Partage de mon expérience sur la survie à long terme dans un modèle de transplantation hépatique de rat non artérisé

Résumé

L’objectif de ce protocole présenté est de partager une expérience chirurgicale optimisée pour établir un modèle de transplantation hépatique de rat non artérisée, en se concentrant spécifiquement sur les améliorations techniques garantissant la survie animale à long terme au-delà de 100 jours.

Résumé

En transplantation hépatique expérimentale, le modèle du rat est la référence pour étudier l’immunologie de la transplantation et les processus métaboliques ; Cependant, reconstruire l’artère hépatique extrêmement fine (~0,5 mm) représente un défi technique de taille. Pour contourner cela, le modèle simplifié de transplantation hépatique de rat non artérisé (NArLT) est largement utilisé. Malheureusement, de graves complications biliaires — telles que la fuite biliaire et la cholangite ischémique — résultant de la privation artérielle restreignent fréquemment la survie à long terme des receveurs. Cet obstacle limite considérablement la recherche sur des sujets clés, notamment l’immunocompatibilité à long terme hôte-greffe et le rejet chronique. Nous présentons ici un protocole optimisé pour le modèle NArLT qui intègre des améliorations techniques critiques pour surmonter avec succès ces lésions biliaires ischémiques. Les améliorations clés incluent une phase anhépatique considérablement raccourcie, une technique de dissection biliaire « sans contact », un rinçage complet des voies biliaires et une méthode optimisée de pose de stent biliaire interne. Après la mise en œuvre de cette procédure améliorée, le taux de survie des receveurs a dépassé 94 % pendant la période d’observation de 100 jours. En fin de compte, ce protocole optimisé offre une plateforme hautement reproductible et robuste pour étudier les mécanismes sous-jacents à la tolérance à long terme à la transplantation, soutenant ainsi le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques en médecine de transplantation.

Introduction

Le modèle de transplantation hépatique de rat constitue la plateforme expérimentale la plus largement utilisée pour la recherche fondamentale sur la transplantation. Cependant, son application plus large est fréquemment entravée par une courbe d’apprentissage notoirement raide, ce qui peut considérablement freiner l’avancement des études expérimentales en aval ^1,2. De plus, les modèles conventionnels de transplantation hépatique de rats souffrent souvent d’un succès chirurgical sous-optimal et de faibles taux de survie à long terme. En rationalisant de manière critique les interventions chirurgicales, en affinant méticuleusement les détails opératoires et en réalisant des reconstructions vasculaires et biliaires sous visualisation directe, la courbe d’apprentissage associée à ce modèle microchirurgical complexe peut être considérablement^{abrégée à 3,4}. La transplantation hépatique reste la seule thérapie curative pour la maladie hépatique à stade terminale, rendant l’établissement de modèles de transplantation hépatique chez le rat d’une importance profonde pour la recherche^{scientifique 5,6}.

Le modèle de transplantation hépatique de rat non artérisé (NArLT) offre des avantages significatifs en chirurgie expérimentale : il contourne le défi redoutable de l’anastomose artérielle microvasculaire, réduit le temps chirurgical global et réduit la durée de l’anesthésie pour les rats. Malgré la privation d’apport sanguin artériel, la réponse biliaire résultante dans ce modèle offre une perspective unique pour étudier les lésions biliaires ischémiques. Cependant, les modèles conventionnels de NArLT sont associés à un taux élevé de complications biliaires postopératoires allant jusqu’à 30 ^%, ce qui compromet gravement la survie à long terme. Dans le modèle classique traditionnel de transplantation hépatique de rat, le taux de survie à long terme du receveur est inférieur à 70 % à ^{85 %.} Pour y remédier, cette étude introduit un protocole optimisé utilisant un stent biliaire mou traité à l’héparine. En employant une technique de dissection biliaire « sans contact » pour maximiser la préservation du réseau microvasculaire peribiliaire, ainsi qu’un rinçage biliaire complet par perfusion froide, cette approche vise à atténuer fondamentalement les complications biliaires grâce à un soutien physique et une protection^{ischémique 9}, offrant ainsi une plateforme robuste et stable pour un suivi immunologique à long terme.

Par conséquent, maximiser les taux de réussite des procédures et prolonger la survie des receveurs constituent les objectifs principaux de toute innovation technique dans la transplantation hépatique de rat. Atteindre ces objectifs est une condition essentielle pour assurer la progression rapide et ininterrompue de la recherche expérimentale^{en aval 10}.

Protocole

Toutes les expériences et chirurgies animales de cette étude ont été approuvées par le Comité d’éthique des animaux expérimentaux de l’Université de Qingdao (n° 20260301SD5020260401065). Faites tous vos efforts pour minimiser la souffrance des animaux.

