Toutes les procédures ont été approuvées par le Comité d’éthique animale de l’Université de médecine chinoise de Changchun (Approbation n° 20251038) et ont été menées conformément aux directives ARRIVE 2.0 sur la recherche animale : Déclaration des expériences in vivo ainsi qu’au Guide des NIH pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Tous les matériaux utilisés dans cette étude sont présentés dans le tableau des matériaux.
Procédures expérimentales
Animaux expérimentaux et regroupement
Quatre-vingts rats mâles adultes de Sprague–Dawley sans agents pathogènes spécifiques (SPF) (220–250 g) ont été achetés à la ferme d’élevage animalier de Hongda (district de Kuancheng, Changchun, Chine). Les animaux étaient hébergés au Centre Vétérinaire Expérimental de l’Université de Médecine Chinoise de Changchun dans des conditions contrôlées de 22–25 °C, 50–60 % d’humidité relative et un cycle clair/obscurité de 12 heures, avec un accès libre à la nourriture et à l’eau. Après une semaine d’acclimatation, les rats ont été assignés au hasard à un groupe blanc (n = 12), un groupe de Sham (n = 12) et un groupe modèle-réserve (n = 56). Le groupe blanc a été inclus comme groupe témoin normal, non traité, afin de fournir des valeurs de base pour la performance comportementale, les caractéristiques histopathologiques et l’expression des marqueurs moléculaires chez les rats en bonne santé. Le groupe Sham a subi la même anesthésie et exposition chirurgicale que le groupe MCAO, sauf que l’occlusion artérielle n’a pas été réalisée ; Par conséquent, ce groupe servait de contrôle aux effets potentiels de l’anesthésie et de la manipulation chirurgicale. L’inclusion des groupes Blank et Sham permettait de distinguer les effets de la lésion ischémique de ceux liés à la procédure chirurgicale elle-même.
Le groupe de modèles-réserves a subi une modélisation MCAO. Les 3 premiers jours après l’opération ont été définis comme la période d’induction du modèle. Durant cette période, 8 rats sur 56 sont décédés, ce qui correspond à un taux de mortalité de 14,29 %, et 12 rats ont été exclus car la modélisation n’a pas été fructueuse. Les 36 rats restants ayant réussi à établir le modèle ont été répartis aléatoirement, à l’aide d’un tableau de nombres aléatoires, aux groupes MCAO, SAE et Baclofène, avec 12 rats dans chaque groupe. Les interventions de groupe étaient les suivantes : (I) Groupe blanc : alimentation de routine uniquement, sans intervention. (II) Groupe simulé : exposition chirurgicale de l’artère carotide commune, des artères carotides internes et externes, ainsi que du nerf vague, sans ligature ni insertion de filament. (III) Groupe MCAO : Le MCAO a été établi sous anesthésie intrapéritonéale avec 3 % de pentobarbital sodique, sans traitement ultérieur. (IV) Groupe SAE : après une modélisation et validation réussies du MCAO, les rats ont reçu une acupuncture du cuir chevelu combinée à de l’exercice. L’anesthésie par inhalation d’isoflurane à 1,5 % à 2,0 % n’a été utilisée que pendant la brève phase d’insertion de l’aiguille. L’entraînement au tapis roulant n’a été initié qu’après une récupération complète de la conscience et la restauration de la capacité de marche spontanée. L’acupuncture a été réalisée à GV20 et à EX-HN1 bilatéralement. Des aiguilles étaient insérées à une profondeur de 1 mm et conservées pendant la période d’entraînement sur tapis roulant. La période standardisée de 30 minutes pour la rétention/entraînement des aiguilles était définie comme la période d’entraînement sur tapis roulant et consistait en 6 m/min pendant 10 minutes, suivie de 12 m/min pendant 20 minutes à 0° incliné. L’intervention a été administrée une fois par jour pendant 7 jours consécutifs. (V) Groupe Baclofène : après modélisation et validation réussies du MCAO, les rats ont reçu le baclofène par gavage intragastrique à 0,4 mg/kg une fois par jour pendant 7 jours consécutifs.
