Article de méthode

Consommation intermittente automatisée d’alcool chez des souris hébergées socialement via le système de test Intellicage

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DOI :

10.3791/71345

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5 juin 2026

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1Section on Neurobiology of Compulsive Behaviors, National Institute on Mental Health, Intramural Research Program, National Institutes of Health

Dans cet article

Résumé

Ce protocole présente des méthodes pour une évaluation automatisée à haut débit des comportements de consommation d’alcool chez des souris hébergées socialement, réalisée via le système de test IntelliCage. Une méthodologie détaillée pour un paradigme opérant et intermittent de consommation d’alcool, accompagnée des fichiers expérimentaux et du code pour analyser les données obtenues.

Résumé

Malgré les confondus connus de l’isolement social sur le comportement des rongeurs, de nombreux chercheurs s’appuient sur le fait d’héberger seules des souris pour évaluer la préférence alcoolique dans les modèles précliniques du trouble lié à l’usage d’alcool (AUD). Ce protocole décrit une tâche sociale liée à la consommation d’alcool qui permet une évaluation automatisée et à haut débit des comportements de consommation d’alcool chez la souris, sans les impacts déconcertants du stress induit par l’isolement social. Le système de test IntelliCage permet aux chercheurs d’évaluer simultanément le comportement opérant de consommation d’alcool chez jusqu’à 16 souris de même sexe, chacune identifiée de manière unique avec un transpondeur d’identification par radiofréquence (RFID) implanté sous la cutanée. L’accès aux bouteilles à dévoration est contrôlé par logiciel et peut être ajusté individuellement pour chaque souris. Dans ce paradigme chronique et intermittent de consommation d’alcool, les souris s’engagent volontairement dans des sepons opérants pour accéder à des bouteilles à déversement contenant 20 % d’alcool pendant six semaines consécutives. Les bouteilles d’alcool ne sont accessibles qu’un jour sur deux pendant 24 heures sur 24 et peuvent être éventuellement modifiées avec de la quinine pour évaluer une consommation d’alcool insensible à la punition. Les visites de chaque coin opérant, nez-nez et données de léchage sont automatiquement enregistrées pour chaque souris. Des méthodes expérimentales détaillées et le code open source pour analyser les données enregistrées permettront aux chercheurs d’évaluer les comportements liés à la consommation d’alcool pertinents pour l’AUD de manière de plus en plus efficace et éthologiquement pertinente.

Introduction

Les études sur des modèles précliniques sont cruciales pour approfondir la compréhension des mécanismes neurobiologiques sous-jacents aux comportements similaires au trouble de l’usage de l’alcool (TA). Pourtant, de nombreuses mesures traditionnelles de consommation d’alcool chez les rongeurs, telles queles tests de choix 1,2 à deux bouteilles et lestests 3,4,5 à consommation d’alcool dans le noir, nécessitent une mesure manuelle des volumes liquides chez des rongeurs logés individuellement, une méthode à faible débit et sujette à erreurs. L’adoption récente de systèmes de lickomètres open source utilisant soit la technologiecapacitive 6,7,8,9,10, soit la technologie photoélectrique 11,12 pour automatiser le comptage des léchages représente une avancée significative dans le débit, la précision et la sensibilité technique de la méthodologie de consommation d’alcool. Cependant, la plupart des systèmes de lichimètres à cage domestique nécessitent encore que les rongeurs soient logés individuellement, ce qui entraîne un stress d’isolement13,14. Bien que les résultats rapportés varientconsidérablement 15, 16, les rongeurs préfèrent généralement davantage l’alcool lorsqu’ils sont logés seuls17, 18, 19, 20. Cependant, les effets de l’isolement social sur la consommation d’alcool varient selon l’âge de l’animal, le sexe, l’environnement de logement et l’exposition au stressantérieure 20,21,22. L’isolement social a le potentiel d’interagir significativement avec des manipulations expérimentales afin de limiter la validité des résultats comportementaux évalués de type AUD.

De nouveaux systèmes entièrement automatisés de surveillance des cages domestiques, tels que le système de test IntelliCage (TSE Systems23, 24, 25) ou des alternatives open source LIQ PARTI20 et FARESHARE26, résolvent ce problème en combinant la lickométrie avec le suivi par radiofréquence (RFID) de plusieurs animaux hébergés en groupe. Ces systèmes de surveillance des cages domestiques permettent une quantification plus efficace et reproductible des comportements liés à la consommation d’alcool, sans les confondus du stress induit par l’isolement social. Ainsi, ils sont idéaux pour des études confirmatrices à haut débit sur des manipulations expérimentales affectant la vulnérabilité aux comportements de type AUD. Parmi ceux-ci, le système de test IntelliCage est unique en incorporant des coins opérants programmables pour accéder à la bouteille à déversement de gate, permettant aux chercheurs d’évaluer les comportements de recherche en l’absence d’accès aux médicaments, de moduler les rapports opérants pour chaque animal, et plus encore.

Ici, les auteurs présentent un paradigme opérant de consommation intermittente d’alcool mené via le système de test IntelliCage chez des souris hébergéessocialement 27,28. Ce paradigme permet l’évaluation automatisée à long terme de la consommation d’alcool chez jusqu’à 16 souris de même sexe, chacune identifiée de manière unique par des transpondeurs RFID implantés sous la cutanée. Comme décrit ci-dessous, les souris sont entraînées à faire opératoirement un nez à un ratio fixe (FR)-3 pour accéder aux bouteilles à déversement. Après une brève période de formation, les bouteilles à dégustation dans deux des quatre coins opérants sont remplacées par de l’alcool à 20 % (95 % d’éthanol [190 degrés] dans l’eau du robinet, v/v). Les souris ont un accès continu à l’eau, mais un accès intermittent à l’alcool tous les deux jours pendant des périodes de 24 heures (de 12h30 à 12h30). Les léchages d’alcool sont quantifiés sur une période de six semaines, avec un test de quinine de deux jours (0,5 mM, 1,0 mM) à mi-parcours de l’expérience pour évaluer la consommation d’alcool insensible à la punition. Les données de visite, de nosepoke et de léchage sont enregistrées pour chaque souris (Figure 1), extraites à l’aide du logiciel propriétaire de TSE, puis analysées à l’aide du pipelineopen source 29 pour obtenir des informations sur des comportements similaires à ceux de l’AUD.

Ce protocole complète d’autres utilisations publiées du système de test IntelliCage pour évaluer les comportements de typeAUD 30,31,32,33,34,35,36,37,38,39, ainsi que d’autres comportements similaires à des troubles liés à l’usage de substances 40,41,42. Conformément aux rapports suggérant que les programmes d’accès intermittent augmentent la consommation volontaire d’alcool chezles rongeurs 1,43,44,45,46,47, ce protocole entraîne des niveaux élevés de consommation volontaire d’alcool chez la plupart des souris. Néanmoins, comme le soulignent les auteurs tout au long du protocole, les paramètres expérimentaux peuvent être facilement modifiés pour répondre à des questions expérimentales. Dans l’ensemble, cette méthodologie offre une solution efficace et flexible pour les chercheurs afin d’étudier les mécanismes sous-jacents à l’AUD.