1. Préparation préopératoire

1. Animaux expérimentaux
   1. Utilisez des rats mâles adultes de Sprague–Dawley (SD), âgés de 8 à 10 semaines et pesant entre 220 et 250 g, comme donneurs. Assurez-vous que le poids du receveur est légèrement supérieur à celui du donneur, avec une différence de moins de 50 g.
   2. Les rats domestiques dans des conditions spécifiques sans agents pathogènes, à une température contrôlée de 22°C ± 2°C et une humidité relative de 50 % ± 10 %.
   3. Maintenez un cycle clair/obscur de 12 heures avec une densité de 2 à 3 rats par cage.
   4. Adoptez un régime alimentaire standard pour rongeurs en laboratoire. Laissez les rats s’acclimater au laboratoire pendant au moins une semaine avant l’intervention chirurgicale.
   5. Animaux rapides pendant 12 heures avant l’opération. Permettre un accès à l’eau à volonté de façon improvisée.
      REMARQUE : Le jeûne avant l’opération aide à minimiser le risque d’aspiration pendant l’anesthésie et prévient la dilatation gastrique qui peut compromettre la fonction respiratoire et entraver l’exposition chirurgicale.
2. Instruments et matériaux chirurgicaux
   1. Utilisez les instruments nécessaires à la chirurgie de transplantation comme montré à la Figure 1. Listez les détails des consommables utilisés dans la chirurgie dans le tableau des matériaux.
   2. Sélectionnez les gaines péridurales 5F et 6F en associant le diamètre externe des cathéters aux diamètres physiologiques internes des vaisseaux ciblés chez les rats SD mâles pesant entre 220 et 250 g.
   3. Utilisez une gaine 5F (environ 1,67 mm) pour la veine porte (PV). Utilisez une gaine 6F (environ 2,00 mm) pour la veine cave inférieure infrahépatique (IHIVC).
      REMARQUE : Sélectionnez la taille du cathéter en fonction d’une combinaison d’étalons anatomiques et d’estimation visuelle intraopératoire au microscope chirurgical. Effectuer une comparaison en temps réel entre le diamètre externe du cathéter et la lumière interne du vaisseau cible. Une correspondance appropriée est obtenue lorsque le cathéter occupe environ 70 % à 80 % de la lumière du vaisseau, permettant une insertion fluide sans étirer trop la paroi du vaisseau ni laisser un jeu excessif. Pour les rats SD dans la plage de poids spécifiée, des diamètres anatomiques prédéfinis des vaisseaux peuvent être utilisés pour la sélection initiale de la taille, qui doit être ajustée intraopératoirement selon la variation individuelle. Les opérateurs doivent établir cette correspondance vaisseau-cathéter grâce à une formation préalable en microchirurgie.
   4. Pour les rats SD âgés de 8 à 10 semaines, sélectionnez des gaines péridurales 5F et 6F comme manches pour la PV et l’IHIVC, respectivement (Figure 2A).
   5. Préparez des manches d’une longueur fonctionnelle totale (corps tubulaire) de 2,0 à 2,5 mm. Maintenir une longueur d’extension de 3,0 à 4,0 mm pour la manipulation avec une pince.
   6. Pincez la paroi du brassard avec les mâchoires des pinces anti-moustiques pour créer une rainure circonférentielle située à environ 0,5 à 1,0 mm du bord proximal du brassard (voir Figure 2A pour les détails). Maintenir une profondeur de rainure d’environ 0,1 à 0,2 mm pour faciliter un attachage sécurisé des nœuds et une fixation ultérieure.
   7. Assurez-vous que la rainure empêche la ligature de fixation 7-0 de glisser de la surface rigide du cathéter.
   8. Taillez un cathéter intraveineux de 22G pour créer un stent biliaire avec des extrémités inclinées ou biseautées. Assurez-vous d’une longueur de 5 à 7 mm.
   9. Je préfère une longueur de stent de 7 mm. Ajustez la longueur en fonction de la variation anatomique en utilisant le niveau horizontal de la veine gastrique droite comme point de repère. Estimez la distance entre ce point de repère et l’hilum hépatique pour guider la sélection de la longueur du stent.
   10. Raccourcir le stent (à environ 5–6 mm) si la distance estimée est limitée ou si une résistance est rencontrée lors de l’insertion. Assurez-vous qu’environ 2 à 3 mm du stent peuvent être insérés dans le canal biliaire sans plier, courber ou faire une protrusion.
   11. Faites tremper le stent dans du sérum physiologique héparinisé (100 UI/mL) à température ambiante (23°C ± 2°C). Maintenez le stent immergé pendant au moins 30 minutes avant l’utilisation afin d’éviter la coagulation intraluminale de la bile lors de l’insertion dans la lumière biliaire du donneur (Figure 2A).
       REMARQUE : Préparez le brassard avant l’opération et utilisez une pince anti-moustiques pour créer des rainures dans la paroi du bracelet afin de faciliter le nœud et la fixation après une canulation réussie. Veillez à ce que les extrémités du stent biliaire coupé ne soient pas trop pointues afin d’éviter la perforation des voies biliaires. Au microscope chirurgical (grossissement 10×–16×), confirmez que le bord coupé est propre et exempt de meules plastiques dentelées ; Si la pointe semble aiguilleuse, émoussez-la légèrement avec des microciseaux. Lors de la manipulation, utilisez uniquement des micro-pinces fines, non dentées, pour manipuler le stent. Éviter d’appliquer une force externe excessive, comme indiqué par tout aplatissement, ovalisation ou courbure de la lumière du stent ; Écartez et remplacez tout stent déformé, car le rétrécissement luminal augmente le risque de complications biliaires postopératoires.

