Une méthode de télémétrie avec veste pour le suivi de l'adaptation cardiorespiratoire pendant l'exercice chez le rat

Résumé

Ce protocole de télémétrie non invasive avec gilet permet la surveillance simultanée de l'adaptation cardiorespiratoire et locomotrice pendant l'exercice chez le rat. En évitant l'implantation chirurgicale, cette approche permet des mesures physiologiques répétées sur les mêmes animaux, offrant ainsi un outil fiable pour la recherche et l'enseignement en physiologie de l'exercice.

Résumé

L'évaluation de l'adaptation cardiorespiratoire au cours de l'exercice n'est pas seulement cruciale pour l'étude de l'adaptation physiologique à l'entraînement physique, mais également essentielle pour la recherche préclinique, car les mesures au repos peuvent masquer des phénomènes physiologiques sous-jacents. Toutefois, les méthodes précliniques conventionnelles, telles que la télémétrie chirurgicalement implantée ou les chambres hermétiques, présentent des contraintes importantes. Pour surmonter ces limitations, nous présentons une méthodologie sans chirurgie utilisant un système de télémétrie intégré à une veste, permettant la surveillance simultanée de la fréquence cardiaque (FC), de la fréquence respiratoire (RespR) et de l'activité locomotrice (AL) chez des rats pendant un exercice forcé sur tapis roulant. Le protocole implémente un processus d'acclimatation en deux phases conçu pour assurer à la fois une performance adéquate à la course des animaux et l'intégrité des données : premièrement, l'habituations à porter la veste de télémétrie, qui intègre des capteurs de pléthysmographie inductive respiratoire et des électrodes de cardiogramme cutanées ; deuxièmement, une habituation de deux semaines (cinq jours par semaine) à l'exercice sur tapis roulant. Nous détaillons les procédures du matériel et les étapes essentielles de contrôle qualité, incluant la vérification en temps réel des signaux, afin de minimiser le stress animal et garantir des données physiologiques fiables et peu bruitées. Nous fournissons également des exemples représentatifs de signaux pour aider les utilisateurs à obtenir une qualité élevée des données, notamment pendant les protocoles d'exercice, mais aussi dans d'autres contextes expérimentaux. Lorsqu'il est correctement mis en œuvre, ce protocole permet une surveillance constante à des vitesses allant jusqu'à 40 cm.s⁻¹, permettant la quantification des variations de la FC, de la RespR et de l'AL par rapport à la ligne de base. En éliminant le recours à des interventions chirurgicales, ce protocole respecte fortement les principes éthiques des 3R (réduire, raffiner, remplacer). Bien que les techniques décrites ici se concentrent sur l'exercice, elles présentent des applications potentielles dans divers domaines, notamment la caractérisation cardiorespiratoire complète, la formation à la manipulation animale, la surveillance du bien-être, ainsi qu'en physiologie, pharmacologie ou éducation.

Introduction

L'élaboration de modèles fournissant des aperçus précieux sur l'évolution dynamique de la physiologie de l'exercice revêt une importance majeure dans de nombreux domaines, tels que l'entraînement et la performance, ou encore la prévention des maladies et la réadaptation. Parmi les effets physiologiques associés à l'exercice, la compréhension des adaptations des fonctions cardiaque et respiratoire constitue un élément crucial dans les contextes sportifs (entraînement/performance) et cliniques (prévention/réadaptation), afin de concevoir des programmes d'entraînement ou de réadaptation spécifiques et personnalisés. Il est donc essentiel de poursuivre l'analyse des mécanismes sous-jacents aux adaptations cardiorespiratoires à l'exercice. À cet effet, les modèles animaux, notamment les rongeurs, sont désormais largement utilisés dans la recherche préclinique destinée à étudier l'effet de l'exercice sur les fonctions cardiaque et respiratoire. En effet, non seulement ils permettent d'évaluer les adaptations cardiorespiratoires à l'exercice¹, mais ils sont également indispensables pour étudier des phénomènes physiopathologiques potentiellement masqués au repos^2,3. Néanmoins, l'acquisition de données physiologiques pertinentes durant l'exercice représente un défi technologique important. Pour que les données recueillies soient physiologiquement significatives, le processus d'acquisition doit être aussi peu invasif que possible. Idéalement, la surveillance devrait s'effectuer sans interférer avec les activités du sujet ou de l'animal, et les mesures ne devraient pas être altérées par des artefacts liés au mouvement. Actuellement, en recherche préclinique, aucun dispositif de mesure unique ne répond pleinement à ces exigences essentielles.

En outre, un dispositif idéal devrait respecter les principes éthiques des 3R (remplacer, réduire, raffiner), qui encadrent la recherche préclinique sur les animaux⁴. Ces principes, conjugués au contexte socio-économique actuel de l'utilisation des animaux dans la recherche et l'enseignement, soulignent la nécessité de développer des outils et des modèles d'étude permettant une utilisation plus efficace et plus responsable des animaux. À cette fin, la conception et l'utilisation de dispositifs et de capteurs portables apparaissent comme une priorité.

Aujourd'hui, les principales méthodes disponibles pour évaluer directement les fonctions cardiaque et ventilatoire chez les rongeurs ne peuvent pas être utilisées efficacement dans les protocoles d'exercice en raison de limitations pratiques. Par exemple, les chambres de pléthysmographie totale sans contention sont reconnues comme une approche précise et non invasive pour des mesures longitudinales répétées de la fonction ventilatoire chez des animaux éveillés⁵. Bien qu'elles fournissent des mesures fiables au repos, la locomotion active génère des artefacts de pression et un bruit de signal pouvant compromettre l'interprétation des données respiratoires pendant l'exercice. De même, la télémétrie implantée est établie comme la méthode de référence pour l'étude de la fonction cardiaque chez les rongeurs en liberté de mouvement⁶ et peut être utilisée pour surveiller l'ECG et les paramètres hémodynamiques^2,7. Toutefois, elle présente des contraintes importantes, principalement liées à l'implantation chirurgicale des capteurs et de l'émetteur. En particulier, la douleur postopératoire et les troubles liés à la plaie chirurgicale ou au dispositif implanté doivent être gérés selon des protocoles de soins appropriés^6,8,9. Plus récemment, un nombre croissant d'études se concentre sur des méthodes non invasives. Par exemple, des études ont été menées avec des dispositifs portables de télémétrie ECG utilisés de manière externe chez des cobayes¹⁰, des dispositifs de détection de l'activité respiratoire sans contact basés sur l'effet Doppler¹¹ ou des biosenseurs portables¹². Toutefois, ces techniques de surveillance sont restées jusqu'à présent à un stade de preuve de concept et doivent être davantage développées avant de pouvoir être utilisées à grande échelle. La télémétrie avec gilet, couramment utilisée comme solution non invasive pour l'évaluation cardiorespiratoire chez de grands animaux tels que les chiens ou les primates^13,14, a récemment été adaptée aux rats de laboratoire^15,16,17 et aux miniporcs juvéniles¹⁸. Le système illustré dans Figure 1A–F se compose d'un dispositif radio non invasif et peu contraignant maintenu dans un gilet porté par l'animal. Il permet une surveillance combinée de l'activité cardiaque par ECG cutané, de la fonction respiratoire par pléthysmographie inductive respiratoire (RIP) et de l'activité locomotrice par accélérométrie. Des études antérieures ont démontré la capacité de ce système à surveiller efficacement les variables cardiorespiratoires par rapport aux méthodes invasives^15,16. Plus récemment, son utilisation comme approche complémentaire de surveillance non chirurgicale a été rapportée dans divers contextes, notamment l'évaluation pharmacologique en conditions sociales^17,19 ou les modèles de maladies cardiaques²⁰.