Établissement du modèle MCAO
Le modèle MCAO du rat a été établi en utilisant une méthode de filament intraluminalmodifiée 19. Après 12 heures de jeûne et de privation d’eau, les rats ont été anesthésés par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique à 3 % et placés en position couchée. Après désinfection cutanée, une incision cervicale de la ligne médiane a été réalisée pour exposer l’artère carotide commune droite (ACC) ainsi que les nerfs et muscles adjacents. L’artère carotide externe (ECA) a été identifiée et ligatuée, et l’artère carotide interne (ICA) a été isolée. Des ligatures ont été placées à l’ACI et au CCA proximaux, et la ACC distale a été temporairement pincée. Une petite artériotomie a ensuite été pratiquée dans le CCA à proximité de la pinze. Un filament de nylon de 0,26 mm a été inséré et avancé de 18 à 20 mm à travers l’ACI pour occulter l’origine de l’artère cérébrale moyenne. L’ACI et le CCA ont ensuite été ligagés, et l’incision a été suturée. Après l’opération, les rats étaient maintenus au chaud pendant la convalescence et recevaient une injection intrapéritonéale de pénicilline (40 000 U) pour prévenir l’infection. Dans le groupe Sham, seule une exposition vasculaire a été effectuée, sans insertion de filament ; la fermeture des plaies et les soins postopératoires étaient identiques à ceux du groupe MCAO. L’établissement réussi du modèle a été défini comme un score Zea Longa ≥ 2 à 3 jours aprèsl’opération 19 et un score de tonus musculaire modifié sur l’échelle d’Ashworth (MAS) ≥ grade1 20.
Méthodes d’intervntion
L’acupuncture du cuir chevelu se combine avec une intervention physique
Des études antérieures montrent que chez les rats MCAO, les déficits neurologiques atteignent leur pic au jour 3 et restent élevés dans les 10 jours suivant l’opération, tandis que la résistance musculaire périphérique augmente progressivement du jour 6 au jour9 21. Par conséquent, le traitement a été initié au troisième jour postopératoire et poursuivi une fois par jour pendant 7 jours consécutifs afin de minimiser l’impact d’une récupération spontanée. Avant de modéliser, les rats assignés au groupe SAE suivaient 3 jours d’entraînement adaptatif sur tapis roulant à 5 m/min pendant 10 min/jour 22. Cette formation adaptative a servi à familiariser les rats avec la course sur tapis roulant et à réduire la probabilité de luttes, de chutes, de refus de courir ou d’arrêt pendant la période formelle d’intervention. Lors de l’entraînement adaptatif et de l’intervention formelle, les événements anormaux liés au tapis de course étaient définis comme des difficultés persistantes, des chutes de la piste de course, un refus de courir plus d’une minute ou un arrêt plus d’une minute pendant l’entraînement sur tapis roulant. Ces événements ont été enregistrés dans des journaux expérimentaux lors de leur observation. Une brève hésitation ou un arrêt temporaire ne conduisait pas à l’exclusion si la course sur tapis roulant pouvait être reprise après une douce invitation. Les données n’étaient exclues que si un animal ne pouvait pas terminer la séance quotidienne assignée sur tapis roulant en raison de chutes répétées, d’un refus persistant de courir ou d’une détresse sévère. Après validation réussie du modèle au troisième jour, l’intervention SAE a été administrée une fois par jour pendant 7 jours consécutifs.
Pour chaque séance de traitement, les rats ont été anesthésés avec 1,5 % à 2,0 % d’isoflurane. L’anesthésie a été interrompue immédiatement après l’insertion de l’aiguille. En pratique expérimentale, les rats retrouvaient généralement une pleine conscience en environ 1 à 2 minutes après le retrait de l’isoflurane. L’entraînement sur tapis de course n’a pas commencé pendant que les rats étaient anesthésés. Les points d’acupuncture ont été localisés par des acupuncteurs animaux expérimentés selon la nomenclature et la localisation des points d’acupuncture communs dans les animaux expérimentaux publiée par l’Association chinoise d’acupuncture-moxibustion en 2020. GV20 a été défini comme le point médian de la ligne reliant les fontanelles antérieures et postérieures sur la ligne médiane crânienne. Les points bilatéraux EX-HN1 étaient situés latéralement de 2 mm par rapport à GV20. Des aiguilles jetables mesurant 0,25 mm × 13 mm étaient insérées verticalement à une profondeur de 1 mm et conservées tout au long de la période standardisée de 30 minutes d’entraînement sur tapis roulant. Les aiguilles étaient fixées avec du ruban médical respirant pour éviter le déplacement, et la pénétration du crâne était exclue par palpation afin d’assurer la cohérence de la procédure. La position de l’aiguille et la fixation du ruban étaient vérifiées avant l’entraînement sur tapis roulant, lors de courtes pauses si un comportement de course anormal survenait, et immédiatement après la fin de l’entraînement. De plus, la position de l’aiguille était vérifiée visuellement toutes les 5 minutes pendant l’entraînement sur tapis roulant, quel que soit le comportement animal. Le déplacement de l’aiguille était défini comme un desserrement visible, un changement d’angle de l’aiguille, un retrait partiel ou un déplacement complet lors de la course sur tapis roulant. Si un léger desserrement survenait sans perte de position de l’aiguille, le ruban était doucement renforcé pendant que le tapis roulant était brièvement en pause. Si une aiguille était partiellement retirée ou complètement déplacée, elle n’était pas réinsérée pendant cette séance ; Le rat a terminé l’entraînement restant sur tapis roulant sans manipulation supplémentaire de l’aiguille, et l’événement a été documenté dans le journal expérimental. Les animaux n’étaient pas exclus uniquement à cause d’un seul déplacement d’aiguille, sauf si cet événement s’accompagnait d’une incapacité à terminer l’entraînement sur tapis roulant ou de signes de détresse sévère.