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Figure 1 : Suivi entièrement automatisé des visites de souris, des nez-éponges et des licks via une identification RFID unique. (A) Schéma cartoon de l’implantation d’un transpondeur RFID de souris. Les transpondeurs RFID sont implantés par voie sous-cutanée dans la région dorsocervicale afin de permettre le suivi individuel dans un système automatisé de surveillance de la cage à domicile. (B) Schéma des phases de collecte de données durant le paradigme automatisé et opérant de l’alcool intermittent. L’identité de l’animal est lue, et une visite d’angle est enregistrée via une double antenne RFID en anneau et des relevés de capteurs de température, tous deux doivent être positifs pour qu’une visite soit enregistrée (à gauche). Ensuite, les souris sont entraînées à reniser selon un calendrier FR-3 pour accéder aux bouteilles à tampon (au milieu). Un noepoking réussi permet d’accéder à 5 s de bouteille sipper, moment où les coups de langue de la souris sont enregistrés via un lickomètre à capacité (à droite). Dessins animés réalisés à partir de modèles BioRender modifiés par Lucy Anderson, sous licence CC BY 4.0 (https://BioRender.com/ko79xuy). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Protocole

Toutes les procédures expérimentales ont été approuvées par le NIH Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) et respectaient la politique du Public Health Service concernant les soins et l’utilisation humains des animaux de laboratoire.

1. Préparation de l’appareil

REMARQUE : Chaque appareil du système de test IntelliCage se compose d’une grande cage en plastique (39 cm x 58 cm x 21 cm) à l’intérieur de laquelle jusqu’à 16 souris de même sexe peuvent résider. Les cohortes précédentes variaient en taille de 8 à 16 souris/cage. L’appareil est équipé de quatre coins opérants, tous connectés à un microprocesseur central situé sur le couvercle supérieur. La nourriture pour rongeurs est accessible depuis une grande trémie métallique placée au centre du couvercle. À l’intérieur de la cage, les souris se déplacent librement entre les coins opérants et un espace de vie central, équipé de literie et de matériaux d’enrichissement. Chaque coin opérant possède une petite entrée circulaire qui ne permet physiquement l’entrée que par une seule souris à la fois. L’identité de la souris est lue et enregistrée à partir de la double antenne RFID en anneau et des relevés du capteur de température, qui doivent être positifs pour qu’une visite soit enregistrée. Dans chaque coin opérant, les souris disposent de deux ports de nez, chacun contrôlant l’accès à l’une des deux portes motorisées. Ces portes programmables et motorisées donnent accès à l’une des deux bouteilles à tampon. Les enquêteurs programment manuellement les conditions d’accès à la bouteille à déversement, ainsi que la sensibilité des lickomètres à capacité. Les données visite, nosepoke et lick sont enregistrées individuellement pour chaque souris et transpondées via un microprocesseur central vers un ordinateur sur lequel le système logiciel propriétaire de TSE est chargé. Bien que cela ne soit pas abordé dans ce protocole, chaque chambre opérante contient également une soupape de souffle d’air programmable pour une utilisation en conditionnement aversif.

  1. Équipez la cage en plastique de cinq coussinets en fibre de coton comprimée (15,24 x 25,4 cm), deux petits carrés en coton (5,08 x 5,08 cm) et quatre structures de fouière en plastique pour la litière et l’enrichissement.
    REMARQUE : L’utilisation de tampons en fibre de coton compressée est recommandée pour deux raisons : (1) pour éviter que la poussière ou les éclats des matériaux de literie couramment utilisés n’interfèrent avec la mécanique des portes, et (2) pour faciliter l’identification des combats entre animaux.
  2. Placez le couvercle supérieur avec des coins opérants dans la cage en plastique de la maison.
  3. Si la déconnexion est déconnectée, connectez tous les coins opérants au microprocesseur central à l’aide des câbles fournis, puis connectez le microprocesseur central à un ordinateur préchargé avec un logiciel TSE à l’aide de câbles CAN.
    1. Si vous utilisez plusieurs appareils, connectez toutes les cages au même ordinateur en série.
  4. Connectez le microprocesseur à la source d’alimentation et assurez-vous que les lumières LED de chaque coin s’allument et que les huit portes motorisées bougent.
  5. Remplissez huit bouteilles à bec avec ~250 mL chacune d’eau du robinet (ou autre liquide), appuyez fermement sur les bouchons pour assurer une bonne étanchéité, puis tournez doucement dans les ouvertures du lickomètre, assurant une connexion hermétique au lickomètre.
    REMARQUE : La sensibilité des capteurs de visite, de nez et de léchage peut être optimisée en option via une expérience pilote. Pour ajuster la sensibilité de chaque coin, suivez les instructions du fabricant décrites dans le fichier « Aide » du programme « Contrôleur ». Toutes les études ont utilisé les réglages suivants : visite- 816 ON/768 OFF ; Un nez - 21 SUR / 26 EN OFF ; Compteur - 69 SUR / 80 EN OFF / 15 temps mort.
  6. Remplissez la sachette de nourriture avec de la nourriture pour rongeurs.
  7. Allumez l’ordinateur, ouvrez l’application « Contrôleur » et chargez le fichier d’expérience désiré.

2. Préparation des animaux

REMARQUE : Les animaux doivent recevoir des transpondeurs RFID implantés au moins une semaine avant le début des tests comportementaux afin de garantir un temps de récupération suffisant. Utilisez des souris vieillies au moins ~50 jours, avec un poids corporel supérieur à 15 g. L’implantation de souris plus petites augmente le risque de blessure lors de l’injection. Selon la lignée de souris, l’agressivité peut devenir un problème dans les conditions de logements collectifs, en particulier chez les mâles. Réduisez ce risque en hébergeant toutes les souris ensemble pendant l’adolescence. Les auteurs n’ont pas observé d’agressivité significative dans des études sur des souris adultes (~PND 80–150) sauvages C57BL/6, mais cela ne garantit pas la généralisation de ce protocole à d’autres génotypes, âges ou arrangements de logement.