Figure 1 : Vue des composants principaux du système de télémétrie à veste double paroi. (A) Veste instrumentée placée sur son tube d’ajustement, (B) Électrodes Ag/AgCl pour la surveillance de l’ECG, (C) Émetteur radio pour la collecte et la transmission des données, (D) Animal portant la veste et l’émetteur, (E) Système d’acquisition pour le stockage des données et l’exécution du logiciel de télémétrie, (F) Ordinateur connecté via un câble Ethernet, affichant le logiciel de télémétrie à travers une interface utilisateur (UI) web. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Sur la base d'une étude d'évaluation précédente²¹ et d'un protocole d'habituations²², le protocole proposé ici présente une méthodologie affinée et non invasive utilisant un système de télémétrie équipé d'une veste, permettant la surveillance simultanée de la fréquence cardiaque, de la fréquence respiratoire et de l'activité locomotrice chez des rats pendant un exercice progressif.

Protocole

Toutes les expériences ont été réalisées conformément aux réglementations européenne (L276-33 2010/63/UE) et française (AGRG1231951D) concernant la protection et l'utilisation des animaux de laboratoire. Les procédures in vivo de cette étude ont été approuvées par le Comité d'éthique n°012 (Université Grenoble Alpes), accrédité par le ministère français de l'Enseignement supérieur et de la Recherche, sous les références APAFIS#31347-2021042914221915 v2 et APAFIS #52237-2024112821304952 v5.

Figure 2 : Aperçu du protocole expérimental. (A) Protocole expérimental global incluant les phases d’habituations et d’exercice. Le calendrier est indicatif et doit être ajusté en fonction des observations en temps réel et de l’efficacité de l’habituations au cours de l’expérience. Notamment, les animaux peuvent être habitués à la manipulation pendant la phase d’« Acclimatation au vivarium ». (B) Protocole d’exercice typique, comprenant une période de stabilisation post-installation de 60 min, un enregistrement de la ligne de base après 3 min de repos sur le tapis roulant, une phase d’échauffement, un exercice progressif et une phase de récupération. Les périodes d’analyse des données sont indiquées par des carrés rouges clairs. Les paliers de vitesse indiqués sont des suggestions et doivent être adaptés en fonction du modèle animal spécifique et des objectifs expérimentaux. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

1. Modèle animal

1. Utiliser des rats provenant de fournisseurs agréés et habitués aux conditions d'hébergement (1 bar ; 24 °C ; humidité de 40 à 70 % ; cycle lumière/obscurité de 12 h) pendant une semaine, logés par paires dans des cages classiques avec accès libre à la nourriture et à l'eau, et dotés d'enrichissements (matériau pour nicher, objets à ronger, tunnels en carton).
2. Marquer les animaux individuellement (au moyen d'encre sur la queue).

