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Article de méthode

Un modèle d’entérocolite accélérée par piroxicam chez des souris knockout interleukine-10 pour étudier les altérations métaboliques induites par l’inflammation

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DOI :

10.3791/71448

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11 août 2026

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1Department of Pediatrics, The University of Texas Southwestern Medical Center, 2Department of Pathology, University of Texas Southwestern Medical Center, 3Department of Internal Medicine, University of Texas Southwestern Medical Center

Dans cet article

Résumé

Ce protocole utilise le piroxicam pour accélérer le développement de la colite dans le modèle murin knockout à interleucine (IL-10). Le protocole garantit la synchronisation de la colite, aboutissant à des résultats rigoureux et reproductibles, indépendants du sexe, de la tension de fond ou des conditions de vivaire. Il sert de modèle utile pour étudier les altérations métaboliques lors de l’inflammation intestinale.

Résumé

La maladie inflammatoire de l’intestin (MII) est un trouble inflammatoire chronique du tube digestif touchant plus de 10 millions de personnes dans le monde. Bien que des recherches substantielles se soient concentrées sur les mécanismes immunologiques et les conséquences sous-jacentes à la MII, on comprend moins de choses sur la manière dont l’inflammation muqueuse contribue à la dysrégulation métabolique, notamment la perte de poids et la diminution de l’appétit. Ici, les auteurs décrivent un modèle murin d’entérocolite accélérée par piroxicam chez des souris interleukine-10-knockout (IL-10-KO) afin d’étudier la dysrégulation métabolique induite par l’inflammation. Les souris IL-10-KO sont connues pour développer une entérocolite spontanée et une susceptibilité accrue à l’entérocolite déclenchée par des infections ou des médicaments. Cependant, des conditions de vivarius et des antécédents de souche ont été rapportées comme facteurs de confusion dans le développement de la colite dans ce modèle. Le Piroxicam, un anti-inflammatoire non stéroïdien (AINS), a démontré qu’il déclenche ou accélère, dans des modèles animaux, en augmentant l’exposition muqueuse aux bactéries luminales. Dans ce protocole, les souris mâles et femelles IL-10-KO ont été nourries avec un régime enrichi au piroxicam en remplacement d’un régime alimentaire classique chow. La consommation alimentaire et le poids corporel ont été mesurés quotidiennement pour refléter les altérations métaboliques de l’ensemble du corps, ainsi que des manifestations cliniques de l’entérocolite telles que la diarrhée et les saignements rectaux. Le protocole est efficace et reproductible, induisant simultanément l’entérocolite chez plusieurs souris, et permet d’évaluer la dysrégulation métabolique dans un modèle de maladie inflammatoire de l’intestin. D’autres études utilisant ce protocole pourraient examiner les effets de l’entérocolite sur d’autres composantes de la dysrégulation métabolique, telles que la dépense énergétique et la composition corporelle, révélant des liens plus larges entre la maladie inflammatoire intestinale et le métabolisme de l’hôte.

Introduction

La maladie de Crohn et la colite ulcéreuse, connues collectivement sous le nom de maladie inflammatoire de l’intestin (MII), sont des troubles auto-immuns chroniques du tractus gastro-intestinal caractérisés par une inflammation muqueuse, avec des manifestations cliniques telles que douleurs abdominales, perte de poids, hématochéie et diarrhée. La MII touche des millions de personnes dans le monde, avec la plus forte prévalence dans les sociétésoccidentalisées 1. Aux États-Unis, on estime que plus de 3 millions de personnes sonttouchées 2,3, avec une incidence et une prévalence croissantes, en particulier chez les enfants et les jeunes 4,5.

