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Article de méthode

Fabrication d’hydrogels de polyacrylamide accordables pour étudier les effets de rigidité de la matrice sur les cellules souches de Leydig

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DOI :

10.3791/71387

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5 juin 2026

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1Scientific Research Center, The Seventh Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 2School of Medicine, Shenzhen Campus of Sun Yat-sen University, 3Department of Urology, The Sixth Affiliated Hospital, Sun Yat-sen University, 4Center for Stem Cell Biology and Tissue Engineering, Key Laboratory for Stem Cells and Tissue Engineering, Sun Yat-sen University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit la fabrication d’hydrogels de polyacrylamide à rigidité accordable afin d’étudier les effets de la mécanique matricielle sur le comportement des cellules souches de Leydig dans un système de culture bidimensionnel contrôlé.

Résumé

La rigidité de la matrice extracellulaire (MEC) régule de manière critique le comportement des cellules souches. Auparavant, nous avions démontré que des augmentations pathologiques de la raideur matricielle au cours du vieillissement perturbent l’homéostasie des cellules souches de Leydig (SLC), entraînant une baisse de la testostérone. S’appuyant sur cette découverte, nous présentons ici un protocole détaillé — initialement développé dans notre laboratoire — pour fabriquer des hydrogels de polyacrylamide (PA) à rigidité accordable afin de modéliser le microenvironnement testiculaire in vitro. Cette méthode permet un moulage reproductible de gels sur une plage de rigidité de 1 à 100 kPa, couvrant des conditions physiologiques à pathologiques. Les étapes clés incluent le mélange précis de l’acrylamide/bis-acrylamide, l’équilibrage du gonflement du gel, l’activation de surface avec du Sulfo-SANPAH, et le revêtement de collagène pour soutenir l’adhésion et la culture du SLC. Nous proposons des formulations optimisées pour la rigidité des cibles et des conseils de dépannage pour les problèmes courants tels que la polymérisation incomplète et la mauvaise fixation des cellules. Ce système permet une étude systématique de la manière dont la rigidité du substrat module la prolifération des SLC, la différenciation et la fonction stéroïdogène dans des conditions 2D définies. Au-delà de la biologie reproductive, il constitue également une plateforme précieuse pour des études mécanobiologiques dans d’autres types cellulaires et pour le dépistage des traitements ciblant les dysfonctionnements liés à la raideur.

Introduction

Les propriétés mécaniques de la matrice extracellulaire (MEC) jouent un rôle central dans la régulation du destin des cellules souches, notamment la prolifération, la différenciation et le maintienfonctionnel 1,2,3,4. Dans les testicules, la rigidité de la MCE liée à l’âge a été impliquée dans la baisse de la production de testostérone. Cependant, les mécanismes mécanobiologiques sous-jacents restent mal compris, en partie en raison de l’absence de modèles in vitro standardisés qui reproduisent fidèlement la plage de raideur physiologique de la niche testiculaire. La raideur physiologique du tissu testiculaire de la jeune souris est d’environ 1 à 15 kPa, tandis que le tissu vieilli ou fibrosique peut atteindre 20 à 30 kPa ou plus.

Les hydrogels polyacrylamide (PA) se sont imposés comme une plateforme polyvalente pour étudier les interactions cellule-matrice car leur rigidité peut être précisément ajustée en variant le rapport entre acrylamide et bis-acrylamide 5,6. Comparés à d’autres substrats tels que le verre recouvert de collagène ou les hydrogels commerciaux, les gels PA offrent un contrôle indépendant de la rigidité et de la densité biochimique des ligands, permettant une dissection systématique des indices mécaniques. Bien que plusieurs protocoles existent pour la fabrication de gelPA 7,8,9, ils manquent souvent d’optimisation détaillée pour des types cellulaires spécifiques, en particulier pour les cellules primaires rares comme les SLC.

Ici, nous présentons un protocole robuste et reproductible pour la préparation des hydrogels PA avec une rigidité définie (1–100 kPa), adapté à la culture des SLC de souris. La méthode comprend des instructions étape par étape pour le gel casting, l’équilibrage du gonflement, la fonctionnalisation des surfaces avec Sulfo-SANPAH, et un revêtement de collagène pour favoriser l’adhésion cellulaire. En suivant ce protocole, les chercheurs peuvent générer des substrats à rigidité accordable (allant de 1 à 100 kPa) qui imitent l’environnement mécanique des testicules jeunes (mous) et âgés (raides), permettant une investigation quantitative des réponses SLC dépendantes de la raideur. Le système est également adaptable à d’autres types cellulaires mécanosensibles et offre une plateforme pour le dépistage de drogues ciblant les pathologies liées à la raideur.