  1. Implanter sous-cutanément des souris avec des transpondeurs RFID dans la région dorsocervicale pour une identification unique.
    1. Imprimez un tableau de données listant tous les animaux expérimentaux avec un espace à côté de chaque pièce d’identité pour placer un autocollant de code-barres indiquant leur code RFID.
    2. Rassemblez tous les animaux et les fournitures nécessaires : transpondeurs RFID, injecteur RFID rechargeable et installation d’induction isoflurane.
    3. Placez la première souris dans la chambre d’induction et anesthésiez à l’aide d’isoflurane vaporisé (débitmètre d’oxygène : 1,5 mL/min, isoflurane : 1,5–3,5 %) jusqu’à ce que la souris prenne de grandes inspirations haletantes et ne réponde plus à une pincée de l’orteil.
      1. En attendant que la souris soit anesthésée, chargez le transpondeur RFID sur l’injecteur en vissant l’aiguille préchargée sur la base de l’injecteur, puis en éjectant lentement la seringue jusqu’à ce que la puce bouge.
      2. Appliquez le code-barres identifiant le code RFID sur la table de données imprimée à côté de l’identifiant animal approprié.
    4. Retirez la souris de la chambre d’induction et implantez le transpondeur RFID préchargé de façon sous-cutanée dans la région dorsocervicale.
      1. Après avoir d’abord vérifié que la souris ne répond pas à une pincement de l’orteil, utilisez le pouce et l’index de la main non dominante pour pincer la peau de la souris directement au-dessus des omoplats.
      2. Avec la main dominante, insérez l’aiguille injectrice de façon sous-cutanée à l’extrémité postérieure de la peau de la souris, en veillant à garder l’aiguille levée au-dessus et parallèle à la colonne vertébrale pour éviter de blesser la souris.
      3. Avec la pointe de la seringue à l’intérieur de la peau de la tarte de la souris et fermement stabilisée entre le pouce et l’index, déplacez délicatement la main dominante afin que la personne puisse appuyer sur le plongeur injecteur.
      4. Éjectez le transpondeur RFID, en gardant les doigts de la main non dominante pincés autour de la peau du col afin que l’on puisse sentir une fois que la puce est sortie de la pointe de la seringue.
      5. Tout en gardant la peau du col pincée, retirez lentement l’injecteur. Ne libérez la barbe que lorsque l’injecteur a été complètement retiré pour éviter que le transpondeur ne tombe.
        REMARQUE : En option, un seul nœud de suture peut être ajouté pour fermer la peau pendant que la souris est sous anesthésie.
    5. Remis la souris dans sa cage et surveille la récupération après anesthésie jusqu’à ce qu’elle soit complètement déambulante.
    6. Surveillez la souris pour tout signe d’altération physique, y compris une paralysie partielle, une boiterie ou des tournées en rond, pouvant indiquer une injection hors cible. Si les troubles persistent plus de 24 heures ou affectent gravement le bien-être animal, euthanasiez de manière humaine.
      1. Pointez le lecteur de transpondeur RFID au-dessus de la région dorsocervicale de la souris et faites un scan pour confirmer le placement réussi.
    7. En option, prélève un échantillon de tissu pour le génottypage.
      1. Répétez avec toutes les souris expérimentales.
  2. Un jour après l’implantation initiale du transpondeur RFID, utilisez le lecteur RFID pour vérifier qu’aucune souris n’a perdu son transpondeur RFID. Si des souris ont perdu leur transpondeur, répétez la procédure avec un nouveau transpondeur et mettez à jour les enregistrements en conséquence.
    REMARQUE : En général, si une souris doit perdre son transpondeur RFID, cela se produit dans les 24 heures suivant l’implantation. Cela peut se produire à cause d’un mauvais placement du transpondeur RFID et/ou d’un toilettage ou d’un grattage de souris au site d’injection. Évitez de réinjecter dans les plaies d’injection précédentes et excluez les souris après trois implantations ratées de transpondeurs RFID.
  3. Avant de réintégrer les souris dans l’appareil IntelliCage, vérifiez que tous les transpondeurs RFID peuvent être lus correctement. Peser et noter le poids corporel de toutes les souris.

3. Préparation des fichiers expérimentaux

REMARQUE : Le système de test IntelliCage est contrôlé et exploité via des interfaces graphiques fournies par TSE. Trois applications sont utilisées pour exécuter les expériences IntelliCage : « Designer », « Controller » et « Analyzer ». Les différentes phases de l’expérience sont exécutées via différents fichiers expérimentaux, conçus dans l’application « Designer » puis exécutés dans l’application « Contrôleur ». Des informations détaillées sur la conception et l’adaptation des fichiers d’expériences ont déjà étédécrites 48,49. Des modèles des quatre fichiers d’expériences utilisés dans l’étude (Habituation.experiment, Water Training.experiment, Intermittent Alcohol.experiment, Open Bar.experiment) ont été fournis pour faciliter la réplication des protocoles. Dans ces fichiers, les changements de phase ont lieu à 12h30. Les auteurs ont choisi ce moment parce que les animaux étaient hébergés lors d’un cycle lumineux de 6h00 à 18h00. Cela permettait une phase sombre ininterrompue pour mesurer les habitudes de consommation d’alcool. Cependant, les enquêteurs pourraient souhaiter modifier ce calendrier pour qu’il soit cohérent avec d’autres méthodes de consommation d’alcool, telles que les procédures « drinking in the dark» 50.

  1. Configurez des fichiers d’expériences dans l’application « Designer ».
    REMARQUE : Si vous utilisez les fichiers modèles, supprimez les quatre animaux exemples avant d’entrer dans la cohorte en cours. Renommer également les noms des groupes selon le plan expérimental et ajouter des groupes si nécessaire. Assurez-vous que les nouveaux groupes commencent tous avec le même cluster que ceux du modèle.
    1. Ouvrez le fichier Habituation.experiment dans l’application « Designer » et entrez soigneusement l’identifiant animal, le code du transpondeur RFID et le groupe/génotype expérimental pour chaque souris. Sauvegardez le fichier avec un nouveau nom pour conserver le modèle de fichier.
      REMARQUE : Si les codes transpondeur RFID sont mal tapés, les données ne seront pas enregistrées. Attribuer les animaux aux groupes expérimentaux pertinents aidera à surveiller leur comportement et, en fin de compte, à analyser les données.
    2. Exportez les informations animales sous forme de fichier animal.
    3. Pour chaque phase de l’expérience, ouvrez le fichier d’expérience correspondant et chargez le fichier des animaux. Sauvegardez et renommez en conséquence.
    4. Si vous conçoivez des fichiers sur un ordinateur séparé, téléchargez les fichiers expérimentaux sur une clé USB portable pour les transporter dans la salle de comportement.
  2. Téléchargez tous les fichiers d’expériences sur l’ordinateur connecté à(s) appareil(s) IntelliCage et ouvrez le premier fichier dans l’application « Contrôleur ». Vérifiez que toutes les informations se chargent correctement.
  3. Que ce soit sur papier ou électroniquement, créez un fichier journal expérimental dans lequel l’on note la date et l’heure à laquelle on peut commencer/arrêter différentes phases de l’expérience. Cela aidera grandement dans l’analyse, puisque certaines conditions de drogue (par exemple, alcool adultéré à la quinine) ne sont pas enregistrées dans les fichiers d’archives IntelliCage.

