Mise en œuvre méthodologique des systèmes d'irradiation pour petits animaux pour les études précliniques guidées par l'image

Résumé

Ce protocole décrit la mise en œuvre méthodologique de deux systèmes d'irradiation pour petits animaux destinés aux études précliniques de radiothérapie guidée par l'image. Il présente la configuration des systèmes, les flux de travail d'imagerie, les procédures de planification du traitement et les considérations relatives à la délivrance de l'irradiation afin de soutenir des expériences reproductibles et pertinentes sur les petits animaux au plan clinique.

Résumé

La recherche radiobiologique préclinique est essentielle pour approfondir la compréhension de la manière dont les différentes caractéristiques de délivrance des radiations influencent les réponses biologiques, ainsi que pour optimiser les stratégies thérapeutiques dans divers sites cibles. La précision, la reproductibilité et la pertinence translationnelle de ces études dépendent de la mise en œuvre adéquate de plates-formes d'irradiation d'animaux de laboratoire assistées par imagerie, qui modélisent fidèlement les protocoles cliniques de radiothérapie. Cet article décrit le fonctionnement pratique de deux systèmes de radiothérapie préclinique assistés par imagerie, largement utilisés pour l'irradiation de haute précision d'animaux de laboratoire. Bien que les deux plates-formes soient conçues pour délivrer une radiation conformationnelle assistée par imagerie, elles diffèrent par des caractéristiques techniques clés, notamment les spécifications du tube à rayons X, la distance source-axe (SAD), la collimation du faisceau, les mécanismes de blindage, la géométrie mécanique et le logiciel de planification du traitement. Ces différences influencent la configuration du système, les flux de travail d'irradiation et la délivrance du traitement. En exposant les considérations méthodologiques et les procédures opérationnelles pour les deux plates-formes, ce protocole fournit aux chercheurs des orientations pratiques pour concevoir, mettre en œuvre et reproduire des expériences précliniques de radiation pertinentes sur le plan translationnel.

Introduction

Le cancer figure parmi les principales causes de décès dans le monde¹. La radiothérapie, la chirurgie et la chimiothérapie constituent les principaux traitements du cancer². On estime qu’environ la moitié des patients atteints de cancer ont besoin d'une radiothérapie dans le cadre de leur traitement³. Les études précliniques menées sur des modèles animaux, généralement conçues pour évaluer la sécurité, les mécanismes biologiques et l'efficacité thérapeutique d'une approche thérapeutique, constituent un fondement essentiel au développement d'essais cliniques en vue de la traduction clinique de nouvelles stratégies thérapeutiques. Les irradiateurs pour petits animaux assistés par imagerie sont devenus des outils indispensables en radiothérapie préclinique, car ils permettent une irradiation conformationnelle et localisée des tumeurs et des organes à risque (OAR) selon des géométries et des flux de travail conçus pour s'approcher de la délivrance clinique des rayonnements et de la planification des traitements^4,5,6. Selon une revue récente⁷, le nombre d'articles portant sur la radiothérapie guidée par imagerie chez les petits animaux est passé de moins de 10 par an entre 2007 et 2010 à près de 80 en 2020. Les articles de physique et de biologie couvrent des sujets allant de la dosimétrie et de la planification du traitement à la réponse des tumeurs et des tissus normaux⁷. L'objectif général de ce protocole est de fournir un cadre physiquement fondé permettant de comparer deux plates-formes d'irradiation pour petits animaux largement utilisées, afin de faciliter un choix éclairé de la plate-forme et de soutenir des études précliniques de rayonnement reproductibles et pertinentes sur le plan clinique. Le système 1 est la plate-forme de recherche en radiothérapie pour petits animaux (SARRP), et le système 2 est la plate-forme de radiothérapie de précision pour petits animaux (SmART+). La justification de l'utilisation de ces systèmes réside dans le fait que les études de radiobiologie exigent de plus en plus un ciblage reproductible, une localisation basée sur la tomodensitométrie (CT)^8,9 et une modulation du champ qui offrent une meilleure conformité du plan, tout en permettant des paradigmes cliniquement pertinents tels que l'hypofractionnement, l'irradiation de volume partiel et les stratégies de préservation des organes. En radiothérapie, un équilibre délicat doit être maintenu entre la dose délivrée à la cible thérapeutique et celle reçue par les OAR, ce qui nécessite une compréhension approfondie des mécanismes radiobiologiques impliqués^10,11. Afin de continuer à améliorer la compréhension de la réponse des tissus cancéreux et sains aux rayonnements, une haute précision, une reproductibilité et une exactitude dans la délivrance de la dose sont essentielles lors de l'utilisation d'irradiateurs pour petits animaux dans les études précliniques.