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Protocole

Toutes les procédures animales ont été approuvées par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de l’Université Sun Yat-sen (Approbation n° SYSU-IACUC-2026-B1278) et ont été réalisées conformément aux directives institutionnelles.

1. Isolement et culture des SLC primaires de souris

  1. Disséquez les testicules de souris C57BL/6 et retirez soigneusement la tunica albuginée.
  2. Réduisez les testicules en petits morceaux.
  3. Dissociez les cellules interstitielles des tubules séminifères en incubant dans 1 mg/mL de collagénase de type IV dans DMEM/F12 à 37 ºC pendant 15 minutes.
  4. Ajoutez du DMEM/F12 contenant 10 % de sérum bovin fœtal pour stopper l’activité collagénase.
  5. Centrifugez à 1500 × g pendant 3 minutes à température ambiante.
  6. Resuspendez le pellet dans un PBS et filtrez à travers un filtre de 70 μm.
  7. Enrichir les cellules CD51⁺ par tri cellulaire activé par fluorescence (FACS) à l’aide d’un trieur de cellules d’influx.
  8. Semez les cellules enrichies dans un milieu de culture SLC composé de DMEM/F12 complétés avec : 1 nM de dexaméthasone, 1 ng/mL de LIF, 5 μg/L d’insuline-transférrine-sélénite sodique, extrait d’embryon de poulet à 5 %, 0,1 mM de β-mercaptoéthanol, 1 % d’acides aminés non essentiels, 1 % de N2, 2 % de B27, 20 ng/mL de facteur de croissance fibroblastique basique, facteur de croissance épidermique, facteur de croissance dérivé des plaquettes et oncostatine M.
  9. Cultivez les SLC dans des conditions standard (37 °C, 5 % CO₂) jusqu’à ce qu’ils atteignent la densité souhaitée pour l’ensemencement sur des hydrogels.

2. Assemblage du récipient en verre de coulée de gel

  1. Inspectez et nettoyez soigneusement les plaques de verre spécialisées et les entretoises utilisées pour couler les gels d’électrophorèse en gel de polyacrylamide (PAGE), en veillant à ce qu’ils soient exempts de poussière, de dommages et de résidus.
  2. Assemblez correctement les plaques de verre, les entretoises et les serre-joints selon les instructions du fabricant, afin de garantir que l’ensemble est bien étanche pour éviter les fuites lors du gel.
  3. Placez le récipient en verre assemblé solidement sur un support de laboratoire, prêt à être moulé.
    REMARQUE : Le montage utilise des plaques de verre Western blot standard (sodium dodecyl sulfate [SDS]-PAGE) avec des entretoises fixes d’une épaisseur de 1,0 mm, garantissant une épaisseur de gel reproductible et une surface plane pour la culture cellulaire.

3. Préparation de la solution de gel PAGE

  1. Mesurez précisément les réactifs suivants selon le plan expérimental ( voir Tableau 1) dans un tube centrifuge stérile de 15 mL ou 50 mL : solution d’acrylamide à 40 %, 2 % de bis-acrylamide à base de stock, tampon 1M HEPES (pH 8,5), ddH₂O stérile.
    ATTENTION : L’acrylamide et la bis-acrylamide sont des neurotoxines. Portez toujours des gants et un masque anti-poussière lorsque vous pesez de la poudre sèche afin d’éviter le contact cutané et l’inhalation de particules en suspension dans l’air. Les procédures doivent être effectuées dans une hotte à fumée.

4. Ajout de l’initiateur et du catalyseur, et moulage du gel

  1. Ajouter les éléments suivants à la solution mixte séquentiellement : Persulfate d’ammonium à 10 % (APS) : Agit comme initiateur pour lancer la réaction de polymérisation. N,N,N',N'-tétraméthyléndiamine (TEMED) : Agit comme catalyseur pour accélérer la réaction de polymérisation. Pour un volume total de gel de 6 mL, ajoutez 60 μL de 10 % d’APS et 6 μL de TEMED (voir le tableau 1 pour le relais).
    REMARQUE : La réaction de polymérisation commence immédiatement après l’ajout de TEM ; par conséquent, les étapes suivantes doivent être effectuées rapidement.