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Figure 2 : Chronologie expérimentale pour le paradigme de consommation d’alcool opérant et intermittent. (A) Schéma de l’appareil IntelliCage avec des bouteilles à dévorer contenant de l’alcool dans deux des quatre coins. (B) Chronologie expérimentale illustrant le calendrier de toutes les phases expérimentales, comme utilisé dans la publicationprécédente 23. La cohorte 1 a réalisé un test d’alcool adultéré à la quinine après avoir conclu la consommation intermittente d’alcool, tandis que les cohortes 2 et 3 sont revenues à une consommation intermittente d’alcool après adultération. (C) Calendrier expérimental détaillé illustrant les changements logiciels pour toutes les phases expérimentales : habituation, formation à l’eau, consommation intermittente d’alcool, test d’alcool adultéré à la quinine, et consommation d’alcool « open bar »/accès libre. Les changements de cage sont programmés au moins une fois par semaine après la fin d’un module « Accès à l’alcool ON ». Dessins animés réalisés à partir de modèles BioRender modifiés par Lucy Anderson, sous licence CC BY 4.0 (https://BioRender.com/ko79xuy). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

4. Conduite de l’expérience

REMARQUE : Le paradigme opérant et intermittent de consommation d’alcool se compose de cinq phases : (1) habituation, (2) entraînement à l’eau, (3) consommation intermittente d’alcool, (4) test d’alcool adultéré à la quinine, et (5) « bar ouvert »/consommation d’alcool en accès libre. Chaque phase de l’expérience est réalisée sur différents fichiers expérimentaux, à l’exception des tests intermittents drinking drinking et alcohol adulteré à la quinine, qui utilisent tous deux les paramètres spécifiés dans le fichier Intermittent Alcohol.experiment . En dehors des changements de cage, les expérimentateurs devraient vérifier la présence des souris au moins trois fois par semaine afin d’évaluer le bien-être des animaux et de s’assurer que le logiciel fonctionne correctement. Toute souris trouvée blessée ou malade doit être retirée de l’expérience. Pour un exemple de calendrier expérimental, voir la Figure 2.