Bien que les deux systèmes fonctionnent avec des faisceaux de rayons X en kilovoltage allant jusqu'à 225 kVp, des différences importantes existent dans leur configuration (voir Figure 1) et peuvent nécessiter des considérations particulières pour certaines expériences. Le système 1 possède une distance source-axe (SAD) de 35 cm et utilise une approche de tomodensitométrie en cône centrée sur la platine, qui exige que l'objet tourne pendant l'acquisition. Le système 2 a une SAD plus courte de 30 cm et utilise un système de délivrance basé sur un portique, qui fait tourner le faisceau autour de l'objet pendant le balayage. À ce jour, le système 1 a été utilisé pour irradier des souris et des rats, tandis que le système 2 (y compris ses anciennes versions) a été utilisé pour irradier des souris, des rats et des canaris^12,13,14. Un protocole complet d'imagerie, de planification du traitement et de délivrance de celui-ci prend environ 30 minutes par sujet sur ces systèmes. Toutefois, le flux de travail peut être raccourci selon le protocole suivi. Par exemple, certains protocoles peuvent permettre d'utiliser un plan générique unique pour tous les animaux d'un lot, ce qui supprimerait l'étape de planification du traitement et réduirait la durée totale de l'expérience. Comprendre comment les différences entre les irradiateurs influencent le débit de dose, la définition du champ, le dégagement géométrique et les contraintes de flux de travail permet de choisir le système le mieux adapté aux besoins techniques et expérimentaux. Un résumé des principales spécifications physiques et opérationnelles des systèmes 1 et 2 est fourni dans Tableau 1.

Un résumé du flux de travail global pour une étude typique impliquant l'irradiation de petits animaux est présenté (voir Figure 2). Ce protocole décrit la mise en œuvre méthodologique du Système 1 et du Système 2 pour des études précliniques de radiothérapie assistée par imagerie. Il présente la configuration des systèmes, les flux de travail d'imagerie, les procédures de planification du traitement et les considérations relatives à la délivrance de l'irradiation afin de soutenir des expériences reproductibles et pertinentes sur le plan clinique chez les petits animaux.

Protocole

Toutes les études sur les animaux ont été réalisées avec l'approbation du comité institutionnel de soins et d'utilisation des animaux (IACUC). Les réactifs et l'équipement utilisés sont listés dans le Tableau des matériaux.