2. Procédure pour l'équipement

1. Épilation : Durée 1 à 2 min par animal
   1. Raser le poil de l'animal une fois par semaine pour garantir un enregistrement ECG réussi.
   2. Afin de minimiser le stress et l'anesthésie le jour de l'expérience, réaliser cette procédure la veille ; elle peut également être effectuée le même jour.
   3. Méthode A (Anesthésie facultative) : Administrer un mélange anesthésique gazeux (1,5 à 5 % d'isoflurane, 20 % d'oxygène et de l'air) et placer le rat en décubitus ventral (couché sur le ventre).
   4. Limitez la durée de l'anesthésie au minimum, généralement 2 à 5 minutes, suffisantes uniquement pour la tonte du pelage.
   5. Raser soigneusement les poils au niveau du thorax dorsal et latéral (Figure 3A), à l’aide d’un coupe-ongles, et marquer la queue avec de l’encre.
      REMARQUE : Une récupération complète et la reprise de la marche surviennent généralement entre 5 et 10 minutes après l'arrêt de l'anesthésie.
   6. S'assurer que l'animal a atteint cet état avant de le ramener à sa cage d'origine.
   7. Méthode B (sans anesthésie) : immobiliser manuellement le rat pendant la durée minimale nécessaire à la tonte du pelage, généralement moins de 2 min.
   8. Immobilisez l'animal fermement mais doucement et évitez toute pression excessive sur le thorax.
   9. Raser soigneusement les poils au niveau du thorax dorsal et latéral (Figure 3A), à l’aide d’un rasoir électrique, et marquer la queue avec de l’encre.
      REMARQUE : Si l'animal présente des signes de détresse sévère, le relâcher immédiatement et lui accorder une période de récupération avant de réitérer la procédure. Il est recommandé d'avoir l'aide d'une autre personne lors de l'utilisation de cette méthode.
   10. Nettoyer la zone rasée avec de l'eau pour éliminer le sébum produit par le rat’s peau et s'assurer que la zone est complètement sèche. Sécher la zone avec de la gaze.
2.  Équipement animal : Prévoir 3 à 5 minutes par animal
   REMARQUE : Les étapes suivantes décrivent le processus d'équipement de l'animal avec le gilet, les capteurs et le dispositif télémétrique, en minimisant le besoin de contention physique.
   1. Choisir la taille de veste appropriée en fonction du poids, du sexe et de la souche spécifique de l'animal, en se référant aux tableaux de sélection et de dimensionnement du fabricant²³.
   2. Placer soigneusement la veste instrumentée sur l'outil d'ajustement de veste (attention à ne pas endommager les capteurs et les câbles).
   3. Positionner le sac à dos dans l'encoche située en haut de l'outil d'assemblage (Figure 4A). Placer l'outil de calage sur sa base rectangulaire (Figure 4B) et placer le rat devant l'ouverture la plus large (côté de l'entrée du entonnoir) (Figure 4C).
   4. Si le rat ne veut pas passer par l'outil d'ajustement, stimuler l'animal en plaçant un tunnel enrichi ou sa cage d'hébergement devant la sortie.
   5. Dès que la tête de l'animal émerge de l'autre côté et que ses pattes avant deviennent visibles : utilisez une main pour maintenir le rat et l'outil adapté ensemble ; utilisez l'autre main pour guider les pattes à travers chaque orifice situé sur la face avant de la veste afin de la positionner correctement et de la fixer solidement sur l'animal (Figure 4D).
   6. Faites glisser délicatement la gaine le long de l'animal, en retirant progressivement l'outil d'ajustement au fur et à mesure, et laissez l'animal passer complètement à travers l'outil en direction de la sortie.
   7. Veillez à ce que la veste soit correctement positionnée, sans plis de peau, et vérifiez que la taille est appropriée conformément aux recommandations de vérification de l'ajustement de la veste.
   8. Si nécessaire, remplacer la veste par celle de la taille appropriée. Les animaux qui ne peuvent être équipés en toute sécurité ou confortablement, malgré l'ajustement de la taille, doivent être exclus de l'étude.
   9. Lorsque l'animal atteint le niveau souhaité de l'outil d'ajustement, retirez l'élément de motivation de son champ de vision, s'il en a été utilisé un.
      REMARQUE : Cela empêchera le rat de continuer à traverser l'outil.
   10. Après avoir placé le rat sur la paillasse du laboratoire, déclipser le sac à dos (Figure 4E) et déployer la veste (Figure 4F).
   11. Insérez l'électrode ECG Ag/AgCl avec l'autocollant rouge (positif) par l'ouverture gauche du gilet, marquée d'une croix rougeFigure 4G) et insérez l'électrode noire (négative) dans l'ouverture droite.
   12. Placer les électrodes en dérivation II en positionnant l'électrode noire (négative) derrière le membre antérieur droit et l'électrode rouge (positive) sur la paroi thoracique latérale gauche, dans la zone épilée, sous la bande thoracique RIP.Figure 3B, C).
   13. Appliquer du gel ECG (0,1 à 0,3 mL) sur le point noir de chaque électrode à l'aide de la seringue et du cathéter pour un dépôt précis du gel. Appuyer doucement afin que les électrodes adhèrent complètement à la peau de l'animal (Figure 4H).
   14. Connecter les capteurs utilisés (électrodes de pléthysmographie/ECG) à l'émetteur, puis placer l'émetteur de télémétrie et le bloc-batterie dans le sac à dos placé sur le dos de l'animal (Figure 4I–J).
   15. Replier l'arrière de la veste pour protéger l'électronique et les câbles, réduisant ainsi les frottements et assurant leur protection. Replier le sac à dos vers l'arrière du rat (par-dessus la veste repliée) et l'attacher à la partie distale/postérieure de la veste à l'aide du crochet.Figure 4K).
       REMARQUE : Le gel est appliqué après l'insertion des électrodes afin d'empêcher celles-ci de glisser pendant leur positionnement à travers les ouvertures de la veste. L'application préalable du gel est déconseillée, car elle réduit le frottement et rend le positionnement précis des électrodes nettement plus difficile.
3. Initiation de l'acquisition du signal et vérification de la qualité du signal
   1. Placer le système de télémétrie dans la même pièce que celle utilisée pour l'enregistrement (à une distance allant jusqu'à 10 mètres) et en visibilité directe, de préférence en positionnant l'appareil au-dessus de l'animal ou sur le même plan.
   2. Démarrer le système et ouvrir le logiciel de télémétrie.
   3. Démarrer l'acquisition selon la procédure du fabricant²⁴. Vérifier la qualité des signaux ECG et respiratoires et apporter les ajustements nécessaires (voir Figure 5).

Figure 3 : Vues d'un rat anesthésié. (A) Zones thoraciques dorsale et latérale indiquant les régions où le pelage doit être rasé (étape 2.1) : 1) la ligne en pointillés indique la limite supérieure minimale, et 2) les flèches à deux extrémités indiquent la longueur minimale de la zone rasée. (B) Positionnement recommandé des électrodes en dérivation II, l'électrode noire (négative) étant placée derrière le membre antérieur droit et l'électrode rouge (positive) sur la paroi thoracique latérale gauche, dans la zone rasée, sous la bande thoracique RIP. (C) Positionnement des électrodes en dérivation I, montrant les électrodes disposées horizontalement à travers le thorax, l'électrode rouge (positive) derrière le membre antérieur gauche et l'électrode noire (négative) derrière le membre antérieur droit. La configuration en dérivation II donne généralement l'amplitude QRS la plus élevée et une résolution de l'onde P la plus claire chez le rat. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Procédure détaillée pour équiper un rat du gilet, des électrodes et du dispositif électronique (section 2). (A-B) Placer le gilet sur le tube d’ajustement. (C-D) Guider l’animal à travers le tube d’ajustement et à l’intérieur du gilet. (E-F) Détacher le sac à dos et déplier le gilet. (G) Insérer l’électrode d’ECG avec l’autocollant rouge (positif) par l’ouverture gauche du gilet, marquée d’une croix rouge, puis insérer (0,1 à 0,3 mL de gel conducteur). (H) Masser doucement afin que les électrodes adhèrent complètement à la peau de l’animal. (I-J) Connecter les capteurs utilisés (pléthysmographie / électrodes d’ECG) à l’émetteur, puis insérer celui-ci dans la poche. (K) Fixer le sac à dos à l’aide du crochet rouge. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

3. Procédure de retrait et de stockage du matériel​durée - Temps requis : 1 minute par animal

1. Placer le rat sur la paillasse du laboratoire ou le tenir en main. Détacher le crochet du sac à dos. Déplier l'arrière de la veste pour accéder aux encoches et aux électrodes. Les retirer soigneusement.
2. Retirer l'ensemble émetteur-batterie du sac à dos. Débrancher les câbles de cet ensemble.
3. Sortir les pattes avant des ouvertures. Permettre au rat d'avancer tout en tenant la veste avec le sac à dos.
4. Une fois l'opération terminée, remettre les couvercles en plastique sur les électrodes afin d'empêcher le gel de sécher. Vérifier les capteurs des câbles ; remplacer les vestes si elles sont endommagées ou usées. Laisser la veste sécher avant de la ranger dans sa pochette individuelle.
5. Nettoyer le matériel à l’aide d’un désinfectant sans alcool et d’un chiffon ; s’assurer que toutes les pièces sont sèches. Déconnecter l’émetteur de la batterie pour éviter toute décharge.
   NOTE : La veste peut être réutilisée sur le même animal si sa taille convient au poids de l'animal et si les capteurs ne sont pas endommagés (voir la section correspondante dans la discussion pour plus d'informations).

4. Acclimatation au port du gilet de télémétrie

REMARQUE : Les séances ont été organisées selon la procédure suivante.