5. Verser la solution mixte

  1. Faites immédiatement une pipette ou versez la solution mélangée de façon constante le long d’un bord du récipient en verre pour éviter de créer des bulles.

6. Laisser le gel polymériser

  1. Laissez reposer le récipient de gel coulé à température ambiante.
    REMARQUE : La polymérisation prend généralement 15 à 30 minutes à température ambiante (20–25 °C).
  2. Passez à l’étape suivante une fois qu’une interface claire entre le mélange de gel non polymérisé et le gel polymérisé est visible et que le gel est complètement solide (le gel ne s’écoule pas lorsque le récipient est incliné).
  3. Immédiatement après la fonte, superposez soigneusement une fine couche d’éthanol absolu (ou d’éthanol saturé en eau) sur le mélange en gel pour exclure l’oxygène atmosphérique, qui inhibe la polymérisation radicale. L’éthanol aide également à former une surface supérieure plate.
  4. Après polymérisation, retirez l’éthanol avant de démonter les plaques.

7. Démontage du récipient et récolte du gel

  1. Démontez soigneusement les pinces et utilisez un coin ou une spatule en plastique pour séparer doucement les plaques de verre, permettant au gel polymérisé PAGE de rester intact sur une plaque.
  2. Préparez un plat de culture contenant une quantité suffisante de PBS stérile.
  3. Décollez soigneusement le gel de la plaque de verre à l’aide d’une spatule ou d’une main gantée, puis laissez-le glisser doucement dans le PBS.
  4. Scellez le plat contenant le gel dans le PBS et incubez à 4 °C pendant la nuit.
    REMARQUE : Cette étape est cruciale. Le gel nouvellement préparé est déshydraté et doit absorber complètement l’eau et enfler jusqu’à ses dimensions finales dans le PBS. Si cette étape est sautée et que le gel est coupé directement, il continuera à s’étendre dans le milieu de culture cellulaire ultérieur, dépassant probablement la surface du puits de culture et le rendant inutilisable. L’épaisseur du gel après un gonflement est de 1 mm. C’est crucial car lorsque l’épaisseur du gel descend en dessous de 100 μm, les cellules peuvent détecter la rigidité de la plaque de culture rigide sous-jacente, ce qui interfèrerait avec les mesures mécanobiologiques prévues.

8. Coupe et transfert du gel sur une plaque de culture

  1. Le lendemain, récupérez le gel à 4 °C. À l’aide d’une perforatrice de biopsie stérile ou d’un coupe-lame (d’un diamètre correspondant à la taille de la plaque de culture, par exemple une plaque à 6 puits), coupez le gel dans des conditions stériles.
  2. Dans un cabinet de biosécurité, utilisez des pinces stériles pour soulever doucement le disque de gel coupé et le placer au centre d’un puits de culture vide et stérile.

9. Lavage initial et irradiation UV

  1. Ajoutez suffisamment de PBS stérile au puits contenant le gel, en veillant à ce qu’il soit complètement immergé.
  2. Balancez doucement la plaque de culture pour laver la surface du gel.
  3. Aspirez le PBS à l’aide d’une pipette.
  4. Répétez ce processus de lavage une fois de plus, pour un total de deux lavages, chacun durant 3 minutes.
  5. Après le lavage, ajoutez suffisamment de PBS stérile pour recouvrir à nouveau le gel. Placez toute la plaque de culture avec le couvercle légèrement entrouvert sous une lampe UV (à l’intérieur d’un meuble de biosécurité ou d’un réticulateur UV dédié) et irradiez pendant 1 heure pour une stérilisation basique.

