Ce protocole décrit une technique percutanée peu invasive pour l'insertion de cathéters pleuraux antérieurs et postérieurs chez le porcin, permettant la mesure directe de la pression pleurale régionale sans thoracotomie.
Article de méthode
Technique percutanée guidée par imagerie pour la mesure directe de la pression pleurale dans un modèle porcin
Dans cet article
Résumé
Résumé
La mesure de la pression pleurale permet une évaluation physiologique avancée, notamment la partition de la mécanique du système respiratoire en composantes pulmonaire et pariétale, le calcul de la pression transpulmonaire et la quantification des gradients régionaux de pression pleurale. Ces informations sont essentielles pour optimiser la ventilation mécanique, évaluer l'impact de modifications de la physiologie de la paroi thoracique et faire progresser la recherche translationnelle dans les lésions pulmonaires. Toutefois, les techniques actuelles de mesure directe de la pression pleurale nécessitent souvent l'implantation chirurgicale par thoracotomie de capteurs de pression pleurale, une procédure longue, à haut risque et susceptible d'altérer la mécanique de la paroi thoracique. Pour surmonter ces limites, nous avons mis au point une technique mini-invasive, percutanée et guidée par l'imagerie, pour le positionnement d'un cathéter pleural. La procédure a été réalisée chez des porcs anesthésiés et ventilés mécaniquement. Sous guidage échographique, une aiguille de Tuohy a été introduite dans l'espace pleural, et un petit pneumothorax artificiel (50 à 100 mL d'oxygène) a été créé afin de séparer les feuillets pleuraux. Puis, sur un fil-guide, un introduiseur de gaine de 9 Fr a été mis en place, permettant l'avancement d'un cathéter à ballonnet dans la région pleurale antérieure. L'animal a ensuite été placé en position semi-pronée, et un second cathéter a été inséré par voie dorsale après augmentation du même pneumothorax par l'ajout de 50 à 100 mL supplémentaires d'oxygène. Le positionnement a été confirmé par tomodensitométrie (CT) et par des enregistrements physiologiques. Après évacuation du pneumothorax et réexpansion pulmonaire, l'imagerie a vérifié la position des cathéters. Un positionnement réussi des cathéters antérieur et postérieur a été obtenu chez 16 des 20 animaux (80 %), ce qui soutient la faisabilité procédurale de cette approche. Les échecs étaient dus à un pneumothorax involontaire lors de l'accès pleural antérieur ou à un mauvais positionnement du cathéter antérieur en dehors de la région ventrale cible. Cette méthode offre une approche moins invasive et reproductible pour la surveillance directe de la pression pleurale régionale dans les modèles animaux de grande taille. En évitant l'accès chirurgical, cette technique percutanée guidée par l'imagerie convient particulièrement aux protocoles expérimentaux étudiant la mécanique respiratoire, la physiologie pulmonaire et pariétale, ainsi que la ventilation mécanique en recherche translationnelle.
Introduction
La pression pleurale est largement utilisée dans les études expérimentales comme indicateur clé de la mécanique de la cage thoracique, permettant de décrire le comportement partitionné du système respiratoire et son interaction avec le poumon durant la ventilation mécanique1. Cette variable est essentielle pour le calcul de la pression transpulmonaire, qui représente le déterminant principal du stress pulmonaire2. En cas de lésion pulmonaire, la pression pleurale peut également aider à décrire la mécanique en fin d’expiration et à évaluer le gradient de pression superposée, un phénomène lié à la charge agissant sur les régions pulmonaires dépendantes3,4. Cette distribution régionale de la pression crée des différences ventro-dorsales de pression pleurale et transpulmonaire, qui, durant une ventilation mécanique contrôlée, sont principalement déterminées par la charge gravitationnelle et la gravité de la lésion pulmonaire, tandis que, lors d’une respiration spontanée ou assistée, elles peuvent être davantage amplifiées par l’activité musculaire inspiratoire régionale5.
La surveillance directe de la pression pleurale n'est pas pratiquée en clinique car la procédure est trop invasive pour être considérée comme sûre. Pour cette raison, la pression œsophagienne (Pes) est couramment utilisée comme le meilleur substitut de la pression pleurale6. Toutefois, la Pes est influencée par plusieurs facteurs pouvant affecter sa précision, notamment la position du cathéter, la transmission de la pression évaluée par le rapport de Baydur et le mode de ventilation7. Le ballonnet œsophagien se trouve à l'intérieur d'une structure souple, et son signal est modifié à la fois par la paroi œsophagienne et par les organes médiastinaux adjacents. Même de légers déplacements en profondeur ou en alignement du cathéter peuvent modifier la pression mesurée ou l'amplitude de ses fluctuations respiratoires8. En outre, la Pes reflète principalement la pression pleurale moyenne à dorsale, ce qui la rend moins représentative des régions ventrales et de l'environnement pleural global en cas de lésion pulmonaire hétérogène9.
Pour ces raisons, la mesure directe de la pression pleurale reste la méthode de référence en physiologie expérimentale et translationnelle10. Plusieurs dispositifs ont été utilisés pour la mesure directe de la pression pleurale. Des capteurs pleuraux de type « wafer » sont fréquemment employés dans les modèles expérimentaux11,12, et dans certaines études, des cathéters à ballonnet œsophagiens ont également été introduits dans l'espace pleural afin d'enregistrer directement la pression pleurale13,14. Malgré la disponibilité de divers outils pour la mesure directe de la pression pleurale, leur insertion a traditionnellement nécessité soit une thoracotomie ouverte, soit un accès thoracoscopique. Ces approches sont invasives, requièrent une expertise chirurgicale avancée, prolongent la préparation de la procédure et perturbent la mécanique normale de la paroi thoracique, modifiant ainsi de façon significative les conditions physiologiques étudiées.