La période standardisée de rétention/formation des aiguilles de 30 minutes commençait lorsque le rat commençait à courir sur tapis roulant après une récupération complète de l’anesthésie à l’isoflurane et se terminait immédiatement après la fin de l’entraînement au tapis roulant, lorsque les aiguilles étaient retirées. L’intervalle de récupération brève après l’arrêt de l’isoflurane n’a pas été inclus dans la période d’entraînement standardisée de 30 minutes. Comme les aiguilles étaient insérées avant la récupération, le temps réel de permanence physique était environ 1 à 2 minutes plus long que la période d’entraînement sur tapis roulant de 30 minutes. Cette définition a été appliquée de manière cohérente à tous les rats du groupe SAE. Un rat était considéré suffisamment rétabli pour commencer l’entraînement sur tapis roulant lorsque les critères suivants étaient remplis : reprise complète de la conscience, capacité à se tenir debout de manière autonome, capacité à marcher régulièrement sur une surface plane, et réponse normale à une stimulation extérieure douce. Ces critères ont été vérifiés avant de la placer sur le tapis de course.
Pendant la rétention de l’aiguille, les rats effectuaient un exercice sur tapis roulant à une inclinaison de 0° : 6 m/min pendant 10 minutes, suivis de 12 m/min pendant 20 minutes. Aucun choc électrique n’a été utilisé à aucun moment pendant l’étude. Si un rat arrêtait de courir ou refusait de courir plus d’une minute pendant l’entraînement formel, une stimulation auditive douce et non aversive, comme tapoter légèrement le mur du tapis de course, était utilisée pour encourager le mouvement. L’utilisation de ce type d’incitation, ainsi que tout mouvement, chute, arrêt, refus de courir ou déplacement d’aiguille, a été documentée dans le journal expérimental lorsqu’elle a été observée. Ces événements ont été surveillés de manière descriptive et documentés dans le journal expérimental lors de l’observation. L’intensité de l’exercice a été ajustée de manière complète selon des protocoles précédemment rapportés combinant acupuncture du cuir chevelu et entraînement sur tapisroulant 16,23. L’intervention SAE a été administrée une fois par jour pendant 7 jours consécutifs (Figure 1A).
Intervention du baclofène
Après validation réussie du modèle, les rats du groupe Baclofène ont reçu une solution de baclofène par gavage intragastrique à une dose de 0,4 mg/kg. Le médicament était administré une fois par jour à 9h00 pendant 7 jours consécutifs.
Résultat moyen
Observation générale
L’état général a été surveillé quotidiennement dans tous les groupes, y compris le poids corporel, l’état mental, la consommation de nourriture et d’eau, ainsi que l’activité spontanée.
Évaluation de la fonction neurologique et du tonus musculaire
Les déficits neurologiques et la spasticité des membres ont été évalués les jours 1, 3, 5 et 7 après validation du modèle à l’aide du score Zea Longa, du score de gravité neurologique modifiée (mNSS) et de l’échelle d’Ashworth modifiée. Toutes les évaluations comportementales à tous les moments ont été réalisées indépendamment par deux enquêteurs qui ont été aveugles à l’allocation de groupe tout au long de la période d’observation. Des critères de notation détaillés sont présentés (tableaux 1 à 3).