  1. Changements de cage
    REMARQUE : Effectuez des changements de cage au moins une fois par semaine. Pendant la consommation d’alcool, effectuez ces changements seulement après 12h30, lors de la période « Accès à l’eau UNIQUEMENT » afin d’éviter d’interrompre la consommation d’alcool. Pour faciliter cela, les fichiers Intermittent Alcohol.experiment et Open Bar.experiment commenceront toujours par « Accès à l’eau UNIQUEMENT ». En raison de la taille des cages, il est difficile de manipuler seuls. Les auteurs recommandent d’avoir au moins un autre enquêteur pour aider à changer de cage. Vérifiez les souris 24 heures après chaque changement de cage pour vous assurer que le logiciel fonctionne correctement et qu’aucune agressivité ou combat n’a eu lieu en réponse au stress du changement.
    1. Avant de commencer à changer de cage, préparez une nouvelle cage en plastique propre avec de nouvelles literies et matériaux pour le nidification. Remplissez chacune des huit bouteilles/cages avec ~250 mL d’eau du robinet ou 20 % d’alcool (95 % d’éthanol [190 proof] dans l’eau du robinet, v/v).
      REMARQUE : En option, les enquêteurs peuvent ajouter une petite quantité de l’ancien matériau de lit à la nouvelle cage propre. Cela minimise la perturbation des hiérarchies de groupe établies et peut diminuer le risque de conflits.
    2. Arrêtez l’expérience dans l’application « Contrôleur ». Après s’être assuré qu’aucune souris n’est dans les coins opérants, retirez la trémie métallique des aliments. Faites soulever l’appareil de microprocesseur métallique par une personne suffisamment haut pour que la seconde puisse faire glisser la cage en plastique en dessous. Vérifiez le nombre correct de souris.
    3. Retirez les souris une par une de la cage sale, scannez le transpondeur RFID et enregistrez le poids corporel. Examinez visuellement chaque souris à la recherche de signes de blessure ou de maladie.
      REMARQUE : Les auteurs recommandent d’enregistrer le poids corporel dans un tableau électronique (csv) afin qu’il puisse être facilement lu dans le pipeline d’analyse.
    4. Placez temporairement les souris dans un récipient propre après avoir enregistré le poids corporel.
    5. Nettoyez la partie supérieure et les coins avec une serviette humide trempée dans du désinfectant. Prenez particulièrement soin d’essuyer la surface et la faîte inférieure de la plaque d’angle, sans laisser de liquide s’échapper sur les composants électroniques.
    6. Soulevez l’appareil microprocesseur métallique assez haut pour faire glisser la nouvelle cage en plastique propre en place.
    7. Faites doucement tourner de nouvelles bouteilles à tampon dans les ouvertures du léchimètre, assurant une connexion bien serrée au léchimètre.
    8. Transférez les souris dans un nouvel appareil propre.
    9. Remplacez la trémie par une nouvelle et propre trémie et une nourriture fraîche pour rongeurs.
    10. Redémarrez la même expérience dans l’application « Contrôleur » ou chargez et lancez un nouveau fichier d’expérience.
    11. Assurez-vous que le programme fonctionne correctement et que toutes les souris ont des visites, des coups de nez et des coups de langue enregistrés correctement.
      REMARQUE : Le programme « Controller » affichera automatiquement des avertissements lorsqu’un animal n’a pas enregistré de licks dans une période de 12 heures.
    12. Nettoyez le matériel sale. Les cages en plastique, les bouteilles à goutte et les structures de forage en plastique peuvent généralement être lavées à travers les systèmes de lavage de cage classiques.
  2. Jour 0 : Habituation
    REMARQUE : La phase d’habituation est exécutée à l’aide du fichier Habituation.experiment . Pendant cette phase, toutes les bouteilles à dégustation contiennent de l’eau du robinet. Les souris ont un accès libre à toutes les bouteilles sans nez opérants. Les portes motorisées s’ouvrent lorsque les souris entrent dans un coin opérant, révélant l’accès aux buses des bouteilles à tampon.
    1. Après avoir vérifié la présence du transpondeur RFID et enregistré le poids corporel de la souris, remplissez les huit bouteilles à dégustation avec ~250 mL d’eau du robinet et tournez doucement dans les ouvertures du lichimètre.
    2. Placez jusqu’à 16 souris de même sexe dans l’appareil IntelliCage préparé.
    3. Chargez le fichier Habituation.experiment dans l’application « Controller » et commencez l’enregistrement.
    4. Vérifiez que toutes les portes motorisées s’ouvrent correctement lorsqu’une souris entre dans le coin opérant et que toutes les visites, nez et coups de langue sont enregistrés avec succès pour chaque souris. Si aucune visite, nez ou léchage n’a été enregistré pour une souris dans une période de 6 heures, vérifiez le fichier .animal pour détecter des erreurs.
  3. Jours 1 à 3 : Entraînement aquatique
    REMARQUE : La phase d’entraînement aquatique se déroule à l’aide du fichier Water Training.experiment . Toutes les bouteilles à dégustation doivent continuer à ne contenir que de l’eau du robinet. Cette phase entraîne les souris à faire le nosepock sur un FR-1 puis sur un calendrier FR-3 pour accéder aux buses des bouteilles de bec. Après un coup de nez réussi, des portes motorisées s’ouvrent pour permettre l’accès à la bouteille à tampon pendant 5 secondes. Une fois qu’une souris atteint un taux de réussite de 60 % ou plus, elle est passée à un calendrier FR-3 pour le reste de la durée du programme. Habituellement, les souris passent à un programme FR-3 dans les 24 à 72 heures. Surveillez la performance des animaux dans le « Contrôleur ». Si un animal n’atteint pas un calendrier FR-3 dans les 72 heures, il est exclu de toute expérimentation ultérieure.
    1. Si toutes les souris semblent hydratées et indemnes après 24 heures d’habituation, arrêtez de lancer le fichier Habitatuation.experiment et commencez à lancer le fichier Water Training.experiment .
    2. Vérifiez que les visites, les nez et les coups de nez sont enregistrés avec succès par le logiciel pour chaque souris et que toutes les portes motorisées s’ouvrent correctement.
  4. Jour 4+ : consommation d’alcool intermittente
    REMARQUE : La phase de consommation intermittente d’alcool est réalisée à l’aide du fichier Intermittent Alcohol.experiment . À cette étape, les bouteilles à dégustation dans deux des quatre coins opérants sont remplacées par de l’alcool à 20 %. Les coins eau vs alcool sont pré-spécifiés via la fonctionnalité « Clusters » dans le fichier expérimental. Dans le modèle, l’eau est distribuée dans les coins un et trois (étiquetés « neutre ») tandis que l’alcool est dans les coins deux et quatre (qualifiés d'« incorrect »). Les souris ont un accès continu à l’eau, mais un accès intermittent à l’alcool pendant des périodes de 24 heures (de 12h30 à 12h30) un jour sur deux. 5 s d’accès à la bouteille à dégustation est assuré sur un FR-3 pour tous les coins. Pendant cette phase de l’expérience, effectuez des changements de cage pendant les périodes « Accès à l’eau UNIQUEMENT » afin d’éviter d’interrompre la consommation d’alcool. Les chercheurs doivent s’assurer que les groupes expérimentaux montrent une préférence à peu près égale pour les quatre coins lors de l’entraînement aquatique avant d’attribuer des coins alcool pour la consommation intermittente d’alcool. Dans chacune des cohortes, les groupes expérimentaux ont montré des visites et des coups de langue à peu près équivalents sur les quatre coins pendant l’entraînement aquatique. Pour cette raison, les auteurs ont maintenu les attributions de coin fixes entre les cohortes. Les expérimentateurs peuvent facilement voir la proportion de licks et de visites dans les coins via le programme « Controller ». Veillez à surveiller régulièrement les données de visite et de découpage tout au long de l’expérience afin de ne pas survenir de problèmes (par exemple, pannes d’équipement ou souris qui « monopolisent » certains coins).
    1. Après que toutes les souris ont réussi à atteindre un programme FR-3 pour accéder aux bouteilles à tampon, préparez un alcool à 20 % (95 % d’éthanol [190 proof] dans l’eau du robinet, v/v ; ~250 mL/bouteille).
    2. Arrête de lancer le fichier Water Training.experiment .
    3. Retirez les bouteilles à bec dans les coins opérants deux et quatre (ou les coins que vous avez spécifiés dans le fichier expérimental, s’ils sont différents) et remplacez-les chacune par ~250 mL d’alcool à 20 %.
    4. Tournez doucement les nouvelles bouteilles à déguster contenant de l’alcool dans les ouvertures du léchômètre, assurant ainsi une connexion bien serrée au léchimètre.
    5. Chargez le fichier Intermittent Alcohol.experiment et commencez l’enregistrement.
    6. Vérifiez que les visites, les nez et les coups de nez sont enregistrés avec succès par le logiciel pour chaque souris et que toutes les portes motorisées s’ouvrent correctement.
    7. Après 12h30 le lendemain, vérifiez que le programme est passé avec succès du module « Accès à l’eau UNIQUEMENT » au module « Accès à l’alcool ACTIVÉ » et que des coups ont été enregistrés dans les coins opérants contenant de l’alcool.
  5. Jour 16+ : Test d’alcool adultéré à la quinine
    REMARQUE : La phase de test d’alcool adultéré à la quinine se fait à l’aide du fichier Intermittent Alcohol.experiment. À cette étape, les bouteilles à déguster dans deux coins opérants contenant auparavant 20 % d’alcool sont remplacées par 0,5 mM, puis 1 mM de quinine adultérée à 20 % d’alcool pour évaluer une consommation insensible à la punition. Ces concentrations de quinine, qui correspondent respectivement à 0,016 % et 0,032 % de quinine (v/v), ont déjà été jugées aversives lors des tests effectués par les groupes27,28 et31 autres. Les souris ont un accès continu à l’eau, mais un accès intermittent à l’alcool adultéré à la quinine pendant des périodes de 24 heures tous les deux jours (c’est-à-dire un jour de 0,5 mM de quinine, un jour d’accès uniquement à l’eau, un jour de 1,0 mM de quinine). L’accès est assuré selon un horaire FR-3 pour tous les coins. Dans cette étude, les souris ont réalisé cette phase de la tâche après 16 ou 24 jours consécutifs de consommation intermittente d’alcool non altérée. Aucun changement de cage n’a été effectué le jour de l’eau entre les tests d’adultération afin d’éviter les effets confondus du stress. Après cette phase de l’expérience, les souris peuvent soit commencer à boire de l’alcool en « open bar » ou en accès libre, soit revenir à une consommation intermittente pour évaluer la consommation de rebond après l’adultération.
    1. Préparez 0,5 mM et 1 mM d’alcool à 20 % adultéré à la quinine (95 % d’éthanol [190 proof] dans l’eau du robinet, v/v ; ~250 mL/bouteille).
    2. Effectuez un changement de cage en retirant toutes les bouteilles à tampon.
    3. Remplissez chaque bouteille à dégustation dans les coins d’alcool avec ~250 mL de solution alcoolisée à 20 % de 0,5 mM et adultérée à la quinine.
    4. Tournez doucement les nouvelles bouteilles à déguster contenant de l’alcool dans les ouvertures du léchômètre, assurant ainsi une connexion bien serrée au léchimètre.
    5. Chargez le fichier Intermittent Alcohol.experiment et commencez l’enregistrement.
    6. Vérifiez que les visites, les nez et les coups de nez sont enregistrés avec succès par le logiciel pour chaque souris et que toutes les portes motorisées s’ouvrent correctement.
    7. Après 12h30, vérifiez que le programme est passé avec succès du module « Accès à l’eau UNIQUEMENT » au module « Accès à l’alcool activé » et que des coups ont été enregistrés dans les coins opérants contenant de l’alcool.
    8. Avant 12h30 le jour suivant d’alcool, remplacez chaque bouteille dans le coin alcool par ~250 mL de solution à 20 % d’alcool adultérée à la quinine de 1 mM. Il n’est pas nécessaire d’arrêter l’expérience pour le changement de bouteille.
    9. Avant 12h30 le prochain jour d’alcool, retirez les bouteilles à dégustation contenant de l’alcool adultéré et remplacez-les par ~250 mL d’alcool non altéré à 20 %.
  6. Jour 20+ : « Open bar » / accès gratuit à la consommation d’alcool
    REMARQUE : On peut éventuellement organiser une journée de « bar ouvert » / accès libre à l’alcool pour servir de contrôle non opérant. Cette phase est exécutée à l’aide du fichier Open Bar.experiment . À cette étape, les bouteilles à dégustation dans deux des quatre coins opérants contiennent 20 % d’alcool, auquel les souris ont accès pendant une période de 24 heures (de 12h30 à 12h30). Une visite d’angle ouvrira les portes sans nécessiter de nez-sepoks. Dans cette étude, les souris ont réalisé cette phase de la tâche après les phases de test de consommation intermittente d’alcool ou d’alcool adultéré à la quinine.
    1. Si nécessaire, préparez 20 % d’alcool (95 % d’éthanol [190 proof] dans de l’eau du robinet, v/v ; ~250 mL/bouteille).
    2. Avant 12h30 le prochain jour d’alcool, arrêtez de lancer le fichier de l’expérience en cours.
    3. Si nécessaire, retirez les bouteilles à déversement dans les coins d’alcool et remplacez-les par ~250 mL d’alcool à 20 %.
    4. Tournez doucement les nouvelles bouteilles à déguster contenant de l’alcool dans les ouvertures du léchômètre, assurant ainsi une connexion bien serrée au léchimètre.
    5. Chargez le fichier Open Bar.experiment et commencez l’enregistrement.
    6. Vérifiez que les visites, les nez et les licks sont enregistrés avec succès par le logiciel pour chaque souris et que toutes les portes motorisées sont ouvertes librement.
    7. Après 12h30, vérifiez que le programme est passé avec succès du module « Accès à l’eau UNIQUEMENT » au module « Accès à l’alcool activé » et que des coups ont été enregistrés dans les coins opérants contenant de l’alcool.