Dans cet article de méthode, nous présentons une nouvelle technique percutanée permettant de placer des cathéters à ballonnet œsophagien dans l'espace pleural de porcins afin d'assurer une surveillance directe et régionale de la pression pleurale. Cette approche est peu invasive et ne nécessite ni thoracotomie ni formation chirurgicale avancée. L'accès pleural antérieur est réalisé à l'aide d'une ponction échoguidée standard, tandis qu'une imagerie par tomodensitométrie (CT) est utilisée pour confirmer le positionnement du fil-guide et du cathéter intrapleuraux, ainsi que pour aider à planifier l'accès pleural postérieur. La méthode permet de placer des cathéters dans différentes régions de la cavité pleurale afin d'évaluer régionalement la mécanique respiratoire partitionnée. La technique vise à réduire la complexité et les risques de la procédure tout en conservant des enregistrements de haute fidélité de la pression pleurale pour la recherche physiologique et translationnelle.
Protocole
Après approbation par le comité d'éthique sur l'utilisation et les soins aux animaux de laboratoire (2020I000073) du Massachusetts General Hospital, à Boston, MA, les expériences ont été réalisées de mars à novembre 2025 sur 20 porcs Yorkshire sains pesant entre 30 et 40 kg.
ATTENTION : Ce protocole crée intentionnellement un pneumothorax et utilise de l'oxygène à 100 %. Réalisez la procédure sous surveillance physiologique continue par du personnel formé à l'anesthésie des grands animaux et à l'accès pleural, et éliminez toute source d'ignition pendant l'insufflation d'oxygène.
1. Préparation des animaux
- Séder l'animal par voie intramusculaire avec de la tiletamine–zolazépam (4,4 mg/kg), du xylazine (2,2 mg/kg) et de l'atropine (0,04 mg/kg).
- Établir un accès intraveineux et administrer du fentanyl (2 µg/kg) et du propofol (2 mg/kg) par voie intraveineuse afin de permettre une intubation endotrachéale sécurisée.
- Intuber l'animal et confirmer le bon positionnement des voies respiratoires en vérifiant l'expansion bilatérale du thorax, la présence de bruits respiratoires bilatéraux et d'une courbe de CO₂ expiré en fin d'expiration régulière.
- Commencer une ventilation contrôlée en volume (VCV) avec une fraction d'oxygène inspiré (FiO₂) de 0,4, un volume courant de 10 mL/kg, une pression positive à la fin de l'expiration (PEEP) de 5 cmH₂O et une fréquence respiratoire de 15 à 20 cycles/min. Ajuster la fréquence respiratoire afin de maintenir le CO₂ expiré en fin d'expiration entre 35 et 45 mmHg.
- Assurer une anesthésie et une analgésie continues tout au long de la procédure par administration intraveineuse de propofol (10 mg∙kg-1∙h-1) et de fentanyl (5 µg∙kg-1∙h-1). Avant l'administration d'un bloqueur neuromusculaire, confirmer une profondeur anesthésique adéquate en évaluant le relâchement de la mâchoire, l'absence de réflexe palpébral, l'absence de réaction de retrait à une pincée interdigitale ou au niveau du sabot, et l'absence de réponse hémodynamique à une stimulation. Après le blocage neuromusculaire, surveiller l'adéquation de l'anesthésie à l'aide de paramètres physiologiques, notamment la fréquence cardiaque, la pression artérielle et l'absence de réponses autonomiques à la stimulation liée à la procédure. Appliquer un onguent ophtalmique après l'induction de l'anesthésie afin de prévenir le dessèchement de la cornée.
- Surveiller en continu la fréquence cardiaque, la pression artérielle, la saturation en oxygène, le CO₂ expiré en fin d'expiration et les pressions des voies respiratoires. Maintenir la fréquence cardiaque entre 70 et 140 battements/min, la pression artérielle moyenne supérieure à 60 mmHg, la saturation en oxygène supérieure à 92 %, le CO₂ expiré en fin d'expiration entre 35 et 45 mmHg, et la pression maximale des voies respiratoires inférieure à 35 cmH₂O, dans la mesure du possible.
- Administrer un agent bloqueur neuromusculaire (pancuronium 0,1 mg∙kg-1∙h-1) et confirmer l'absence d'activité respiratoire spontanée avant d'initier l'accès pleural.
2. Préparation du matériel
- Préparez le matériel stérile nécessaire pour l'accès pleural guidé par échographie et la pose d'un cathéter, tel que répertorié dans le Tableau des matériaux.
- Rasez, nettoyez et drapiez les surfaces thoraciques antérieure et postérieure en conditions stériles.
3. Accès pleural percutané antérieur
- Placer l'animal en position supine avec une légère rotation vers le côté opposé au site prévu d'insertion du cathéter pleural antérieur.
- Identifier la ligne sterno-costale et le dôme diaphragmatique à l'aide de l'échographie.
- Identifier le dôme diaphragmatique par échographie, puis déplacer environ 5 cm latéralement et 5 cm crânialement par rapport à la ligne médiane au niveau du diaphragme afin de sélectionner le site de ponction antérieur.
- Visualiser l'espace pleural antérieur à l'aide de la sonde échographique.
- Insérer l'aiguille de Tuohy assistée par échographie au bord supérieur de la côte inférieure de l'espace intercostal sélectionné, en orientant la courbure vers le haut.
- Faire progresser l'aiguille vers la plèvre pariétale sous guidage échographique en temps réel, selon une approche en plan.