1 Système 1

1. Préchauffage (17,5–72 min)
   NOTE : Pendant l'installation et la mise en service, l'agent de sûreté nucléaire de l'établissement (RSO) doit effectuer une mesure de rayonnement afin de s'assurer que les fuites de rayonnement à l'extérieur de l'enceinte sont inférieures aux seuils de dose par heure et de dose par semaine. Avant de mettre le système sous tension, l'utilisateur doit suivre les instructions de sécurité relatives aux rayonnements fournies par l'agent de sûreté nucléaire de l'établissement.
   1. Commencez par placer la clé du Module Processor (MP1) en position 0 (9 heures). Sur la machine System 1, appuyez sur le bouton vert de démarrage. Mettez les boutons des lumières de l'enceinte et des lasers en position marche. Tournez la clé MP1 en position veille (12 heures).
   2. Le contrôleur de journalisation MP1 peut afficher 810 (17,5 min) ou 811 (72 min), selon le moment où l'appareil a été utilisé pour la dernière fois. Si aucun programme de préchauffage n'est affiché, sélectionnez Set et entrez 810. Appuyez sur Enter.
   3. Insérez le filtre en cuivre de 0,15 mm (voir Figure 3) dans la fente du filtre située sur la tête du bras. Insérez le collimateur de 0,5 mm dans le support et serrez la vis pour le fixer.
   4. Tournez la clé MP1 en position haute énergie (3 heures). Sélectionnez le bouton vert X-ray On pour démarrer le préchauffage.
2. Séquence d'initialisation et étalonnage du détecteur (5 min)
   1. Ouvrez Software 1 (voir Tableau 1).
   2. Une fenêtre contextuelle demandera de régler la platine rotative. Appuyez sur Ok et attendez que la platine atteigne son origine.
   3. Dans Software 1, assurez-vous que la case « Moteurs activés » est cochée.
   4. Attendez l'affichage du message « Homing Complete ».
   5. Sous Imaging et Robotics Control, saisissez 90 dans la case Gantry demand et appuyez sur Move.
   6. Ouvrez la porte de l'enceinte System 1. Faites glisser le couvercle de la fenêtre CT vers le haut et tirez l'unité CT vers l'avant jusqu'à ce qu'elle se verrouille. Assurez-vous que toutes les couches ont été retirées de la plateforme. Retirez en les faisant glisser le collimateur et son support de la tête du bras. Insérez le filtre en aluminium de 1 mm pour l'imagerie.
   7. Dans Software 1, sous Technique Presets, sélectionnez Mouse CT Imaging puis appuyez sur Apply.
   8. Dans la barre d'outils, sélectionnez Detector puis Detector calibration pour démarrer l'étalonnage.
3. Imagerie CT en cône pour souris (10 min, y compris l'anesthésie)
   1. Placez la souris dans une enceinte pour l'anesthésier conformément au protocole de recherche approuvé.
   2. Ouvrez la porte de l'enceinte. Placez la couche sur la plateforme et fixez-la en serrant la vis. Placez le lit pour rongeur sur la couche et fixez-le avec du ruban adhésif. Fixez le tube d'isoflurane à l'extrémité du lit et ouvrez le gaz.
   3. Placez la souris sur le lit en position ventrale ou dorsale selon le protocole expérimental.
   4. Dans Software 1, sous Imaging and Robotics Control, sélectionnez le dossier du chercheur principal et de l'étude. Sélectionnez CBCT Acquisition.
   5. Donnez un nom au scan. Sélectionnez le protocole de reconstruction souhaité, le nombre de projections 2D (par défaut 360) et la vitesse de la couche (par défaut 1,5 degrés/s). Sélectionnez OK. Surveillez la webcam affichée à l'écran du logiciel pour vous assurer qu'aucune collision ne se produit. Si une collision semble imminente, appuyez sur Stop pour arrêter le bras.
4. Traitement (10 min)
   1. Une fois l'imagerie terminée, fermez la fenêtre Software 2. Ouvrez Software 3. Sous Experiment, sélectionnez le dossier du chercheur principal. Sous Scan, sélectionnez le numéro de la souris et appuyez sur Load Reconstruction.
   2. Le CBCT s'affichera sur trois panneaux. Appuyez sur Adjust Window. En maintenant le bouton gauche de la souris enfoncé, placez le curseur sur l'image et faites-le glisser vers le bas et vers la gauche pour ajuster la fenêtre du CT.
   3. Une fois les densités ajustées, utilisez le bouton droit de la souris et faites glisser vers le bas pour agrandir l'image. Appuyez sur la molette et faites glisser pour déplacer l'image. Pour évaluer la qualité de l'image, vérifiez qu'il n'y a pas d'artéfacts près de la cible et que celle-ci peut être délimitée des OAR environnants. Une fois satisfait, appuyez sur Register.
   4. Si vous utilisez un plan prédéfini, sous Select Reference Plan, recherchez et chargez le plan, puis appuyez sur Create. Si vous créez un nouveau plan, laissez le champ Select Reference Plan sur None.
   5. Sélectionnez Define Contours. Sous Segmentation Thresholds, ajustez les seuils de segmentation pour l'air, le poumon, la graisse, le tissu et l'os. Sous Edit Contours, pour chaque organe d'intérêt, sélectionnez Add, puis délimitez l'organe à l'aide de l'outil Paint. Ajustez le diamètre du pinceau selon vos besoins. Un organe peut être contourné tranchée par tranchée puis interpolé, ou à l'aide de l'outil pinceau sphérique.
   6. Sélectionnez Treatment Planning. Si vous utilisez un plan prédéfini, faites glisser chaque isocentre au centre de l'organe cible et ajustez-le dans les trois vues. Si vous créez un nouveau plan, sous Targets, appuyez sur le signe vert plus pour chaque isocentre souhaité et déplacez l'isocentre vers la cible.
   7. Pour chaque cible, définissez la dose en double-cliquant sur le champ Dose. Sous Beams, appuyez sur le signe vert plus avec un B pour ajouter un faisceau statique ou sur le signe vert plus avec un A pour ajouter un arc. Réglez le poids du faisceau, le collimateur et l'angle du bras pour chaque faisceau. Pour ajouter un faisceau à un autre isocentre, sélectionnez cet isocentre sous Targets afin qu'il soit surligné en violet, puis ajoutez le faisceau.
   8. Sous Dose, sélectionnez le Dose Engine souhaité (Superposition Convolution ou Monte Carlo). Sélectionnez Compute Dose.
   9. Sélectionnez Verify. Sélectionnez Compute Isodoses et Compute DVH. Vérifiez que le plan et
      ​les DVH délivrent la dose souhaitée aux cibles et aux OAR (voir Figure 4).
   10. Ouvrez la porte de l'enceinte. Retirez le filtre en aluminium et insérez le filtre en cuivre. Insérez le collimateur dans le support et faites glisser l'unité vers l'arrière jusqu'à ce qu'elle soit verrouillée dans la tête du bras. Abaissez le couvercle de la fenêtre CT et poussez-le vers l'arrière jusqu'à ce qu'il se verrouille.
   11. Sélectionnez Execute et Execute Beam.
   12. Depuis Software 1, une fenêtre contextuelle affichera la position cible de la couche et du bras. Assurez-vous que la rotation de la couche est à 0 pour éviter toute collision, puis appuyez sur OK. Une autre fenêtre affichera la taille du collimateur et le type de filtre. Appuyez sur OK, et le faisceau démarrera automatiquement.
   13. Surveillez la webcam sur Software 1 pour vous assurer qu'aucune collision ne se produit.
   14. S'il y a plusieurs faisceaux, une fois la délivrance du faisceau précédent terminée, sélectionnez Execute Beam et répétez l'étape 1.4.11.
   15. Ouvrez la porte de l'enceinte, retirez la souris actuelle du lit et remettez-la dans sa cage.
   16. Pour passer à l'animal suivant, répétez les étapes 1.3 et 1.4.
5. Après traitement (3 min)
   1. Une fois le dernier animal traité, dans le panneau Imaging and Robotics Control, réglez l'angle du bras à 90° et mettez tous les autres champs de mouvement à 0. Sélectionnez Move. Une fois le mouvement terminé, fermez le logiciel System 1. Lorsque vous êtes invité à ramener la plateforme à son origine, sélectionnez Yes.
   2. Retirez le lit, le collimateur et le filtre de l'enceinte. Assurez-vous que le couvercle de la fenêtre CT est fermé et repoussé en position rangée.
   3. Repositionnez la clé MP1 en position 0 (9 heures). Appuyez sur le bouton rouge Stop de System 1.