10. Activation du réticulateur Sulfo-SANPAH

  1. À l’intérieur de l’armoire de biosécurité, aspirez soigneusement le PBS du puits.
  2. Avant d’aspirer, séparez doucement le gel des parois et du fond du puits à l’aide d’une pointe de pipette pour éviter d’endommager le gel à cause de la tension superficielle du liquide.
  3. Transférez le gel dans un autre puits propre dans la même plaque de culture à l’aide de pinces stériles.
    REMARQUE : Lors du transfert du gel, ajouter d’abord une petite quantité de PBS dans le puits propre peut aider à expulser les bulles d’air piégées entre le fond du puits et le gel lors de la pose, et sert également de lavage supplémentaire.
  4. Préparer une solution de travail par réticulation : préparer fraîchement une solution de travail Sulfo-SANPAH de 0,2 mg/mL en diluant la solution d’origine (voir Tableau 1) à l’aide d’eau stérile ou du tampon recommandé (par exemple, PBS).
    REMARQUE : Protégez la solution de la lumière.
  5. Ajoutez suffisamment de solution de travail Sulfo-SANPAH pour recouvrir le gel (par exemple, 250 μL pour une plaque à 12 puits, 500 μL pour une plaque à 6 puits), en veillant à ce que le gel soit complètement couvert.
  6. Placez la plaque sous une longueur d’onde de 365 nm /120 mJ/cm 2 UV et irradiez pendant 1 heure.
    REMARQUE : Cette étape active le Sulfo-SANPAH, lui permettant de se lier aux groupes fonctionnels à la surface du gel.

11. Activation du réticulateur et lavages finaux

  1. Après irradiation, aspirez la solution de Sulfo-SANPAH depuis le puits à l’intérieur de l’armoire de biosécurité.
  2. Ajoutez suffisamment de PBS stérile au puits, balancez doucement pour laver la surface du gel, puis aspirez le PBS.
  3. Répétez ce processus de lavage une fois de plus, pour un total de deux lavages, chacun durant 3 minutes, afin d’éliminer complètement tout Sulfo-SANPAH non réagi.

12. Préparation de la solution de travail au collagène de type I pour la queue de rat

  1. Utilisez une solution d’acide acétique à 0,02 M comme solvant pour diluer la solution de collagène type I de queue de rat.
  2. Ajustez la concentration finale de la solution de travail à 60–100 μg/mL. Par exemple, si la concentration de collagène est de 4 mg/mL, ajoutez 15 à 25 μL de stock à 985 à 975 μL d’acide acétique 0,02 M pour obtenir 1 mL de solution de travail.

13. Revêtement et incubation du collagène

  1. Ajoutez le volume approprié de solution de travail au collagène à chaque puits contenant le gel activé selon le type de plaque : ajoutez 2 mL pour une plaque à 6 puits, ou 1 mL pour une plaque à 12 puits.
  2. Faites doucement tourner la plaque de culture pour que la solution de collagène couvre uniformément le gel et le fond du puits.
  3. Couvrez la plaque et incubez toute la nuit dans un incubateur à 37 °C et 5 % de CO₂ afin de permettre au collagène de se fixer sur la surface du gel via un crossing Sulfo-SANPAH.

14. Irradiation et fixation UV secondaire

  1. Le lendemain, retirez la plaque et irradiez à nouveau sous environ 120 mJ/cm 2 de lumière UV pendant 1 heure.

15. Retirer le collagène et les cellules de graines non liés

  1. À l’intérieur de l’armoire de biosécurité, aspirez soigneusement la solution de travail de collagène de type I de queue de rat provenant des puits.
  2. Ajoutez du PBS stérile dans les puits, balancez doucement pour laver la surface du gel, puis aspirez le PBS.
  3. Répétez le lavage une fois de plus, pour un total de deux lavages, chacun durant 3 minutes.
  4. Après le lavage, la matrice gel est prête. Resuspendez les cellules souches de Leydig préparées dans le milieu de culture SLC complet (composition détaillée à l’étape 1).
  5. Ensemencer la suspension cellulaire directement sur la surface du gel. La densité de semis recommandée est de 2 × 104 cellules/cm2 (par exemple, environ 2 × 105 cellules par puits pour une plaque standard à 6 puits).
  6. Incubez les plaques de culture à 37 °C dans un incubateur humidifié à 5 % de CO₂.
  7. Pour maintenir une viabilité cellulaire optimale et une fonction stéroïdogène, changez le milieu de culture toutes les 48 heures.

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Résultats

L’exécution réussie de ce protocole donne des hydrogels de polyacrylamide à rigidité définie (allant de 1 à 100 kPa) qui restent fermement attachés à la plaque de culture et soutiennent une adhésion et une propagation robustes du SLC. La Figure 1 offre un aperçu schématique de l’ensemble du flux de travail, du gel casting au seed des cellules, permettant aux utilisateurs de visualiser les étapes clés du protocole.