Les mécanismes exacts sous-jacents à la pathogenèse de la MII restent incomplètement compris, mais on pense largement que la maladie résulte d’une réponse immunitaire exagérée au microbiote intestinal chez des individus génétiquement sensibles. Les cytokines qui modulent les réponses inflammatoires jouent un rôle crucial dans le maintien de l’homéostasie intestinale et dans le développement de la MII. Parmi celles-ci, l’interleukine-10 (IL-10) est une cytokine anti-inflammatoire bien étudiée qui aide à maintenir l’homéostasie immunologique chez l’humain en régulant à la fois les bras innés et adaptatifs de la réponseimmunitaire 6,7. Notamment, des polymorphismes chez IL-10 et son récepteur (IL-10RA/B) ont été identifiés chez des nourrissons présentant une MII à début très précoce (VEO-IBD), présentant classiquement une maladie périanale dans les premiers mois devie. Cette association est également renforcée par le séquençage exomique à grande échelle chez des patients adultes atteints de la maladie de Crohn, qui a identifié l’IL-10RA comme un locus de susceptibilité à la maladie dans laMII 9 non monogénique. De plus, une voie non génétique impliquant des anticorps neutralisants de l’IL-10 a été décrite chez des patients atteints de VEO-IBD, soulignant encore l’importance de cette voie pour le maintien de l’homéostasie immunitairemuqueuse 10.

S’appuyant sur des études humaines impliquant l’IL-10 dans la MII, des souris interleukine-10-knockout (IL-10-KO) ont été développées comme modèle pour étudier le rôle de l’IL-10 dans la MII. Les souris IL-10-KO sont connues pour développer une entérocolite spontanée avec une réponse exagérée CD4+ Th1 aux stimuli, généralement à partir de 8 à 12 semaines de11 ans. Cependant, le développement d’entérocolite spontanée chez les souris IL-10-KO peut être imprévisible en l’absence d’un agentaccélérateur 12,13,14, selon la souche génétique, la composition du microbiote et les conditions de logement 15,16. L’utilisation d’un protocole fiable pour induire la colite est essentielle pour que le modèle IL-10-KO soit pratiquement utile. Des études antérieures ont utilisé des anti-inflammatoires non stéroïdiens (AINS) tels que le piroxicam pour induire l’entérocolite chez des souris IL-10-KO17,18. Cependant, ces études se sont principalement concentrées sur les altérations immunologiques, avec relativement peu d’accent sur les effets de l’entérocolite sur le métabolisme ou sur le rôle du sexe dans la gravité de lacolite 19. Les auteurs ici décrivent l’utilisation d’un régime enrichi au piroxicam pour induire l’entérocolite chez les souris IL-10-KO et caractérisent la dysrégulation métabolique ainsi que les réponses inflammatoires muqueuses dans ce modèle en utilisant à la fois des souris mâles et femelles. Ce protocole mesure le poids corporel et l’apport alimentaire pour refléter les altérations métaboliques de l’ensemble du corps, ainsi que les manifestations cliniques de la colite et les changements histologiques et transcriptomiques reflétant l’inflammation muqueuse. Ce modèle efficace et reproductible offre un outil précieux pour étudier le lien entre la MII et le métabolisme de l’hôte.

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Protocole

Toutes les expériences animales ont été réalisées conformément au protocole approuvé par le Comité de soins et d’utilisation des animaux institutionnels (IACUC) du Centre médical University of Texas Southwestern, conformément au « Guide pour les soins et l’utilisation des animaux de laboratoire » [Numéro d’approbation : 2017-102011]. L’euthanasie a été réalisée conformément aux directives institutionnelles. Aucune anesthésie n’a été requise pour les interventions réalisées. Les détails spécifiques des matériaux sont décrits dans le Tableau des matériaux.

1. Établissement du modèle d’entérocolite accélérée par piroxicam chez des souris IL-10-KO

  1. Maintenir des souris IL-10-KO dans une installation spécifique sans agents pathogènes (SPF) sur un cycle d’éclairage de 12 heures avec un accès improvisé à la nourriture et à l’eau.
  2. Individuellement, ils hébergent des souris de 7 à 8 semaines, d’âge et de sexe apparié dans des cages microisolatrices. Permettre aux souris de s’habituer à un logement individuel et à une manipulation quotidienne pendant au moins une semaine avant le début de l’expérience.
    REMARQUE : Assurez-vous que le poids corporel est de >20 g pour les mâles ou de >17 g pour les femelles, et que les souris sont exemptes de blessures de combat.
  3. Assigner les souris à un groupe expérimental et à un groupe témoin. Pour le groupe expérimental, remplacer la nourriture standard par une nourriture fortifiée au piroxicam. Pour le groupe témoin, fournissez de la nourriture standard fraîche. Ajoutez 50 g de nourriture à chaque trémie de cage.
    REMARQUE : Allouez au moins cinq souris par sexe à chaque groupe. La nourriture enrichie au piroxicam (200 ppm) a été préparée par Teklad à l’aide du piroxicam fourni par les enquêteurs pour la production d’un régime alimentaire personnalisé pour les animaux de laboratoire. Pour minimiser la variabilité d’un lot à l’autre, il est recommandé que tous les animaux d’une même expérience reçoivent de la nourriture provenant du même lot de production. Lorsque possible, le même lot doit également être utilisé dans les expériences pour améliorer la reproductibilité.