2 Système 2

1. Préchauffage (35 min)
   1. Lors de l'installation et de la mise en service, l'agent de sûreté nucléaire de l'établissement (RSO) doit effectuer une surveillance radiologique afin de s'assurer que les fuites de rayonnement à l'extérieur de l'enceinte sont inférieures aux seuils de dose par heure et de dose par semaine. Avant de mettre le système sous tension, l'utilisateur doit suivre les instructions de sécurité radiologique fournies par l'agent de sûreté nucléaire de l'établissement.
   2. Ouvrir la porte de l'enceinte et s'assurer qu'il n'y a ni table ni collimateur fixé à la tête du bras.
   3. Sur la machine System 2, tourner la clé d'alimentation du système, des lumières et des lasers vers la position marche.
   4. Tourner la clé d'alimentation de la console vers la position marche.
   5. Sur la tête du bras, ouvrir le loquet du logement du filtre et insérer soit le filtre en cuivre de 0,3 mm, soit le filtre en aluminium de 2 mm, jusqu'à ce que le filtre s'encliquète en place (voir Figure 3).
   6. Ouvrir Software 4 et la Webcam.
   7. Sélectionner Rayons X, Non traitement et Démarrer le préchauffage pour les rayons X primaire (20 min) et microfocal (15 min).
2. Imagerie de tomodensitométrie à faisceau conique pour souris (10 min, y compris l'anesthésie)
   1. Placer la souris dans une enceinte pour l'anesthésier conformément au protocole de recherche approuvé.
   2. Ouvrir la porte de l'enceinte. Insérer le filtre en aluminium de 2 mm dans le logement du filtre s'il n'est pas déjà en place.
   3. Fixer la table sur la plateforme en appuyant sur la goupille de dégagement rapide et en alignant la goupille avec le trou au centre de la plateforme.
   4. Fixer le lit sur la table à l'aide de ruban adhésif. Fixer le tube d'isoflurane à l'extrémité du lit avec du ruban adhésif et ouvrir le gaz.
   5. Placer la souris sur le lit en position ventrale ou dorsale selon le protocole expérimental.
   6. Ouvrir Software 5. Dans la catégorie Administration du rayonnement, sélectionner Ciblage CT avec un protocole manuel ou de traitement.
   7. Sur la page de sélection de l'animal, sélectionner le dossier du chercheur principal et de l'étude, puis créer un nouveau fichier pour l'animal. Cliquer sur Suivant.
   8. Dans Configuration de l'animal, cliquer sur Suivant. Pour le type de scout, cliquer sur Passer.
   9. Choisir la Sélection prédéfinie en fonction du type de tissu cible et cliquer sur Suivant. (par défaut : 40 kV, 2 mA, 60 s pour les tissus mous).
   10. Vérifier que le filtre approprié pour la qualité de faisceau prévue est inséré et confirmer que l'état du filtre affiché est vert.
   11. Sélectionner Démarrer pour commencer la numérisation CT. L'obturateur s'ouvrira et se refermera automatiquement.
   12. Utiliser la webcam pour s'assurer que le bras ne heurtera pas la table ou l'animal pendant sa rotation de 360°. Si une collision semble imminente, appuyer sur le bouton d'arrêt d'urgence rouge sur la console, et le bras s'arrêtera.
   13. Lorsque la numérisation CT est terminée, cliquer sur Suivant. La numérisation CT acquise apparaîtra sous forme de trois panneaux pour les vues coronale, sagittale et axiale. Zoomer et faire défiler les coupes acquises sur chaque panneau pour ajuster si nécessaire.
   14. Utiliser la souris pour déplacer le réticule jusqu'au centre isocentrique cible. Sélectionner Déplacer la plateforme. Si nécessaire, sélectionner Numériser à nouveau pour vérifier la position cible. Cliquer sur Suivant.
   15. Sur la page Exporter, cliquer sur Go pour exporter le fichier DICOM.
   16. Si vous créez un nouveau plan de traitement, passez à l'étape 4. Si vous utilisez un plan existant ou manuel, passez à l'étape 5.
3. Planification avancée du traitement (10 min)
   1. Ouvrir Software 6. Sélectionner le dossier contenant les fichiers DICOM et cliquer sur Importer les données sélectionnées.
   2. Une fois le DICOM chargé, cliquer sur l'onglet CT2MD.
   3. Faire glisser la barre de densité jusqu'à ce que le tissu du rongeur soit visible.
   4. Cliquer sur l'onglet Délimitation. Pour ajouter des contours, sélectionner Ajouter. Nommer le contour et préciser son type dans le menu déroulant Type.
   5. Sélectionner l'outil souhaité (pinceau ou ligne) et choisir Automatique. Dessiner ou tracer le contour de l'organe souhaité. Utiliser la barre de défilement pour passer d'une image à l'autre et poursuivre le tracé de l'organe. Tracer davantage d'images peut améliorer la précision de l'interpolation. Une fois le dernier cadre de l'organe tracé, sélectionner Interpoler.
   6. Parcourir à nouveau les images pour s'assurer que l'interpolation a correctement délimité l'organe et corriger les images qui s'écartent du tracé.
   7. Cliquer sur l'onglet Planification. Cliquer sur Ajouter pour ajouter un isocentre au plan. Aligner cet isocentre sur la cible souhaitée dans les plans coronal et axial, puis saisir la dose attendue (Gy) à l'isocentre.
   8. Pour ajouter des faisceaux, sélectionner Ajouter sous Faisceaux. Choisir entre statique et dynamique et ajuster les angles selon les besoins. Si nécessaire, choisir un angle de table. Sélectionner le collimateur selon les paramètres de planification.
   9. Dans Calcul, sélectionner Démarrer les calculs. Augmenter le nombre d'historiques/surface améliore la précision de l'algorithme. D'autres paramètres Monte Carlo peuvent être ajustés selon les besoins ; toutefois, cela dépasse le cadre du protocole. Une fois terminé, l'écran affichera la coupe volumique. Sélectionner les onglets pour afficher l'histogramme volumique de dose (DVH) et les métriques volumiques de dose (DVM) (voir Figure 5).
   10. Revenir à Planification pour effectuer les modifications nécessaires.
   11. Dans Évaluation, vérifier la durée d'irradiation, la dose à l'isocentre, le DVH et les DVM.
   12. Sélectionner Exporter les données. Nommer le fichier et sélectionner Exporter vers le fichier pour générer un fichier .ini.
4. Traitement (10 min)
   1. Ouvrir la porte de l'enceinte, retirer le filtre en aluminium de 2 mm, puis insérer le filtre en cuivre de 0,3 mm et le collimateur conformément au protocole expérimental.
   2. Revenir au Programme System 2.
   3. Pour un protocole manuel, sur l'écran du constructeur de traitement, sélectionner la taille du foyer (petite ou grande), le filtre (0,3 mm Cu), le potentiel souhaité (kVp), le courant (mA) et la durée de traitement (s). Sélectionner la taille et la forme du collimateur (circulaire, carrée, rectangulaire ou motorisée). Sélectionner l'angle du bras. Si souhaité, ajouter un faisceau opposé parallèle.
   4. Pour un protocole de traitement, dans l'onglet Sélection du protocole, cliquer sur Charger le protocole et sélectionner le fichier .ini de l'étape 4. Vérifier le nom du plan et les paramètres en cochant la case Afficher les détails du protocole. Cliquer sur Suivant.
   5. Sélectionner Démarrer le traitement puis Démarrer le faisceau. S'il y a plus d'un faisceau, une fois le faisceau précédent délivré, sélectionner Démarrer le faisceau pour commencer le suivant. Surveiller la webcam pour s'assurer qu'aucune collision ne se produit.
   6. Ouvrir la porte de l'enceinte, retirer la souris actuelle du lit et la remettre dans sa cage.
   7. Pour passer à l'animal suivant, répéter les étapes 2.2 à 2.4.
5. Après le traitement (3 min)
   1. Une fois le dernier animal traité, retirer le lit et la table de la plateforme. Retirer le filtre et le collimateur du bras.
   2. Repositionner le bras à 0° et la plateforme à la position (0 mm, 0 mm, 0 mm) à l'aide de Software 4. Fermer les portes de l'enceinte. Fermer Software 5.
   3. Éteindre la clé d'alimentation de la console. Sur la machine System 2, tourner la clé des lumières et des lasers, puis mettre l'alimentation du système en position arrêt.