La validation mé...

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Discussion

Les propriétés mécaniques de la matrice extracellulaire jouent un rôle fondamental dans la régulation du comportement des cellules souches, pourtant les outils pour étudier systématiquement ces effets dans les cellules reproductrices restent limités. Nos travaux précédents ont démontré que le raidissement pathologique de la matrice au cours du vieillissement perturbe l’homéostasie des cellules souches de Leydig (SLC) via l’axe Piézo1/ROS/Gli1, entraînant une baisse de la

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Le financement de ce projet a été assuré par le Programme national clé de recherche et développement de la recherche sur les cellules souches et la recherche translationnelle de Chine (2021YFA1100601), la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (82371608), la Fondation fondamentale et appliquée de recherche fondamentale du Guangdong (2023B1515020016) et le Programme de recherche fondamentale de Shenzhen (JCYJ20240813150417024, JCYJ20240813150422030).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Acide acétiqueSigma-AldrichCat#A6283Diluant pour le collagène de la queue de rat (0,02 M)
Acryamide   ;   ;   ;Sangon BiotechCat#A100341-0500Monomère pour la préparation du gel de polyacrylamide
Persulfate d’ammonium (APS) & nbsp ;Sangon BiotechCat#A100486-0100Initiateur pour la polymérisation sur gel
Supplément B27InvitrogenCat#A1486701Supplément défini enrichi en antioxydants et hormones ; Soutient la survie neuronale et des cellules souches (2 % en v/v)
Facteur de croissance de fibroblastes de base (bFGF)InvitrogenCat#13256029facteur de croissance mitogénique ; favorise la prolifération et la steminité des SLC (20 ng/mL)
Bis-acrylamide   ;Shanghai yuanye Bio-technologieCat#S14002Réticulateur pour gels de polyacrylamide
Extrait d’embryon de pouletBiologiques américainsCat#C3999Source riche en facteurs de croissance et en nutriments ; soutient la croissance et la viabilité du SLC (5 % en v/v)
Collagène, type I, provenant de la queue de ratYEASENCat#40125ES50Recouvre la surface hydrogel de polyacrylamide activée par Sulfo-SANPAH pour favoriser l’adhésion et la culture du SLC.
Colagnase de type IVGibcoCat#17104-0191 mg/mL dans le DMEM/F12 pour la digestion des tissus testiculaires
CYP11A1 anticorpsGeneTexCat#GTX56293Pour le blot occidental
DexaméthasoneSigma-AldrichCat#D1756Agoniste des récepteurs glucocorticoïdes ; soutient la prolifération des SLC et le maintien de la tige (1 nM)
DMEM/F12 moyenGibcoCat#11320033Milieu basal pour la digestion, le lavage et la culture SLC
Facteur de croissance épidermique (EGF)PeproTechCat#AF-100-15Stimule la prolifération des SLC et maintient un état indifférencié (20 ng/mL)
Sérum fœtal bovin (FBS)VISTECHCat#SE100-011Utilisé à 10 % pour stopper l’activité de la collagénase
FidjiN/Ahttps://imagej.net/FijiLogiciels d’analyse d’images
Anticorps GADPHProteintechCat#60004-1-IGPour le blot occidental
Enzymes de digestion sur gel & nbsp ;Biotechnologie préciseCat#GXDLFAMélange enzymatique pour la digestion des tissus testiculaires et l’isolement du SLC
HEPES  ;CytivaCat#SH30237.01Tampon pour maintenir un pH de 7,0 et ndash ; 7.4
HSD3 & bêta ; anticorpsSanta CruzCat#sc-515120Pour le blot occidental
Trieur de cellules d’influxBDhttps://www.bdbiosciences.com/content/dam/bdb/marketing-documents/BD_Influx_tech_specs.pdf
Insuline-Transferrine-Sélénite Sodique (ITS)Sigma-AldrichCat#11074547001Favorise la survie cellulaire, l’absorption du glucose et la défense antioxydante (5 & mu ; g/L)
Remplacement sérique KnockOut (KSR) & nbsp ;GibcoCat#10828-028Substitut sérique pour le milieu de culture SLC
LIF (Facteur inhibiteur de la leucémie)MilliporeCat#LIF1010Cytokine qui maintient la pluripotence des cellules souches et son auto-renouvellement (1 ng/mL)
Testicules de sourisCe documentN/AIsolé à partir de souris C57BL/6
Kit ELISA de testostérone pour sourisBiotechnologie fineCat#40203ES80Pour la quantification de la testostérone dans les surnatants en culture
Souris : C57BL/6  ;Shenzhen TopBiotechN/ASouche de souris utilisée pour la collecte des testicules
Souris : Cellules de Leydig des Souches Testiculaires (SLC) & nbsp ;Ce documentN/ACellules primaires isolées des testicules de souris
Supplément N2InvitrogenCat#17502001Supplément défini sans sérum supportant les cultures neuronales et de cellules souches (1 % v/v)
Acides aminés non essentielsHyCloneCat#SH30050.03Fournit des sources d’azote pour la synthèse des protéines et le métabolisme cellulaire (1 % v/v)
Oncostatin M (OSM)PeproTechCat#300-10TCytokine impliquée dans la régulation de la différenciation SLC et la maturation des cellules de Leydig (20 ng/mL)
Solution physiologique tamponnée au phosphate (PBS)GibcoCat#10010023Tampon de lavage et de resuspension
Facteur de croissance dérivé des plaquettes (PDGF)PeproTechCat#100-14BSoutient la prolifération cellulaire, la migration et la survie (20 ng/mL)
Prism 9.0GraphPadhttps://www.graphpad.com/Logiciels pour l’analyse statistique et la création de graphiques
Anticorps StARProteintechCat#67130-1-IGPour le blot occidental
Sulfo-SANPAH  ;MACKLINCat#102568-43-4Réticulateur hétérobifonctionnel pour l’activation de surface sur gel
TEMED  ;PhygeneCat#PH0341Catalyseur pour la polymérisation
&beta ;-MercaptoéthanolInvitrogenCat#21985023Réduit le stress oxydatif et soutient la croissance cellulaire en culture (0,1 mM)