- Appliquer une pression positive douce sur la seringue tout en avançant de 1 à 2 mm supplémentaires pendant une manœuvre de blocage en fin d'expiration, jusqu'à ce qu'une perte soudaine de résistance indique l'entrée dans l'espace pleural.
- Injecter environ 50 à 100 mL d'oxygène pur afin de créer un petit pneumothorax artificiel antérieur. Ajuster le volume final d'oxygène en fonction des résultats de tomodensitométrie concernant l'expansion du pneumothorax et la séparation pleurale.
- Insérer le guide métallique à ressort à travers l'aiguille, puis retirer l'aiguille.
- Réaliser un scanner pour confirmer le positionnement correct du fil-guide dans l'espace pleural, élargi et nettement délimité par le pneumothorax artificiel.
- Après confirmation par scanner, pratiquer une petite incision cutanée au niveau du point d'entrée du fil.
- Faire progresser un introducateur de 9 Fr sur le fil-guide selon la technique de Seldinger.
- Retirer le fil-guide et insérer le cathéter à ballonnet œsophagien dans la cavité pleurale antérieure à travers l'introducateur.
- Insuffler le ballonnet avec le volume de remplissage optimal, déterminé à partir d'une courbe pression-volume (PV) du ballonnet in vivo15, afin de garantir une expansion correcte du ballonnet et une transmission fiable de la pression.
- Connecter le cathéter à ballonnet à un transducteur de pression différentiel externe à l'aide d'un système de transmission de pression rempli d'air.
- Mettre le transducteur de pression à zéro par rapport à la pression atmosphérique avant de connecter le cathéter, afin d'assurer des mesures de pression précises.
- Connecter le transducteur de pression à un système d'acquisition de données et enregistrer les signaux de pression à l'aide d'un logiciel d'acquisition.
- Enregistrer tous les signaux de pression à une fréquence d'échantillonnage de 1 000 Hz, sans filtrage numérique supplémentaire. Commencer l'enregistrement dès qu'un tracé de pression stable est observé.
4. Accès pleural postérieur percutané
- Repositionner l'animal en position semi-prone afin de favoriser la migration dorsale de l'air intrapleural.
- Injecter une dose supplémentaire de 50 à 100 mL d'oxygène à 100 % à travers le cathéter antérieur pour agrandir le pneumothorax dorsal et faciliter l'accès postérieur.
- Réaliser un scanner pour confirmer la migration dorsale du pneumothorax artificiel et identifier la zone optimale de ponction postérieure.
- Marquer sur la peau le site de ponction postérieur, situé à mi-chemin entre les apophyses épineuses et la ligne axillaire postérieure.
- Introduire l'aiguille de Tuohy perpendiculairement au bord supérieur de la côte inférieure de l'espace intercostal sélectionné, en fixant une seringue vide pour une aspiration continue.
- Faire progresser l'aiguille pendant une manœuvre de blocage en fin d'expiration à travers les plans musculaires tout en aspirant continuellement, jusqu'à obtention d'air, confirmant ainsi l'entrée dans le pneumothorax dorsal.
- Insérer le guide métallique à ressort puis retirer l'aiguille.
- Réaliser un scanner pour confirmer le positionnement correct du fil-guide dans l'espace pleural, qui est élargi et clairement délimité par le pneumothorax artificiel.
- Après confirmation par scanner, pratiquer une petite incision cutanée au niveau du point d'entrée du fil.
- Faire progresser l'introduiseur de 9 Fr sur le fil-guide en utilisant la technique de Seldinger.
- Retirer le fil-guide et insérer le deuxième ballonnet œsophagien dans la cavité pleurale dorsale à travers l'introduiseur.
- Remplir le ballonnet avec le volume optimal, déterminé à partir de la courbe pression-volume (PV) in vivo, afin d'assurer une expansion correcte du ballonnet et une transmission fiable de la pression.
- Connecter le cathéter au transducteur de pression différentielle et vérifier sur l'écran la morphologie correcte de l'onde pleurale.
5. Positionnement final et surveillance
- Vérifiez que les paramètres du ventilateur (volume courant, débit inspiratoire et pression des voies respiratoires) ainsi que les valeurs hémodynamiques restent stables pendant et après le positionnement du cathéter.
- Drainez le pneumothorax par les introduits postérieur et antérieur en aspirant doucement l'air intrapleural à l’aide d’une seringue de 50 mL jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de résistance au drainage. Évitez de créer une pression négative excessive dans l’espace pleural.
- Fixez les deux cathéters à ballonnet œsophagien sur la peau à l’aide de ruban adhésif, puis retirez soigneusement les deux introduits de 9 Fr afin de prévenir tout déplacement du cathéter.
- Réalisez une tomodensitométrie pour évaluer la présence d’un pneumothorax résiduel. Si un pneumothorax résiduel est présent, placez l’animal en position prona et réduisez la FiO₂ à 0,25, si cela est toléré sur le plan physiologique, afin de favoriser la réabsorption de l’oxygène.
- Confirmez l’absence de fuite au niveau des voies respiratoires ou de la plèvre en comparant les volumes courants inspirés et expirés et en effectuant une occlusion inspiratoire. Vérifiez une pression de plateau stable et un retour du débit à zéro.
- Réévaluez les formes d’onde de pression pleurale antérieure et postérieure après le retrait des introduits. Assurez-vous que la morphologie attendue de la courbe reste stable ; si celle-ci change, n’entamez pas l’enregistrement avant d’avoir réévalué la position du cathéter et la stabilité de la courbe.
