Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Technique percutanée guidée par imagerie pour la mesure directe de la pression pleurale dans un modèle porcin

116 vues

⸱

DOI :

10.3791/71506

⸱

28 août 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesia, Critical Care and Pain Medicine, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 2School of Medicine and Surgery, University of Milano-Bicocca, 3Electronics Engineering Division, Aeronautics Institute of Technology, 4Department of Medicine, Division of Respirology, University Health Network, 5Unidade de Terapia Intensiva Respiratoria, Divisao de Pneumologia, Instituto do Coracao (InCor), Hospital das Clinicas HCFMUSP, Faculdade de Medicina, Universidade de Sao Paulo, 6Department of Pathophysiology and Transplantation, University of Milan, 7Keenan Research Center, Li Ka Shing Knowledge Institute, St Michael's Hospital, Unity Health Toronto

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit une technique percutanée peu invasive pour l'insertion de cathéters pleuraux antérieurs et postérieurs chez le porcin, permettant la mesure directe de la pression pleurale régionale sans thoracotomie.

Résumé

La mesure de la pression pleurale permet une évaluation physiologique avancée, notamment la partition de la mécanique du système respiratoire en composantes pulmonaire et pariétale, le calcul de la pression transpulmonaire et la quantification des gradients régionaux de pression pleurale. Ces informations sont essentielles pour optimiser la ventilation mécanique, évaluer l'impact de modifications de la physiologie de la paroi thoracique et faire progresser la recherche translationnelle dans les lésions pulmonaires. Toutefois, les techniques actuelles de mesure directe de la pression pleurale nécessitent souvent l'implantation chirurgicale par thoracotomie de capteurs de pression pleurale, une procédure longue, à haut risque et susceptible d'altérer la mécanique de la paroi thoracique. Pour surmonter ces limites, nous avons mis au point une technique mini-invasive, percutanée et guidée par l'imagerie, pour le positionnement d'un cathéter pleural. La procédure a été réalisée chez des porcs anesthésiés et ventilés mécaniquement. Sous guidage échographique, une aiguille de Tuohy a été introduite dans l'espace pleural, et un petit pneumothorax artificiel (50 à 100 mL d'oxygène) a été créé afin de séparer les feuillets pleuraux. Puis, sur un fil-guide, un introduiseur de gaine de 9 Fr a été mis en place, permettant l'avancement d'un cathéter à ballonnet dans la région pleurale antérieure. L'animal a ensuite été placé en position semi-pronée, et un second cathéter a été inséré par voie dorsale après augmentation du même pneumothorax par l'ajout de 50 à 100 mL supplémentaires d'oxygène. Le positionnement a été confirmé par tomodensitométrie (CT) et par des enregistrements physiologiques. Après évacuation du pneumothorax et réexpansion pulmonaire, l'imagerie a vérifié la position des cathéters. Un positionnement réussi des cathéters antérieur et postérieur a été obtenu chez 16 des 20 animaux (80 %), ce qui soutient la faisabilité procédurale de cette approche. Les échecs étaient dus à un pneumothorax involontaire lors de l'accès pleural antérieur ou à un mauvais positionnement du cathéter antérieur en dehors de la région ventrale cible. Cette méthode offre une approche moins invasive et reproductible pour la surveillance directe de la pression pleurale régionale dans les modèles animaux de grande taille. En évitant l'accès chirurgical, cette technique percutanée guidée par l'imagerie convient particulièrement aux protocoles expérimentaux étudiant la mécanique respiratoire, la physiologie pulmonaire et pariétale, ainsi que la ventilation mécanique en recherche translationnelle.

Introduction

La pression pleurale est largement utilisée dans les études expérimentales comme indicateur clé de la mécanique de la cage thoracique, permettant de décrire le comportement partitionné du système respiratoire et son interaction avec le poumon durant la ventilation mécanique1. Cette variable est essentielle pour le calcul de la pression transpulmonaire, qui représente le déterminant principal du stress pulmonaire2. En cas de lésion pulmonaire, la pression pleurale peut également aider à décrire la mécanique en fin d’expiration et à évaluer le gradient de pression superposée, un phénomène lié à la charge agissant sur les régions pulmonaires dépendantes3,4. Cette distribution régionale de la pression crée des différences ventro-dorsales de pression pleurale et transpulmonaire, qui, durant une ventilation mécanique contrôlée, sont principalement déterminées par la charge gravitationnelle et la gravité de la lésion pulmonaire, tandis que, lors d’une respiration spontanée ou assistée, elles peuvent être davantage amplifiées par l’activité musculaire inspiratoire régionale5.