Figure 1. Instruments chirurgicaux utilisés lors de la greffe. (A) Bassin en rein en acier inoxydable. (B) Porte-microaiguilles. (C) Micro-ciseaux. (D) Micro-pinces (droites et courbes). (E) Clips microvasculaires et petites pinces de type bouledogue à moustiques. (F) Porte-aiguille standard. (G) Pinces hémostatiques droites (pinces anti-moustiques). (H) Pince vasculaire. (I) Ciseaux chirurgicaux standards. (J) Élastique (fabriqué à partir du poignet d’un gant chirurgical stérile). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 2. Des bracelets chirurgicaux sur mesure, un stent bilaire et des incisions abdominales planifiées. (A) Préparation des coiffes vasculaires et du stent biliaire avec une règle millimétrique. De gauche à droite : une gaine péridurale 6F utilisée pour le brassard de la veine cave inférieure infrahépatique (IHIVC), une gaine 5F utilisée pour le brassard de la veine porte (PV), et un stent biliaire de 5 à 7 mm coupé à partir d’un cathéter intraveineux 22G. (B) Une incision croisée marquée sur l’abdomen du rat donneur afin de maximiser l’exposition chirurgicale. (C) Incision standard de laparotomie médiane marquée sur l’abdomen du rat receveur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

2. Opération avec donneur

1. Premières étapes
   1. Anesthésiez le rat donneur à l’aide d’isoflurane à 5 % à un débit d’air de 1 L/min dans la chambre d’induction. Évaluez la profondeur de l’anesthésie en confirmant l’absence de mouvement spontané des membres et de réflexe de retrait.
      REMARQUE : La profondeur de l’anesthésie est évaluée en observant l’absence de mouvement spontané des membres, l’absence de réflexe de retrait et la fréquence respiratoire. Pour garantir le bon déroulement de l’opération, ces paramètres sont rigoureusement réévalués tous les 20 minutes tout au long de la procédure.
   2. Administrez 1 % de pentobarbital (40–45 mg/kg) par injection intrapéritonéale au niveau inférieur droit de l’abdomen, environ 1 à 2 cm latéral à la ligne médiane (ligne alba) et 1 à 2 cm crânien au ligament inguinal droit. Confirmez une anesthésie adéquate en pinçant la patte arrière et en veillant à ce qu’il n’y ait pas de réflexe de sevrage.
   3. Placez le rat donneur en position couchée sur une bouillotte à 37°C pour maintenir la température corporelle pendant l’opération.
   4. Rase la zone chirurgicale abdominale. Désinfectez la zone avec du povidone-iode trois fois.
2. Procédures avant la perfusion hépatique
   1. Réaliser une incision croisée s’étendant jusqu’au processus xiphoïde, descendant jusqu’à la symphyse pubienne, et latéralement jusqu’à la ligne médiane axillaire pour maximiser l’exposition du champ chirurgical (Figure 2B).
      REMARQUE : Réalisez la laparotomie en deux couches. Incise d’abord la peau et les tissus sous-cutanés. Ensuite, tentez la ligne alba avec des pinces et faites une petite incision initiale pour laisser entrer l’air, ce qui fait tomber les viscères. Prolongez l’incision avec des ciseaux tout en gardant la lame inférieure parallèle à la paroi abdominale pour éviter les blessures organiques.
   2. Enveloppez les intestins d’une gaze imbibée de solution saline. Placez-les sur le champ opératoire stérile du côté gauche de l’abdomen pour exposer la zone opérée.
      REMARQUE : Il est impératif de maintenir une humidité continue des intestins éviscérés tout au long de la procédure afin d’éviter la dessiccation ischémique et l’hypothermie. Réhydratez périodiquement la gaze de couverture en appliquant des gouttes de solution physiologique tiède (37°C) environ toutes les 10 à 15 minutes, ou immédiatement dès que la gaze commence à sécher sous l’éclairage chirurgical.
   3. Divisez le ligament falciforme. Pincez et rétractez le processus xiphoïdien par le niveau crânien pour exposer la veine veineuse suprahépatique (SHIVC) et la veine phrénique inférieure gauche.
   4. Divisez le ligament triangulaire gauche. Liguez la veine phrénique gauche près du SHIVC avec un 7-0 ou 8-0 Suture (Figure 3A).
      REMARQUE : Lors de la ligature de la veine phrénique inférieure gauche, positionnez la ligature près du SHIVC. Sachez que l’aiguille de suture peut facilement percer le diaphragme et provoquer un pneumothorax ; Suture près du vaisseau sanguin.
   5. L’électrocautérité est recommandée pour la division des vaisseaux afin d’obtenir une hémostase rapide et de réduire le temps d’opération, améliorant ainsi la cohérence et la reproductibilité des procédures.
      REMARQUE : L’électrocautérité standardise l’hémostasie, réduit le temps d’intervention et améliore la reproductibilité chez les opérateurs.
   6. Mobiliser les lobes caudés et papillaires (Figure 3B).
   7. Utilisez des pinces microscopiques pour retirer la graisse et le tissu conjonctif à la surface de la CIHI.
      REMARQUE : Retirez le tissu conjonctif jusqu’à ce que la paroi du vaisseau paraisse lisse et translucide. Une exposition adéquate est obtenue lorsque des pinces vasculaires peuvent être appliquées sans interférence et qu’aucun tissu résiduel ne subsiste susceptible de compromettre le brassage ou la suture.
   8. Ligater la veine surrénalienne droite au flush de l’IHIVC. Isoler la veine rénale droite et la ligater avec le VHIH.
   9. Continuez à disséquer le CVII caudal jusqu’à un niveau juste au-dessus de la veine rénale gauche (Figure 3C).