Résultats

Le tube à rayons X System 1 peut générer une tension de 20 à 225 kVp avec un débit de dose de 2,6 Gy/min à une profondeur de 1 cm dans un fantôme en matériau équivalent à l’eau, pour un champ de 10 × 10 mm² et une distance source-peau (SSD) de 33 cm. L’épaisseur de demi-atténuation (HVL) du faisceau est de 0,73 mm Cu à 220 kVp et de 2,15 mm Al à 60 kVp¹⁵. Pour la collimation, le System 1 utilise plusieurs étages en laiton afin de réduire la pénombre. Deux blocs de laiton coulissants permettent de bloquer le faisceau pendant la génération et la stabilisation du courant. Des buses de collimation interchangeables sont utilisées pour l’irradiation. Les filtres sont constitués de 0,15 mm de cuivre et de 1 mm d’aluminium.

Les sujets couramment traités incluent les souris et les rats, et les sites traités comprennent le cœur, le foie, le flanc, le poumon, le pancréas, la jambe, le cerveau et le duodénum^16,17. Les doses précédemment utilisées variaient de 0,2 à 60 Gy, à l’aide de 1 à 6 faisceaux, combinant des types de faisceaux statiques et en arc. Un exemple de plan de traitement prescrivant 2 Gy à l’ensemble du cerveau d’une souris est présenté (voir Figure 4). Ce plan de traitement utilise un faisceau à un angle de gantry de 0° avec un collimateur de 10 × 10 mm². La moelle épinière supérieure a été délimitée manuellement comme organe à risque (OAR), et le DVH montre qu’environ 20 % de l’OAR reçoit 0,5 Gy.

