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Un modèle translationnel de porcelets prématuré pour la septicémie néonatale

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DOI :

10.3791/71456

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10 juillet 2026

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1Comparative Pediatrics, Department of Veterinary and Animal Sciences, University of Copenhagen, 2BRIDGE Translational Excellence Programme, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Les modèles de septicémie bactérienne chez les nouveau-nés prématurés sont essentiels, mais les modèles existants chez les rongeurs manquent de pertinence clinique. Un modèle hautement translationnel de septicémie néonatale a été développé à partir de porcelets prématurés infectés par des Staphylococcus epidermidis vivants.

Résumé

Les nourrissons prématurés sont particulièrement vulnérables aux infections bactériennes qui peuvent rapidement évoluer vers une septicémie potentiellement mortelle, un état d’inflammation excessive et de dysfonctionnement des organes. Pour étudier les mécanismes de la maladie et faire progresser le développement thérapeutique, des modèles animaux translationnels robustes qui reproduisent la physiopathologie complexe et la présentation clinique de la septicémie néonatale sont essentiels. Ce protocole présente un modèle cliniquement pertinent de porcelette prématurée de septicémie néonatale, induite par perfusion intra-artérielle de Staphylococcus epidermis vivant peu après la naissance ou au troisième jour postnatal. Les porcelets sont accouchés à 90 % de la gestation par césarienne et pris en charge en soins intensifs néonatals. Cela inclut des incubateurs contrôlés en température et en oxygène ainsi qu’un cathéter artériel ombilical en résidence, qui permet la délivrance de nutrition parentérale et d’échantillonnages sanguins en série. Après l’infection à S. epidermidis, les porcelets sont surveillés pendant 24 à 48 heures. L’incidence et la gravité de la septicémie peuvent être modulées par la dose de bactéries et l’apport de glucose parentéral. Une plus grande fourniture de glucose parentéral accélère les réponses immunitaires pro-inflammatoires, entraînant une détérioration clinique. La septicémie létale et les critères humains sont définis par des paramètres artériels de gaz sanguins (pH ≤ 7,1) associés à des signes cliniques de compromission hémodynamique tels que la léthargie, la décoloration cutanée et la tachypnée. Ce modèle offre une plateforme unique pour explorer comment le métabolisme énergétique et les interventions immunomodulatrices affectent l’élimination bactérienne, l’inflammation systémique et les lésions tissulaires lors d’une infection néonatale. Il possède un potentiel important pour orienter les stratégies cliniques de prévention et de traitement de la septicémie néonatale.

Introduction

L’infection néonatale est une cause majeure de mortalité et de morbidité à long terme dans le monde, en particulier chez les nourrissons prématurés, mais aussi chez les nourrissons à terme présentant un faible poids à la naissance ou des complicationspérinatales 1,2. Le diagnostic précoce reste difficile en raison de signes cliniques non spécifiques, de réponses immunitaires immatures et très variables, ainsi que de l’absence de biomarqueurs sensibles et spécifiques capables de distinguer l’infection de l’inflammationnon infectieuse 3,4. En conséquence, les cliniciens initient fréquemment une thérapie antibiotique empirique à large spectre, souvent avant confirmation microbiologique, contribuant à la surutilisation des antibiotiques, à la perturbation de la colonisation microbienne précoce et au développement de résistancesantimicrobiennes 5.

La septicémie néonatale est une affection potentiellement mortelle causée par une réponse de l’hôte dérégulée à l’infection qui conduit à un dysfonctionnement desorganes 4. Bien que l’infection et la septicémie représentent des entités biologiques et cliniques distinctes, les termes sont souvent utilisés de manière interchangeable dans la littérature néonatologique. Cliniquement, la septicémie néonatale est couramment classée comme septicémie précoce ou tardive (EOS, LOS), survenant avant ou après 72 heures de vie, respectivement1. L’EOS est généralement causée par des agents pathogènes transférés à la naissance, tels qu’Escherichia coli ou Streptococcus du groupe B. En revanche, la LOS se manifeste fréquemment par des symptômes non spécifiques, peut être négative à la culture et est associée à des facteurs de risque tels que des interventions invasives, la nutrition parentérale et une hospitalisation prolongée. Les organismes responsables les plus courants incluent les staphylococcies coagulases négatives, en particulier Staphylococcus epidermidis, ainsi que les bactéries Gram négatives, bien que des infections fongiques et polymicrobiennes surviennentégalement 1,2,6. Quelle que soit l’étiologie, les infections néonatales peuvent converger vers un phénotype commun desepsis 1,2. Il est important de noter que les nourrissons prématurés présentent une immaturité développementale à la fois de l’immunité innée et adaptative, ainsi que des réserves métaboliques limitées, ce qui peut affecter la réactivité àl’infection 7.

Les progrès dans le diagnostic et le traitement ont été freinés par les limites des systèmes expérimentaux existants. Les approches in vitro permettent des études mécanistes des voies immunitaires mais ne capturent pas la physiologie intégrée des réponses immunitaires complexes. Les modèles de rongeurs, bien qu’utiles pour les études génétiques et moléculaires sur les réponses immunitaires néonatales, diffèrent substantiellement des humains en termes d’ontogenèse immunitaire, de métabolisme et de taille 8,9. La prise en main clinique de la septicémie est difficile à étudier dans ces modèles en raison des opportunités limitées de surveillance intensive, d’échantillonnages sanguins répétés et de tests de soins de soutien ou thérapeutiques cliniquement réalistes.

Les grands modèles animaux, en particulier les porcelets nouveau-nés prématurés, offrent une approche complémentaire puissante. Les porcs partagent de fortes similitudes anatomiques, physiologiques et immunologiques avec les humains, notamment des populations cellulaires immunitaires comparables, la signalisation des récepteurs de reconnaissance de motifs et la régulationmétabolique 10,11,12,13,14. Il est important de noter que les cochons sont largement utilisés comme modèles pour la septicémieadulte 13,15. L’échelle physique des porcs permet l’utilisation d’instruments cliniquement pertinents, de surveillance physiologique continue, de bio-échantillonnages répétés et d’interventions de soins intensifs standardisés telles que la nutrition parentérale, la thérapie fluidique, les antibiotiques et le soutien respiratoire. L’infection expérimentale peut également être étudiée dans le contexte de l’immaturité du développement, permettant d’étudier les trajectoires de la maladie, les réponses de l’hôte et les effets du traitement dans des conditions qui ressemblent étroitement à la pratique clinique.

