Nommez chaque image au format « Patient No._Eye_Image_No. » et enregistrez les images au format JPEG.

3. Quantification de l’écoulement sous-conjonctivale via FIJI

NOTE : Appliquer ce flux de travail aux phases précoces et tardives de la channelographie.

1. Chargez une image de canalographie dans FIJI²¹ (logiciel d’analyse d’images open source). Recadrez l’image de façon à ce que seul l’œil opéré soit visible. Dessinez un rectangle avec « Outil rectangle » et sélectionnez « Image > Recadrer » dans le menu.
2. Dessinez le diamètre cornéen du blanc au blanc sur l’image à l’aide de l'« outil ligne droite ». Mesurez horizontalement du limbus nasal au limbus latéral. Fixez le diamètre cornéen blanc à blanc comme échelle en utilisant le diamètre cornéen connu à partir de la biométrie préopératoire sous « Analyser > échelle définie > distance connue (unités) ».
3. Utilisez l'« outil polygonal » pour marquer la frontière entre la cornée et la sclère en utilisant au moins 24 points. Si nécessaire, revoyez la vidéo chirurgicale ou l’image de l’autre phase afin d’identifier mieux la bordure cornéenne. Utilisez des repères tels que les vaisseaux conjonctivaux et la base de la micro-rupture trabéculaire en phase précoce.
4. Appuyez sur « T » sur le clavier ou sélectionnez « Image > Overlay > To ROI Manager » pour ouvrir le ROI Manager et enregistrer le marquage cornéen comme ROI. Sauvegardez l’image pour des analyses ultérieures, si nécessaire.
5. Appuyez sur « Supprimer » sur le clavier ou sélectionnez « ROI Manager > Plus > remplir » pour découper la cornée.
   REMARQUE : Assurez-vous que la zone découpée paraît noire. Si nécessaire, ajustez la couleur à l’aide de l’outil « Sélecteur de couleurs ».
6. Convertissez l’image fixe en image binaire en noir et blanc à l’aide de l’outil « Color Threshold » sous « Image > Adadjust ». Après avoir ouvert l’outil, sélectionnez « Par défaut » comme méthode de seuil, « Noir & Blanc » comme couleur seuil, et « HSB » comme espace colorimétrique. Supprimez les coches des cases « Passer » pour chaque réglage et de la case « Fond sombre ».
7. Assurez-vous que les zones blanches correspondent à une coloration jaune par fluorescéinée viscoélastique. Si nécessaire, ajustez cela à l’aide de l’outil « Color Picker ».
8. Standardisez l’image binarisée en utilisant l’une des trois options de réglage suivantes pour permettre une meilleure comparabilité entre les images.
   1. Pour des réglages entièrement standardisés pour l’ensemble du collectif de patients, réglez la barre supérieure à « Hue » = 140, « Saturation » = 205, et « Luminosité » = 205. Réglez la barre inférieure sur « Hue », « Saturation » et « Brillance » = 255.
   2. Pour des réglages partiellement standardisés, choisissez individuellement la barre supérieure « Hue », et réglez la barre supérieure « Saturation » et « Luminosité » = 255. Réglez la barre inférieure « Hue », « Saturation » et « Luminosité » = 255.
   3. Pour des réglages entièrement personnalisés, choisissez chaque réglage de la barre supérieure individuellement pour chaque image. Réglez la barre inférieure « Hue », « Saturation » et « Luminosité » = 255.
9. Comparez l’image binarisée avec l’image originale en utilisant la fonction « stack » ou la comparaison directe.
10. Choisissez un réglage minimal pour les réglages partiellement standardisés et entièrement personnalisés qui représente toujours les zones plus claires tout en évitant la surreprésentation des zones fortement tachées. Si nécessaire, supprimez les reflets de lumière ou la teinture superficielle. Marquez l’artefact avec « Polygon Tool », puis appuyez sur « Supprimer » ou sélectionnez « ROI Manager > Plus > remplir ».
11. Sélectionnez le noir comme couleur de remplissage sous « Image > Color > Color Picker » afin que les zones découpées ne soient pas mal comptées comme teinture.
12. Changez le type d’image en « 32 bits » via « Type d’image > ». Normalisez les réglages via « Traiter > améliorer le contraste » et définissez « % de pixels saturés = 0,35 ».
13. Quantifiez la quantité de sortie d’humour aqueux en utilisant l’approche 1, 2 ou 3 comme mentionné ci-dessous.
    1. Approche de quantification 1 : Pourcentage de coloration à la fluorescéine de la surface totale circulairement à l’extérieur de la cornée.
       REMARQUE : Utilisez cette approche pour enregistrer le pourcentage de coloration à la fluorescéine de la surface totale circulairement à l’extérieur de la cornée.
       1. Selon la section de l’image et la largeur de l’ouverture de la paupier, projetez trois anneaux autour de la démarcation cornéenne précédemment tracée, chaque anneau mesurant 1 mm de large.
       2. Sélectionnez le marquage cornéen dans le gestionnaire de ROI et choisissez « Modifier > sélection > Créer la bande : 1 ».
       3. Récupérez le pourcentage de surface teintée dans le premier anneau. Sélectionnez « Analyser > définir les mesures > la valeur grise moyenne > OK », puis appuyez sur « Ctrl + M » au clavier ou sélectionnez « Analyser > mesure ».
       4. Notez les valeurs de la table qui s’ouvre.
       5. Appuyez sur « T » sur le clavier ou sélectionnez « Image > Overlay > To ROI Manager » pour enregistrer la première sonnerie dans le ROI Manager.
       6. Répétez les étapes 3.13.1.2 - 3.13.1.5 pour le deuxième et le troisième anneau en utilisant 2 ou 3 unités pour l’extension des anneaux, en partant de la marque cornéenne ou d'1 unité de l’anneau précédemment dessiné.
       7. Vérifiez l’image originale pour confirmer que les anneaux ne contiennent que des conjonctives.
       8. Sauvegardez l’image binarisée sous « File > Save As > Tiff », et nomme-la au format « Patient ID_phase_Ring ».