La surveillance directe de la pression pleurale n'est pas pratiquée en clinique car la procédure est trop invasive pour être considérée comme sûre. Pour cette raison, la pression œsophagienne (Pes) est couramment utilisée comme le meilleur substitut de la pression pleurale6. Toutefois, la Pes est influencée par plusieurs facteurs pouvant affecter sa précision, notamment la position du cathéter, la transmission de la pression évaluée par le rapport de Baydur et le mode de ventilation7. Le ballonnet œsophagien se trouve à l'intérieur d'une structure souple, et son signal est modifié à la fois par la paroi œsophagienne et par les organes médiastinaux adjacents. Même de légers déplacements en profondeur ou en alignement du cathéter peuvent modifier la pression mesurée ou l'amplitude de ses fluctuations respiratoires8. En outre, la Pes reflète principalement la pression pleurale moyenne à dorsale, ce qui la rend moins représentative des régions ventrales et de l'environnement pleural global en cas de lésion pulmonaire hétérogène9.

Pour ces raisons, la mesure directe de la pression pleurale reste la méthode de référence en physiologie expérimentale et translationnelle10. Plusieurs dispositifs ont été utilisés pour la mesure directe de la pression pleurale. Des capteurs pleuraux de type « wafer » sont fréquemment employés dans les modèles expérimentaux11,12, et dans certaines études, des cathéters à ballonnet œsophagiens ont également été introduits dans l'espace pleural afin d'enregistrer directement la pression pleurale13,14. Malgré la disponibilité de divers outils pour la mesure directe de la pression pleurale, leur insertion a traditionnellement nécessité soit une thoracotomie ouverte, soit un accès thoracoscopique. Ces approches sont invasives, requièrent une expertise chirurgicale avancée, prolongent la préparation de la procédure et perturbent la mécanique normale de la paroi thoracique, modifiant ainsi de façon significative les conditions physiologiques étudiées.

Dans cet article de méthode, nous présentons une nouvelle technique percutanée permettant de placer des cathéters à ballonnet œsophagien dans l'espace pleural de porcins afin d'assurer une surveillance directe et régionale de la pression pleurale. Cette approche est peu invasive et ne nécessite ni thoracotomie ni formation chirurgicale avancée. L'accès pleural antérieur est réalisé à l'aide d'une ponction échoguidée standard, tandis qu'une imagerie par tomodensitométrie (CT) est utilisée pour confirmer le positionnement du fil-guide et du cathéter intrapleuraux, ainsi que pour aider à planifier l'accès pleural postérieur. La méthode permet de placer des cathéters dans différentes régions de la cavité pleurale afin d'évaluer régionalement la mécanique respiratoire partitionnée. La technique vise à réduire la complexité et les risques de la procédure tout en conservant des enregistrements de haute fidélité de la pression pleurale pour la recherche physiologique et translationnelle.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Après approbation par le comité d'éthique sur l'utilisation et les soins aux animaux de laboratoire (2020I000073) du Massachusetts General Hospital, à Boston, MA, les expériences ont été réalisées de mars à novembre 2025 sur 20 porcs Yorkshire sains pesant entre 30 et 40 kg.

ATTENTION : Ce protocole crée intentionnellement un pneumothorax et utilise de l'oxygène à 100 %. Réalisez la procédure sous surveillance physiologique continue par du personnel formé à l'anesthésie des grands animaux et à l'accès pleural, et éliminez toute source d'ignition pendant l'insufflation d'oxygène.