Cet article décrit un modèle standardisé de septicémie néonatale chez les porcelets prématurés, conçu comme une plateforme translationnelle flexible. Le modèle permet l’induction contrôlée d’une infection bactérienne systémique et l’évaluation longitudinale des réponses cliniques, immunologiques et métaboliques, ce qui peut être utilisé pour explorer la physiopathologie de la septicémie néonatale et évaluer l’efficacité de nouvelles interventions préventives et thérapeutiques.

Protocole

Toutes les procédures détaillées ont été menées conformément à la directive européenne 2010/63/UE pour les expériences animales et approuvées par l’Inspection danoise des expériences animales (numéro de licence : 2020-15-0201-00520).

1. Procédures entourant la naissance

  1. Effectuer une césarienne élective pour accoucher de porcelets prématurés à 90 % de la grossesse (jours gestationnels 106–107).
    1. Obtenez une truie gestante (Landrace × Large White, troisième ou quatrième parité) dans une ferme commerciale sans pathogènes spécifiques.
      REMARQUE : La truie doit être fécondée par insémination artificielle (× Duroc) afin de garantir que le jour exact de la conception soit connu.
    2. Jeûne la truie toute la nuit (minimum 12 heures) avec un accès à l’eau à volonté avant l’opération. Induire la sédation par injection intramusculaire d’un cocktail contenant de l’atropine (2 mL par truie), du butorphanol (2 mL/100 kg de poids corporel ; 10 mg/mL) et du Zoletil 50 Vet (3,3 mL/100 kg de poids corporel ; tiletamine 25/mL et zolazepam 25 mg/mL).
    3. Une fois sédaté, insérez un cathéter dans la veine auriculaire et induisez une anesthésie générale avec du propofol (10 mg/mL), titré jusqu’à la perte du réflexe palpébral et du tonus de la mâchoire.
    4. Effectuer une intubation endotrachéale sous laryngoscopie directe pour sécuriser les voies respiratoires. Maintenir un plan d’anesthésie chirurgicale tout au long de la césarienne en utilisant de l’isoflurane vaporisé délivré à 100 % d’oxygène (1 à 2 L/min) via un vaporisateur calibré.
    5. Commencer à 5 % et maintenir entre 1,5 et 2,5 %, ajustant la concentration à la dose effective la plus faible en fonction de la fréquence cardiaque et de la saturation périphérique en oxygène.
      REMARQUE : Si une apnée survient, initiez une ventilation mécanique pour garantir une oxygénation adéquate.
    6. Placez la truie en position couchée latérale droite. Effectuer une préparation aseptique du site chirurgical. Administrez un volume total de 120 mL de lidocaïne (10 mg/mL) par infiltration sous-cutanée et intramusculaire le long de la ligne d’incision du flanc gauche prévue.
    7. Effectuer une laparotomie du flanc gauche à l’aide d’un scalpel pour exposer et extérioriser les cornes utérines. Incisez les cornes utérines le long de la courbure plus grande pour accoucher individuellement des porcelets.
    8. Avant de transpercer le cordon ombilical, traitez le cordon 2 à 3 fois vers le porcelet pour augmenter la concentration d’hémoglobine et les réserves de fer. Placez une pince à l’ombel marquée de A à Z autour du cordon ombilical avec de la gaze pour éviter les saignements, puis transpercez le cordon.
    9. Immédiatement après l’accouchement, placez chaque porcelet dans un sac en polyéthylène en laissant la tête exposée. Le sac minimise la perte de chaleur, réduisant ainsi le risque d’hypothermie.
    10. Administrez un volume fixe de 0,1 mL de doxapram (20 mg/mL) et 0,1 mL de flumazénil (0,1 mg/mL) par voie intramusculaire dans le cou. Le doxapram stimule la respiration spontanée, tandis que le flumazénil, antagoniste des benzodiazépines, inverse partiellement l’anesthésie transférée par la truie lors de la césarienne.
    11. Transférez les porcelets dans une unité de soins intensifs néonatales.
  2. Réanimation, randomisation et cathétérisme
    1. Peser et déterminer le sexe de chaque porcelet lors du transfert en unité de soins intensifs néonatals.
    2. Pour les porcelets incapables de respirer spontanément, il faut effectuer la réanimation individuellement. Répétez les doses de doxapram et/ou de flumazénil, et assurez-vous d’une ventilation à pression positive selon les besoins pour stabiliser la respiration.
    3. Une fois que les porcelets sont physiologiquement stables et encore anesthésiés par une anesthésie transférée maternelle, on utilise une technique aseptique pour insérer un cathéter artériel ombilical (sonde d’alimentation PVC 4 Fr) dans l’une des artères du cordon ombilical sectionné. Avancez la pointe du cathéter vers l’aorte dorsale. Fixez le cathéter à la peau avec des sutures et reliez-le à une ligne d’infusion pour fournir une nutrition parentérale.
      REMARQUE : Chez le porc prématuré, l’administration intra-artérielle est la norme établie sur la veine ombilicale afin d’éviter une nécrose hépatique potentielle résultant du risque élevé de mal positionnement de la pointe du cathéter dans le parenchyme hépatique plutôt que dans le canalveneux 21.
    4. Stratifiez les porcelets par poids à la naissance et sexe et répartissez-les au hasard dans des groupes de traitement.
  3. Conditions de logement
    1. Hébergez chaque porcelet individuellement dans un incubateur chauffé et rembourré avec ventilation contrôlée.
    2. Fournir de l’oxygène supplémentaire (1 à 2 L/min) jusqu’à 12 heures après la naissance pour prévenir l’hypoxie.
    3. Surveillez la température rectale pendant les 12 premières heures suivant la naissance. Ajustez les conditions de chauffage selon les besoins pour maintenir une température centrale de 38–39 °C (objectif : 38,5 °C).
      REMARQUE : Une courte période d’hypothermie est attendue immédiatement après la naissance et lors de la pose du cathéter.

2. Immunisation passive par perfusion plasmaque

REMARQUE : Puisque les porcs ne transplacent pas les immunoglobulines, il faut fournir une immunisation passive partielle pour les expériences de plus de 24 heures afin de prévenir les infections spontanées.

  1. Prélever le sang maternel de la truie après la césarienne dans un récipient stérile recouvert d’héparine. Centrifugez le sang dans des tubes Falcon stériles à 4 °C, 2500 × g, pendant 10 minutes, puis répétez une fois. Après séparation, collectez soigneusement le plasma dans de nouveaux tubes Falcon stériles et conservez à 4 °C jusqu’à utilisation.
  2. Dans les 12 heures suivant la naissance, administrez le plasma à une dose de 8 mL/kg sous forme d’une perfusion intra-artérielle continue de 30 minutes à l’aide d’une pompe à perfusion.