      REMARQUE : Assurez-vous que le VHIH est complètement squelettisé (séparer les vaisseaux sanguins aussi complètement que possible du tissu conjonctif adipeux) lors de la dissection. Cela facilite l’explantation hépatique ultérieure et les procédures de fixation de la coiffe.
   10. Élèvez doucement le foie à l’aide d’un coton-tige. Disséquez les attaches ligamentaires entre le lobe hépatique inférieur droit et le rétropéritoine.
       REMARQUE : Identifiez le SHIVC comme un vaisseau court, large et à paroi bleutée au pôle hépatique supérieur. Arrêtez la dissection une fois que sa face antérieure est nettoyée et que les fibres diaphragmatiques adjacentes deviennent visibles.
   11. Arrêtez la dissection à l’arrivée du SHIVC.
       REMARQUE : Manipulez le foie avec un soin extrême pour éviter les lésions parenchymatouses. Faites preuve de prudence pour protéger la VCI lors de la dissection rétropéritonéale crânienne.
   12. Disséquez le tissu conjonctif entre la PV et le HA approprié. Isole le PV.
   13. Ligadez la veine gastrique droite (veine pylorique) en la rinçant avec la PV. Poursuivez la dissection jusqu’à la racine de la veine splénique.
   14. Exposez la porte hepatis. Identifiez le tissu conjonctif graisseux en forme de cordon situé à gauche de la PV, encapsulant le canal biliaire commun (CBD) et l’AH.
   15. Réaliser une incision en forme de « V » sur la paroi antérieure du CBD, à 3 à 5 mm distale par rapport à la bifurcation du canal hépatique.
   16. Utilisez une microforceps pour maintenir le stent biliaire. Insérez le stent d’environ 3 mm dans les voies biliaires tout en maintenant un alignement parallèle avec le conduit.
       REMARQUE : Avancez le stent en douceur sans résistance. Veillez à ne pas avoir de bombement latéral, d’angulation ou de tente dans les murs de conduit. Si une résistance ou une déformation survient, retirez-vous et réalignez-vous avant la réinsertion.
   17. Fixez le stent avec une cravate en soie 7-0 circonférentielle. Ligadez le HA au niveau de l’incision et transpercez-le proximalement (Figure 3D).
       REMARQUE : Évitez strictement la « squelettisation excessive » lors de la dissection du CBD du donneur. Préserver le tissu conjonctif peribiliaire, les plexus nerveux et les réseaux microvasculaires pour favoriser la circulation collatérale précoce et la guérison biliaire postopératoire. Comme l’extrémité distale du canal donneur est la région la plus ischémique, il faut garder le site anastomotique proche de l’hile hépatique pour minimiser la charge ischémique.
3. Perfusion hépatique
   1. Exposez l’aorte abdominale. Insérez une aiguille veineuse de 23 gauges (23 G) (environ 1 cm) reliée à une seringue de 20 mL remplie d’une solution froide (4°C) de l’Université du Wisconsin (UW).
      REMARQUE : Insérez l’aiguille dans l’aorte abdominale à un angle peu profond (15°–20°). Confirmez l’entrée en observant le retour sanguin artériel, puis avancez légèrement et alignez l’aiguille parallèlement au vaisseau pour éviter une perforation de la paroi postérieure.
   2. Retirez l’air de la seringue avant l’infusion. Clampez et fixez l’aorte abdominale et l’aiguille à l’aide d’une pince vasculaire.
      REMARQUE : Retirez tout l’air de la seringue en tapotant pour déloger les bulles et en expulsant le liquide jusqu’à ce qu’une goutte continue soit visible à la pointe de l’aiguille. Confirmez l’absence d’air dans le moyeu de l’aiguille avant la canulation.
   3. Initiez lentement la perfusion en dépressant manuellement la seringue à un rythme régulier de 3 à 3,5 mL/min (Figure 3E).
      REMARQUE : Confirmez le bon placement intravasculaire en observant le retour sanguin dans le tuyau.
   4. Incise le diaphragme. Exposez complètement la cavité intraveineuse thoracique et l’aorte thoracique.
   5. Clampez la VCI thoracique à sa jonction avec l’oreillette droite, ainsi que l’aorte thoracique, à l’aide de pinces vasculaires.
   6. Transectez la VCI thoracique juste sous la pince pour permettre l’écoulement de perfusé.
      REMARQUE : Appliquer la pince aussi crâniquement que possible et transecter en dessous pour préserver la longueur du vaisseau. Commencez immédiatement la perfusion pour prévenir la coagulation et préserver la qualité des greffons.
   7. Poursuivre la perfusion à un rythme régulier (3–3,5 mL/min) jusqu’à un volume total d’environ 40 mL.
   8. Arrêter la perfusion une fois que le parenchyme hépatique devient complètement pâle (brun-jaunâtre) (Figure 3F).
      REMARQUE : Une perfusion adéquate est confirmée lorsque le foie devient uniformément pâle (brun-jaunâtre) et que l’effluent du CVII transséqué est clair, sans résidus sanguins.
   9. Faites un coup de cheval de l’IHIVC avec la veine rénale gauche. Transectez le PV au niveau de la veine splénique.
      REMARQUE : Éviter l’injection rapide ou forcée de perfusate pour prévenir les lésions endothéliales et parenchymateuses.
   10. Agrandir l’incision diaphragmatique. Prélever le greffon hépatique en bloc avec le diaphragme attaché.
   11. Placez la greffe dans une boîte de Petri stérile contenant une solution de conservation froide pour UW.
   12. Maintenez le greffon dans une solution froide de UW à 4°C. Transplantation complète dans les 2 heures suivant l’acquisition.