Détermination du volume de l’infarctus cérébral
Le volume de l’infarctus cérébral a été évalué à l’aide de coloration au chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium (TTC). Après 7 jours d’intervention, trois rats de chaque groupe ont été sélectionnés au hasard et euthanasiés par overdose intrapéritonéale de pentobarbital sodique, suivie d’une décapitation rapide pour une collecte cérébrale globale. Les cerveaux ont d’abord été congelés à −20 °C puis découpés en coupes coronales de 2 mm d’épaisseur. Les sections ont été incubées dans une solution TTC à 2 % à 37 °C pendant 30 minutes dans l’obscurité, puis fixées toute la nuit dans du paraformoldéhyde à 4 % à 4 °C. Le lendemain, toutes les sections ont été photographiées avec un appareil photo numérique. Le tissu cérébral normal était teinté de rouge foncé, tandis que le tissu infarcté paraissait d’un blanc pâle. Les zones d’infarctus ont été quantifiées avec ImageJ, et le volume d’infarctus a été exprimé en pourcentage à l’aide de la formule suivante :
Volume d’infarctus ( %) = aire d’infarctus / surface totale de la section cérébrale X 100 %. (1)
Examen histopathologique du tissu cérébral
Coloration hématoxyline–éosine (HE)
La coloration de l’hématoxyline et de l’éosine a été utilisée pour évaluer les modifications histopathologiques du cortex péri-infarctique. Après 7 jours d’intervention, les rats ont été euthanasiés par overdose intrapéritonéale de pentobarbital sodique. Une perfusion transcardique rapide a ensuite été réalisée avec du sérum tampon phosphaté (PBS) à 0,01 M pour retirer le sang, suivi de 250 mL de paraformodéhyde froid à 4 % (4 °C) pour fixation. Des cerveaux entiers ont été prélevés, et le tissu cortical péri-infarctus a été isolé et fixé dans 4 % de paraformoldéhyde à 4 °C pendant 24 heures. Les tissus étaient incrustés dans la paraffine et sectionnés coronalement à 5 μm. Les sections étaient montées sur des lames, cuites à 60 °C pendant 30 minutes, puis déparaffinées en xylène I–III (10 min chacune). Une coloration HE a ensuite été pratiquée, suivie de déshydratation et de débouchage. Enfin, les sections ont été couvertes de baume neutre, et les images ont été prises à l’aide d’un microscope optique Nikon.
Coloration de Nissl
La coloration de Nissl a été utilisée pour évaluer la survie neuronale et la densité corporelle de Nissl dans la région du péri-infarctus. Après 7 jours d’intervention, les rats ont été euthanasiés et perfusés transcardiquement avec 0,01 M PBS (37 °C), suivis de 250 mL de paraformodéhyde à 4 % (4 °C). Le cerveau entier a été retiré, et les tissus corticaux péri-infarctus et controlatéraux ont été disséqués et fixés pendant la nuit dans 4 % de paraformoldéhyde à 4 °C. Après l’inclusion en paraffine, des sections de 5 μm ont été préparées. Les coupes ont été déparaffinées dans du xylène pendant 10 minutes, réhydratées à travers une série de solutions d’éthanol graduées (95 %, 90 %, 80 %, 70 % et 50 % ; 5 minutes pour chaque concentration), puis colorées avec une solution de travail Nissl pendant 30 minutes à température ambiante. Après un bref rinçage à l’eau distillée, les sections étaient déshydratées à l’éthanol de calibre, dégagées dans du xylène pendant 2 minutes, puis enfin montées avec des couverdisses. Des images ont été capturées et analysées au microscope optique.
Analyse par western blot de l’analyse protéique
Le Western blotting a été réalisé pour évaluer les protéines impliquées dans la signalisation PI3K/Akt et la plasticité synaptique. Après 7 jours d’intervention, les rats ont été euthanasiés avec une surdose de pentobarbital sodique, et du tissu du cortex moteur péri-infarctus a été prélevé. Les tissus ont été entièrement homogénéisés dans un tampon de lyse par radioimmunoprécipitation (RIPA) sur glace et centrifugés à 1610 × g à 4 °C pendant 30 minutes pour extraire la protéine totale. La concentration en protéines a été quantifiée à l’aide d’un kit commercial de test protéique à base d’acide bicinchoninique (BCA). Des quantités égales de protéines (50 μg par voie) ont été séparées par électrophorèse en gel de sulfate de dodécyle de sodium polyacrylamide (SDS-PAGE) et transférées électriquement dans les membranes de fluorure de polyvinylidène (PVDF). Les membranes ont été bloquées avec une solution d’albumine sérique bovine à 5 % (BSA) pendant 1 heure à température ambiante pour éliminer la liaison non spécifique, puis incubées avec des anticorps primaires toute la nuit à 4 °C. Après trois cycles de lavages avec du sérum physiologique tamponné Tris et Tween-20 (TBST), les membranes ont été incubées avec un anticorps secondaire (ratio de dilution 1:1000) pendant 1 h à température ambiante. Les bandes protéiques ont été visualisées à l’aide de chimiluminescence améliorée (ECL), et l’intensité des bandes a été quantifiée avec ImageJ. L’expression relative des protéines a été calculée comme le rapport entre la protéine cible et le témoin interne. Les anticorps primaires étaient les suivants : GAPDH (1:1000), PI3K (1:1000), phospho-PI3K (1:1000), Akt (1:1000), phospho-Akt (1:1000), GAP-43 (1:1000), SYN (1:1000), PSD-95 (1:1000) et GDNF (1:1000).