2. Surveillance du poids corporel et du comportement alimentaire

  1. À l’aide d’une balance analytique, notez le poids corporel de chaque souris. Peser chaque souris individuellement à la même heure chaque jour, tous les jours pendant 7 jours consécutifs. Déclarez le poids corporel quotidien en pourcentage du poids de base le jour 0 (fixé à 100 %).
    REMARQUE : Une perte de poids supérieure à 20 % indique un stress excessif et un risque de mort imminente. Les souris doivent être euthanasiées si ce seuil est atteint.
  2. À l’aide d’une balance analytique, notez le poids initial du repas fortifié au piroxicam et du repas standard dans chaque cage.
  3. Ensuite, mesurez le reste de la nourriture dans chaque trémie à la même heure chaque jour, tous les jours pendant 7 jours consécutifs.
  4. Calculez la consommation quotidienne de nourriture en soustrayant le poids quotidien du reste de la nourriture de la veille.
    REMARQUE : Vérifiez régulièrement la quantité de nourriture et remplissez si elle est inférieure à 10 g. La convivialité de la nourriture piroxicam n’influence pas la consommation et devrait ressembler étroitement à celle de la nourriture standard.

3. Surveillance de l’activité de la maladie

  1. Les jours 0 et 7, inspectez visuellement les granulés fécaux de souris individuelles et déterminez la présence de sang dans les selles.
  2. Si aucun sang n’est visible, effectuez un test de sang occulte fécal en étalant un pellet sur la carte, puis en ajoutant le réactif de révélateur fourni. Résultats des scores selon le tableau 1.
  3. Les jours 0 et 7, inspectez visuellement les granulés fécaux fraîchement expulsés pour évaluer la consistance des selles. Utilisez des pinces plates pour aider à déterminer la régularité. Résultats des scores selon le tableau 1.
  4. Les jours 0 et 7, déterminer le degré de prolapsus rectal en inspectant la région périanale. Résultats des scores selon le tableau 1.
  5. Mesurez le poids corporel comme décrit ci-dessus. Résultats des scores selon le tableau 1.
    REMARQUE : Le score de l’indice d’activité de la maladie (DAI) doit être effectué de manière aveugle par le même chercheur tout au long de l’expérience afin d’assurer la cohérence, de minimiser le biais de l’observateur et d’améliorer la fiabilité de l’évaluation.

4. Prélèvement des tissus du côlon

  1. Euthanasier les souris par asphyxie auCO-2 et luxation cervicale comme rapporté ailleurs20.
  2. Placez la souris en position couchée et vaporisez à 70 % d’éthanol sur l’abdomen ventral.
  3. Soulève la peau avec des pinces et utilise des ciseaux chirurgicaux pour couper le long de la ligne médiane. Exposez la cavité péritonéale et localisez le côlon.
  4. Exposez le côlon et le cécum à l’aide d’une dissection contondante. Retirez le côlon en bloc, y compris le cecum et le brassard anal.
  5. Placez le côlon sur une surface plane et retirez tout tissu conjonctif.
  6. Mesurez et notez la longueur du deux-points.
  7. Après mesure de la longueur du côlon, retirez le cécum en découpant à la jonction céco-côlique.
  8. Préparez une seringue de 10 mL remplie de solution physiologique tamponnée phosphate (PBS) avec une aiguille en acier réutilisable à bout de 22 calibres attachée. Enfilez l’aiguille dans le côlon et éliminez le contenu intestinal.
  9. Placez le côlon rincé dans une boîte de Petri contenant du PBS et rincez pour éliminer les résidus. Une fois dégagé, utilisez-le pour les tests en aval.