Figure 3. Étapes chirurgicales clés lors de la mobilisation du foie par donneur et la perfusion in situ. (A) Exposition et ligature de la veine phrénique inférieure gauche. (B) Isolement et division des branches communicantes hépato-œsophagiennes. (C) Dissection du CIHI, démontrant la ligature des veines surrénales droites et rénales droites. (D) Insertion du stent biliaire sur mesure dans le canal biliaire commun (CBD) en utilisant la technique « no-touch » pour préserver le tissu conjonctif pertériaire. (E) Canulation de l’aorte abdominale pour initier une perfusion froide in situ. (F) Foie de donneur entièrement perfusé, présentant une apparence uniformément pâle, indiquant un lavage sanguin réussi. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

3. Préparation de greffe ex vivo

REMARQUE : Effectuer toute la préparation des greffes ex vivo sur glace (Figure 4A). Maintenez le greffon dans une solution UW à 4°C ± 2°C et surveillez périodiquement la température pour garantir une conservation adéquate au froid.

Figure 4. Préparation ex vivo du greffon de foie du donneur. (A) Le greffon hépatique prélevé placé dans une boîte de Petri stérile contenant une solution de conservation froide de l’UW, placé sur de la glace concassée pour maintenir l’hypothermie. (B) Menottage du PV donneur par éversion sur un brassard personnalisé et fixation avec une ligature circonférentielle. (C) Préparation du brassard terminée pour la PV et l’IHIVC, avec le stent biliaire en place. (D) Préparation de la VCI suprahépatique (SHIVC) avec des points de suture de soi placés aux deux coins latéraux pour faciliter l’anastomose ultérieure. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

1. Préparation du brassard PV
   1. Saisir la queue de la coiffe PV avec une pince anti-moustiques et la fixer de façon à ce que l’extrémité de la queue soit dirigée vers le bas, perpendiculairement au fond de la boîte de Petri.
   2. Faites passer la microforceps à travers la lumière du brassard. Tirez le PV à travers le brassard.
   3. Ajustez la paroi antérieure du PV. Évervez environ 3 mm de la paroi du vaisseau au-dessus de l’extrémité évasée de la queue de la poignette.
   4. Fixez le vaisseau éversé à la paroi extérieure du bracelet à l’aide d’une cravate en soie circonférentielle 7-0 (Figure 4B).
      REMARQUE : Assurez-vous que le vaisseau et la manche sont alignés sans torsion ni angulation. Après fixation, rincez le brassard PV avec environ 1 mL de solution UW et confirmez la persévérance en observant l’écoulement du SHIVC.
2. Préparation des manchettes IHIVC
   1. La préparation et le menottage de l’IHIVC sont réalisés en suivant exactement les mêmes étapes que celles décrites pour la PV à l’étape 3.1. En résumé, cela inclut la mobilisation, le triming et la fixation des menottes suivant le même protocole standardisé afin d’assurer la cohérence et la reproductibilité expérimentales. (Figure 4C).
      REMARQUE : Confirmez la perméabilité du brassard du CIHIH en observant un écoulement non obstrué du SHIVC après le flushing.
3. Rinçage des voies biliaires
   1. Rincez doucement le canal biliaire à travers le stent biliaire à l’aide d’une seringue de 1 mL contenant 0,5 mL de solution UW.
   2. Assurez-vous qu’aucune fuite de liquide n’y a lieu lors du rinçage.
      REMARQUE : L’absence de fuite de liquide confirme l’intégrité du canal biliaire.
4. Préparation du SHIVC
   1. Taillez le SHIVC du greffon hépatique en excisant le diaphragme résiduel.
   2. Assurez-vous que le SHIVC est complètement squelettique, comme défini à l’étape 2.2.7.
5. Pose de suture en permanence
   1. Utilisez 7-0 ou 8-0 Sutures basées sur la préférence de l’opérateur.
      REMARQUE : En ce qui concerne les résultats chirurgicaux (y compris la permanence anastomotique et la survie du receveur), les deux tailles de suture sont fonctionnellement équivalentes dans ce modèle. Le choix entre les deux peut être entièrement basé sur la préférence personnelle de l’opérateur ou la disponibilité en laboratoire sans affecter la reproductibilité de la procédure.
   2. Aplatir doucement la souche SHIVC. Placez des points de suture aux coins latéraux gauche et droit en passant l’aiguille de l’intérieur vers l’extérieur, à environ 1 mm du bord (Figure 4D).