Observation de l’ultrastructure synaptique
La microscopie électronique en transmission (MET) a été utilisée pour évaluer le nombre de synapses et l’intégrité structurelle. Après 7 jours d’intervention, les rats ont été anesthésés et perfusés transcardique avec un fixateur mixte contenant 4 % de paraformoldéhyde et 2,5 % de glutaraldéhyde. Des blocs de tissu cortical, péri-infarctus (1 mm × 1 mm × 1 mm) ont été collectés et fixés dans du glutaraldéhyde à 2,5 % pendant 2 heures, suivis d’une post-fixation avec 1 % de tétraoxyde d’osmium pendant 1 heure. Les échantillons ont ensuite été traités par déshydratation à éthanol graduée, incrustation en résine époxy, coupe ultrafine (épaisseur de 50 nm) et double coloration à l’acétate d’uranyle et au citrate de plomb. L’ultrastructure synaptique a été examinée à l’aide d’un microscope électronique à transmission. Les images ont été acquises à 8 000× pour une évaluation structurelle, et les synapses comptabilisées à 5 000×. Trois champs neuropil aléatoires par groupe ont été analysés pour calculer le nombre moyen de synapses, et les données ont été comparées à l’aide d’ANOVA unidirectionnelle.
Essai de double marquage par immunofluorescence
Une coloration par double marquage par immunofluorescence a été réalisée pour évaluer l’expression et la distribution de SYN et p-Akt dans le cortex péri-infarctique. Après 7 jours d’intervention, les rats ont été euthanasiés par overdose intraperitonéale de pentobarbital sodique, et le tissu cortical péri-infarctique a été rapidement disséqué. Les échantillons ont été fixés dans du paraformoldéhyde à 4 % pendant 24 heures, intégrés dans un composé à température de coupe optimale (OCT), puis coupés en sections de 10 μm d’épaisseur. Les coupes ont été séchées à l’air à température ambiante pendant 1 h et lavées trois fois avec un tampon TBST pour éliminer les résidus de composé OCT. Les sections ont été perméabilisées avec du Triton X-100 à 0,3 % pendant 20 minutes à température ambiante, rincées avec du PBS, puis bloquées avec une solution à 5 % de BSA pendant 1 heure à température ambiante. Dans des conditions sombres, des sections ont été incubées toute la nuit à 4 °C avec des anticorps primaires anti-SYN de lapin (dilution 1:200) et anti-p-Akt de lapin (dilution 1:200). Le lendemain, les sections ont été lavées trois fois avec du PBS et incubées dans le noir avec un anticorps secondaire (dilution 1:400) pendant 50 minutes à température ambiante. Après six lavages supplémentaires avec le tampon TBST, les noyaux cellulaires ont été contre-colorés avec une solution de travail 4′,6-diamidino-2-phénylindole (DAPI) pendant 5 minutes à température ambiante. Les images ont été obtenues sous des réglages identiques d’exposition et de fond à l’aide d’un microscope à fluorescence. Des images représentatives ont été utilisées pour évaluer les schémas d’expression de SYN et de p-Akt dans le cortex moteur entre les groupes.
Analyse statistique
Les analyses statistiques ont été réalisées à l’aide de GraphPad Prism 10.1.2 et IBM SPSS Statistics 25. Les données sont présentées en moyenne ± écart-type (DS). Les données comportementales collectées à plusieurs moments, y compris le score Zea Longa, le score de gravité neurologique modifié et l’échelle d’Ashworth modifiée, ont été analysées à l’aide d’une ANOVA à mesures répétées bidirectionnelles, le groupe étant le facteur entre sujets et le temps comme facteur dans les sujets. Lorsque des effets ou interactions principaux significatifs étaient détectés, le test de comparaison multiple de Sidak était utilisé pour une analyse post-hoc. D’autres données ont été analysées à l’aide d’ANOVA unidirectionnelle suivie du test de comparaisons multiples de Sidack pour les comparaisons post hoc. Un p. < à deux queues de 0,05 était considéré comme statistiquement significatif. Dans les graphiques à barres, la signification statistique est indiquée par des astérisques tels que définis dans les légendes de figures correspondantes.