La porte du cabinet du système 1 comporte une fenêtre équivalente au plomb pour la visualisation. La distance source-axis (DSA) du système 1 est de 35 cm, et la distance source-détecteur (DSD) est de 53 cm. Pendant l'imagerie CBCT, la table du système 1 effectue une rotation de 360°. Cela permet d'obtenir une image CBCT avec une précision de positionnement d'environ 0,2 mm¹⁸. Après le traitement, le système 1 génère un fichier journal qui rend compte de la configuration du faisceau, incluant le nombre de faisceaux, les positions de la table et du bras, la DSS, le poids relatif des faisceaux et la durée d'irradiation (voir Figure 6). Il documente également les coordonnées de l'isocentre, la dose prescrite, l'identifiant du plan et les métadonnées de planification pertinentes, telles que les noms des contours et les valeurs seuils de segmentation.

Le tube à rayons X System 2 peut générer une tension de 10 à 225 kVp avec un débit de dose de 2,7 Gy/min à une profondeur de 1 cm dans un fantôme en matériau équivalent à l'eau, en utilisant un champ de 10 × 10 mm² et une distance source-surface de 29 cm. La demi-épaisseur de valeur (HVL) du faisceau est de 0,95 mm Cu à 225 kVp et de 2,8 mm Al à 100 kVp. Pour la collimation, le System 2 comprend un collimateur modulaire et un support de filtres fixés au tube à rayons X. Les collimateurs intègrent des dispositifs secondaires de réglage afin de réduire la pénombre, les cônes étant constitués de laiton et de plomb. Une distance libre de 7 cm sépare le collimateur de l'axe. Les filtres sont composés de 0,3 mm de cuivre et de 2 mm d'aluminium.

Les sujets couramment traités incluent les souris et les rats, et les sites traités comprennent la tête et le cou¹⁹, le cœur, le flanc, le cerveau, le pancréas, les reins et les glandes salivaires. Les doses précédemment utilisées variaient de 2 à 60 Gy avec 1 à 2 faisceaux, combinant des types de faisceaux statiques et en arc. Un exemple de plan de traitement prescrivant 2 Gy à l'ensemble du cerveau d'une souris est présenté (voir Figure 5). Ce plan de traitement utilise deux faisceaux à des angles de gantry de 90° et 270°, avec un collimateur de 10 × 10 mm². La moelle épinière supérieure a été délimitée manuellement comme organe à risque (OAR), et le DVH montre qu’environ 20 % de cet organe reçoit 0,5 Gy.

La distance SAD du système 2 mesure 30 cm, et la distance SDD est de 62 cm. Pour le système 2, le portique et la fenêtre CT effectuent une rotation de 360° autour de la table. Cela permet d'obtenir une image de tomodensitométrie conique (CBCT) avec une précision d'inscription de 0,2 mm, selon le fabricant. Après le traitement, le système 2 génère un fichier journal qui rapporte les paramètres de délivrance, notamment le nombre de faisceaux, le poids relatif des faisceaux, la durée d'irradiation, l'angle du portique et le sens de rotation, l'énergie du faisceau (kVp), le courant du tube (mA), la taille du foyer, la position de la table, ainsi que le matériau et l'épaisseur du filtre. Ce fichier inclut également le type de rayonnement et les métadonnées de planification.

Figure 1 : Configurations du système pour le système 1 et le système 2. Les panneaux (A–C) montrent le système 1, et les panneaux (D–F) montrent le système 2. (A,D) Vues extérieures de chaque plateforme avec les dimensions annotées (hauteur, largeur et profondeur). (B,E) La configuration interne pendant l'acquisition d'images, incluant la rotation de la table (B) et la rotation du bâti porte-détecteur (E). Une souris anesthésiée est représentée dans le système 1 (B), et un fantôme de souris est représenté dans le système 2 (E). (C,F) La configuration interne pendant la délivrance du traitement, mettant en évidence le dispositif thérapeutique avec le matériel de collimation en place dans chaque système. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : Le diagramme résume le flux de travail expérimental complet, regroupé en activités préalables à la procédure, procédures dépendant de l'appareil et évaluation post-procédure. Les flèches indiquent la séquence procédurale du flux de travail. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Matériaux utilisés pour la configuration du traitement. Les panneaux (A–C) montrent les composants du système 1, et les panneaux (D–F) montrent les composants du système 2. (A,D) Ensemble de collimateurs disponibles en différentes tailles et formes. (B,E) Table d'appoint pour animal utilisée pour le positionnement en imagerie et en traitement. (C,F) Filtres en Al et en Cu. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Vues d'évaluation du plan du système 1. (A) Histogramme dose-volume (DVH) pour un plan de traitement du cerveau entier. La cible (ligne verte) correspond au cerveau entier, et l'ORG (ligne jaune) est la moelle épinière supérieure. (B) Vue axiale (transversale) de la distribution de dose calculée superposée au jeu de données d'imagerie. (C) Vue sagittale de la distribution de dose calculée. (D) Vue coronale de la distribution de dose calculée. Le cerveau est délimité en vert, et les bords du faisceau sont tracés en violet (B–D). Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Figure 5 : Vues d'évaluation du plan du système 2. (A) Histogramme dose-volume (DVH) pour un plan de traitement du cerveau entier. La cible (ligne rouge) est le cerveau, et l'organe à risque (OAR, ligne blanche) est la moelle épinière supérieure. (B) Vue axiale de la dose dans le plan vertical × latéral. (C) Vue sagittale de la dose dans le plan vertical × longitudinal. (D) Vue coronaire de la dose dans le plan latéral × longitudinal. La trajectoire du faisceau est indiquée en bleu (B–D). Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Figure 6 : Fichiers journaux de traitement pour le système 2 et le système 1. (A) Fichier journal du système 1 indiquant des informations analogues sur le traitement et la délivrance du faisceau. (B) Fichier journal du système 2 documentant les paramètres de traitement. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Tableau 1 : Résumé des principales spécifications physiques et opérationnelles des systèmes Système 1 et Système 2.Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Discussion