5. Analyse histologique

  1. Posez le côlon à plat sur une lame en verre. Utilisez des pinces pour enrouler le tissu autour de lui-même, en partant de l’extrémité distale, afin de former un « rouleau suisse ». Ainsi, l’extrémité distale/anale reste dans le rouleau interne, les régions les plus proximales s’étendant jusqu’au rouleau externe.
  2. À l’aide d’une aiguille de calibre 27, fixez le côlon roulé pour maintenir le rouleau et placez-le dans une cassette de tissu à incruster.
  3. Pour fixer les tissus, immergez les cassettes tissulaires dans une solution de formol tamponnée à 10 % pendant 16 heures à 4 °C.
    ATTENTION : 10 % de formol est nocif en cas de contact avec la peau et peut provoquer de graves brûlures cutanées et des lésions oculaires. Manipulez prudemment avec des gants de protection et des lunettes scientifiques. Le formol résiduel doit être correctement éliminé conformément aux directives institutionnelles.
  4. Après fixation du formol, traitez les tissus pour l’incrustation de paraffine et séparez-les pour le montage sur des lames en verre.
    REMARQUE : Les échantillons doivent être soumis à un laboratoire d’histologie disposant de l’équipement nécessaire pour le traitement des cassettes tissulaires en paraffine, le coupement en rouleau, le montage sur lames, ainsi que la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine.
  5. Les lames de tissu colorant avec de l’hématoxyline et de l’éosine (HE), conformément aux protocolesétablis 21.
  6. En utilisant le système de notation histologique décrit dans le tableau 2, évaluez les caractéristiques histologiques suivantes dans chaque section : lésions tissulaires dues à l’entérocolite, infiltration cellulaire inflammatoire de la lamina propria et pourcentage de la surface concernée. Combinez les scores de chaque section pour générer un score total (Tableau 2).
    Score total = Caractéristiques × Implication (Lésions tissulaires) + Caractéristiques × Implication (Infiltration des cellules inflammatoires de la lamina proprie) (1)
  7. Des images histopathologiques représentatives des lésions tissulaires et de l’infiltration cellulaire se trouvent dans la publication d’Erben etal. 22.
    REMARQUE : L’évaluation histologique doit être réalisée de manière aveugle, de préférence par un pathologiste formé, afin d’assurer la cohérence et la fiabilité de l’évaluation.

6. Coloration immunofluorescente de tissu incrusté en paraffine fixée au formol

  1. Placez les lames de tissu dans un support à coulisses puis dans un séchoir à coulisses à 55 °C pendant 1 heure pour faire fondre la paraffine.
  2. Placez les lames dans un support de teinture et immergez séquentiellement le support pendant 3 minutes dans des bocaux de teinture au xylène. Répétez cette étape à trois reprises.
  3. Immergez la grille de coloration pendant 3 minutes dans des bocaux de teinture contenant de l’éthanol à 100 %. Répétez cette étape à trois reprises.
  4. Immergez le support de teinture pendant 3 minutes dans le bocal de teinture avec 95 % d’éthanol.
  5. Immergez la grille de coloration pendant 3 minutes dans le bocal de teinture avec 80 % d’éthanol.
  6. Immergez le support de teinture pendant 5 minutes dans des bocaux de teinture avec de l’eau déionisée (DI).
    REMARQUE : Toutes les étapes précédentes doivent être effectuées dans une hotte ventilée en raison des vapeurs de xylène. Manipulez prudemment avec des gants de protection et des lunettes scientifiques. Le xylène résiduel doit être correctement éliminé conformément aux directives institutionnelles.
  7. Transférez les lames sur un support à lames et plongez-les dans un bocal de coloration avec une solution de récupération de 1× citrate.
  8. Placez le bocal de teinture dans le support pour la cuvette de teinture.
  9. Placez le support pour la vaisselle de teinture dans l’autocuiseur.
  10. Faites cuire 15 minutes dans une cocotte-minute.
  11. Récupérez les lames de l’autocuiseur et laissez-les refroidir à température ambiante.
  12. Incubez des lames avec un tampon bloquant de 300 μL (sérum de chèvre à 3,5 % dilué dans PBS) pendant 1 heure dans une chambre humidifiée. Assurez-vous que le tissu est complètement recouvert par le tampon bloquant.
  13. Exposer les lames à 300 μL d’anticorps primaire dilué dans un tampon de blocage pendant 16 heures à 4 °C, à l’intérieur d’une chambre humidifiée. Assurez-vous que le tissu est entièrement recouvert par l’anticorps primaire. L’anticorps principal suivant a été utilisé : Anti-S100A8/S100A9 (1:500).
    REMARQUE : Les dilutions d’anticorps seront spécifiques au réactif et doivent suivre les recommandations du fournisseur.
  14. Rincez les glissières en les immergeant en série dans le PBS pendant 5 minutes à 3 reprises dans un bocal à colorer.
  15. Exposer les lames à 300 μL d’un anticorps secondaire fluorescent dilué dans un tampon de blocage pendant 1 h à température ambiante, dans une chambre humidifiée. Assurez-vous que le tissu est entièrement recouvert par l’anticorps secondaire. L’anticorps secondaire fluorescent suivant a été utilisé : anti-lapin de chèvre Alexa Fluor 555 (dilution 1:150).
    REMARQUE : À partir de ce moment, les lames doivent être protégées de la lumière pour éviter le photoblanchiment des fluorophores. Les dilutions des anticorps secondaires seront spécifiques à chaque réactif et devront suivre les recommandations du fournisseur.
  16. Rincez les glissières en les immergeant en série dans le PBS pendant 5 minutes à 3 reprises dans un bocal à colorer.
  17. Exposez les lames à la coloration nucléaire en les immergeant dans une solution Hoechst diluée à 1:5000 dans PBS pendant 20 minutes dans un pot de coloration.
  18. Rincez les glissières en les immergeant en série dans le PBS pendant 5 minutes à 3 reprises dans un bocal à colorer.
  19. Essuyez soigneusement tout PBS des lames à l’aide d’un mouchoir non abrasif. Ajoutez 50 μL de médium antifondu et un couvre-cousse.