- Commencez l’enregistrement simultané des pressions pleurales antérieure et postérieure uniquement après avoir confirmé l’évacuation ou la réabsorption du pneumothorax, la stabilité de la ventilation et des paramètres hémodynamiques, l’absence de fuite en cours et la stabilité des courbes de pression pleurale.
- Ajustez la ventilation en maintenant le volume courant à 10 mL/kg et en réduisant la PEP de 5 à 3 cmH₂O. Les valeurs de pression pleurale en fin d’expiration ont été obtenues lors d’une manœuvre d’occlusion en fin d’expiration stable, comme indiqué dans Figure 1.
- À la fin de chaque protocole expérimental, alors que les animaux étaient maintenus sous anesthésie générale, l’euthanasie a été réalisée par administration intraveineuse de KCl (solution à 7 %, 2 mL/kg).
Résultats
La pose d'un cathètre pleural selon la technique percutanée a été tentée chez 20 porcs (Tableau 1). Chez 17 animaux, un total de 34 cathètres pleuraux (17 antérieurs et 17 postérieurs) ont été insérés. Parmi ceux-ci, 33 cathètres (97 %) ont atteint la région pleurale prévue, tandis qu'un cathètre antérieur est entré dans la cavité pleurale mais n'a pas atteint l'emplacement ventral ciblé. Le positionnement régional correct des cathètres antérieurs et postérieurs a donc été obtenu chez 16 des 17 animaux chez lesquels l'insertion du cathètre a été réalisée (94 %), soit 16 des 20 animaux au total (80 % ; IC à 95 %, 56,3 %–94,3 %).
Les enregistrements représentatifs de la pression pleurale issus de procédures réussies ont montré des différences nettes et physiologiquement significatives entre les capteurs antérieurs et postérieurs (Figure 1). Le cathéter antérieur présentait généralement des oscillations cardiaques marquées, plus importantes que celles enregistrées à partir du ballonnet œsophagien, reflétant sa proximité avec le cœur et le médiastin. En revanche, les signaux pleuraux postérieurs montraient un artefact cardiaque minimal et des ondes respiratoires régulières, en accord avec la région thoracique dépendante mécaniquement plus calme.
Pendant l'occlusion en fin d'expiration, les cathéters correctement positionnés ont montré un gradient de pression pleurale reproductible de dorsal à ventral. La pression pleurale postérieure était constamment positive en fin d'expiration, tandis que le signal antérieur variait de négatif à positif (Tableau 2). Le gradient résultant, compris entre 2 et 7 cmH₂O, correspondait à la répartition attendue de la pression superposée gravitationnelle chez les porcs anesthésiés et ventilés mécaniquement.
Quatre procédures (20 %) ont été classées comme infructueuses. Chez trois animaux, la procédure a été interrompue après l'accès pleural antérieur et le positionnement du fil-guide, car l'imagerie par tomodensitométrie a révélé un pneumothorax incontrôlé, dû à une ponction involontaire du parenchyme pulmonaire, indiquant une perte d'application pulmonaire-pleurale et rendant impossible une mesure fiable de la pression pleurale. Par conséquent, le positionnement du cathéter et l'évaluation de l'onde de pression n'ont pas été poursuivis chez ces sujets. La procédure infructueuse restante était due à un positionnement antérieur hors cible du cathéter : le ballonnet est entré dans l'espace pleural mais n'a pas atteint la région ventrale cible, ce qui a donné une onde ne présentant pas le gradient antéro-postérieur attendu.
L'imagerie par tomodensitométrie a confirmé les résultats physiologiques. Lors des placements réussis, les cathéters à ballonnet ont été visualisés dans les régions pleurales ventrales ou dorsales prévues, en contact direct avec la plèvre pariétale (Figure 2). Dans le cas infructueux de placement hors cible, la tomodensitométrie a révélé une position intrapleurale du cathéter en dehors de la région cible. L'examen post-mortem a en outre confirmé la position du cathéter et l'emplacement pleural après l'achèvement du protocole (Figure 3).
Dans l'ensemble, ces résultats démontrent que la technique percutanée permet de façon fiable d'obtenir des signaux de pression pleurale interprétables lorsque le positionnement régional est correctement réalisé, et que la morphologie du tracé ainsi que l'imagerie par tomodensitométrie fournissent des indicateurs pratiques du succès ou de l'échec de la procédure.