3. Induction de l’infection expérimentale

REMARQUE : L’infection expérimentale peut être induite soit 3 à 4 heures après la naissance, soit au troisième jour postnatal.

  1. Préparation de la suspension bactérienne
    1. Décongelez le flacon de stock congelé de S. epidermidis (WT-1457, 15–25 % de glycérol) à température ambiante. Vortex brièvement (2–3 s) pour obtenir une suspension homogène.
      REMARQUE : Selon la classification des groupes à risque pour les agents infectieux, S. epidermidis est classé comme un organisme du groupe de risque 1 de l’OMS. Les micro-organismes du groupe de risque 1 de l’OMS sont peu susceptibles de provoquer des maladies humaines et ne nécessitent pas de considérations particulières.
    2. Préparez une culture nocturne en inoculant 20 mL de bouillon d’infusion cérébrale (BHI) avec 5 μL du bouillon décongelé de S. epidermmidis dans un flasque Erlenmeyer stérile de 100 mL. Incuber à 37 °C avec un mouvement orbital à 180 tr/min pendant ~16 heures, permettant à la culture d’atteindre la phase stationnaire. Inclure un contrôle du bouillon BHI non inoculé dans des conditions identiques pour vérifier la stérilité du milieu.
    3. Préparez une nouvelle culture en inoculant 20 mL de bouillon BHI avec 200 μL de culture nocturne (dilution 1:100) dans une fiole Erlenmeyer stérile de 100 mL. Préparez suffisamment de cultures pour infecter tous les porcelets (voir les calculs aux étapes 3.1.4 – 3.1.6). Incuber à 37 °C avec un mouvement orbital à 180 tr/min pendant 2,5 heures, jusqu’à ce que les bactéries atteignent la phase de croissance logarithmique précoce (Figure supplémentaire 1A).
    4. Estimez le volume total de culture nécessaire pour infecter tous les porcelets en fonction de la dose cible titrée, du poids corporel moyen, du nombre de porcelets et de la densité de culture.
    5. Supposons que la culture atteindra une densité optique à 600 nm (OD) de ≥1 (Figure supplémentaire 1B) après l’incubation de 2,5 h et utilisez un taux de conversion établi de OD de 1 = 3 × 10 unités formant8 colonies (UFC)/mL.
    6. Incluez 15 % de volume supplémentaire pour compenser les pertes de manipulation. Calculez le volume de culture estimé à l’aide de la formule suivante :
      Estimation V = [Dose cible (UFC/kg BPC) × BP) × PV × N × 1,15] / 3 × 108 UFC/mL (1)
      où :
      VEstimation = volume total de culture estimé requis (mL)
      BW = poids corporel moyen du porcelet (kg)
      N = nombre total de porcelets
    7. Après l’incubation, déterminer le OD de la culture. Diluez l’échantillon si nécessaire afin de maintenir les relevés dans la plage linéaire du spectrophotomètre.
    8. Calculez le volume final de culture nécessaire pour atteindre la concentration cible d’UFC en utilisant la formule suivante :
      VFinale = OD1 · V Estimation / OD mesurée (2)
      où :
      VFinal = volume de culture final requis (mL)
    9. Transférez le VFinal calculé dans des tubes Falcon de 50 mL et centrifugez à 3 000 × g pendant 10 minutes à température ambiante.
    10. Jetez soigneusement le surnageant.
    11. Résuspendez la granule bactérienne dans 3 x VFinal de solution saline stérile à 0,9 % pour préparer une administration intra-artérielle (3 mL/kg de poids corporel sur 3 minutes). Assurez-vous que la solution est exempte d’agrégats.
    12. Préparez des seringues d’infusion de 50 mL avec la suspension bactérienne.
    13. Préparez une seringue d’infusion séparée de 50 mL avec une solution saline stérile à 0,9 % pour les témoins non infectés.
  2. Procédure d’infection
    1. Administrez la suspension bactérienne ou le sérum stérile à chaque porcelet via le cathéter artériel ombilical à l’aide d’une pompe d’infusion réglée pour délivrer la dose cible sur 3 minutes. Maintenez un intervalle de 5 minutes entre les porcelets consécutifs.
    2. Immédiatement après l’infection, commencez l’infusion continue de nutrition parentérale pour rincer le cathéter et garantir l’administration complète de la dose.
    3. Confirmez la dose en conservant la suspension bactérienne à 4 °C. Par la suite, cela peut être dilué et placé sur des plaques d’agar sanguin pour déterminer la densité bactérienne (voir étape 8)

4. Nutrition parentérale

  1. Fournir une nutrition parentérale totale (NPT) aux porcelets tout au long de l’expérience. Par exemple, utilisez un sac TPN humain à trois chambres, tel que Kabiven 1900 kcal, modifié pour répondre aux besoins en macronutriments des porcelets nouveau-nés.
  2. Préparez la solution nutritionnelle parentérale dans des conditions stériles.
    1. Retirez 300 mL de la chambre de glucose.
    2. Retirez 70 mL de la chambre lipidique.
    3. Ajoutez 155 mL de glucose à 50 % dans la chambre de glucose.
    4. Ajoutez 214 mL de Vamin à la chambre de glucose.
    5. Ajoutez 150 mL d’eau stérile dans la chambre de glucose.
    6. Ajoutez 0,1 mL d’héparine (5000 IE/mL) dans la chambre glucose.
    7. Mélangez soigneusement le contenu des trois chambres.
      REMARQUE : Cela donne une solution de nutrition parentérale avec la composition des macronutriments présentée dans le tableau 1. Utilisez cette formulation comme régime témoin standard lors de l’évaluation des effets des régimes nutritionnels alternatifs sur les réponses à l’infection.
    8. Conservez la substance parentérale à 4 °C jusqu’à utilisation. Préparez la solution par lots et ne l’utilisez pas au-delà de 48 heures après la préparation.
      REMARQUE : Le modèle peut être modifié pour évaluer les effets de l’alimentation entérale et de la stimulation intestinale en ajustant des porcelets avec des sondes d’alimentation orogastrique.
  3. Délivrance de la nutrition parentérale
    1. Remplir 50 mL de seringues stériles à perfusion avec des nutriments parentéraux et infuser continuellement via le cathéter intra-artériel à l’aide d’une pompe à perfusion.
    2. Réglez le taux d’infusion à 6 mL/kg/h. Pese les porcelets quotidiennement et ajuste la dose en fonction du poids corporel actualisé.
      REMARQUE : Pour les études à plus long terme, si un œdème périphérique (surhydratation) est observé, réduisez le taux d’infusion à 4 mL/kg/h.
    3. Surveillez régulièrement les pompes d’infusion pour vous assurer que les seringues ne sont pas vides. Rechargez les seringues si besoin.