       9. Enregistrez les résultats correspondants via « Fichier > enregistrer sous », et nommez-les en conséquence.
       10. Sauvegardez le gestionnaire de ROI correspondant en cliquant sur « Désélectionner », puis sur « Plus > enregistrer », et nommez-le en conséquence.
    2. Approche de quantification 2 : Analyse par quadrants de la coloration en pourcentage
       REMARQUE : Utilisez cette approche pour analyser le pourcentage de coloration individuellement pour chaque quadrant.
       1. Terminez les étapes 3.1–3.13.1.1.10 avant de commencer l’analyse du quadrant.
       2. Dessinez un rectangle avec l'« outil rectangle » afin qu’il représente exactement la moitié de l’image.
       3. Appuyez sur « Ds » sur le clavier ou sélectionnez « ROI Manager > Plus > remplir » afin qu’il ne reste qu’une moitié de l’image.
       4. Dessinez un second rectangle représentant la moitié de l’image restante.
       5. Appuyez sur « Supprimer » au clavier ou sélectionnez à nouveau « ROI Manager > Plus > remplir » afin qu’un quart de l’image binarisée originale reste.
       6. Même si la cornée sélectionnée n’est pas parfaitement ronde, essayez d’identifier un quadrant qui mesure le plus proche possible de 0,25 en utilisant d’abord deux moitiés exactes.
       7. « Désélectionnez » les trois anneaux de la première approche via le gestionnaire de ROI.
       8. Cliquez sur « Plus > Multi Measure > une rangée par tranche » pour déterminer la proportion colorée.
       9. Notez les résultats à partir du tableau qui s’ouvre.
       10. Répétez les étapes 3.13.2.2 - 3.13.2.9 pour les trois quadrants restants.
       11. Sauvegardez toutes les images binarisées du quadrant sous « File > Save As > Tiff », et nommez-les au format « Patient ID_phase_Quadrant ».
       12. Enregistrez les résultats correspondants via « File > Save As », et nommez-les en conséquence.
       13. Sauvegardez le gestionnaire de ROI correspondant en cliquant sur « Désélectionner », puis sur « Plus > sauvegarder », et nomme-le en conséquence.
    3. Approche de quantification 3 : Analyse des motifs de coloration focales correspondant aux altérations localisées du maillage trabéculaire
       REMARQUE : Utilisez cette approche pour évaluer les motifs de coloration focale pouvant correspondre à des altérations localisées du réseau trabéculaire. Lors de l’avancée du canal de Schlemm, le cathéter peut provoquer des micro-ruptures dans la paroi interne du réseau trabéculaire et influencer des hernies de la paroi interne du réseau trabéculaire vers les osties du canal collecteur. Par conséquent, analysez les images de phase précoce en utilisant cette approche.
       1. Terminez les étapes 3.1 à 3.4.
       2. Cliquez sur « Modifier > rendre l’inverse ».
       3. Appuyez sur « Dal » sur le clavier ou sélectionnez « ROI Manager > Plus > remplir » pour supprimer le tissu sclérique afin d’analyser uniquement les micro-ruptures trabéculaires situées à l’intérieur de l’anneau cornéen.
       4. Assurez-vous que la zone extérieure à l’anneau cornéen est noire. Si nécessaire, ajustez l’affichage en noir et blanc à l’aide de l’outil « Sélecteur de couleurs ».
       5. Dessinez un anneau légèrement plus petit à l’intérieur du ROI cornéen en sélectionnant d’abord le ROI cornéen dans le gestionnaire de ROI.
       6. Cliquez sur « Modifier > sélection > agrandir > -0,2 » afin qu’un anneau 0,2 mm plus étroit apparaisse à l’intérieur de l’anneau cornéen.
       7. Appuyez sur « T » sur le clavier ou sélectionnez « Image > Overlay > To ROI Manager ».
       8. Cliquez sur « Modifier > sélection > Rendre la bande > 0,2 » afin qu’un anneau 0,2 mm de plus large apparaisse.
       9. Placez cet anneau sur l’anneau cornéen pour fournir la limite extérieure afin que seule la surface entre les deux anneaux puisse être analysée.
       10. Appuyez sur « T » sur le clavier pour sauvegarder la bague comme retour sur investissement.
       11. Ouvrez « Image > ajuster > seuil de couleur » pour vérifier les paramètres de seuil.
       12. Utilisez des réglages partiellement standardisés. Choisissez individuellement la barre supérieure « Hue », réglez la barre supérieure « Saturation » et « Luminosité » = 255, puis la barre inférieure « Hue », « Saturation » et « Luminosité » = 255.
       13. Choisissez des réglages de couleur qui permettent à la couleur de remplir les zones de l’anneau intérieur présentant une rupture trabéculaire.
       14. Assurez-vous que les zones tachées apparaissent blanches dans l’image binaire.
       15. Si nécessaire, supprimez les artefacts et les lieux où les paracentèses ont été créées. Marquez les zones avec « Polygon Tool » et appuyez sur « Supprimer ».
       16. Sélectionnez le noir comme couleur de remplissage sous « Image > Color > Color Picker » afin que les zones découpées ne soient pas mal comptées comme teinture.
       17. Cliquez sur « Plus > Multi mesures > une rangée par tranche ».
       18. Notez les résultats à partir du tableau qui s’ouvre.
       19. Enregistrez les images binarisées sous « File > Save As > Tiff », et nommez-les au format « Patient ID_phase_microruptures ».
       20. Enregistrez les résultats correspondants via « Fichier > enregistrer sous », et nommez-les en conséquence.
       21. Sauvegardez le gestionnaire de ROI correspondant en cliquant sur « Désélectionner », puis sur « Plus > enregistrer », et nomme-le en conséquence.
14. Pour la compilation des données, ouvrez un tableau Excel.
15. Copiez tous les tableaux de résultats précédemment collectés dans un seul tableau.
16. Pour les résultats de l’analyse des quadrants, multipliez chaque valeur par quatre afin que les valeurs représentent la coloration dans une image complète et puissent être comparées aux autres approches.