7. Extraction d’ARN

  1. Congelez instantanément tout le côlon ou un fragment dans de l’azote liquide, puis conservez à -80 °C. Sinon, immergez dans 1,5 mL de solution de conservation RNALater et stockez selon les instructions du fabricant.
  2. Décongelez le côlon précédemment congelé et placez-le sur une surface plane. Perturbez et homogénéisez le tissu avec un homogénéiseur portatif.
  3. Isoler l’ARN à l’aide du kit, en suivant les instructions du fabricant.
  4. Mesurez la concentration d’ARN à l’aide d’un spectrophotomètre. Des rapportsde 260/A 280 > 1,8 et A260/A 230 de 2,0–2,2 indiquent une pureté d’ARN acceptable.
  5. Procédez à la transcription inverse, suivie d’une qPCR avec un colorant intercalant vert SYBR.
  6. Analysez les résultats à l’aide de la plateforme de quantification ou d’un instrument similaire.

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Résultats

Les souris mâles et femelles IL-10-KO développent une entérocolite après une courte exposition à un régime enrichi au piroxicam (Figure 1A–E). Au deuxième jour, les souris exposées au piroxicam ont montré une perte de poids statistiquement significativement supérieure à celle de leurs témoins réguliers nourris à la nourriture de même sexe, et une perte de poids comparable a été observée selon les sexes (Figure 1B

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Discussion

La maladie inflammatoire de l’intestin est un trouble polygénique complexe où les modèles précliniques servent d’outils inestimables pour disséquer les voies contribuant à la pathogenèse des MII et développer de nouvelles stratégies diagnostiques et thérapeutiques. Actuellement, de nombreux modèles précliniques de MII reposent sur une exposition chimique, telles que le dextran sulfate de sodium (DSS), l’oxazolone et l’acide sulfonique trinitrobenzène (TNBS), en raison de leur facilité d’...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucune divulgation pertinente.