5. Surveillance clinique

  1. Évaluez régulièrement les porcelets tout au long de l’étude pour déterminer si une action est nécessaire. Après l’infusion bactérienne, les animaux doivent être surveillés toutes les 1 à 2 heures par du personnel expérimenté jusqu’à l’euthanasie prévue.
    REMARQUE : La détérioration clinique, c’est-à-dire la progression de l’absence de symptômes à des critères humains, peut survenir rapidement, en 30 à 60 minutes.
    1. Observez les symptômes liés à la respiration, notamment la tachypnée, la détresse respiratoire, la cyanose et la respiration agonale.
      REMARQUE : Dans les cas d’hypoxie (saturation en oxygène < 80 %), l’apport en oxygène doit être initié/augmenté.
    2. Observez les symptômes liés à la circulation, notamment la décoloration, le froid des extrémités, le temps prolongé de recharge capillaire, la tachycardie et la bradycardie.
    3. Observez les symptômes liés à l’activité, notamment la léthargie, l’incapacité à se tenir debout ou à marcher (pertinent à partir du troisième jour postnatal), et la réactivité aux stimuli douloureux.
    4. Observez les symptômes liés à la coagulation, tels que l’ecchymosis ou les saignements pépéchiaux de la peau. Appliquez une pression douce sur les zones décolorées ; Si la rougeur ne blanchit pas, classez la découverte comme un saignement cutané.
  2. Si des symptômes cliniques sont observés, effectuer des mesures de gaz sanguins pour évaluer le pH, le lactate, la saturation en oxygène et la pression partielle de dioxyde de carbone par rapport aux valeurs de base (voir étape 6.3).
    REMARQUE : Une surveillance clinique continue (par exemple, de la pression artérielle, du rythme cardiaque et respiratoire) peut être utilisée, mais n’est pas systématiquement employée dans ces expériences.

6. Prélèvement sanguin

REMARQUE : Un prélèvement sanguin longitudinal peut être effectué chez les porcelets via le cathéter intra-artériel ou par ponction veineuse jugulaire. Le volume sanguin total prélevé ne doit pas dépasser 7,5 % du volume sanguin total estimé (~7 % du poids corporel). Toutes les procédures de prélèvement sanguin doivent respecter les directives éthiques locales.

  1. Prélèvement sanguin intra-artériel par cathéter
    1. Avec des mains propres et gantées, accédez soigneusement au port du cathéter. Désinfectez le site d’accès avec de l’éthanol avant l’ouverture. Évitez la contamination de la ligne d’infusion.
    2. Prélève au moins 2 mL de sang et mets-le de côté, car ce volume peut être contaminé par la nutrition parentérale de la ligne d’infusion. Maintenir la stérilité de l’échantillon prélevé.
    3. Prélever le volume sanguin requis pour l’analyse. Par exemple, le sang destiné aux analyses hématologiques doit être prélevé dans des tubes recouverts d’EDTA, tandis que les échantillons pour les analyses de gaz sanguins doivent être prélevés à l’aide de seringues recouvertes d’héparine.
    4. Après l’extraction, réinjectez les 2 mL de sang initialement prélevés dans le porcelet et reconnectez soigneusement le cathéter à la ligne d’infusion parentérale de nutrition.
  2. Prélèvement sanguin par ponction jugulaire
    1. Retirez le porcelet de son incubateur et placez-le en position dorsale couchée pour exposer la région du cou. Immobilisez le porcinet pour empêcher le mouvement et permettre un accès sécurisé à la veine jugulaire.
      REMARQUE : La ponction venéunieuse de la jugulaire est associée à des risques potentiels, notamment des hémorragies, la formation d’hématomes et la compromission des voies respiratoires. La décision de réaliser cette procédure doit être soigneusement pesée face à l’importance scientifique des résultats.
    2. Identifiez l’emplacement anatomique approximatif de la veine jugulaire et désinfectez le site de la ponction à l’éthanol.
    3. Effectuez une ponction veineuse jugulaire à l’aide d’un système Vacutainer et collectez le volume sanguin requis. Par exemple, prélever 0,2 mL de sang et stocker l’échantillon à 4 °C jusqu’à ce que le plaque bactérien se forme.
    4. Appliquez une pression sur le site de la ponction de vene jusqu’à ce que l’hémostasie soit atteinte. Puis remettez le porcelet dans son incubateur.
    5. Continuez à surveiller le porcelet pour détecter des signes de saignement renouvelé. En cas d’hémorragie importante, euthanasiez le porcelet. Surveillez également la formation d’hématomes sous-cutanés ou les hémorragies internes qui pourraient compromettre les voies respiratoires.
  3. Mesures de gaz sanguins
    1. Inspectez l’échantillon de sang dans la seringue héparinée pour détecter des bulles d’air. Si des bulles sont présentes, expulsez-les doucement ou déplacez-les en tapotant la seringue pour éviter de modifier les mesures de gaz.
    2. Transportez l’échantillon vers l’analyseur de gaz sanguin et suivez les instructions du fabricant. Assurez-vous que l’échantillon soit traité rapidement pour maintenir l’exactitude.