1. Préparation des animaux

  1. Séder l'animal par voie intramusculaire avec de la tiletamine–zolazépam (4,4 mg/kg), du xylazine (2,2 mg/kg) et de l'atropine (0,04 mg/kg).
  2. Établir un accès intraveineux et administrer du fentanyl (2 µg/kg) et du propofol (2 mg/kg) par voie intraveineuse afin de permettre une intubation endotrachéale sécurisée.
  3. Intuber l'animal et confirmer le bon positionnement des voies respiratoires en vérifiant l'expansion bilatérale du thorax, la présence de bruits respiratoires bilatéraux et d'une courbe de CO₂ expiré en fin d'expiration régulière.
  4. Commencer une ventilation contrôlée en volume (VCV) avec une fraction d'oxygène inspiré (FiO₂) de 0,4, un volume courant de 10 mL/kg, une pression positive à la fin de l'expiration (PEEP) de 5 cmH₂O et une fréquence respiratoire de 15 à 20 cycles/min. Ajuster la fréquence respiratoire afin de maintenir le CO₂ expiré en fin d'expiration entre 35 et 45 mmHg.
  5. Assurer une anesthésie et une analgésie continues tout au long de la procédure par administration intraveineuse de propofol (10 mg∙kg-1∙h-1) et de fentanyl (5 µg∙kg-1∙h-1). Avant l'administration d'un bloqueur neuromusculaire, confirmer une profondeur anesthésique adéquate en évaluant le relâchement de la mâchoire, l'absence de réflexe palpébral, l'absence de réaction de retrait à une pincée interdigitale ou au niveau du sabot, et l'absence de réponse hémodynamique à une stimulation. Après le blocage neuromusculaire, surveiller l'adéquation de l'anesthésie à l'aide de paramètres physiologiques, notamment la fréquence cardiaque, la pression artérielle et l'absence de réponses autonomiques à la stimulation liée à la procédure. Appliquer un onguent ophtalmique après l'induction de l'anesthésie afin de prévenir le dessèchement de la cornée.
  6. Surveiller en continu la fréquence cardiaque, la pression artérielle, la saturation en oxygène, le CO₂ expiré en fin d'expiration et les pressions des voies respiratoires. Maintenir la fréquence cardiaque entre 70 et 140 battements/min, la pression artérielle moyenne supérieure à 60 mmHg, la saturation en oxygène supérieure à 92 %, le CO₂ expiré en fin d'expiration entre 35 et 45 mmHg, et la pression maximale des voies respiratoires inférieure à 35 cmH₂O, dans la mesure du possible.
  7. Administrer un agent bloqueur neuromusculaire (pancuronium 0,1 mg∙kg-1∙h-1) et confirmer l'absence d'activité respiratoire spontanée avant d'initier l'accès pleural.

2. Préparation du matériel

  1. Préparez le matériel stérile nécessaire pour l'accès pleural guidé par échographie et la pose d'un cathéter, tel que répertorié dans le Tableau des matériaux.
  2. Rasez, nettoyez et drapiez les surfaces thoraciques antérieure et postérieure en conditions stériles.

3. Accès pleural percutané antérieur

  1. Placer l'animal en position supine avec une légère rotation vers le côté opposé au site prévu d'insertion du cathéter pleural antérieur.
  2. Identifier la ligne sterno-costale et le dôme diaphragmatique à l'aide de l'échographie.
  3. Identifier le dôme diaphragmatique par échographie, puis déplacer environ 5 cm latéralement et 5 cm crânialement par rapport à la ligne médiane au niveau du diaphragme afin de sélectionner le site de ponction antérieur.
  4. Visualiser l'espace pleural antérieur à l'aide de la sonde échographique.
  5. Insérer l'aiguille de Tuohy assistée par échographie au bord supérieur de la côte inférieure de l'espace intercostal sélectionné, en orientant la courbure vers le haut.
  6. Faire progresser l'aiguille vers la plèvre pariétale sous guidage échographique en temps réel, selon une approche en plan.
  7. Appliquer une pression positive douce sur la seringue tout en avançant de 1 à 2 mm supplémentaires pendant une manœuvre de blocage en fin d'expiration, jusqu'à ce qu'une perte soudaine de résistance indique l'entrée dans l'espace pleural.
  8. Injecter environ 50 à 100 mL d'oxygène pur afin de créer un petit pneumothorax artificiel antérieur. Ajuster le volume final d'oxygène en fonction des résultats de tomodensitométrie concernant l'expansion du pneumothorax et la séparation pleurale.
  9. Insérer le guide métallique à ressort à travers l'aiguille, puis retirer l'aiguille.
  10. Réaliser un scanner pour confirmer le positionnement correct du fil-guide dans l'espace pleural, élargi et nettement délimité par le pneumothorax artificiel.
  11. Après confirmation par scanner, pratiquer une petite incision cutanée au niveau du point d'entrée du fil.
  12. Faire progresser un introducateur de 9 Fr sur le fil-guide selon la technique de Seldinger.
  13. Retirer le fil-guide et insérer le cathéter à ballonnet œsophagien dans la cavité pleurale antérieure à travers l'introducateur.
  14. Insuffler le ballonnet avec le volume de remplissage optimal, déterminé à partir d'une courbe pression-volume (PV) du ballonnet in vivo15, afin de garantir une expansion correcte du ballonnet et une transmission fiable de la pression.
  15. Connecter le cathéter à ballonnet à un transducteur de pression différentiel externe à l'aide d'un système de transmission de pression rempli d'air.
  16. Mettre le transducteur de pression à zéro par rapport à la pression atmosphérique avant de connecter le cathéter, afin d'assurer des mesures de pression précises.
  17. Connecter le transducteur de pression à un système d'acquisition de données et enregistrer les signaux de pression à l'aide d'un logiciel d'acquisition.
  18. Enregistrer tous les signaux de pression à une fréquence d'échantillonnage de 1 000 Hz, sans filtrage numérique supplémentaire. Commencer l'enregistrement dès qu'un tracé de pression stable est observé.