Le domaine de la radiothérapie évolue rapidement, et bien qu'il existe de nombreux essais cliniques en cours, des expériences précliniques reproductibles et précises sont essentielles pour comprendre les mécanismes radiobiologiques qui produisent l'objectif final recherché. Les méthodes d'irradiation des petits animaux à l'aide de sources fixes ou d'irradiation corporelle totale peuvent entraîner une toxicité indésirable²⁰. L'avènement des irradiateurs pour petits animaux guidés par l'image permet un ciblage reproductible et des doses plus faibles aux organes à risque (OAR). Cela simule des paramètres comparables aux traitements des patients et permet d'explorer les mécanismes biologiques avec un risque nettement moindre de toxicité animale et de décès avant l'achèvement du protocole thérapeutique et l'atteinte des points terminaux souhaités. L'utilisation de modèles animaux de petite taille dans les études fondamentales et précliniques est devenue un modèle de recherche fondamental avant la traduction clinique. En raison de leur faible champ de vision et de la taille réduite du détecteur, les systèmes d'irradiation pour petits animaux peuvent atteindre une précision spatiale sub-millimétrique supérieure, ou comparable, à celle des accélérateurs linéaires thérapeutiques²¹. De plus, les appareils de radiothérapie présents dans les cliniques d'oncologie sont réservés aux traitements des patients pendant les heures ouvrables, ce qui limite le temps disponible pour les études précliniques sur animaux. Dans ce contexte, les irradiateurs pour petits animaux offrent aux chercheurs une plateforme dédiée pour réaliser des études radiobiologiques sans perturber le flux de travail clinique.

Les deux systèmes, le système 1 et le système 2, permettent une irradiation guidée par imagerie des petits animaux avec une grande précision et une exactitude submillimétrique²². Bien qu'il existe des similitudes dans le flux de travail global des deux systèmes, des différences essentielles entre eux concernent les techniques d'acquisition utilisées pour la tomodensitométrie conique (CBCT), la qualité du faisceau et le débit de dose.

Dans les deux systèmes, l'imagerie préalable à la planification est réalisée à l'aide d'un filtre Al et sans matériel de collimation du faisceau, tandis que l'administration du faisceau thérapeutique s'effectue à l'aide d'un filtre Cu et à travers un matériel dédié de mise en forme du faisceau. Par conséquent, il convient de faire preuve de prudence afin de s'assurer que le matériel de collimation du faisceau et le filtre appropriés sont utilisés pour chaque tâche. Les filtres du système 2 sont équipés de capteurs intégrés qui communiquent avec le logiciel et indiquent lequel est en place. Cette fonctionnalité est absente du système 1, et aucun verrouillage n'est prévu en cas d'irradiation si le mauvais filtre est inséré.

Pour la planification du traitement, le logiciel du système 1 peut utiliser un plan antérieur comme modèle et calculer de nouvelles durées d'irradiation des faisceaux à partir de la nouvelle acquisition de scanner CT. Cette fonctionnalité est absente du système 2, qui exige la création d'un nouveau plan pour chaque acquisition ou l'utilisation des paramètres d'un plan précédent, nécessitant ainsi un compromis entre précision et débit. Pour les deux appareils, l'une des étapes comportant la plus grande incertitude est le délinéation manuelle, qui doit être effectuée avec précaution afin d'assurer la précision spatiale de la dose dans la région ciblée. Les calculs de dose en planification du traitement supposent une cohérence de l'appareil, et pour les deux systèmes, des procédures régulières d'assurance qualité doivent être réalisées afin d'évaluer la constance du débit. Si l'écart du débit dépasse la tolérance autorisée, l'entreprise fournisseur doit être contactée afin de recalibrer l'appareil si nécessaire. L'assurance qualité est effectuée conformément aux recommandations du fournisseur et de l'institution .