La figure 1 donne un aperçu du flux de travail.

Figure 1 : Aperçu schématique du flux de travail utilisé pour quantifier l’écoulement de l’humeur aqueuse après une canaloplastie ab-interne (AbiC). La procédure comprend la canalisation par canalisation de fluorescéine intraopératoire, l’acquisition d’images, le traitement d’images à l’aide de logiciels d’analyse d’images open source, la binarisation et la standardisation des images, ainsi qu’une analyse quantitative des motifs de coloration par fluorescéine. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Résultats

Des patients de plus de 18 ans ayant reçu un diagnostic de glaucome, ayant subi un AbiC de manière autonome ou en combinaison avec une chirurgie de la cataracte, ont été inclus. De plus, les images de canalographie devaient être disponibles au moins au début ou à la fin de la phase. Une trabéculoplastie sélective au laser précédente n’était pas un critère d’exclusion, contrairement à d’autres interventions chirurgicales du glaucome. De plus, aucun patient présentant des lésions avancées ...

Discussion

Ce flux de travail fournit un guide étape par étape pour utiliser un logiciel d’analyse d’images open source afin de quantifier la quantité d’humour aqueux après AbiC. Les fonctionnalités des logiciels d’analyse d’images open source offrent des modèles faciles à utiliser qui ne nécessitent aucune connaissance du codage et peuvent être appliqués par des médecins sans support technique. Cette approche aidera à évaluer l’écoulement de l’humour aqueux après AbiC afin d’évaluer sa valeur préd...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Balanced Salt Solution	Bausch & Lomb	Ref.: BL705004
Bi-manual irrigation/aspiration probes	Zeiss	Ref.: 303060-0165-000
Cefuroxim	Laboratoires Théa	PZN: 09755705	Pré-mélangé par la pharmacie
Dexaméthasone	Dr. Winzer	PZN: 02192162
FIJI (ImageJ)	n/a	n/a	Logiciel d'analyse d'image open source
Colorant à la Fluorescéine	Alcon	PZN: 01467007
Healon Pro Viscoélastique	Johnson & Johnson	Ref.: 10-3100-12
Hydroxyméthylcellulose	Johnson & Johnson	Ref.: 10310012
Solution d'iode	Mundipharma	PZN: 03930490
Lentille gonioprisme iPrism S	Glaukos	Ref.: OTB/LH-2
Système de canuloplastie iTrack Advance	Nova Eye Medical	Ref.: Track-ADS	Système de canuloplastie à base de microcathéter
Microscope chirurgical Lumera 700 + Calysto	Zeiss	Ref.: 6726521526	Microscope chirurgical ophtalmique
Chlorhydrate de Proxymétacaïne	PUREN Pharma GmbH & Co. KG	PZN: 11055866
Canule stérile	Braun	Ref.: 4657683