4. Accès pleural postérieur percutané

  1. Repositionner l'animal en position semi-prone afin de favoriser la migration dorsale de l'air intrapleural.
  2. Injecter une dose supplémentaire de 50 à 100 mL d'oxygène à 100 % à travers le cathéter antérieur pour agrandir le pneumothorax dorsal et faciliter l'accès postérieur.
  3. Réaliser un scanner pour confirmer la migration dorsale du pneumothorax artificiel et identifier la zone optimale de ponction postérieure.
  4. Marquer sur la peau le site de ponction postérieur, situé à mi-chemin entre les apophyses épineuses et la ligne axillaire postérieure.
  5. Introduire l'aiguille de Tuohy perpendiculairement au bord supérieur de la côte inférieure de l'espace intercostal sélectionné, en fixant une seringue vide pour une aspiration continue.
  6. Faire progresser l'aiguille pendant une manœuvre de blocage en fin d'expiration à travers les plans musculaires tout en aspirant continuellement, jusqu'à obtention d'air, confirmant ainsi l'entrée dans le pneumothorax dorsal.
  7. Insérer le guide métallique à ressort puis retirer l'aiguille.
  8. Réaliser un scanner pour confirmer le positionnement correct du fil-guide dans l'espace pleural, qui est élargi et clairement délimité par le pneumothorax artificiel.
  9. Après confirmation par scanner, pratiquer une petite incision cutanée au niveau du point d'entrée du fil.
  10. Faire progresser l'introduiseur de 9 Fr sur le fil-guide en utilisant la technique de Seldinger.
  11. Retirer le fil-guide et insérer le deuxième ballonnet œsophagien dans la cavité pleurale dorsale à travers l'introduiseur.
  12. Remplir le ballonnet avec le volume optimal, déterminé à partir de la courbe pression-volume (PV) in vivo, afin d'assurer une expansion correcte du ballonnet et une transmission fiable de la pression.
  13. Connecter le cathéter au transducteur de pression différentielle et vérifier sur l'écran la morphologie correcte de l'onde pleurale.

5. Positionnement final et surveillance

  1. Vérifiez que les paramètres du ventilateur (volume courant, débit inspiratoire et pression des voies respiratoires) ainsi que les valeurs hémodynamiques restent stables pendant et après le positionnement du cathéter.
  2. Drainez le pneumothorax par les introduits postérieur et antérieur en aspirant doucement l'air intrapleural à l’aide d’une seringue de 50 mL jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de résistance au drainage. Évitez de créer une pression négative excessive dans l’espace pleural.
  3. Fixez les deux cathéters à ballonnet œsophagien sur la peau à l’aide de ruban adhésif, puis retirez soigneusement les deux introduits de 9 Fr afin de prévenir tout déplacement du cathéter.
  4. Réalisez une tomodensitométrie pour évaluer la présence d’un pneumothorax résiduel. Si un pneumothorax résiduel est présent, placez l’animal en position prona et réduisez la FiO₂ à 0,25, si cela est toléré sur le plan physiologique, afin de favoriser la réabsorption de l’oxygène.
  5. Confirmez l’absence de fuite au niveau des voies respiratoires ou de la plèvre en comparant les volumes courants inspirés et expirés et en effectuant une occlusion inspiratoire. Vérifiez une pression de plateau stable et un retour du débit à zéro.
  6. Réévaluez les formes d’onde de pression pleurale antérieure et postérieure après le retrait des introduits. Assurez-vous que la morphologie attendue de la courbe reste stable ; si celle-ci change, n’entamez pas l’enregistrement avant d’avoir réévalué la position du cathéter et la stabilité de la courbe.
  7. Commencez l’enregistrement simultané des pressions pleurales antérieure et postérieure uniquement après avoir confirmé l’évacuation ou la réabsorption du pneumothorax, la stabilité de la ventilation et des paramètres hémodynamiques, l’absence de fuite en cours et la stabilité des courbes de pression pleurale.
  8. Ajustez la ventilation en maintenant le volume courant à 10 mL/kg et en réduisant la PEP de 5 à 3 cmH₂O. Les valeurs de pression pleurale en fin d’expiration ont été obtenues lors d’une manœuvre d’occlusion en fin d’expiration stable, comme indiqué dans Figure 1.
  9. À la fin de chaque protocole expérimental, alors que les animaux étaient maintenus sous anesthésie générale, l’euthanasie a été réalisée par administration intraveineuse de KCl (solution à 7 %, 2 mL/kg).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