1. Équiper l'animal en suivant les procédures décrites dans le "Équipement pour animaux" section.
2. Veillez à ce que le vêtement soit bien ajusté mais confortable. Commencez l'enregistrement et remettez l'animal dans sa cage d'origine.
3. Le premier jour d'habituation, limitez le temps pendant lequel l'animal porte l'équipement à quelques heures. Effectuez fréquemment des contrôles cliniques pour surveiller l'animal.’état. Augmentez progressivement la durée quotidienne pendant laquelle l'animal porte l'équipement.
4. Réduire progressivement la fréquence des observations si aucun signe de malaise n'est observé. Poursuivre cette progression jusqu'à ce que la durée d'habituation corresponde à la durée d'enregistrement cible de l'étude.
5. Arrêtez l'enregistrement et débarrassez l'animal du matériel selon la procédure recommandée. Inspectez la qualité des données enregistrées et évaluez l'état de l'animal.’le rétablissement et le bien-être général avant de le ramener dans la salle d'hébergement.
   REMARQUE : Les étapes précédemment décrites fournissent un cadre standard, qui doit être adapté aux besoins spécifiques de l'étude.

5.  Habituation à l'exercice sur tapis roulant

1. Équiper l'animal (selon la section précédemment décrite « équipement de l'animal »). Démarrer l'enregistrement.
2. Replacer l'animal dans sa cage pour une période de stabilisation post-équipement de 60 min afin d'assurer une stabilisation physiologique complète après le port du gilet, conformément aux recommandations établies précédemment^17,18,19.
3. Transférer l'animal sur le tapis roulant arrêté et attendre 3 min. Démarrer une première étape à faible vitesse de 5 ou 10 cm.s^-1 pendant 1,5 min.
4. Soumettre l'animal à des augmentations progressives de la vitesse de course, augmentant de 5 cm.s^-1 toutes les 2 min, et inciter l'animal à courir durant les premières étapes à l'aide de chocs électriques provenant du tapis roulant à une intensité typique de 0,2 mA.
5. À la fin de l'exercice, replacer l'animal dans sa cage. Attendre 30 min avant de déséquiper l'animal.
6. Répéter ce protocole d'habituation à l'exercice sur tapis roulant pendant 2 semaines, 5 jours par semaine, avec une augmentation progressive de la vitesse de course et de la durée de l'exercice.
   NOTE : La durée totale de ce processus devrait varier de 5 min (le premier jour d'habituation) pour atteindre progressivement 25 min (le dernier jour d'habituation).
7. Surveiller la vitesse de course atteinte ainsi que le nombre de chocs afin d'ajuster l'intensité et la durée de l'exercice au cours des 2 semaines d'habituation.
8. Comme critère d'arrêt éthique, mettre fin à la séance si l'animal reçoit 10 chocs ou une durée cumulative de chocs de 10 s. Replacer l'animal dans sa cage et surveiller visuellement son comportement.
   NOTE : Une image représentative d'un rat courant sur le tapis roulant tout en portant le système de télémétrie avec gilet est présentée dans Figure 6.

Figure 5 : Tracés typiques de l'ECG et de la respiration pendant la vérification de la qualité du signal (étape 2.3). Les ECG ont été enregistrés à 500 Hz/24 bits et les volumes respiratoires à 200 Hz/32 bits. (A) Le graphique montre un ECG de haute qualité (ondes P, QRS et T bien définies, faible bruit, fenêtre de 3 s avec une amplitude > 0,5 mV). (B) Le graphique montre un signal respiratoire de haute qualité (cycles bien définis au repos, fenêtres de 20 s, avec une amplitude > 0,5 u.a.). (C) Le graphique montre un ECG de faible qualité (fortes interférences telles que bruit à 50/60 Hz avec une amplitude > 0,5 mV, dérive de la ligne de base ou complexes QRS petits/plats, fenêtres de 1,5 s). (D) Le graphique montre un signal respiratoire de faible qualité (forte dérive de la ligne de base avec une amplitude > 5 u.a., gênant l'identification, fenêtres de 12 s). Le signal respiratoire reflète les variations relatives du périmètre thoracique et abdominal mesurées par pléthysmographie inductance respiratoire (RIP) ; il est exprimé en unités arbitraires (u.a.) car aucune calibration en volume n’a été effectuée dans ce protocole. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

6. Surveillance physiologique pendant le protocole triangulaire

1. Équiper l'animal (selon la section précédemment décrite « équipement de l'animal »). Démarrer l'enregistrement et attendre une période de stabilisation après l'équipement dans la cage d'habitation (recommandé : 60 min), suivie d'une période de repos de 3 min sur le tapis roulant avant les mesures de la ligne de base (BL) (Figure 2B).
2. Laisser l'animal s'adapter grâce à une période d'échauffement à faible vitesse (5 min à 5 cm.s^-1) avant le début du test d'exercice.
3. Soumettre l'animal à des paliers successifs de vitesse, typiquement 10, 20, 30 et 40 cm.s^-1, avec une durée de 5 min par palier.
4. Après l'exercice, replacer les animaux dans leurs cages tout en conservant l'équipement, afin de permettre une surveillance continue des fonctions cardiaque et respiratoire durant la période de récupération.
   NOTE : Un protocole d'exercice typique pour évaluer la vitesse maximale est le protocole triangulaire. Il consiste en une augmentation progressive de la vitesse (par exemple, de 10 à 40 cm.s^-1 en valeur maximale) toutes les 5 min, adapté de Qin et al.²⁵. Le choix des paliers de vitesse, incluant le nombre d'étapes et leurs plages spécifiques, doit être adapté aux objectifs de l'expérimentateur et au niveau de stress physiologique souhaité.

7. Enregistrement des variables physiologiques et analyse des données

1. Équiper l'animal du dispositif de télémétrie gainé et utiliser le logiciel de télémétrie pour surveiller différentes variables, notamment : la fréquence cardiaque (FC), exprimée en battements par minute (bpm), calculée à partir de l'enregistrement ECG, la fréquence respiratoire (FR) en respirations par minute (rpm) ou le niveau d'activité locomotrice (AL) en mG.  
2. Arrêter l'enregistrement à la fin de l'expérience, après la période de récupération.
   NOTE : mG correspond à   et est défini comme  avec , les composantes dynamiques de l'accélération.
3. Suivre l'approche précédemment validée²¹, selon laquelle un flux de travail automatisé s'est révélé capable de produire des données physiologiques fiables sans intervention manuelle.
4. Vérifier que les seuils d'exclusion pour l'intervalle RR (85 ms à 6 s) et la durée du cycle respiratoire (0,15 à 10 s) sont définis de manière large dans le logiciel de télémétrie afin d'assurer un flux de travail de nettoyage des données entièrement automatisé, sans édition manuelle, limitant ainsi les décisions dépendant de l'opérateur.
5. Examiner la qualité du signal et, si nécessaire, ajuster les paramètres de détection dans le logiciel afin d'optimiser la détection des cycles pour un animal donné, sans modifier manuellement les cycles individuels.
6. Moyenner les variables toutes les 10 secondes pour chaque animal et présenter les résultats sous forme de moyenne ± erreur standard de la moyenne (ESM). Marquer les périodes spécifiques d'intérêt dans le logiciel de télémétrie.
7. Définir la ligne de base comme les dernières 30 secondes de la période de repos de 3 minutes après avoir placé l'animal sur le tapis roulant, lorsque le niveau d'activité locomotrice tombe en dessous de 10 mG.
8. Pour le protocole d'exercice, étiqueter les 30 dernières secondes de chaque niveau de vitesse correctement accompli. Exclure les données de tout niveau non réussi ainsi que de tous les niveaux ultérieurs.
   NOTE : L'exclusion des niveaux non réussis entraîne une réduction progressive de la taille de l'échantillon aux stades de vitesse plus élevés.