4. Opération du destinataire

1. Premières étapes
   1. Anesthésiez le rat receveur en utilisant le même protocole que celui décrit pour le donneur (Étape 2.1.1).
   2. Placez le rat destinataire sur un tapis chauffant contrôlé par thermostat maintenu à 37°C.
   3. REMARQUE : Peser le rat receveur avant l’anesthésie. Assurez-vous que son poids corporel dépasse d’environ 50 g celui du donneur.
2. Mobilisation du foie receveur
   1. Réalisez une laparotomie médiane.
   2. Rétractez latéralement la paroi abdominale à l’aide de quatre écarteurs élastiques. Positionnez les deux rétracteurs supérieurs latéralement aux marges côtales bilatérales et les deux rétracteurs inférieurs latéralement aux régions inguinales bilatérales pour obtenir une exposition optimale.
      REMARQUE : Appliquer une rétraction suffisante pour exposer le champ opératoire tout en évitant une tension excessive qui pourrait provoquer un blanchiment des tissus ou une altération de la respiration.
   3. Ligater la veine phrénique inférieure gauche (LIPV) de la même manière que celle décrite pour la procédure du donneur (voir l’étape 2.2.1).
   4. Disséquez les ligaments entre le lobe hépatique gauche et le rétropéritoine. Mobiliser les lobes caudé et papillaire.
   5. Divisez les ligaments et les branches communicantes entre l’œsophage et le lobe gauche du foie à l’aide d’électrocautérage.
      REMARQUE : L’électrocautérisation est recommandée pour assurer une hémostasie rapide, réduire le temps d’intervention et améliorer la reproductibilité des procédures.
   6. Disséquez brutalement le VHIH jusqu’au niveau de la veine rénale droite.
   7. Isoler et ligater soigneusement la veine surrénale gauche à environ 2 mm de sa confluence avec le CIHI.
   8. Gérez le lobe inférieur droit du foie de la même manière que pour la procédure du donneur (voir l’étape 2.2.4).
   9. Passez un élastique (fabriqué à partir du poignet d’un gant chirurgical stérile, d’environ 10 cm de long) transversalement derrière le SHIVC.
      REMARQUE : Appliquer une traction douce pour exposer le SHIVC sans restreindre le mouvement respiratoire.
   10. Laissez l’élastique en place pour l’utiliser lors de la coupe ultérieure du SHIVC.
   11. Disséquer et isoler la PV de l’hilum hépatique jusqu’au niveau de la branche pylorique.
       REMARQUE : Limitez la dissection du PV à la région anastomotique. Préserver les affluents environnants afin de réduire les traumatismes chirurgicaux.
   12. Isoler l’HA au niveau de l’hile hépatique.
   13. Liga le HA à fleur de l’hilum et tranche-le proximalement.
   14. Identifiez la confluence des canaux hépatiques gauche et droit formant le CBD sous l’hilose hépatique. Ligadez le CBD à cet endroit à l’aide d’une suture 7-0 Prolene et transectez-le (Figure 5A).
       REMARQUE : Minimisez les traumatismes chirurgicaux dans cette région. Préserver la longueur maximale possible de l’AH ainsi que le tissu conjonctif pertériaire, les plexus nerveux et le réseau microvasculaire afin de faciliter l’établissement précoce de la circulation collatérale.
3. Hépatectomie receveuse
   1. Appliquer des pinces microvasculaires pour obstruer immédiatement le CIHI, céphale dans la veine rénale droite.
   2. Appliquez une pince microvasculaire pour obstruer la PV juste au-dessus de sa jonction avec la veine pylorique.
   3. Confirmez l’occlusion vasculaire réussie en observant un assombrissement visible du parenchyme hépatique.
      REMARQUE : Confirmer l’occlusion vasculaire par un assombrissement uniforme (cyanose) du foie, la perte de turgeur parenchymeuse et l’effondrement du PV.
   4. Insérez une aiguille veineuse de 23 G fixée à une seringue de 5 mL dans le PV.
   5. Infusez 2 mL de solution de glucose à 5 % sur environ 30 secondes pour injecter le sang intrahépatique dans la circulation systémique.
      REMARQUE : Injectez lentement via la PV près de l’hilum hépatique pour injecter le sang intrahépatique dans la circulation systémique.