La pose d'un cathètre pleural selon la technique percutanée a été tentée chez 20 porcs (Tableau 1). Chez 17 animaux, un total de 34 cathètres pleuraux (17 antérieurs et 17 postérieurs) ont été insérés. Parmi ceux-ci, 33 cathètres (97 %) ont atteint la région pleurale prévue, tandis qu'un cathètre antérieur est entré dans la cavité pleurale mais n'a pas atteint l'emplacement ventral ciblé. Le positionnement régional correct des cathètres antérieurs et postérieurs a donc été obtenu chez 16 des 17 animaux c...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Ce protocole percutané fournit une méthode pratique et reproductible pour obtenir des mesures régionales de la pression pleurale sans nécessiter de thoracotomie ni d'accès thoracoscopique. Plusieurs aspects de la procédure sont particulièrement importants pour assurer un positionnement adéquat du cathéter et des enregistrements de pression de haute fidélité.

Un élément clé de la technique est la ponction antérieure réalisée sous guidage échographique thoracique direct. L'échographie permet de ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont aucun conflit d'intérêts à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par les subventions NIH R01HL177025 et R01HL171199.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Ruban adhésif3M Tegaderm1624WFixation du cathéter avant l'introduiseur
Tondeuse pour animaux3M Clipper9661LÉpilation thoracique
Atropine (injectable)Sparhawk Laboratories inc.NDC : 58005-354Prémédication intramusculaire
Scanner à tomographie computérisée NeuroLogica Omnitom Elite PCD ; 1-NL5100-060Évaluation de la position du fil-guide/cathéter et du pneumothorax ;
Logiciel d'acquisition de données ADInstrumentsLabChart Pro 8.1.31Logiciel d'acquisition à 1 000 Hz sans filtrage numérique
Système d'acquisition de données ADInstrumentsML865Pour l'acquisition de la pression pleurale
Transducteur de pression différentielleHarvard Apparatus / Hugo Sachs73-3882Capteur de pression pour l'enregistrement de la pression pleurale
Serviette jetable de bloc opératoireCardinal HealthCAT 28700-004Préparation du champ stérile (Étape 2.1)
ECG & moniteur de pulsioxymétrieMindray BeneView T5Surveillance des paramètres vitaux
Tube endotrachéal, 7,0 mm Teleflex MedicalREF 5-10314Intubation endotrachéale
Cathéter à ballonnet œsophagienCooper SurgicalREF 47-9005Utilisé comme cathéter de pression intrapleurale (Étape 2.1)
Fentanyl (injectable)HikmaNDC 0641-6030-01Analgésie intraveineuse
Compresse de gaze (stérile)MedlineREF NON21430LFPréparation du site (Étape 2.1)
Guide-fil 0,025" × 33 cmTeleflex MedicalREF AW-04025Pour la technique de Seldinger (Étape 2.1)
Pompe à perfusion Smiths MedicalMedfusion 4000Administration continue d'anesthésique
Gaine introduisante, 9 FrCordisREF 402-609XPour l'insertion d'un cathéter intrapleural (Étape 2.1)
Ventilateur mécaniqueMaquet – GetingeServo-I, ventilation à volume contrôlé
Pommade ophtalmiqueLodi Veterinary CareNDC 17033-211-38Protection cornéenne après l'induction de l'anesthésie
Oxygène 100 % (qualité médicale)AirgasN/APour un pneumothorax contrôlé
Pancuronium (injectable)Selleck ChemicalsS2497Blocage neuromusculaire
Povidone–Solution d'iodeBICCACAT 3955-16Antisepsie cutanée
Propofol (injectable)NorthStarNDC 16714-977-01Induction et entretien
Circuit respiratoire (circuit du ventilateur)MedlineREF NON026370Circuit standard
Lame de bistouri n° 11Bard-ParkerREF 372611Pour l'incision cutanée (Étape 2.1)
Champ stérileMedlineREF MDT2168286Préparation du champ stérile
Gants stériles (en latex)BiogelREF 31280Gants de protection stériles
Blouse stérileHalyardREF 95121Blouse chirurgicale stérile
Seringues de 10 mLMedlineREF SYR110010Pour l'aspiration/injection (Étape 2.1)
Seringues de 50 mLBDREF 309680Pour l'aspiration d'air pleural (Étape 2.1)
Tilétamine–zolazépam (injectable)VirbacNADA 71805-06Telazol ; sédation intramusculaire
Aiguille de Tuohy, échogène 18G × 100 mmPajunkREF 521185-31CPour la ponction pleurale (Étape 2.1)
Sonde à ultrasons (Butterfly iQ+)Butterfly Network950-20002-00Utilisé avec l'application Butterfly iQ pour iPad (Étape 2.1)
Logiciel/application d'échographie Butterfly Network Butterfly iQ 2.46 ; iPad 11 iPadOS 26Application Butterfly iQ pour iPad
Xylazine (injectable)Cronus PharmaLLC