Résultats

Les résultats décrits dans la section « résultats représentatifs » ont été obtenus chez 20 rats Wistar adultes (mâles ; 250–400 g).

Figure 5 illustre la différence entre des signaux télemétriques typiques de haute et de faible qualité enregistrés chez un animal au repos. Figure 5A et Figure 5B présentent des exemples de données de haute qualité. L'électrocardiogramme (ECG) de la Figure 5A est de haute qualité, avec des ondes/complexe P, QRS et T bien définis, une dérive de la ligne de base minimale et peu d'interférences provenant du secteur électrique. De même, le signal respiratoire de la Figure 5B présente la qualité attendue, avec des cycles respiratoires clairs et bien résolus. En revanche, les Figure 5C et Figure 5D montrent des exemples de signaux de faible qualité. L'ECG de mauvaise qualité de la Figure 5C est caractérisé par de fortes interférences électriques, telles qu'un bruit important de 50/60 Hz provenant du secteur électrique, ou une importante dérive de la ligne de base. Le signal présente également des complexes atténués ou absents (complexes QRS petits ou plats), ce qui rend difficile la séparation précise des cycles cardiaques. Le signal respiratoire de mauvaise qualité de la Figure 5D présente également une forte dérive de la ligne de base et des cycles atténués, ce qui entrave gravement l'identification fiable des cycles respiratoires, même lorsque l'animal est immobile.

Figure 6 : Photo d'un rat Wistar en train de faire de l'exercice (étape 6). Le rat fait de l'exercice sur un tapis roulant monorail (vitesse du tapis roulant = 20 cm.s^-1) équipé d'une veste de télémétrie, d'électrodes et d'un dispositif électronique. Veuillez cliquer ici pour afficher une version agrandie de cette figure.

Les données présentées dans la Figure 7A–C ont été obtenues sur quatre rats mâles Wistar, pesant entre 330 et 340 g et âgés de 10 semaines au moment de leur arrivée. Les rats ont porté le gilet de télémétrie pendant 5 jours consécutifs (jour 1 à jour 5). Chaque session consistait à équiper l'animal, suivi d'un enregistrement de 3 h dans la cage d'habitation. Une analyse vidéo a été effectuée manuellement afin d'identifier les comportements associés aux variations physiologiques.

Les deux premières séances d'habituation ont induit un stress plus prononcé, caractérisé par une augmentation de la fréquence cardiaque (FC) (entre 400 et 500 tr/min) et de la fréquence respiratoire (FR) durant la première heure suivant le port du dispositif. Ces périodes d'activation physiologique intense coïncidaient avec une activité exploratoire intense (reniflement, redressements fréquents) et des comportements de toilette, observés via la caméra. En revanche, lorsque le protocole d'habituation sur 3 à 5 jours décrit précédemment est correctement appliqué, il devrait atténuer cette stimulation initiale.

Le troisième jour d'habituation, la FR et la fréquence respiratoire sont revenues à leurs valeurs de base plus rapidement, se stabilisant respectivement à environ 350 bpm et 100 brpm, environ 35 min après l'ajustement.

Figure 7 : Stabilisation physiologique au cours des jours consécutifs d'habituation (Étape 4). Les panneaux montrent (A) la fréquence cardiaque (FC ; bpm), (B) la fréquence respiratoire (FR ; brpm) et (C) le niveau d'activité (NA ; mG) pendant la période de stabilisation d'une heure suivant le port de la veste de télémétrie. Les données ont été recueillies sur 5 jours consécutifs d'habituation (n=4 ; mâles, cohorte indépendante). Les données sont représentées sous forme de moyenne ± EEM calculée toutes les 5 minutes. Les lignes épaisses mettent en évidence le premier jour d'habituation (marqueurs circulaires violets) et le dernier jour d'habituation (marqueurs triangulaires verts). Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Les résultats ont été obtenus à partir de deux groupes expérimentaux de huit rats ayant réussi la procédure d'habituation au tapis roulant. Ces animaux ont été inclus dans deux expériences indépendantes menées par différents chercheurs. Dans le premier groupe (groupe 1 ; lignes bleues), tous les animaux ont réussi à courir avec la veste jusqu'à une vitesse de 30 cm.s^-1, sept des huit animaux atteignant la vitesse maximale de 40 cm.s^-1 sans atteindre le nombre maximal de chocs électriques. En revanche, dans le second groupe (groupe 2 ; lignes oranges), sept des huit animaux ont dû être arrêtés à 20 cm.s^-1 car ils avaient atteint le critère éthique de fin d'expérimentation fixé à 10 chocs électriques.

Figure 8 montre des exemples individuels provenant des deux groupes. Le protocole d'exercice pour le Rat 0 a été interrompu prématurément. Sa période de récupération a commencé lorsque le tapis roulant a été arrêté, ce qui s'est produit avant que l'animal ne puisse terminer l'étape à la vitesse de 20 cm.s^-1. En revanche, le Rat 1 a réussi à compléter le protocole d'exercice, démontrant une adaptation physiologique progressive après une augmentation initiale au début de l'exercice sur tapis roulant. Cette adaptation s'est caractérisée par une augmentation progressive de la FC (Figure 8A), de la FR (Figure 8B) et de l'AL (Figure 8C) au cours des différentes étapes de vitesse, avec une activité physiologique élevée maintenue jusqu'à l'achèvement réussi de l'étape à 40 cm.s^-1. Lors de l'arrêt du tapis roulant, la phase de récupération a commencé, marquée par une diminution de la FC (Figure 8A), de la FR (Figure 8B) et de l'AL (Figure 8C), qui sont progressivement revenues aux niveaux de base.