7. Critères de septicémie et critères humains

  1. Euthanasiez les porcelets dès qu’ils atteignent des critères humains prédéfinis indiquant une septicémie.
    REMARQUE : Pour d’autres pathologies ou blessures iatrogènes, consultez les directives éthiques locales pour les critères humains.
    1. Utilisez le pH sanguin comme principal indicateur de septicémie et comme principal critère humain. Euthanasiez immédiatement les porcelets dont le pH sanguin ≤ 7,1. Pour les porcelets dont le pH sanguin ≤ 7,2, répétez les analyses de gaz toutes les 15 à 30 minutes et surveillez les résultats secondaires pour les besoins humains.
    2. Comme critères secondaires pour l’humanité, euthanasiez les porcelets quel que soit leur pH sanguin lors de la manifestation d’une coagulation intravasculaire disséminée, incluant l’ecchymose ou le saignement pétéchial, l’arrêt respiratoire, une léthargie profonde et/ou un manque de réactivité aux stimuli douloureux (confirmée par l’absence de réflexe de retrait suite à une légère pincée de l’espace internumérique avec des pinces anatomiques).
  2. Anesthésiez le porcelet par injection intramusculaire d’un mélange à base de Zoletil (0,1 mL/kg).
    REMARQUE : Reconstituer un flacon de Zoletil 50 Vet (tiletamine 125 mg, zolazepam 125 mg) à 10 mL en utilisant 6,25 mL de xylazine (20 mg/mL), 1,25 mL de kétamine (100 mg/mL) et 2,5 mL de butorphanol (10 mg/mL). Les concentrations finales sont de 12,5 mg/mL chacune de tilétamine, zolazepam, xylazine, kétamine et 2,5 mg/mL de butorphanol.
  3. Confirmer une profondeur d’anesthésie adéquate en l’absence de réflexe de sevrage en réponse à un stimulus douloureux (voir étape 7.1.2).
  4. Effectuer l’euthanasie par injection intracardiaque d’une overdose de pentobarbital sodique (3 mL/kg ; 400 mg/mL).
    REMARQUE : Un prélèvement sanguin intracardiaque peut être effectué avant l’euthanasie à l’aide d’un système Vacutainer.

8. Plaque bactérienne et quantification

  1. Quantifier la densité bactérienne sanguine à l’aide d’échantillons de ponction venaise jugulaire prélevés lors de l’expérience et d’échantillons de ponction cardiaque prélevés lors de l’euthanasie.
    REMARQUE : N’utilisez pas de sang prélevé sur le cathéter artériel, car il pourrait contenir des bactéries résiduelles de l’infection expérimentale initiale, ce qui pourrait compromettre les quantifications.
    1. Préparez une plaque d’agar de sang de mouton pour chaque échantillon de sang, marquez les quadrants 0, -1, -2 et -3 en bas, et étiquetez la plaque avec l’identification de l’animal et le point temporel.
    2. En utilisant 50 μL de sang provenant de chaque échantillon, préparez des dilutions 10 fois de 10-1, 10-2 et 10-3 dans 450 μL de PBS stérile dans des tubes microcentrifuge de 1,5 mL.
    3. Placez chaque plaque avec trois gouttes de 20 μL de la dilution correspondante dans le quadrant assigné, en espaceant les gouttes pour éviter le contact ou le transfert et en évitant l’aérosolisation.
    4. Incubez les assiettes toute la nuit à 37 °C, puis conservez les assiettes à 4 °C jusqu’au comptage.
    5. Comptez toutes les colonies bactériennes dans la dilution contenant environ 10 colonies par tache. Incluez uniquement les colonies de S. epidermidis, généralement blanches, circulaires et aux bords lisses. Inspectez et enregistrez soigneusement toute colonie présentant une morphologie modifiée, car celles-ci peuvent indiquer une contamination, par exemple par échantillonnage. Calculez la CFU/mL à l’aide de l’équation suivante :
      (UFC/mL) = [(nombre de colonies · facteur de dilution)/(3 · 20 μL)] · [1000μL/mL] (3)

Résultats

Une expérience dose-réponse a été réalisée chez des porcelets prématurés élevés jusqu’au jour postnatal 5 (Figure 1). Le troisième jour postnatal, les porcelets ont reçu une perfusion soit d’une faible dose de S. epidermidis (109 UAC/kg, n = 9), d’une dose élevée de S. epidermidis (5 × 109 UAC/kg, n = 9), soit d’une solution saline en témoin (n = 3), et ont été surveillés pendant 44 heures.

Après l’infusion de S. epidermidis , la charge bactérienne sanguine est restée plus élevée pendant la période de suivi de 44 heures chez les porcelets recevant la dose élevée comparé au groupe à faible dose (Figure 2A, P < 0,05). Seuls les porcelets du groupe à haute dose (3/9) ont développé une septicémie, avec une apparition survenant environ 12 à 15 heures après l’infection (Figure 2B). Conformément à cela, les porcelets recevant la dose élevée de S. epidermidis ont montré un pH sanguin plus bas à 12 h (Figure 2C, P < 0,001), accompagné d’une augmentation marquée de la pression partielle de dioxyde de carbone (pCO₂) (Figure 2D, P < 0,01), par rapport au groupe à faible dose.

Pendant la phase aiguë de l’infection (6 h), les deux groupes infectés présentaient un excès de base plus bas et des niveaux de lactate plus élevés comparés aux témoins en sérum physiologique, avec des changements plus marqués qui ont persisté jusqu’à 12 heures dans le groupe à forte dose de S. epidermidis (Figure 2E, F, P < 0,01 – 0,05). Les taux de glucose sanguin ne différaient pas entre les groupes (Figure 2G).

À 6 heures, les deux groupes infectés ont également montré une déplétion robuste des neutrophiles sanguins par rapport aux témoins non infectés (Figure 3A, tous deux P< 0,001). Plus tard dans l’infection, un renouvelement des neutrophiles a été observé dans les deux groupes infectés, mais était plus important dans le groupe à faible dose de S. epidermidis (Figure 3A, P < 0,05). Les deux groupes infectés ont développé une thrombocytopénie au cours de l’expérience ; cependant, le nombre de thrombocytes a diminué plus tôt et de manière plus marquée dans le groupe à haute dose de S. epidermmidis comparé au groupe à faible dose et aux témoins non infectés (Figure 3B, P < 0,01–0,05). Les niveaux plasmatiques de TNF-α, IL-6 et IL-10 étaient élevés dans les deux groupes infectés 6 et 12 heures après l’infection par rapport aux témoins (Figure 3C, P < 0,001–0,05). À 24 heures, les niveaux plasmatiques de TNF-α et d’IL-10 restaient élevés uniquement dans le groupe à haute dose de S. epidermidis par rapport aux témoins non infectés (P < 0,05), tandis qu’à 44 heures, seuls les niveaux de TNF-α restaient élevés (P < 0,05).

Lors de l’euthanasie, lorsque les porcelets atteignaient des critères humains ou étaient euthanasiés au moment prévu de 44 heures après l’infection, les niveaux plasmatiques de réactifs de phase aiguë négatifs et de marqueurs de lésions organiques étaient mesurés (Figure 4A–G). Parmi celles-ci, seul le cholestérol (un réactif de phase aiguë négatif) était significativement plus faible chez les porcelets infectés par la dose élevée de S. epidermidis par rapport au groupe à faible dose (Figure 4B, P < 0,05). Les niveaux moyens de marqueurs de lésions hépatiques, y compris l’alanine aminotransférase et l’aspartate aminotransférase, ainsi que les marqueurs de lésions rénales tels que la créatinine et l’azote de l’urée sanguine, étaient numériquement plus élevés dans le groupe S. epidermidis à haute dose que chez les témoins non infectés (Figure 4D–G).