Références

  1. Dornhorst AC, Leathart GL. A method of assessing the mechanical properties of lungs and air-passages. Lancet. 1952;260(6725):109-11.
  2. Rezoagli E, Laffey JG, Bellani G. Monitoring lung injury severity and ventilation intensity during mechanical ventilation. Semin Respir Crit Care Med. 2022;43(3):346-68.
  3. Gattinoni L, et al. Regional effects and mechanism of positive end-expiratory pressure in early adult respiratory distress syndrome. JAMA. 1993;269(16):2122-7.
  4. Spina S, et al. The pleural gradient does not reflect the superimposed pressure in patients with class III obesity. Crit Care. 2024;28(1):306.
  5. Yoshida T, et al. Spontaneous effort causes occult pendelluft during mechanical ventilation. Am J Respir Crit Care Med. 2013;188(12):1420-7.
  6. Akoumianaki E, et al. The application of esophageal pressure measurement in patients with respiratory failure. Am J Respir Crit Care Med. 2014;189(5):520-31.
  7. Restivo A, et al. Impact of Baydur ratio correction on the reliability of esophageal pressure measurement. J Appl Physiol (1985). 2026. doi: 10.1152/japplphysiol.00364.2026.
  8. Hedenstierna G. Esophageal pressure: benefit and limitations. Minerva Anestesiol. 2012;78(8):959-66.
  9. Milic-Emili J, Mead J, Turner JM, Glauser EM. Improved technique for estimating pleural pressure from esophageal balloons. J Appl Physiol. 1964;19(2):207-11.
  10. Cherniack RM, Farhi LE, Armstrong BW, Proctor DF. A comparison of esophageal and intrapleural pressure in man. J Appl Physiol. 1955;8(2):203-11.
  11. Terzi N, et al. Comparison of pleural and esophageal pressure in supine and prone positions in a porcine model of acute respiratory distress syndrome. J Appl Physiol (1985). 2020;128(6):1617-25.
  12. Yoshida T, et al. Esophageal manometry and regional transpulmonary pressure in lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 2018;197(8):1018-26.
  13. Bastia L, et al. Role of positive end-expiratory pressure and regional transpulmonary pressure in asymmetrical lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 2021;203(8):969-76.
  14. Katira BH, et al. Positive end-expiratory pressure, pleural pressure, and regional compliance during pronation: an experimental study. Am J Respir Crit Care Med. 2021;203(10):1266-74.
  15. Mojoli F, et al. In vivo calibration of esophageal pressure in the mechanically ventilated patient makes measurements reliable. Crit Care. 2016;20:98.
  16. Lichtenstein D. Lung ultrasound in the critically ill. Curr Opin Crit Care. 2014;20(3):315-22.
  17. Northfield TC. Oxygen therapy for spontaneous pneumothorax. BMJ. 1971;4(5779):86-8.
  18. Bellani G, editor. Mechanical Ventilation from Pathophysiology to Clinical Evidence. Springer International Publishing; Cham; 2022.
  19. Roberts ME, et al. British Thoracic Society guideline for pleural disease. Thorax. 2023;78(11):1143-56.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Explorer plus d’articles

Cathéter guidé par imagerieVentilation mécaniqueMécanique respiratoirePhysiologie de la paroi thoraciqueCathéter à ballonnetGuidage échographiquePression pleurale régionale

Cet article a été publié

Vidéo bientôt disponible

Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.