Figure 8 : Réponses physiologiques individuelles au cours du protocole d'exercice triangulaire (Étape 6). Les panneaux illustrent (A) la fréquence cardiaque (FC ; bpm), (B) la fréquence respiratoire (FR ; brpm) et (C) le niveau d'activité (NA ; mG) pour deux sujets : le Rat 1 (mâle), ayant atteint l'étape de vitesse maximale, témoignant d'un entraînement adéquat, et le Rat 0 (mâle), ayant interrompu l'activité à l'étape de vitesse de 20 cm.s^-1. Les lignes continues indiquent les périodes pendant lesquelles l'animal courait, tandis que les lignes pointillées représentent la période de récupération suivant l'arrêt de l'activité sur le tapis roulant. La phase d'échauffement correspond à la période de 5 min à 5 cm.s^-1 après le démarrage du tapis roulant et avant le début effectif du test. Les données sont représentées sous forme de moyennes calculées toutes les 30 secondes. Veuillez cliquer ici pour consulter une version agrandie de cette figure.

Comme indiqué dans la Figure 9, les mesures de référence pour le groupe 1 ont été enregistrées sur le tapis roulant comme suit : FC à 395±14 bpm, FR à 177±15 brpm et AL à 15±2 mG. Le dispositif de surveillance a mesuré une augmentation physiologique initiale due au démarrage du tapis roulant par rapport à la ligne de base : FC (+26 %, +101 bpm) (Figure 9A), FR (+46 %, +82 brpm) (Figure 9B) et AL (+1210 %, +189 mG) (Figure 9C). Une augmentation physiologique induite par l'exercice à 40 cm.s^-1 a été mesurée pour le groupe 1 : FC (+28 %, +110 bpm) (Figure 9A), FR (+71 %, +126 brpm) (Figure 9B) et AL (+2839 %, +443 mG) (Figure 9C) par rapport à la ligne de base. Des valeurs de référence comparables ont été enregistrées pour le groupe 2 : FC à 399±18 bpm, FR à 150±15 brpm et AL à 11±3 mG. Le dispositif de surveillance a mesuré une augmentation physiologique induite par l'exercice jusqu'à 20 cm.s^-1 comme suit : FC (+23 %, +90 bpm), FR (+81 %, +122 brpm) et AL (+1555 %, +171 mG) par rapport à la ligne de base. Les valeurs à des vitesses plus élevées ne sont pas comparées pour ce groupe, car un seul animal a atteint ces paliers de vitesse (Figure 9D).

Malgré ces différences, les deux groupes ont montré une forte augmentation initiale de la FC, de la FR et de l'AL au début de l'utilisation du tapis roulant, suivie d'une augmentation progressive et comparable de ces paramètres lorsque la vitesse du tapis roulant augmentait.

Figure 9 : Paramètres physiologiques et profils de récupération chez des groupes expérimentaux indépendants. Les panneaux illustrent (A) la fréquence cardiaque (FC ; bpm), (B) la fréquence respiratoire (FR ; brpm) et (C) le niveau d'activité (NA ; mG) durant une étape forcée d'exercice à vitesse imposée du protocole triangulaire (Étape 6) et la phase de récupération suivante. Les données sont présentées pour le Groupe 1 (bleu ; n = 8 mâles) et le Groupe 2 (orange ; n = 8 mâles), issues de deux essais indépendants réalisés par différents expérimentateurs à des moments différents. (D) Le nombre d'animaux ayant terminé l'étape de vitesse. Les données sont exprimées en moyenne ± ESM, sauf pour le panneau D, qui représente des effectifs d'animaux. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Discussion

This protocol presents a simple and non-invasive method for monitoring cardiorespiratory system adaptation in rodents during an incremental exercise test (IET)²⁵. This approach is particularly relevant not only for studying exercise physiology, but also for protocols aimed at revealing functional alterations induced by pathological models that may not be apparent at rest^2,3.

Although the protocol is designed for easy implementation, special attention must be paid to the selection of the appropriate jacket size. The habituation phases to the jacket and treadmill are the most critical steps. Furthermore, checking signal quality before recording begins is essential. To ensure data reliability, these various points may require adjustment or troubleshooting. These checkpoints are detailed below.

Jacket fit verification

If an animal manages to remove its jacket during the habituation period or appears uncomfortable, re-examine the fit to ensure the correct size has been selected, referring to the manufacturer's sizing recommendations²³. If the animal can be equipped with the jacket but doubts remain about the fit, try passing a finger between the jacket and the animal’s shoulder to check that the thoracic bands are not excessively compressing the animal’s body. A finger should pass through easily, and the fabric should remain soft when the jacket is gently stretched. If inserting a finger is difficult or excessive pressure from the fabric is noticed, remove the jacket as the animal is likely being compressed. Conversely, a jacket that is too large will not remain in place for long after fitting and is easy for the animal to remove. Even if an oversized jacket can be fitted, it will tend to shift backward behind the shoulder blades. If the jacket moves even slightly, the animal may place a paw through the outer edge and eventually remove the entire device.

Acclimatization & Jacket fitting

The acclimatization phase is a critical step for minimizing stress on the day of the experiment. Indeed, even non-invasive procedures or routine handling can induce temporary stress responses^26,27. The acclimatization period allows both the animals and the experimenters to become familiar with the procedure, and enables the animals to progressively adapt to the additional weight of the telemetry device (approximately 15 g), which represents less than 10% of the body weight of an adult rat within the recommended weight range.

While a five-day habituation period has been employed in this protocol, it represents an indicative duration and can be adjusted as needed. Indeed, the results in Figure 7A–C show that HR, RespR and AL values recorded after 1 h of stabilization plateaued after three days, corroborating earlier studies^17,19,21 that successfully utilized a three-day protocol. In any case, the absence of normalization of cardiac and respiratory functions during a habituation session should be considered a strong indicator of animal discomfort, and therefore, insufficient habituation. If such a phenomenon occurs regardless of the fit of the jacket, it is strongly recommended to check the rats' environment and housing conditions to eliminate potential stressors^28,29. Furthermore, it is essential to distinguish transient behaviors, such as attempts to gnaw the jackets or secretion of porphyrins (red tears), primarily induced by exposure to an unfamiliar situation²⁶, from persistent reluctance to wear the jacket, which remains exceptional. In the former case, the frequency of these behaviors should decrease as habituation progresses, indicating the animal’s gradual acceptance of the procedure. In the latter case, the reluctance to wear the jacket does not diminish and repeated exposure may constitute negative reinforcement. In the experiments presented in this article, only one of the 16 rats attempted to gnaw the jacket on the first day of acclimatization and this behavior was not observed in subsequent sessions. While all animals ultimately tolerated the jacket, the possibility remains that a specific individual might consistently refuse to wear it, necessitating its exclusion.