Figure 1 : Formes d'onde des pressions pleurale et des voies respiratoires après évacuation d'un pneumothorax. Des signaux simultanés de pression dans les voies respiratoires (en rouge), de pression œsophagienne (en bleu), de pression pleurale antérieure (en orange) et de pression pleurale postérieure (en cyan) ont été enregistrés pendant une ventilation en mode volume contrôlé. La zone ombrée indique le palier en fin d'expiration utilisé pour extraire les valeurs de pression en fin d'expiration. Le tracé postérieur montre des oscillations cardiogéniques minimes et des valeurs plus élevées en fin d'expiration, tandis que le tracé antérieur présente des oscillations cardiaques plus marquées et une pression en fin d'expiration plus faible. Pendant le palier, la différence entre la pression pleurale postérieure et antérieure représente le gradient vertical de pression pleurale. Abréviation : cmH₂O = centimètres de colonne d'eau. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Confirmation par tomodensitométrie du positionnement du cathéter pleural. Les flèches jaunes indiquent le cathéter antérieur dans la région pleurale ventrale, et les flèches rouges indiquent le cathéter postérieur dans la région pleurale dorsale. Des coupes tomodensitométriques transversales (à gauche et au centre) et sagittales (à droite) sont présentées pour les sujets P1 et P2. Les images ont été obtenues après le positionnement du cathéter et avant l'évacuation complète du pneumothorax artificiel. La préparation à l'enregistrement a ensuite été confirmée après drainage, par la réexpansion pulmonaire et la stabilisation des courbes de pression physiologique. Un positionnement réussi a été défini par la localisation du cathéter dans la région pleurale antérieure ou postérieure prévue, avec une morphologie de courbe compatible. Abréviation : CT = tomodensitométrie. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Confirmation anatomique post-mortem du positionnement du cathéter pleural. L'examen thoracique réalisé à la fin du protocole a confirmé la position du cathéter intrapleural. Les cercles jaunes indiquent le cathéter pleural antérieur, et le cercle vert indique le cathéter pleural postérieur. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
| Classe d'issue | Nombre d'animaux (n = 20) | Pourcentage (%) | IC à 95 % (%) | Description |
| Positionnement antérieur et postérieur réussi | 16 | 80% | 56,3–94,3 | Les cathéters ventral et dorsal correctement positionnés dans les régions cibles |
| Positionnement intrapleural mais hors cible | 1 | 5% | 0,1–24,9 | Le cathéter antérieur à l'intérieur de la cavité pleurale mais pas dans la région cible |
| Échec dû à un pneumothorax incontrôlé | 3 | 15% | 3,2–37,9 | Procédure interrompue après le positionnement du fil-guide en raison d'un pneumothorax incontrôlé visible à l'imagerie TDM |
Tableau 1 : Résultats procéduraux chez 20 sujets expérimentaux. Le tableau indique chaque catégorie de résultat, le nombre et le pourcentage d'animaux, l'intervalle de confiance à 95 %, ainsi qu'une description. Abréviations : CI = intervalle de confiance.
| Sujet | Pression expiratoire finale antérieure (cmH₂O) | Pression expiratoire finale postérieure (cmH₂O) | Gradient vertical (cmH₂O) |
| 1 | -1.2 | 2.5 | 3.7 |
| 2 | -0.2 | 3.1 | 3.3 |
| 3 | -3.0 | 3.0 | 6.0 |
| 4 | 1.6 | 4.9 | 3.3 |
| 5 | 0.1 | 4.5 | 4.4 |
| 6 | -1.7 | 3.2 | 5.0 |
| 7 | 4.1 | 6.4 | 2.3 |
| 8 | -1.2 | 5.6 | 6.8 |
| 9 | -0.8 | 4.7 | 5.5 |
| 10 | 1.1 | 5.7 | 4.7 |
| 11 | -1.1 | 6.1 | 7.2 |
| 12 | -0.9 | 6.5 | 7.4 |
| 13 | -1.6 | 2.8 | 4.4 |
| 14 | 0.3 | 3.5 | 3.1 |
| 15 | 0.6 | 3.6 | 3.0 |
| 16 | 0.1 | 2.9 | 2.8 |
| Moyenne | -0.2 | 4.3 | 4.5 |
| ÉT | 1.6 | 1.4 | 1.6 |
| Étendue | -3.0–4.1 | 2.5–6.5 | 2.3–7.4 |
Tableau 2 : Valeurs des pressions pleurales en fin d'expiration à l'avant et à l'arrière, et gradient vertical résultant. Le gradient a été calculé comme la pression postérieure moins la pression antérieure. Les mesures ont été obtenues pendant une ventilation contrôlée en volume avec un volume courant de 10 mL/kg et une pression positive en fin d'expiration de 3 cmH₂O. Abréviations : PEEP = pression positive en fin d'expiration ; VCV = ventilation contrôlée en volume.
| Problème | Cause probable | Critères de reconnaissance | Action corrective |
| Évacuation incomplète du pneumothorax artificiel | Oxygène intrapleural résiduel après le positionnement du cathéter et réexpansion pulmonaire incomplète | Persistance d’un pneumothorax résiduel ou d’une apposition pleurale incomplète sur le scanner ; valeurs de pression pleurale absolues peu fiables malgré des oscillations respiratoires conservées | Réduire la FiO2 à 0,25 si cela est toléré physiologiquement, placer l’animal en position prona et attendre 30 minutes pour favoriser la résorption de l’oxygène. Réaliser un nouveau scanner avant l’enregistrement de la pression afin de confirmer la réduction du pneumothorax et la réexpansion pulmonaire |
| Pneumothorax non contrôlé | Ponction involontaire du parenchyme pulmonaire lors de l’accès pleural | Évidence scanner d’un pneumothorax important ou non contrôlé ; réexpansion pulmonaire incomplète ; présence d’une fuite ou d’une mécanique instable au ventilateur | Ne pas procéder à l’enregistrement de la pression. Si une mesure fiable de la pression pleurale ne peut être obtenue, classer la procédure comme un échec |
| Progression du cathéter en dehors de la cible | Progression latérale du guide ou du cathéter, éloignée de la région pleurale ventrale ou dorsale visée | Le scanner montre une position intrapleurale du cathéter en dehors de la région cible ; le tracé ne présente pas les différences antéro-postérieures ou le gradient de pression vertical attendus | Repositionner le cathéter si cela est faisable. Si la région cible ne peut être atteinte, classer le positionnement comme sous-optimal ou un échec |