5. Analyse des données

REMARQUE : Les données de chaque expérience sont stockées en interne jusqu’à ce que le programme soit arrêté. À ce moment-là, un fichier d’archive de données compressé est créé et stocké sur le disque dur local dans C :\Documents\NewBehavior\IntelliCage Plus\Archives. Le nom du fichier correspond à la date et à l’heure de lancement du programme et se termine en .zip.  Les fichiers d’archives de données contiennent toutes les informations pertinentes sur l’expérience, y compris les visites d’angle (heure de début, heure de fin, durée, séquence de visite), les nosepokes (heure de début, heure de fin, durée), les licks (heure de début, heure de fin, durée), les heures de lumière et d’obscurité, ainsi que les données de température. Cette archive de données peut être lue et analysée avec le programme « Analyzer ». Bien que d’autres packages open source existent pour analyser les données d’IntelliCage (Ruffini et al., 2021 ; Gastaldi et al., 2025), les auteurs ont créé un pipeline d’analyse de données en R en utilisant des packages publics issus du tidyverse pour analyser les données issues du paradigme de la consommation intermittente d’alcool. La chaîne comprend plusieurs étapes de contrôle qualité, notamment l’analyse de l’occupation des coins par souris ; fréquence moyenne de visite, de nez-sepoké et de léchage à travers le rythme circadien ; FR-3 vitesse d’acquisition par souris ; et le nombre quotidien de léchages par souris. De plus, les auteurs fournissent des analyses de base sur les mesures sur la consommation d’alcool. La base est un fichier modèle de cahier R utilisant le langage de balisage Quarto qui traite les fichiers de données et peut être adapté aux variations spécifiques à chaque cohorte animale. L’analyse est réalisée via la version gratuite de RStudio. Un fichier modèle de projet pour R se trouve dans le dépôtGitHub 29.

  1. Compiler toutes les données, y compris les fichiers zip générés par l’application « Contrôleur » et le fichier CSV contenant les données du poids corporel de la souris.
    REMARQUE : Les poids sont nécessaires pour normaliser l’apport par le poids corporel. Dans ce flux de travail, il était plus logique de collecter les données de poids dans un fichier séparé que de les ajouter à chaque fichier d’expérience. La première colonne doit correspondre à l’identifiant animal des fichiers d’archive.
  2. Téléchargez le modèle de projet R depuis le dépôt GitHub.
    1. Renommer le projet pour qu’il corresponde à l’expérience.
    2. Le modèle est fourni avec des fichiers de données exemples pour illustrer le fonctionnement de l’analyse, situés dans le sous-dossier data/C1. Remplacez les fichiers d’archive par des archives de données personnalisées.
  3. Lance RStudio et ouvre le projet.
    1. Dans la section fichiers de la fenêtre en bas à droite de RStudio, allez dans le dossier qmd et ouvrez le fichier IC_template.qmd.
    2. Dupliquez le fichier modèle et renommez pour qu’il corresponde à l’expérience.
    3. Ajustez les métadonnées dans la partie en-tête YAML du fichier dupliqué et le bloc de code initial.
    4. Ajustez les noms des groupes dans le fichier IC_Commons.R dans le répertoire R pour qu’ils correspondent aux groupes expérimentaux. (Le modèle utilise deux groupes : Contrôle et LBN.)
  4. Lance le fichier du carnet.
    REMARQUE : Des instructions plus détaillées sont fournies avec les fichiers README.md dans le dépôt GitHub.

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Figure 3 : Accès comparable aux coins opérants chez toutes les souris lors de l’entraînement et des phases intermittentes de consommation d’alcool. Parmi les souris de la cohorteun, 23, la carte thermique montre le temps total passé dans chaque coin par jour par souris pendant (A) l’habituation et l’entraînement à l’eau contre (B) les quatre premiers jours de consommation intermittente d’alcool (n = 15 F, 16 M). Les couleurs rouge plus foncé indiquent plus de temps passé dans le coin par jour. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 4 : Les souris effectuent des visites, des sépons et des léchouilles cohérentes avec le rythme circadien et acquièrent avec succès un accès à la bouteille opérante sous un calendrier FR-3. Parmi les souris de la premièrecohorte, 23, la densité moyenne de visites dans le coin opérant (A), (B) de sepones de nez et (C) de léchages sur toute la durée de la séance durant les huit premiers jours de test. (D) Temps jusqu’à ce que chaque souris lèche avec succès un rapport FR-3 lors de l’entraînement aquatique. (E) Taux de réussite des visites (= % des visites se terminant par léchage / visite totale) chez les souris lors de l’habituation et de l’entraînement à l’eau (à gauche) par rapport aux quatre premiers jours de consommation intermittente d’alcool (à droite). Les symboles circulaires désignent les femmes (n = 15) ; les symboles carrés désignent les mâles (n = 16). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 5 : Les souris participent à des taux de léchage quotidiens comparables pendant l’entraînement et les phases intermittentes de consommation d’alcool. Parmi (A) les femelles (n = 15) et (B) mâles (n = 16) de la cohorte un,23 souris, nombre total de léchages quotidiens d’eau (bleu) et d’alcool (rouge) pendant l’habituation et l’entraînement à l’eau (jour -4–0) contre consommation intermittente d’alcool (jour 1–4). C signifie élevage contrôlé ; L signifie élevage LBN. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 6 : Les souris exposées à l’adversité précoce consomment plus d’alcool que les contrôles dans le paradigme opérant et intermittent. (A) Moyenne des coups d’alcool par jour normalisés par le poids corporel (g ; mesuré hebdomadaire) pendant 8 jours d’accès intermittent à l’alcool chez les souris témoins (gris ; gauche) et élevées en LBN (rose ; droite). (B) Consommation moyenne d’alcool par jour normalisée par poids corporel avant, pendant et après l’adultération de la quinine (0,5 mM, 1 mM). (C) Graphique de densité montrant la moyenne des coups d’alcool par jour normalisés par le poids corporel lors d’une seule journée d’accès à l’alcool « Open Bar » FR-0. Les symboles circulaires désignent les femmes (n = 15) ; les symboles carrés désignent les mâles (n = 16). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Résultats

Les auteurs ont utilisé des tests homecage automatisés via IntelliCages pour évaluer comment l’adversité précoce (ELA) modifie la vulnérabilité aux comportements de typeAUD 27. Pour provoquer l’adversité, ils ont utilisé le paradigme de la litière et de la nidification limitée (LBN), un modèle de rareté des ressources qui induit des soins maternels imprévisibles etfragmentés 51,52,53,54,55,56. L’étude a été novatrice dans l’évaluation des effets de l’ELA sur les comportements de consommation d’alcool chez les souris en logements sociaux, sans les effets déconcertants du stress induit par l’isolement social. Cela était important étant donné que l’isolement social à l’âge adulte est connu pour avoir un impact différencié sur les souris exposées àl’ELA 22,57. Pour atteindre un débit maximal, les auteurs ont simultanément mesuré les comportements de consommation d’alcool dans quatre appareils IntelliCage, deux pour chaque sexe.