Treadmill habituation and triangular protocol

Although the proposed habituation protocol is commonly used^30,31; the contrasting outcomes obtained from the two separate experiments reflect the natural variability across individual and cohort responses. Despite undergoing the same standardized habituation, Group 2 reached the ethical shock limit at lower speed stages, suggesting insufficient adaptation to reach the targeted exercise speeds. Notably, the average heart rate was higher in Group 2 than in Group 1 at the 20 cm.s⁻¹ stage despite similar baseline values, which may reflect a heightened stress response, lower cardiovascular fitness, or individual variability; however, the limited sample size (n=1 in Group 2 beyond this speed) precludes any definitive interpretation. This underscores the necessity of continuous monitoring during habituation to adjust the protocol dynamically and account for environmental factors or cohort-specific characteristics that drive inter-experiment variability. To ensure adequate preparation, each animal's advancement and number of shocks received over the ten-day period should be tracked throughout the habituation period, allowing for protocol adjustments based on regular reassessments of individual progress toward the target maximum speeds of the incremental test. As a general indication, animals typically require the first two to three sessions to adapt to treadmill running at low speeds (below 10–20 cm.s⁻¹), before progressively tolerating higher speeds (20–30 cm.s⁻¹) over the intermediate sessions (day 3 to 6). By the final habituation sessions, well-adapted animals should be capable of sustaining the target speed (around 40 cm.s⁻¹) before day 10 for the full session duration without reaching the shock limit. A pre-test incremental session is recommended to verify each animal's capability to reach the target speed. This step serves as a final check to allow extension of the habituation period for animals that fail to complete it satisfactorily. Ultimately, it is critical to ensure that habituation sessions remain sub-maximal; they should not constitute physical training or influence performance during the subsequent IET^30,31. Rather than representing a methodological failure, the inclusion of both outcomes here is intentional, as it provides users with a realistic illustration of the range of responses that can be expected in practice. This protocol serves a dual purpose: acclimatizing the animals to the equipment and identifying those unable to perform the required exercise. While 'non-runners' are frequently not mentioned in published reports, the literature suggests that more than 10% of rats may fail to complete habituation³². Consequently, these individuals should be identified early and excluded from the study. Given the potential for animal exclusion due to both treadmill non-compliance and jacket refusal, including one or two additional animals per cohort to maintain a statistically robust sample size is recommended.

Signal quality

Another frequent troubleshooting scenario involves addressing poor recorded signal quality (as illustrated in Figure 6, "representative results"). If poor ECG quality persists after 2–3 min (the time required for the gel to establish proper contact between the skin and the electrodes), the following corrective actions can be taken: 1. Check for interference: Ensure that no skin folds, jacket folds or fur regrowth are interfering with electrode contact. 2. Improve conductivity: Gently massage the skin over the electrodes. If necessary, apply additional conductive gel directly to the black dots in the center of the adhesive side of the electrodes. 3. Inspect equipment: Carefully examine the electrodes and wires for any signs of damage, and consider replacing the electrodes if signal quality remains poor or if damage is apparent. If the RIP signal is noisy, first verify the jacket size and the integrity of the internal sewn sensors. If the size is inappropriate or the sensors are damaged, the jacket must be replaced, as this is the only effective solution for restoring signal quality. Overall signal quality may decrease at higher speeds compared to baseline recordings, due to motion-induced mechanical noise manifesting as increased baseline wander and motion artifacts. The influence of these artifacts and the corresponding mitigation strategies has been thoroughly described elsewhere²¹.

This study uses a rodent-specific jacket for multimodal physiological assessment (cardiac, ventilatory, and actigraphy) during incremental exercise on a treadmill. Previous studies have demonstrated that this device yields results comparable with invasive methods for assessing cardiac^16,33,34 and ventilatory¹⁵ functions, which are established as the gold standard. However, most of these invasive methods are generally incompatible with exercise protocols performed in freely moving animals. Only the use of implantable telemetry sensors (for a review see³⁵) makes this type of experimentation possible. However, implanting these sensors requires extensive surgery, which may compromise animal welfare through postoperative pain, location of surgical wounds, or discomfort related to the device bulk, and may ultimately alter the animal's phenotype or ability to perform exercise^8,9,36. In this context, preserving the animal’s physical integrity during the investigation represents a major advantage of this method. Furthermore, while specialized metabolic treadmills allow for the measurement of oxygen consumption () and carbon dioxide production (), they do not provide direct functional indices of cardiac or respiratory performance. The external telemetry system used in this protocol is compatible with this equipment, addressing this gap by effectively complementing the endpoints accessible through these methodologies. Finally, although treadmill speed is often used as a proxy for mechanical work performed during IET, the integration of an accelerometer enables direct measurement of actigraphy, thereby providing richer data on animal activity and allowing movement analysis beyond simple locomotion speed.

Beyond exercise physiology, this jacketed telemetry system may have broader applications in experimental settings requiring non-surgical ambulatory cardiorespiratory monitoring. Following appropriate acclimatization, prolonged recordings have been implemented up to 48 h³³, thereby opening perspectives for circadian or sleep-related physiology studies, as well as longitudinal monitoring protocols. In addition to the exercise protocol presented here, this technology has already been applied in other contexts, including cardiovascular phenotyping in disease models, where ECG-derived parameters and heart rate variability have recently been reported in rat models of ischemic cardiomyopathy²⁰ and of chronic kidney disease-associated cardiovascular dysfunction³⁷, illustrating its applicability beyond acute exercise settings. Such an approach may also be of interest for other preclinical applications involving spontaneous or challenge-induced activity, including seizure or epilepsy models, safety pharmacology studies^17,19, and post-surgical recovery monitoring³⁸. Although these applications were not specifically evaluated in the present study, they illustrate the versatility and translational potential of this non-surgical monitoring platform. The current method presents several limitations that require consideration. First, the proposed protocol is generic and designed for healthy animals. Therefore, the fit and tolerance of the jacket may vary depending on animal size, body composition, strain, sex, and physiological condition, potentially limiting its applicability in very small, obese, or diseased animals. Moreover, researchers working with specific models (e.g., obese animals) must adapt the exercise program independently of the measurement system.