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Figure 1 : Plan expérimental. Les porcelets prématurés ont été accouchés par césarienne à 90 % de la grossesse. Au troisième jour postnatal, les porcelets ont reçu une perfusion intra-artérielle de S. epidermidis vivant à 109 ou 5 × 109 UAC/kg, ou une solution saline en témoin. Après l’infection, les porcelets ont été surveillés pendant 44 heures, avec un prélèvement sanguin longitudinal effectué à des moments définis. Figure créée avec Biorender.com. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 2 : Charge bactérienne sanguine, survie et paramètres de gaz sanguins chez les porcelets prématurés après une perfusion artérielle avec une solution saline (CON) ou une infection à S. epidermidis vivant. (A) Densité de S. epidermidis dans les échantillons sanguins collectés 6, 24 et 44 heures après l’infection. (B) Courbes de survie montrant le temps jusqu’à l’aboutissement humain ou l’euthanasie programmée à 44 heures après l’infection. (C–G) Paramètres artériels des gaz sanguins à 0, 6, 12, 24 et 44 heures après l’infection. Les données sont présentées en moyenne ± SD. (A), courbes de survie (B) ou diagrammes de points de violon incluant la médiane (ligne continue) et l’IQR (lignes pointillées) (C–G). n = 9 pour chaque groupe infecté ; n = 3 pour le témoin non infecté. Les données ont été analysées à l’aide d’un modèle linéaire à effets mixtes, incluant des interactions de groupes × temps (A, C–G) ou un modèle de Cox proportionnel au risque (B). *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001. Abréviations ; CON = contrôle ; pCO2 = pression partielle de CO2 ; SE = S. epidermidis. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 3 : Marceurs inflammatoires circulants chez des porcelets prématurés après une perfusion artérielle avec du sérum physiologique (CON) ou une infection avec S. epidermidis, vivant. (A, B) Nombre circulant de neutrophiles et de plaquettes à 6, 12, 24 et 44 heures après l’infection. (C) Niveaux plasmatiques de TNF-α, IL-6 et IL-10 à 6, 12, 24 et 44 heures après l’infection. Les données sont présentées sous forme de diagrammes de points de violon incluant la médiane (ligne continue) et l’IQR (lignes pointillées) (A–C). n = 9 pour chaque groupe infecté ; n = 3 pour le témoin non infecté. Les données ont été analysées à l’aide d’un modèle linéaire à effets mixtes, incluant des interactions de groupes × temps (A–C). *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001. Abréviations ; CON = contrôle ; IL = interleucine ; SE = S. epidermidis ; TNF = facteur de nécrose tumorale. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 4 : Paramètres biochimiques plasmatiques chez les porcelets prématurés après une infusion artérielle avec du sérum physiologique (CON) ou une infection à S. epidermidis vivant (109 ou 5 × 109 UFC/kg). (A–G) Taux plasmatiques d’albumine, cholestérol, ALP, ALAT, ASAT, créatinine et BUN à l’extrémité humaine ou lors de l’euthanasie programmée 44 h après l’infection. Les données sont présentées sous forme de graphiques moustachus montrant la plage complète (du minimum au maximum) (A–G). Les points de données individuels en violet foncé indiquent des porcelets ayant développé une septicémie. n = 9 pour chaque groupe infecté ; n = 3 pour le témoin non infecté. Les données ont été analysées à l’aide d’un modèle de régression linéaire multiple (A–G). *P < 0,05. Abréviations ; ALAT = alanine aminotransférase ; ALP = phosphatase alcaline ; ASAT = aspartate aminotransférase ; BUN = azote uré sanguin ; CON = contrôle ; SE = S. epidermidis. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Montant totalConcentration
Énergie7762kJ3525kJ/L
Macronutriments
Acides aminés92g42g/L
Fat66g30g/L
Glucose221g100g/L
Micronutriments
Non64MMOL29mmol/L
K48MMOL22mmol/L
Mg8MMOL4mmol/L
Ca4MMOL2mmol/L
PO418MMOL8mmol/L
SO48MMOL4mmol/L
Cl93MMOL42mmol/L
Acétate78MMOL35mmol/L

Tableau 1 : Composition de la nutrition parentérale totale modifiée. Les quantités et concentrations totales d’énergie, de macronutriments (acides aminés, lipides et glucose) et de micronutriments dans la solution nutritionnelle parentérale.

Figure supplémentaire 1 : Cinétique de croissance de S. epidermidis WT-1457. Les bactéries ont été cultivées dans un bouillon d’infusion cérébrale à 37 °C avec un tremblement orbitaire à 180 tr/min. La densité optique a été mesurée à 600 nm au fil du temps. Les données sont affichées sur une échelle logarithmique (A) et linéaire (B) (n = 3 expériences indépendantes). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Discussion

Un modèle standardisé de septicémie néonatale chez les porcelets prématurés a été conçu pour étudier une infection bactérienne systémique dans des conditions cliniquement pertinentes d’immaturité néonatale. Le modèle combine le contrôle de l’âge gestationnel, la réanimation et le soutien en soins intensifs, le moment de l’infection et l’échantillonnage sanguin longitudinal. Cette approche vise à combler le fossé entre les systèmes expérimentaux chez les rongeurs et ceux en vitro et la physiologie complexe rencontrée chez les nouveau-nés infectés. Il est important de noter que ce modèle a été utilisé pour confirmer l’association connue entre le sexe, le faible poids à la naissance et l’âge gestationnel, avec la sensibilité à la septicémie observée chez les nourrissons prématuréshumains 16, 17, 18.

Les porcs constituent un modèle animalier de grande taille très pertinent pour la recherche sur les infections en raison de similitudes substantielles avec les humains au niveau de la fonction immunitaire et de la physiologie. Les composantes clés du système immunitaire inné, y compris les sous-ensembles leucocytaires, la signalisation des récepteurs de reconnaissance de motifs et les réponses des cytokines, montrent une correspondance étroite entre les porcs et les humains. Les principales différences immunologiques entre les porcelets nouveau-nés et les humains résident dans les réponses immunitaires adaptatives. Comme il n’y a pas de transfert transplacentaire d’immunoglobuline G (IgG) pendant la gestation porcine, les porcelets nouveau-nés naissent naïfs à cetégard 19. De même, alors que les cellules B des nourrissons ne subissent pas de déplacement isoforme de l’IgM vers l’IgG avant l’âge de 3 à 6 mois, les cellules B porcines sont capables de produire des réponses IgG peu après lanaissance de 20 ans.