Les auteurs ont lancé la chaîne d’analyse en effectuant un contrôle qualité rigoureux des données brutes. Les graphiques inclus ici montrent des données représentatives de la cohorte un (n = 15 F, 16 M) de l’étudepubliée 23. Le script pour toute analyse et tracé est inclus dans le dépôtGitHub 29. Le jour de l’expérimental 0 a été exclu en raison d’un changement de cage, qui a perturbé la collecte des données. Parmi les considérations pour l’exploration des données et le contrôle qualité, les auteurs ont veillé à ce que toutes les souris aient un accès à peu près égal à tous les coins opérants tant lors de la formation (Figure 3A) que de la consommation intermittente d’alcool (Figure 3B). Cela exclut des impacts importants liés à la « monopolisation » des coins opérants par les souris, empêchant d’autres souris d’accéder aux bouteilles à déversement. Les auteurs ont ensuite validé que les souris ont effectué des visites, des sépons et des léchouilles selon un rythme circadien attendu sur les jours expérimentaux (Figure 4A–C) et que toutes les souris ont réussi à effectuer le premier léchage avec un ratio FR-3 dans les six heures suivant le début du module (Figure 4D). À la fin de la phase d’entraînement dans l’eau, toutes les souris ont atteint un taux de réussite relativement élevé au léchage (= % des visites se terminant par lécher / visites totales), ce qui confirme encore que l’entraînement a été réussi à la fin de l’entraînement aquatique (Figure 4E).

Pendant l’habituation, l’entraînement à l’eau et le début de la consommation intermittente d’alcool, les souris maintenaient un nombre à peu près comparable de léchages quotidiens (Figure 5A–B). Bien que certaines souris aient montré une baisse du nombre total de léchouilles quotidiennes au début de l’entraînement opérant dans l’eau au jour expérimental -3 (par exemple, P241260-1), la plupart ont acquis un rythme de nosepoke FR-1 et FR-3 assez rapidement pour maintenir les taux de léchage de base. Ainsi, il est peu probable que les souris aient subi une déshydratation excessive lors de l’entraînement aquatique. Toutes les souris ont appris le calendrier FR-3 à un rythme raisonnable. Une fois la consommation intermittente d’alcool commencée dès le premier jour expérimental, presque toutes les souris ont choisi de consommer de l’alcool, bien que à des rythmes variables. En général, les souris n’augmentaient pas significativement le nombre total de léchouilles quotidiennes en consommant de l’alcool. Au lieu de cela, les souris ont pratiqué moins de léchages d’eau pour compenser la consommation accrue d’alcool.

Sur tous les jours de consommation intermittente d’alcool, les souris de la cohorte un variaient considérablement dans les coups d’alcool quotidiens par rapport au poids corporel (Figure 6A). Les auteurs ont constaté que les souris ayant suivi le paradigme LBN avaient un poids corporel significativement plus faible que les témoinscroisés 23. Ainsi, en examinant les différences entre groupes dans la consommation d’alcool, ils ont choisi de normaliser les léchages d’alcool quotidiens selon le poids corporel, que les auteurs évaluaient chaque semaine lors des changements de cage. Les souris élevées en LBN buvaient généralement plus d’alcool par gramme de poids corporel que les témoins lors de la consommation intermittente (Figure 6A) et de l’adultération de la quinine (Figure 6B). Cette tendance s’est maintenue pendant une seule journée d’accès libre non opérant (Figure 6C). Ces résultats de la première cohorte sont cohérents avec les résultats publiés, dans lesquels les auteurs rapportent que les souris exposées à l’ELA ont systématiquement bu plus d’alcool par gramme de poids corporel que les témoins croisés lors d’un accès intermittent, un effet particulièrement marqué chez lesmâles 23.

Grâce à l’efficacité des systèmes automatisés de surveillance des cages domestiques, l’étude publiée a confirmé une consommation élevée d’alcool chez les rongeurs exposés à l’ELA hébergés socialement dans des échantillons extrêmement robustes, incluant les deux sexes (n = 54 témoins, 43 LBN)23. Ces résultats représentent une avancée dans la modélisation des comportements similaires à l’AUD observés chez les patients atteints d’AUD ayant des antécédents d’expériences adverses durantl’enfance 58,59,60,61,62, et ouvrent la porte à de futures études mécanistes identifiant la neurobiologie sous-jacente à l’augmentation de la vulnérabilité à l’AUD après l’ELA.

Discussion

Comme en témoignent l’utilisation par les auteurs d’IntelliCages pour évaluer de manière rigoureuse les comportements de type AUD chez les souris exposées à ELA27 ainsi que les travaux antérieurs sur les lignéestransgéniques 28, les systèmes automatisés de surveillance des cages domestiques offrent une solution efficace et flexible pour étudier les modèles précliniques d’AUD. L’évaluation simultanée de jusqu’à 16 souris co-logées augmente considérablement le débit de la méthodologie de consommation d’alcool tout en évitant les effets déroutants du stress induit par l’isolement social. Le paradigme opérant et intermittent de la consommation d’alcool permet aux expérimentateurs d’explorer plusieurs aspects du comportement similaire à l’AUD sur une seule période de ~5 à 6 semaines, y compris la consommation excessive d’alcool, l’escalade au fil du temps et la consommation d’alcool insensible aux sanctions. Bien que le paradigme offre une méthode pour évaluer un comportement de type AUD, la conception peut être facilement adaptée pour mesurer la consommation intermittente de façon plus chronique, tester la consommation insensible à la punition en réponse à un souffle d’air, ou ajouter un rapport opérant variable, entre autres possibilités. Dans l’ensemble, les systèmes automatisés de surveillance des cages domestiques augmentent considérablement le débit et la spécificité avec lesquels les chercheurs peuvent évaluer des comportements similaires à ceux de l’AUD, favorisant l’identification de nouveaux circuits sous-jacents et de traitements.