| Tracé pleural anormal | Mauvais positionnement du cathéter, gonflage insuffisant du ballonnet, apposition insuffisante entre le cathéter et la plèvre, fuite au niveau des raccords ou erreur du transducteur ou du zéro | Tracé plat, bruit excessif, absence d’oscillations respiratoires, valeurs de pression absolue non physiologiques ou perte de la morphologie attendue du tracé antérieur/postérieur | Vérifier tous les raccords et le réglage du zéro du transducteur. Confirmer le volume de gonflage du ballonnet. Réévaluer la position du cathéter par imagerie et répéter l’évaluation du tracé avant l’enregistrement |
| Fuite persistante au niveau des voies aériennes ou de la plèvre | Ponction du parenchyme pulmonaire ou persistance d’une communication entre la plèvre et les voies aériennes après l’accès | Différence entre les volumes courants inspirés et expirés ; pression de plateau instable ; impossibilité pour le débit de revenir à zéro durant l’inspiration maintenue | Interrompre l’acquisition des données. Réévaluer la mécanique ventilatoire et l’imagerie. Ne reprendre que si la fuite disparaît et que les tracés stables des voies aériennes et de la plèvre sont rétablis |
| Déplacement du cathéter après retrait de l’introduiseur | Mouvement du cathéter lors du retrait de l’introduiseur ou fixation insuffisante à la peau | Modification de la morphologie du tracé après le retrait de l’introduiseur ; perte des oscillations cardiaques antérieures attendues ; perte du tracé respiratoire postérieur lisse ; évidence scanner d’un déplacement | Fixer solidement le cathéter à la peau avec du ruban adhésif avant le retrait de l’introduiseur. Réévaluer la morphologie du tracé après le retrait de l’introduiseur. Confirmer la position par scanner si un déplacement est suspecté |
| Échec de l’aspiration de l’air | L’air présent dans le pneumothorax artificiel s’est déplacé loin de l’extrémité de l’introduiseur. | Aucun air n’est aspiré lors du retrait du piston de la seringue, avec une pression négative générée durant la tentative d’aspiration. | Essayer d’aspirer en utilisant une seringue de plus petit volume. Si cela ne suffit pas, réaliser un scanner pour localiser l’accumulation d’air et modifier la position de l’animal afin de rapprocher cette accumulation de l’extrémité de l’introduiseur. |
Tableau 3 : Guide de dépannage pour la pose percutanée d'un cathéter pleural et l'enregistrement de la pression. Les problèmes courants sont associés à leurs causes probables, aux critères de reconnaissance et aux mesures correctives. Abréviations : CT = tomodensitométrie ; FiO₂ = fraction d'oxygène inspiré.
Discussion
Ce protocole percutané fournit une méthode pratique et reproductible pour obtenir des mesures régionales de la pression pleurale sans nécessiter de thoracotomie ni d'accès thoracoscopique. Plusieurs aspects de la procédure sont particulièrement importants pour assurer un positionnement adéquat du cathéter et des enregistrements de pression de haute fidélité.
Un élément clé de la technique est la ponction antérieure réalisée sous guidage échographique thoracique direct. L'échographie permet de visualiser clairement la plèvre et l'espace intercostal choisi, offrant une confirmation en temps réel de la trajectoire de l'aiguille. Étant donné que la procédure exige une manipulation contrôlée et précise de l'aiguille lorsqu'elle approche la surface pleurale, nous avons utilisé une aiguille de Tuohy améliorée par échographie afin d'améliorer la visibilité de la pointe et de réduire au minimum le risque de perforation pulmonaire involontaire ou d'échec d'entrée dans l'espace pleural16.
La visualisation continue de la pointe de l'aiguille est essentielle tout au long de son avancement. Pour cette raison, une approche échographique en plan est préférée, car elle permet de visualiser l'ensemble de la tige et de la pointe de l'aiguille lors de sa progression vers l'espace pleural, améliorant ainsi la précision de la procédure et réduisant le risque de perforation pulmonaire involontaire.
Le moment adéquat de l'avancement de l'aiguille est également essentiel. L'avancement de l'aiguille pendant une pause en fin d'expiration minimise les mouvements cycliques de la surface pleurale associés à la ventilation courante, améliorant ainsi la précision et réduisant l'incidence du contact avec le parenchyme.
Le pneumothorax a été créé à l'aide d'oxygène pur afin de faciliter la résorption de tout gaz résiduel non éliminé par aspiration à la seringue. Cette résorption se produit par le gradient de diffusion de l'oxygène entre l'espace pleural et les alvéoles, car l'animal est ventilé avec une FiO₂ inférieure à 1,017. Cette approche minimise le risque que le gaz intrapleural résiduel interfère avec les mesures de pression. Le volume d'oxygène doit être suffisant pour séparer les feuillets pleuraux et permettre une avancée sûre du fil-guide et de l'introduiseur, tout en évitant un agrandissement inutile du pneumothorax artificiel. Une fois le positionnement du cathéter terminé, l'oxygène insufflé doit être entièrement évacué avant d'effectuer les mesures de pression.
Un positionnement adéquat est nécessaire pour permettre un accès postérieur. La rotation de l'animal en position semi-pronée permet au foyer d'oxygène intrapleural de se déplacer vers l'arrière, rendant ainsi l'espace pleural dorsal accessible par une ponction à l'aveugle, en utilisant la même technique de Seldinger que pour la ponction antérieure. Une rotation corporelle suffisante est essentielle pour permettre la migration dorsale du foyer d'oxygène. Une rotation insuffisante peut empêcher la séparation des feuillets pleuraux postérieurs, rendant l'avancement du fil-guide plus difficile, même avec une planification assistée par tomodensitométrie du site de ponction.