Remerciements

Nous tenons à remercier les installations principales de l’UTSW qui ont contribué au travail présenté ici. Ce travail a été soutenu par les sources de financement suivantes : NIH via K08DK127197 (LS-D), T32DK007745 (JW), et la Southwestern Foundation via la bourse Docstars (LS-D).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
10% buffered formalinStatLab28600-11 Galllon
27 G needlesBD305109
Anti-S100A8 + S100A9 antibodyAbcamAB288715
BalanceFisher scientificS94792DFisher Science Education Portable Balances, 300 g
Citrate bufferSigma AldrichC9999-1000mL
DI waterFisher scientificSTLSL301
Dissecting forcepsFisher scientific22-327379
Ethanol, 100% 200 proofFisher scientificNC1675398Pharmco Products ETHYL ALCOHOL 200 PROOF
Ethanol, 190 proof, 95%Fisher scientificAC615110010
Ethanol, 80%Fisher scientificT08204K7
EZ-Quick Slide Staining DishIHC worldIW-2511Staining jar
EZ-Quick Slide Staining RackIHC worldIW-2512Slide rack
Feeding needleFisher scientificNC992498622 gauge, 25 mm
Fine scissorsFisher scientific14060-11
Flat forcepsFisher scientific21-125-109
Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor™ 555Thermo FisherAB_2535849
Handheld homogenizerFisher scientific15-340-167
HemoCueDanlee Medical Products, Inc.BCK 64151AHemoccult Dev/ Single Slide Test Cards - CLIA Waived
Hoechst 33342Invitrogen62249
IL-10 KO MiceThe Jason LaboratoryStrain #: 002251IL10-KO mice, genotype: B6.129P2-IL-10tm1Cgn/J
IVC mouse cagingAllentownMouse 500
Liquid nitrogenAirgasNI UHP300
Microscope cover glassFisher scientific12541033
NanodropThermo FisherND-ONE-W
Normal Goat serumVector labsS-1000-20
Phosphate buffered saline (PBS)Sigma AldrichD8537
Petri dishesFisher scientificFB0875713
PiroxicamSigma AldrichP0847supply to inotiv for preparation of custom animal diet
Piroxicam-fortified chowInotivCustom200 ppm
Primer: Mouse GAPDH forwardSigma AldrichN/A5' AGGTCGGTGTGAACGGATTTG 3' forward
Primer: Mouse GAPDH reverseSigma AldrichN/A5' TGTAGACCATGTAGTTGAGGTCA 3' reverse
Primer: Mouse IFN-G forwardSigma AldrichN/A5' ACTGGCAAAAGGATGGTGAC 3' forward
Primer: Mouse IFN-G reverseSigma AldrichN/A5' TGAGCTCATTGAATGCTTGG 3' reverse
Primer: Mouse IL-10 forwardSigma AldrichN/A5' CTTGCACTACCAAAGCCACA 3' (common)
Primer: Mouse IL-10 reverseSigma AldrichN/A5' GTTATTGTCTTCCCGGCTGT 3' (Wild type reverse)
Primer: Mouse IL-10 reverse (2)Sigma AldrichN/A5' CCACACGCGTCACCTTAATA 3' (Mutant reverse)
Primer: Mouse IL-1B forwardSigma AldrichN/A5' GCTGAAAGCTCTCCACCTCA 3' forward
Primer: Mouse IL-1B reverseSigma AldrichN/A5' AGGCCACAGGTATTTTGTCG 3' reverse
Primer: Mouse IL-6 forwardSigma AldrichN/A5' GTTCTCTGGGAAATCGTGGA 3' forward
Primer: Mouse IL-6 reverseSigma AldrichN/A5' TTTCTGCAAGTGCATCATCG 3' reverse
Primer: Mouse TNF forwardSigma AldrichN/A5' GCAGGTTCTGTCCCTTTCAC 3' forward
Primer: Mouse TNF reverseSigma AldrichN/A5' AGTGCCTCTTCTGCCAGTTC 3' reverse
QuantStudio 7 ProThermo FisherA43183
RNAlater solutionInvitrogenAM7020RNA Stabilization Solution, 100 mL
Rneasy mini kitQiagen74104
SHURDry SD-II Slide DryerGeneral dataSD-ll-120
Simport Scientific EasyDip Slide Staining RackFisher scientific22-038-494Staining rack
SlowFade Gold antifade reagentInvitrogenS36936
Staining dish supportBioSBBSB7086
Staintray IHC slide staining systemIHC worldM918-1Humidified chamber for IHC
SuperScript VILOInvitrogen11755050
SYBR Green Master mixApplied BiosystemsA46109
Tintoretriever pressure cookerBioSBBSB7008
Tissue cassettesFisher scientific 50-197-8152Research Products International Corp Tissue Processing Cassette, Pink, 500 per Case
XylenePharmco3990000001 Gallon

Références

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