Dans ce système modèle, ces différences sont atténuées en induisant une infection peu après la naissance, avant que des réponses immunitaires adaptatives ne puissent se produire, et en fournissant des immunoglobulines maternelles via transfusion plasmatique. Cette approche entraîne des niveaux circulants d’IgG similaires à ceux des nouveau-nés très prématurés, soumis à un transfert transplacentaire d’IgG interrompu en raison de la naissanceprématurée 17. De plus, la taille corporelle relativement grande à la naissance (~800 g) renforce encore le modèle, comparé aux souris nouveau-nées (~3 g). En conséquence, les influences environnementales telles que la température, l’humidité et la tension en oxygène ressemblent davantage à celles subies chez les nouveau-nés humains. Cette échelle permet également l’utilisation d’équipements de qualité clinique, de surveillance invasive et de modalités de soins de soutien, telles que l’accès vasculaire, le soutien respiratoire et la surveillance physiologique continue, qui ne sont pas réalisables dans les modèles de rongeurs néonatals. Plus précisément, l’accès vasculaire pour les perfusions, telles que la nutrition parentérale, dans le modèle du porc prématuré, est assuré via un cathéter artériel ombilical. Bien que cela contraste avec la voie intraveineuse standard utilisée en néonatologie clinique, elle est nécessaire en raison des contraintes anatomiques des porcelets prématurés, où les cathéters veineux ombilicals traversent rarement spontanément le canal venosus et se déplacent plutôt dans le parenchymehépatique 21. L’accouchement intra-artériel offre une voie fiable et reproductible pour une perfusion continue sans le risque élevé de nécrose hépatique associée à un déplacement de la veine ombilicale. De même, cela permet de prélever le sang artériel pour une analyse des gaz sanguins.

L’infection systémique dans ce modèle est induite par une perfusion intra-artérielle de S. epidermidis, une cause majeure de septicémie tardive dans les unités de soins intensifsnéonatals 1,2. Cependant, un ensemble diversifié d’agents pathogènes provoque la septicémie néonatale, et les staphylococcies coagulases négatifs, tels que S. epidermidis, sont également connus pour provoquer des infections moins graves et un risque de sepsis plus faible que d’autres pathogènes plus virulents, tels qu’E. coli 1,2. Bien que le modèle utilise un pathogène à faible virulence, la détérioration clinique observée, l’activation inflammatoire et l’instabilité physiologique reflètent toutes les caractéristiques clés de la septicémie néonatale. Le groupe témoin non infecté (n = 3) de cette étude sert de référence de référence pour démontrer l’état physiologique des porcelets prématurés « sains » dans des conditions de soins intensifs identiques. Bien que cela entraîne un déséquilibre de conception, ces comparaisons sont censées représenter la réponse de l’hôte à l’infection. Comme montré à la Figure 2, il y avait une relation dose-réponse claire avec l’augmentation des doses de S. epidermidis, cohérente avec les résultats antérieurs chez des porcelets infectés au jour 1 de la22e vie. Seuls les porcelets recevant la dose la plus élevée de S. epidermidis se sont détériorés jusqu’aux critères humains nécessitant l’euthanasie. Cependant, les deux groupes infectés ont développé une acidose métabolique, tandis qu’une composante respiratoire importante (pCO₂ élevé) n’a été observée que dans le groupe à forte dose de S. epidermidis. De même, les deux groupes ont présenté une neutropénie marquée 6 h après l’infection, suivie d’un replein de neutrophiles à 24 h, ce qui était plus important dans le groupe à faible dose. La thrombocytopénie était également présente dans les deux groupes, accompagnée d’une augmentation des cytokines plasmatiques et des marqueurs de lésions organiques, avec des réponses plus marquées chez les porcelets recevant la dose la plus élevée de S. epidermidis.

Chez les porcelets prématurés, l’infection à S. epidermidis au jour postnatal 1 provoque les mêmes signes paracliniques de septicémie néonatale (acidose métabolique, leucopénie, thrombocytopénie, inflammation), ainsi que de la léthargie, de la coagulopathie et de la consommation decompléments 17,22,23. L’infection provoque également des perturbations systémiques du métabolisme énergétique, notamment une réduction de la phosphorylation oxydative mitochondriale, ainsi que des altérations du protéome plasmaque et du métabolome similaires à celles rapportées chez les patients atteints de septicémienéonatale 24, 25, 26. De plus, les porcelets prématurés (90 % de gestation) sont beaucoup plus susceptibles de développer une septicémie que les porcelets accouchés àterme à 17 ans. La composition nutritionnelle influence également les réponses cliniques et immunologiques. La NPT à base de glucose stimule le métabolisme glycolytique, qui amplifie les réponses immunitaires pro-inflammatoires, tout en altérant la tolérance aux maladies dans les tissuspériphériques 24,26. La combinaison de ces réponses est associée à une lésion d’organe et à une progression vers le phénotype desepticémie 27. La modulation de la composition du NPT, soit en réduisant la teneur en glucose, soit en substituant le glucose par des macronutriments alternatifs tels que le galactose, les acides aminés glucogéniques ou le β-hydroxybutyrate28,29, atténue la réponse inflammatoire et préserve la tolérance tissulaire aux maladies. Une supplémentation élevée en glucose via NPT entraîne également une hyperglycémie (≈10–20 mM). Cependant, il reste incertain dans quelle mesure les réponses inflammatoires liées à la glycolyse observées sont directement médiées par une élévation de la glycémie.

Les observations expérimentales indiquent des différences nettes dans les réponses cliniques selon le jour postnatal de l’infection. Le risque de développer une septicémie et la gravité des symptômes cliniques sont les plus élevés lorsque l’infection est induite peu après la naissance. L’induction de l’infection au troisième jour postnatal conduit à un phénotype de septicémie plus léger avec des comportements de maladie, une acidose respiratoire et métabolique durant les 24 premières heures après l’induction, suivie d’une récupération clinique malgré des marqueurs élevés de lésions organiques. Les mécanismes sous-jacents à ces différences entre induction précoce et tardive sont actuellement inconnus et représentent un domaine d’étude en cours. Cependant, l’homéostasie du glucose après le début de la nutrition parentérale s’améliore au cours des trois premiers jours postnatals chez les porcelets prématurés, ce qui entraîne une réduction de l’hyperglycémie malgré une consommation similaire de glucose. En somme, la variation du jour postnatal de l’infection et de la délivrance de glucose permet au modèle de capturer des caractéristiques à la fois d’une septicémie aiguë sévère et potentiellement mortelle, ou d’un phénotype plus léger. Ensemble, ces ajustements permettent de tester des interventions ciblées adaptées à des phénotypes spécifiques de maladies. L’applicabilité clinique de ce modèle pourrait être renforcée en l’alignant sur les systèmes de notation néonatal établis liés à la septicémie, tels que l’évaluation séquentielle de l’insuffisance organique néonatale (nSOFA). Un système de notation en temps réel basé sur nSOFA n’a pas été mis en œuvre dans la présente étude en raison de l’invisibilité de la surveillance continue de la pression artérielle et des comptages immédiats de plaquettes nécessaires à la notation cardiovasculaire et hématologique. De futures améliorations du protocole pourraient intégrer un cadre nSOFA adapté pour mieux catégoriser la gravité de la maladie.