Après la mise en place du cathéter, la vérification de l'intégrité du système est obligatoire. L'absence de fuite aérienne ou pleurale est confirmée en comparant les volumes courants inspirés et expirés et en effectuant une pause inspiratoire. Une pression de plateau stable associée à la chute du débit à zéro indique qu'aucune fuite en cours n'est présente et que l'accès pleural ne crée pas de communication persistante avec les voies respiratoires. En outre, la morphologie de l'onde de pression doit être évaluée afin de vérifier le bon fonctionnement et le positionnement correct du cathéter. Les enregistrements antérieurs doivent présenter des oscillations cardiaques plus marquées en raison de leur proximité avec le cœur et le médiastin, tandis que les enregistrements postérieurs affichent généralement des ondes respiratoires plus lisses avec une interférence cardiaque minimale. Ces oscillations cardiaques représentent une caractéristique physiologique attendue et non un artefact du signal, ce qui confirme un positionnement adéquat du cathéter en position antérieure. Le cathéter doit être fixé solidement à la peau à l’aide de ruban adhésif avant de retirer l’introduiseur, afin de minimiser le risque de déplacement. Après l’évacuation du pneumothorax artificiel et le retrait de l’introduiseur, les tracés de pression doivent être réévalués pour s’assurer que la morphologie de l’onde reste inchangée, excluant ainsi tout déplacement du cathéter durant les étapes finales de la procédure. Ces vérifications sont conformes aux principes fondamentaux de la ventilation mécanique, la surveillance18. Un guide succinct de dépannage des problèmes techniques les plus fréquents, de leurs causes probables, des critères de reconnaissance et des mesures correctives est fourni dans Tableau 3.
Un avantage important de cette méthode est que l'accès pleural est obtenu par voie percutanée, sans ouverture du thorax. Les approches peu invasives sont généralement privilégiées lorsqu'elles permettent d'atteindre le même objectif expérimental, car elles réduisent la charge procédurale et évitent toute perturbation inutile des structures anatomiques19. Dans ce modèle porcin, la technique percutanée pourrait réduire le temps de préparation, éviter la thoracotomie et contribuer à préserver la mécanique native de la paroi thoracique, bien qu'aucune comparaison formelle avec les approches basées sur la thoracotomie n'ait été réalisée.
Cette méthode présente néanmoins plusieurs limites. Le succès du positionnement du cathéter dépend de l'opérateur et nécessite une expérience en échographie thoracique, en accès pleural percutané et en technique de Seldinger. La perforation involontaire du parenchyme pulmonaire lors de l'accès pleural constitue la principale cause d'échec de la procédure, car le pneumothorax résultant empêche tout placement ultérieur du cathéter. Des mesures de pression fiables dépendent également d'un gonflage adéquat du ballonnet. Tant un sous-gonflage qu'un surgonflage du ballonnet peuvent altérer les mesures de pression, soulignant l'importance de déterminer le volume de gonflage optimal avant l'acquisition des données. Comme pour toute technique de mesure directe de la pression pleurale, la pression pleurale ne peut être échantillonnée qu'au niveau de l'emplacement du cathéter et reflète donc la mécanique pleurale régionale plutôt que la distribution de pression de l'ensemble de l'espace pleural. Bien que l'oxygène insufflé soit aspiré à la fin de la procédure, l'évacuation complète ne peut être vérifiée directement sans imagerie. Un oxygène intrapleural résiduel peut donc demeurer indétecté et influencer les mesures absolues de pression pleurale. Malgré ces contraintes, les signaux dynamiques de pression pleurale étaient interprétables sur le plan physiologique lors des placements réussis.
Dans l'ensemble, ce protocole fournit une technique simple, peu invasive et fondée sur la physiologie permettant d'obtenir des mesures régionales de la pression pleurale dans des modèles translationnels. Son accès percutané et ses signaux de pression régionaux le rendent adapté aux études portant sur la pression transpulmonaire, la répartition régionale de la pression et d'autres aspects plus larges de la mécanique respiratoire.
Déclarations de divulgation
Les auteurs n'ont aucun conflit d'intérêts à divulguer.
Remerciements
Ce travail a été soutenu par les subventions NIH R01HL177025 et R01HL171199.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Ruban adhésif | 3M Tegaderm | 1624W | Fixation du cathéter avant l'introduiseur |
| Tondeuse pour animaux | 3M Clipper | 9661L | Épilation thoracique |
| Atropine (injectable) | Sparhawk Laboratories inc. | NDC : 58005-354 | Prémédication intramusculaire |
| Scanner à tomographie computérisée | NeuroLogica | Omnitom Elite PCD ; 1-NL5100-060 | Évaluation de la position du fil-guide/cathéter et du pneumothorax ; |
| Logiciel d'acquisition de données | ADInstruments | LabChart Pro 8.1.31 | Logiciel d'acquisition à 1 000 Hz sans filtrage numérique |
| Système d'acquisition de données | ADInstruments | ML865 | Pour l'acquisition de la pression pleurale |
| Transducteur de pression différentielle | Harvard Apparatus / Hugo Sachs | 73-3882 | Capteur de pression pour l'enregistrement de la pression pleurale |
| Serviette jetable de bloc opératoire | Cardinal Health | CAT 28700-004 | Préparation du champ stérile (Étape 2.1) |