   6. Appliquez une traction vers le bas sur l’élastique pour exposer le SHIVC.
   7. Clampez le SHIVC à l’aide d’une pince vasculaire (Figure 5B).
   8. Tranchez le IVII, la PV et le SHIVC avec le parenchyme hépatique.
   9. Retirez complètement le foie naturel de la cavité abdominale.
      REMARQUE : Maintenez la phase anhépatique dans les 26 minutes (pas plus de 30 minutes). Les vaisseaux transectaux se rincent avec le foie pour préserver une longueur adéquate et assurer des moignons vasculaires lisses.
4. Implantation de la greffe hépatique
   1. Reconstruction du SHIVC
      1. Positionner la greffe hépatique dans son orientation anatomique orthotopique.
      2. Utilisez la suture 7-0 préinstallée dans le coin gauche pour commencer la suture continue de la paroi postérieure vers le coin droit.
      3. Fixez la suture à la suture de maintien au coin droit.
      4. Poursuivre la suture de passage le long de la paroi antérieure pour compléter l’anastomose (Figure 6A–6C).
      5. Maintenir une distance d’entrée de l’aiguille de 0,5 à 1,0 mm du bord du récipient.
      6. Maintenir une hauteur de suture de 1,0 à 1,5 mm.
         REMARQUE : Maintenez un espacement régulier des aiguilles et une hauteur de suture pour garantir une anastomose sécurisée et sans tension.
      7. Serrez la suture après chaque point pour éliminer les espaces morts et maintenir une tension adéquate.
         REMARQUE : Avant de terminer la suture de la paroi antérieure, rincez le SHIVC avec une solution UW à l’aide d’une aiguille résiduelle pour expulser l’air résiduel et prévenir l’embolie airique.
   2. Reconstruction PV
      1. Placez des points de suture 7-0 aux coins gauche et droit du moignon PV receveur.
      2. Appliquez une traction à trois points pour créer une ouverture triangulaire.
      3. Insérez le PV donneur menotté dans la lumière.
      4. Sécuriser à l’aide d’une ligature 7-0 nouée autour de la rainure circonférentielle (Figure 6D–6F).
   3. Reconstruction de l’IHIVC
      1. Reconstruisez l’IHIVC en utilisant la même technique que la reconstruction PV (voir l’étape 4.4.2) (Figure 6G–6I).
   4. Réperfusion
      1. Libérez séquentiellement les pinces vasculaires sur le SHIVC, la PV et l’IHIVC.
      2. Confirmez la réperfusion réussie en observant une restauration uniforme de la couleur du greffon sans congestion, hémorragie ou fuite (Figure 7A).
         REMARQUE : La production active de bile par le canal biliaire indique la restauration de la perfusion hépatique et de la fonction précoce du greffon.
   5. Reconstruction biliaire
      1. Réaliser une petite incision transversale (moitié du diamètre du canal) sur la paroi antérieure du moignon du CBD receveur.
      2. Insérez le stent bilaire donneur à environ 3 mm dans la lumière du CBD.
      3. Fixez le stent avec une suture circonférentielle 7-0 (Figure 7B).
         REMARQUE : Observez un efflux biliaire actif à partir de la pointe distale du stent donneur avant la fin de la reconstruction. Cela confirme la persévérance et la fonction précoce du greffon.
5. Réchauffement du destinataire
   1. Irriguez la cavité péritonéale avec 150 mL de solution saline normale à 37°C avant la fermeture abdominale.
      REMARQUE : Cette étape élimine le sang résiduel, restaure la température corporelle et permet l’inspection de l’hémostasie aux anastomoses SHIVC, IHIVC et PV.
6. Fermeture abdominale et soins postopératoires
   1. Fermez la couche musculofasciale à l’aide d’une suture continue avec un fil absorbable 4-0, en prenant des morsures de 5 mm à intervalles de 1 cm.
   2. Fermez la peau à l’aide d’une suture continue avec du fil de soie 4-0.
   3. Administrez de la buprénorphine (0,1 mg/kg) par voie sous-cutanée toutes les 12 heures pour un total de 2 doses.
   4. Transférez le rat récepteur dans une cage propre et à température contrôlée.
   5. Surveillez en continu jusqu’à la récupération complète de l’anesthésie et la reprise d’un mouvement spontané normal.