Malgré ses forces translationnelles, ce modèle présente plusieurs limites importantes. Ces expériences sont gourmandes en ressources, nécessitant des installations spécialisées et du personnel hautement qualifié pour effectuer une césarienne, la réanimation néonatale, le logement postnatal et les soins de porcelets prématurés. Les expériences d’infection nécessitent en outre une surveillance continue et pratique par deux à trois membres expérimentés du personnel afin d’assurer le bien-être animal et une collecte de données fiable, et un suivi à long terme augmente les coûts. Comparé aux modèles de rongeurs, la disponibilité de réactifs spécifiques à chaque espèce est plus limitée, en particulier pour l’immunohistochimie et la cytométrie en flux, bien que de nombreux anticorps humains puissent être utilisés avec succès après validation appropriée. De plus, la nature de chevalage extérieur des porcs entraîne une variation biologique considérable au sein et entre portées, nécessitant des groupes plus grands pour détecter des différences modestes dans les réponses à l’infection. Si cette variabilité augmente la complexité expérimentale, elle reflète également davantage l’hétérogénéité observée dans les populations néonatales cliniques, renforçant ainsi la pertinence translationnelle du modèle. En conclusion, ce protocole validé pour la septicémie néonatale sera un outil utile pour de futures recherches en néonatologie et pour tester de nouvelles interventions préventives et thérapeutiques.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par le personnel du groupe de pédiatrie comparée de l’Université de Copenhague, et financé par la Fondation Novo Nordisk (NNF23OC0085457 et NNF22OC0078747).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
 0.1–10 μL pipette tips “Optifit”Sartorius790010
1 mL disposable syringes (sterile)e-power150001S
1 mL syringe with 25 G X 16 mm needle (sterile)B. Braun Melsungen AG9161465V
1.5 mL tubesEppendorf30125215
10 mL disposible syringe (sterile)e-power150010S
100 mL Erlenmeyer flasksDuran Wheaton Kimble212162403
1000 μL pipetteSartorius 46880171
12 G “Intraflon 2” needles (sterile)Vygon122.27
16 G X 40 mm “Microlance 3” needles (sterile)Becton Dickinson300637
18 G X 40 mm “Microlance 3” needles (sterile)Becton Dickinson303262
19 G X 40 mm “Sterican” needles (sterile)B. Braun Melsungen AG466 5112
2 mL disposible syringe (sterile)e-power150002S
2-0 70 cm suture “ Vicryl plus” (sterile)Johnson & Johnson  VCP453
20 G X 25 mm “Microlance 3” needles (sterile)Becton Dickinson304827
20 mL disposable syringe (sterile)e-power150020S
20 μL pipetteSartorius46886095
200 μL pipetteSartorius39486615
20G Venflon "Pro" 1.1 x 32 mmBeckton Dickinson393255
21 G x 25 mm Vacutainer blood collection needles (sterile)Becton Dickinson301746
21 G X 40 mm “Sterican” needles (sterile)B. Braun Melsungen AG4665643
22 G X 50 mm “Microlance 3” needles (sterile)Becton Dickinson300094
23 G X 25 mm “Medoject” needles (sterile)Chirana T. InjectaCH23100
25 G X 16 mm “Microlance 3” needles (sterile)Beckton Dickinson300600
25 G X 25 mm “Sterican” needles (sterile)B. Braun Melsungen AG9186158
25 mL plastic pipettes (sterile)LP Italian Spa162510
30 mL disposible syringes (sterile)e-power150030S
4L plastic freezer bagsCater.LineABN-105004
5–350 μL pipette tips “Optifit”Sartorius790350
5 mL disposible syringe (sterile)e-power150005S
5 mL syringe (sterile) B. Braun Melsungen AG4617053V
50–1200 μL pipette tips “Optifit”Sartorius791200
50 mL Luer Lock Original Perfusor Syringe B. Braun Melsungen AG8728844F-06
50 mL tubes (sterile)Sarstedt AG and Co. KG62.547.254
82% ethanol + 0.5% chlorhexidine disinfection wipesMediq527497
Atropine "ATROpin" 1 mg/mLAmgros741124
Bandage scissors, stainless steel, 180 mmB. Braun Melsungen AGBC849R
Blood gas machine ABL90Radiometer994-667 (service manual)
Brain Heart Infusion broth (BHI/B)Produced in-houseN.A. Commercially available equivalent product: Brain Heart Infusion Broth (Merck, Cat. No. 53286)
Butorphanol "Butomidor vet" 10 mg/mLVetViva Richter53 19 43
Cell incubator “HeraCell 150i”Thermo Fisher Scientific51032719
Centrifuge, Rotina 380 RHettich 1701
Clinical chemistry system “Advia 2120i”Siemens Healthcare GmbH10488923
Closing cones “Combi-Stopper” (sterile)B. Braun Melsungen AG4495101
Columbia agar + 5% sheep blood platesBioRad63784
Disposable soft underpads, Abri-Soft classicAbena4115
Doxapram-V 20 mg/mLDechra34144/G
EDTA 3 mL collection tubes (sterile)Becton Dickinson368856
Endotracheal tube (12 mm x 55 cm, 150 cc), Silicone, cuffedMilaGVPmL-METC955
Enteral feeding tube 04Fr-L.40cm - PVC (sterile)Vygon310.04Used as umbilical arterial catheter
Ethanol 70% VWR83801.36
Extension line “Q-Style” (sterile)Becton Dickinson385151
Flowmeter for oxygenDamecaP/N 32018-00
Flumaznil 0.1 mg/mLHamelm pharmacy gmbh33659
Gloves, “Gentle Skin” (sterile)Meditrade9021

Références

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