Comme pour toute technologie, les auteurs rencontrent parfois des pannes mécaniques et techniques. Malgré la tentation de laisser le système fonctionner sans surveillance, il est crucial que les enquêteurs continuent de surveiller régulièrement l’appareil afin d’assurer un bon fonctionnement. Des défaillances mécaniques occasionnelles des portes magnétiques rendaient les bouteilles à dégustation inaccessibles aux souris. Cela se produisait rarement avec un nettoyage et un entretien appropriés et constituait généralement peu perturbateur pour la collecte des données. Pour identifier rapidement les erreurs, il est important de surveiller les bouteilles à dégustation pour détecter des baisses comparables de liquide et de vérifier régulièrement l’application « Contrôleur » afin de vérifier que les léchages sont enregistrés dans tous les coins pour tous les animaux. Pour des conseils plus détaillés, Masuda et ses collègues présentent une excellente description de la configuration et de la maintenance de IntelliCages48.

Il est également essentiel d’observer régulièrement le comportement animal pour surveiller les combats ou d’autres comportements de confusion. Bien que les auteurs n’aient pas eu de problèmes majeurs de lutte en utilisant ce paradigme avec des souris C57/BL6, le partage de mâles avec des génotypes plus agressifs a entraîné des problèmes importants. Surveillez régulièrement le sang séché, les animaux boiteux ou d’autres signes de bagarre, surtout après un changement de cage. Si l’on remarque ces signes, il faut rapidement retirer l’animal ou les animaux fautifs et les exclure de toute expérimentation ultérieure. Utilisez la section « Performance individuelle de la souris » du code fourni pour évaluer si, et pendant combien de temps, l’agressivité a affecté le comportement de consommation de souris individuelles. Excluez tous les jours concernés de l’analyse. Comme indiqué précédemment, les auteurs ne peuvent garantir la généralisation du protocole à différents génotypes ou arrangements de logement.

De manière similaire, les auteurs ont parfois eu des problèmes avec des souris qui « monopolisent » les coins opérants, en dormant ou occupant le même coin pendant des heures. Ce comportement empêche les autres souris d’accéder aux bouteilles à tampon dans ce coin. Ces situations peuvent confondre les résultats liés à la consommation d’alcool si elles ne sont pas correctement prises en compte dans l’analyse. Utilisez les sections « Occupation dans les coins (durée des visites) » et « Performance individuelle de la souris » du code fourni pour décider si le « monopolisation » a suffisamment impacté le comportement de la souris pour exclure certains jours expérimentaux. En général, l’incapacité à enregistrer ou quantifier les comportements sociaux lors des expériences constitue une limitation majeure de ce système de surveillance automatisé.

Enfin, comme c’est de plus en plus le cas avec les méthodes neuroscientifiques avancées, les systèmes automatisés de surveillance des cages à domicile produisent de grandes quantités de données. Grâce à du code open source tel que celui présentéici 29 et développé pard’autres 63,64, les expérimentateurs disposent de multiples outils pour organiser et analyser les données de sortie. Cependant, des modifications apportées au protocole présenté ici nécessiteront une adaptation du code. De plus, de nombreuses analyses supplémentaires pourraient être menées sur la multitude de données de sortie non présentées ici.

Par exemple, les chercheurs peuvent être intéressés par la quantification de la consommation d’alcool (g d’alcool par kg de poids de souris par jour). Les auteurs en discutent brièvement et fournissent quelques codes préliminaires pour réaliser cette analyse dans le dépôtGitHub 29. Là, les auteurs utilisent un facteur de conversion lick-vers-volume de 1,94 μL/lick, conforme aux calculs réalisés par Kasia Radwanska etses collègues 30,37. Bien que ce facteur de conversion de léchage ait été utilisé pour estimer la consommation d’alcool par d’autres acteurs dudomaine 30, 37, 38, 39, il a été calculé en mesurant la consommation d’eau. Ainsi, il se peut que ce ne soit pas une mesure précise de la consommation de 20 % d’alcool en raison des différences de tension superficielle entre l’eau et l’alcool. D’autres acteurs du domaine ont utilisé un facteur de conversion de léchage de 3 μL/31,34,36,38, soulignant la nécessité de résoudre cette mesure. On ne peut exclure la possibilité que les souris pratiquent des léchages de tailles différentes, compliquant encore davantage ce calcul. Si les chercheurs souhaitent obtenir une mesure précise de la consommation d’alcool (g/kg/jour), les auteurs recommandent de calculer un facteur de conversion de léchage-volume cohérent avec le plan expérimental.

En conclusion, les avancées et l’accessibilité accrue des systèmes automatisés de surveillance des cages à domicile offrent aux chercheurs en AUD des outils nouveaux et améliorés pour évaluer la consommation d’alcool de manière préclinique. Des paradigmes opérants intermittents de consommation d’alcool comme celui-ci permettent aux expérimentateurs d’évaluer simultanément plusieurs aspects du comportement de type AUD à un débit beaucoup plus élevé et avec une plus grande pertinence éthologique que la méthodologie traditionnelle. Grâce aux systèmes de test IntelliCage et aux alternatives opensource 20,26, les chercheurs peuvent sonder de manière plus efficace et flexible les comportements liés à la consommation d’alcool compatibles avec l’AUD, accélérant ainsi l’identification d’interventions efficaces.

Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par un financement du NIH Intramural Research Program des National Institutes of Health à la V.A.A. (ZIA AA000421 ; ZIA MH002987). Nous tenons à remercier Miriam Bocarsly, Anoo Maskeri et Erin Murray pour leur aide dans le développement de ce protocole.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Éthanol, 190 proofLaboratoires de décontamination2801G
Système de test IntelliCageSystèmes TSEhttps://www.tse-systems.com/products/intellicage/Comprend 1 cage statique 2000P (Tecniplast, 2000P001),   ; 4 Mouse Houses (Tecniplast, ACRE011), et 8 bouteilles Sipper (Techniplast, ACBT0252) et capuchons (Techniplast, ACCP3521)
Logiciels IntelliCage (« Concepteur », « Contrôleur », « Analyseur »)Systèmes TSEhttps://www.tse-systems.com/products/intellicage/Version 3.6.9.0
Compresses iso, 6 » x 10 »Braintree Scientific, Inc.ISO 6105Compresses en fibre de coton comprimée (15,24 x 25,4 cm)
IsofluraneBaxter10019-360-40
Isoflurane VXP & trade ; Vaporisateur bien rempliMedVet91305535
Régime alimentaire de rongeurs de laboratoireLabDiet5001
Chambre d’induction souris/rat à scellement moyen Sure-Seal   ;Instruments de précision mondiauxEZ-178
NichonsAncareNES 3600Petits carrés en coton (5,08 x 5,08 cm)
OHAUS Compass&commerce ; Balance CX - 2 200 grammes x 1 grammeUlineH-8110Pour les mesures du poids corporel de la souris
PC + AffichageSupermicrohttps://www.tse-systems.com/products/intellicage/Vendu dans le cadre du système de test IntelliCage
Transpondeur RFID (1,25 x 7 mm)Systèmes TSE290000-IC-60400
Injecteur transpondeur RFIDAVIDAVID2028
Lecteur de transpondeur RFIDSystèmes TSE290000-IC-50800
RStudioPostulhttps://posit.co/download/rstudio-desktopVersion 2026.01.1+403 ; avec Tidyverse (2.0.0) et Quarto (1.9.37)
Bécher jetable Tri PourPlastiques Consolidés45317Pour les mesures du poids corporel de la souris

Références

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