Références

  1. Gjorevski, N., et al. Designer matrices for intestinal stem cell and organoid culture. Nature. 539 (7630), 560-564 (2016).
  2. Smith, L. R., Cho, S., Discher, D. E. Stem cell differentiation is regulated by extracellular matrix mechanics. Physiology. 33 (1), 16-25 (2018).
  3. Chaudhuri, O., et al. Hydrogels with tunable stress relaxation regulate stem cell fate and activity. Nature Mater. 15 (3), 326-334 (2016).
  4. Nellinger, S., Kluger, P. J. How mechanical and physicochemical material characteristics influence adipose-derived stem cell fate. Int J Mol Sci. 24 (4), 3551(2023).
  5. Pelham, R. J., Wang, Y. L. Cell locomotion and focal adhesions are regulated by substrate flexibility. Proc Natl Acad Sci U S A. 94 (25), 13661-13665 (1997).
  6. Tse, J. R., Engler, A. J. Preparation of hydrogel substrates with tunable mechanical properties. Curr Protoc Cell Biol. , (2010).
  7. Sanzari, I., et al. Parylene C topographic micropattern as a template for patterning PDMS and polyacrylamide hydrogel. Sci Rep. 7 (1), 5764(2017).
  8. Kandow, C. E., Georges, P. C., Janmey, P. A., Beningo, K. A. Polyacrylamide hydrogels for cell mechanics: steps toward optimization and alternative uses. Methods Cell Biol. 83, 29-46 (2007).
  9. Aratyn-Schaus, Y., et al. Preparation of complaint matrices for quantifying cellular contraction. J Vis Exp. 46, e2173(2010).
  10. Huang, J., et al. High matrix stiffness triggers testosterone decline in aging males by disrupting stem Leydig cell pool homeostasis. Cell Rep. 44 (9), 116207(2025).
  11. Syed, S., Karadaghy, A., Zustiak, S. Simple polyacrylamide-based multiwell stiffness assay for the study of stiffness-dependent cell responses. J Vis Exp. 97, e52643(2015).
  12. Zheng, Y. C., et al. Islet transplantation ameliorates diabetes-induced testicular interstitial fibrosis and is associated with inhibition of TGF-β1/Smad2 pathway in a rat model of type 1 diabetes. Mol Med Rep. 23 (5), 376(2021).
  13. Trottmann, M., et al. Shear-wave elastography of the testis in the healthy man - determination of standard values. Clin Hemorheol Microcirc. 62 (3), 273-281 (2016).

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