Pour chaque animal, les étapes manuelles requises comprennent le remplacement des filtres en aluminium et en cuivre entre l'imagerie et le traitement, l'ajout ou le changement de collimateur, l'alignement de l'animal, l'irradiation et le retrait de l'animal. À ce jour, aucun rapport n'existe sur l'utilisation d'outils automatisés pour l'un ou l'autre système afin d'effectuer ces étapes précédemment mentionnées. Dans le système 1, le panneau de tomodensitométrie à faisceau conique (CBCT) doit également être ouvert ou fermé et déplacé entre l'imagerie et le traitement. Comme mentionné précédemment, si le protocole autorise une marge d'exactitude plus grande, certaines étapes peuvent être omises afin d'améliorer l'efficacité. Si l'on utilise un plan de traitement antérieur ou générique, la planification du traitement peut être omise. Pour l'un ou l'autre appareil, un opérateur suffit. Toutefois, l'efficacité du flux de travail peut être accrue grâce à un personnel supplémentaire. Par exemple, un utilisateur peut se concentrer sur la commande de l'appareil et le remplacement du filtre et du collimateur, tandis que l'autre surveille l'anesthésie et effectue le changement des sujets.

Pour les deux appareils, un problème potentiel est la possibilité d'une collision entre le portique et la table, car une telle collision peut affecter l'alignement de l'isocentre et nécessiter une requalification. Pour cette raison, les deux appareils sont équipés d'une caméra qui doit être surveillée chaque fois que le portique est en mouvement. Si l'utilisateur soupçonne une collision possible entre le portique et la table, l'opérateur doit immédiatement appuyer sur le bouton d'arrêt des rayons X dans le logiciel de commande. Si le système ne répond pas, ou s'il y a un danger pour l'opérateur ou le sujet, l'opérateur doit appuyer sur le bouton physique rouge d'arrêt d'urgence. Cela coupera toute l'alimentation du système. L'utilisateur doit ensuite réinitialiser le bouton et redémarrer le système. Étant donné que le sujet a été partiellement irradié, l'opérateur doit consulter le chercheur principal afin de déterminer la conduite à tenir pour le sujet.

Un autre problème potentiel est une irradiation incorrecte si le mauvais filtre ou collimateur est inséré. Bien que cela soit idéalement évité en vérifiant le dispositif avant l'irradiation de chaque sujet, l'attachement du filtre et du collimateur étant des étapes manuelles devant être effectuées entre l'imagerie et le traitement, une irradiation incorrecte reste possible. Le numéro du sujet doit être noté et signalé au chercheur principal pour surveillance. Un dernier problème fréquent est une dose trop élevée reçue par un organe à risque (OAR) lors de l'élaboration du plan de traitement. De façon similaire aux plans cliniques, des modifications doivent être apportées aux paramètres du faisceau, notamment en ajoutant des faisceaux supplémentaires selon des angles différents ou en passant à un plan dynamique. La position du sujet sur la table peut également être ajustée.

Les deux systèmes possèdent une résolution d'imagerie CBCT comparable et permettent l'imagerie micro-CT, la fluoroscopie et la bioluminescence, qui n'ont pas été abordées dans ce protocole. Le système 1 est équipé d'un collimateur variable motorisé, un système de collimation spécialisé permettant une irradiation conformationnelle et non coplanaire, tandis que le système 2 dispose d'un collimateur ajustable automatisé qui crée des champs rectangulaires rotatifs. Pour la planification du traitement, le système 1 peut être utilisé avec le logiciel 3, SmART-XPS ou micro-Raystation. Le système 2 est compatible avec le logiciel 6 ou micro-Raystation.

Le protocole décrit ici convient particulièrement à la recherche radiobiologique systématique utilisant des systèmes d'irradiation pour petits animaux à des débits de dose conventionnels et des champs spatialement uniformes. Ce protocole ne couvre pas la radiothérapie fractionnée spatialement (SFRT) ni la radiothérapie à débit de dose ultra-élevé (UHDR), car ces deux appareils ne sont pas conçus pour ce type d'études²³. La société fournisseur du système 1 a développé une plateforme préclinique dédiée à la recherche FLASH, avec des travaux en cours pour valider le système dans le cadre d'études UHDR²⁴. La société fournisseur du système 2 a également mis au point un nouveau système en armoire permettant la délivrance de doses conventionnelles et UHDR. Certains auteurs ont travaillé à la conception de nouveaux collimateurs pour la SFRT et modifié la distance source-surface (SSD) afin d'augmenter le débit de dose^25,26,27. Les applications futures sur les systèmes actuels incluent l'évaluation des capacités maximales de débit de dose à SSD réduit, ainsi que des comparaisons dosimétriques entre les deux appareils à l'aide d'un même plan de traitement. D'autres travaux pourraient également inclure l'évaluation des contraintes physiques du système sur d'autres modèles de petits animaux, tels que les lapins.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
MuriPlan v3.0.0	Logiciel 3	Xstrahl	MuriPlan
MuriSlice v3.2.6	Logiciel 2	Xstrahl	MuriSlice
PilotXRadConsole v1.30.3.5	Logiciel 4	Precision X-Ray	PilotXRadConsole
SARRP Control Software v4.3.1	Logiciel 1	Xstrahl	SARRP CS
Plateforme de recherche sur la radiothérapie pour petits animaux	Système 1	Xstrahl	SARRP
Systèmes de radiothérapie pour petits animaux	Système 2	Precision X-Ray	SmART+
SmART+ v1.30.3.5	Logiciel 5	Precision X-Ray	SmART+
SmART-Planification avancée du traitement v24.1.3.240826	Logiciel 6	Precision X-Ray	SmART-ATP