| ECG & moniteur de pulsioxymétrie | Mindray | BeneView T5 | Surveillance des paramètres vitaux |
| Tube endotrachéal, 7,0 mm | Teleflex Medical | REF 5-10314 | Intubation endotrachéale |
| Cathéter à ballonnet œsophagien | Cooper Surgical | REF 47-9005 | Utilisé comme cathéter de pression intrapleurale (Étape 2.1) |
| Fentanyl (injectable) | Hikma | NDC 0641-6030-01 | Analgésie intraveineuse |
| Compresse de gaze (stérile) | Medline | REF NON21430LF | Préparation du site (Étape 2.1) |
| Guide-fil 0,025" × 33 cm | Teleflex Medical | REF AW-04025 | Pour la technique de Seldinger (Étape 2.1) |
| Pompe à perfusion | Smiths Medical | Medfusion 4000 | Administration continue d'anesthésique |
| Gaine introduisante, 9 Fr | Cordis | REF 402-609X | Pour l'insertion d'un cathéter intrapleural (Étape 2.1) |
| Ventilateur mécanique | Maquet – Getinge | Servo-I, ventilation à volume contrôlé | |
| Pommade ophtalmique | Lodi Veterinary Care | NDC 17033-211-38 | Protection cornéenne après l'induction de l'anesthésie |
| Oxygène 100 % (qualité médicale) | Airgas | N/A | Pour un pneumothorax contrôlé |
| Pancuronium (injectable) | Selleck Chemicals | S2497 | Blocage neuromusculaire |
| Povidone–Solution d'iode | BICCA | CAT 3955-16 | Antisepsie cutanée |
| Propofol (injectable) | NorthStar | NDC 16714-977-01 | Induction et entretien |
| Circuit respiratoire (circuit du ventilateur) | Medline | REF NON026370 | Circuit standard |
| Lame de bistouri n° 11 | Bard-Parker | REF 372611 | Pour l'incision cutanée (Étape 2.1) |
| Champ stérile | Medline | REF MDT2168286 | Préparation du champ stérile |
| Gants stériles (en latex) | Biogel | REF 31280 | Gants de protection stériles |
| Blouse stérile | Halyard | REF 95121 | Blouse chirurgicale stérile |
| Seringues de 10 mL | Medline | REF SYR110010 | Pour l'aspiration/injection (Étape 2.1) |
| Seringues de 50 mL | BD | REF 309680 | Pour l'aspiration d'air pleural (Étape 2.1) |
| Tilétamine–zolazépam (injectable) | Virbac | NADA 71805-06 | Telazol ; sédation intramusculaire |
| Aiguille de Tuohy, échogène 18G × 100 mm | Pajunk | REF 521185-31C | Pour la ponction pleurale (Étape 2.1) |
| Sonde à ultrasons (Butterfly iQ+) | Butterfly Network | 950-20002-00 | Utilisé avec l'application Butterfly iQ pour iPad (Étape 2.1) |
| Logiciel/application d'échographie | Butterfly Network | Butterfly iQ 2.46 ; iPad 11 iPadOS 26 | Application Butterfly iQ pour iPad |
| Xylazine (injectable) | Cronus Pharma | LLC |
Références
- Dornhorst AC, Leathart GL. A method of assessing the mechanical properties of lungs and air-passages. Lancet. 1952;260(6725):109-11.
- Rezoagli E, Laffey JG, Bellani G. Monitoring lung injury severity and ventilation intensity during mechanical ventilation. Semin Respir Crit Care Med. 2022;43(3):346-68.
- Gattinoni L, et al. Regional effects and mechanism of positive end-expiratory pressure in early adult respiratory distress syndrome. JAMA. 1993;269(16):2122-7.
- Spina S, et al. The pleural gradient does not reflect the superimposed pressure in patients with class III obesity. Crit Care. 2024;28(1):306.
- Yoshida T, et al. Spontaneous effort causes occult pendelluft during mechanical ventilation. Am J Respir Crit Care Med. 2013;188(12):1420-7.
- Akoumianaki E, et al. The application of esophageal pressure measurement in patients with respiratory failure. Am J Respir Crit Care Med. 2014;189(5):520-31.
- Restivo A, et al. Impact of Baydur ratio correction on the reliability of esophageal pressure measurement. J Appl Physiol (1985). 2026. doi: 10.1152/japplphysiol.00364.2026.
- Hedenstierna G. Esophageal pressure: benefit and limitations. Minerva Anestesiol. 2012;78(8):959-66.
- Milic-Emili J, Mead J, Turner JM, Glauser EM. Improved technique for estimating pleural pressure from esophageal balloons. J Appl Physiol. 1964;19(2):207-11.
- Cherniack RM, Farhi LE, Armstrong BW, Proctor DF. A comparison of esophageal and intrapleural pressure in man. J Appl Physiol. 1955;8(2):203-11.
- Terzi N, et al. Comparison of pleural and esophageal pressure in supine and prone positions in a porcine model of acute respiratory distress syndrome. J Appl Physiol (1985). 2020;128(6):1617-25.
- Yoshida T, et al. Esophageal manometry and regional transpulmonary pressure in lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 2018;197(8):1018-26.
- Bastia L, et al. Role of positive end-expiratory pressure and regional transpulmonary pressure in asymmetrical lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 2021;203(8):969-76.
- Katira BH, et al. Positive end-expiratory pressure, pleural pressure, and regional compliance during pronation: an experimental study. Am J Respir Crit Care Med. 2021;203(10):1266-74.
- Mojoli F, et al. In vivo calibration of esophageal pressure in the mechanically ventilated patient makes measurements reliable. Crit Care. 2016;20:98.
- Lichtenstein D. Lung ultrasound in the critically ill. Curr Opin Crit Care. 2014;20(3):315-22.
- Northfield TC. Oxygen therapy for spontaneous pneumothorax. BMJ. 1971;4(5779):86-8.
- Bellani G, editor. Mechanical Ventilation from Pathophysiology to Clinical Evidence. Springer International Publishing; Cham; 2022.
- Roberts ME, et al. British Thoracic Society guideline for pleural disease. Thorax. 2023;78(11):1143-56.
Réimpressions et autorisations
Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE
Demander une autorisation