Conducting a preliminary test on a small cohort of animals to thoroughly evaluate potential constraints before performing the main experiment is highly recommended. It should also be noted that this protocol was developed using a proprietary jacketed telemetry system. While the general principles described here are broadly applicable, performance characteristics such as signal quality, jacket fit, and data output format may differ from those of other telemetry platforms. Researchers are therefore encouraged to validate their specific system before performing the main experiment. In addition, considering the ethical and societal aspects of preclinical research, the use of a mild aversive stimulus (low-intensity electrical stimulation) to control exercise, as presented here, may be questioned. Despite increasing regulatory scrutiny, this approach remains the most widely used method. As recently reviewed by Okamoto et al.³⁹, it is still the preferred option when precise control of exercise intensity and duration is required. Conversely, when strict control of exercise is not essential, some studies propose replacing electrical stimulation with potentially less aversive stimuli, including compressed air, tactile cues, or noise (for a review see⁴⁰). Similarly, the use of reward-based paradigms as an alternative to aversive stimuli has been explored for more than a decade⁴¹; however, standardized exercise protocols relying solely on positive reinforcement have not yet been established. The potential applications of this method are considerable, spanning both specific research contexts and educational settings. In research settings, this approach is broadly applicable to studies requiring a controlled exercise protocol to assess cardiorespiratory function. Its main applications include: i) Performing exercise tests comparable to those used in humans to accurately evaluate the adaptive capacity of the cardiorespiratory system in healthy and pathological conditions; ii) Standardizing training or rehabilitation protocols across various animal models of experimental disease; iii) Facilitating the longitudinal monitoring of the physiological effects induced by training or rehabilitation over extended periods; iv) detecting physiological alterations, such as those associated with heart failure, that may not be apparent in animals at rest. From a pedagogical perspective, this model offers substantial advantages for university practical training, thereby directly or indirectly adhering to the 3Rs principles⁴ : “Refinement”, “Reduction” and “Replacement” in the use of animals. It promotes “Refinement” through its completely non-invasive nature, thereby preserving the animal’s physical integrity, unlike traditional methods for studying cardiorespiratory physiology. Furthermore, such a multi-modal approach allows students to study cardiac and respiratory physiology using a single system during one session, providing an integrated illustration of physiological homeostasis. This indirectly contributes to a “Reduction” in animal numbers. In an educational context, this system could also support “Replacement” by enabling the creation of realistic physiological databases to complement practical training and simulation-based learning in physiology education to illustrate a wide range of physiological scenarios⁴². Indeed, for educational purposes, the troubleshooting scenarios described in this protocol are particularly valuable, as they provide examples derived from real-world experimental conditions in which inter-individual variability and technical challenges can be illustrated. As universities increasingly complement or replace animal use with simulation tools, it is relevant to have access to such examples. Additionally, enriching the physiological recordings with video data obtained during the present protocol can provide students with visual context, including examples of unresponsive animals, thereby enhancing interpretation and learning.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Caméra fisheye 6 MPX	Reolink, Hong Kong, Chine	FE-W	Utilisée pour observer les animaux pendant l'habituation.
Tondeuse	Aesculap Schermaschinen, Suhl, Allemagne	Clipper Aesculap Exacta GT416	Utilisée pour l'épilation. Une tondeuse filaire ou sans fil alternative, capable de couper à 0,1 mm, est appropriée.
Ordinateur avec navigateur web	Tout fournisseur	N/A	Utilisé pour ouvrir le logiciel de télémétrie et enregistrer la vidéo. Tout ordinateur équipé d'un navigateur web récent peut être utilisé.
Électrodes ECG cutanées adhésives jetables	ETISENSE, Lyon, France	ELEC-R-1PAIR	Électrodes Ag/AgCl cutanées à insérer sous la veste pour l'enregistrement de l'ECG.
Gel de contact pour ECG	ASEPT INMED, QUINT-FONSEGRIVES, France	Uni Gel ECG, 251005	Utilisé pour améliorer le contact et l'adhérence des électrodes ECG. Tout gel de contact pour ECG peut être utilisé.
Station d'anesthésie gazeuse	TEM SEGA, Saint-Médard-en-Jalles, France	Station d'anesthésie gazeuse vétérinaire Portico avec évaporateur ISOTEC 3	Utilisée pour l'anesthésie animale pendant la tonte des poils. Toute station d'anesthésie pour rongeur équivalente peut être utilisée.
Compresse	Tout fournisseur	N/A	Utilisée pour sécher la zone tondue après nettoyage. Toute compresse absorbante stérile ou non stérile est appropriée.
Veste instrumentée	ETISENSE, Lyon, France	JKT-RAT-T1	Veste de télémétrie équipée de capteurs respiratoires, utilisée pour maintenir les électrodes et l'émetteur en place. Disponible en différentes tailles selon le poids et la souche des animaux ; se référer aux tableaux de sélection du fabricant pour choisir la taille adéquate23.
Cathéter intraveineux sans aiguille	TERUMO, Laguna, Philippines	SURFLO 22G 0,85x25 SR+OX2225C1	Utilisé pour une application précise du gel. Peut être réutilisé. Toute combinaison équivalente de seringue et de cathéter peut être utilisée.
Isoflurane	Virbac, Santé Animale, France	Vetflurane, 401346	Formulation vétérinaire d'isoflurane utilisée pour l'anesthésie gazeuse pendant la tonte des poils (1,5–5 % dans 20 % d'oxygène et air). Tout autre isoflurane vétérinaire équivalent peut être utilisé. À utiliser conformément à la réglementation locale.
Outil d'ajustement de veste	ETISENSE, Lyon, France	FTUB-R-BD	Outil facultatif, utilisé pour faciliter l'ajustement de la veste sur l'animal avec un minimum de contention.
Tapis roulant motorisé	BIOSEB, Vitrolles, France	BX-TM	Tapis roulant motorisé simple ou multi-piste délivrant des chocs électriques de 0,2 mA.
Stylo marqueur à encre indélébile	Tout fournisseur	N/A	Utilisé pour marquer la queue afin d'identifier individuellement les animaux. Tout marqueur indélébile non toxique et imperméable est approprié.
Antiseptique de surface	Franklab, Montigny le Bretonneux, France	FB Spray, 10515	Utilisé pour nettoyer le matériel après utilisation. Tout antiseptique de surface sans alcool peut être utilisé.
Seringue sans aiguille (1 ou 5 mL)	BD, Pont-de-Claix, France	BD Plastipak,303172	Utilisée pour une application précise du gel. Peut être réutilisée. Toute combinaison équivalente de seringue et de cathéter peut être utilisée.
Logiciel de télémétrie	ETISENSE, Lyon, France	Logiciel LASA v2.17 ou version ultérieure	Logiciel web d'acquisition et d'analyse de données physiologiques.
Système de télémétrie pour l'acquisition de données physiologiques	ETISENSE, Lyon, France	Systèmes DECRO : SYS-NANOACQ4, SYS-S2, SYS-S1 ou équivalent	Disponible en différentes configurations selon le nombre d'animaux.
Émetteur de télémétrie et bloc-batterie pour l'acquisition de données physiologiques	ETISENSE, Lyon, France	EMET-HD-ACQ-REVG	Émetteur de télémétrie enregistrant l'ECG, les signaux respiratoires et l'accélération 3D, avec une batterie rechargeable (autonomie continue de 12 heures).
Logiciel d'enregistrement vidéo	Reolink, Hong Kong, Chine	Reolink Client v8.17.6 ou version ultérieure	Utilisé pour enregistrer la vidéo. Version Windows ou Mac disponible