Figure 5. Étapes chirurgicales clés lors de la mobilisation hépatique et de l’hépatectomie du receveur. (A) Identification et ligature du CBD receveur près de la bifurcation hilaire. (B) Exposition et serrage croisé du SHIVC. Un élastique est placé derrière le SHIVC pour assurer l’adhérence et améliorer la visualisation lors du serrage. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 6. Étapes chirurgicales clés pour la reconstruction vasculaire lors de l’implantation d’une greffe hépatique. Reconstruction du SHIVC : (A) alignement à l’aide de points de suture de coin à l’angle, (B) suture continue de paroi postérieure, et (C) complétion de la suture de la paroi antérieure. Reconstruction PV utilisant la technique du brassard : (D) traction en trois points, (E) insertion du PV donneur menotté, et (F) ligature fixant le brassard. Reconstruction du VII utilisant la même technique du brassard : exposition (G), insertion (H) et ligature (I). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 7. Vérification de la fonction greffe, reconstruction biliaire et récupération postopératoire. (A) Évaluation de la fonction précoce du greffon après la reperfusion, avec un efflux biliaire visible provenant du stent biliaire donneur. Des reconstructions PV et IHIVC sont visibles. (B) Reconstruction biliaire achevée avec insertion et fixation du stent biliaire donneur dans le CBD receveur. (C) Rat récepteur représentatif démontrant une récupération postopératoire complète avec une posture normale et une activité spontanée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Résultats

Pour garantir une qualité chirurgicale et une reproductibilité constantes à travers les modèles NArLT, toutes les interventions étaient réalisées par le même microchirurgien expérimenté. Un total de 50 greffes de foie de rat ont été réalisées durant la période de l’étude. Les durées moyennes des interventions chirurgicales étaient les suivantes : la chirurgie par donneur a duré en moyenne 25,3 ± 2,6 minutes, la préparation des greffes ex vivo a duré en moyenne 13,1 ± 2,1 minutes, la chir...

Discussion

Le modèle NArLT est une pierre angulaire pour la recherche expérimentale sur la transplantation en raison de son évitement de l’anastomose artérielle^{microvasculaire complexe 11}. Cependant, les méthodes NArLT conventionnelles sont historiquement minées par des taux élevés de complications biliaires — jusqu’à 30 % — qui limitent sévèrement la survie à long terme et entravent les études immunologiques^{chroniques 2}. L’importance de la méthode pr...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Suture absorbable 4-0	Ethicon	W9109H	Utilisé pour la fermeture de la couche musculofasciale (linea alba)
Suture en soie 4-0	Ethicon	VCP304H	Utilisé pour la fermeture de la peau
7-0 ou 8-0 Suture / Cravate en soie	Ethicon	Z1711E	Utilisé pour la ligature de vaisseaux (par exemple, veine phrénique gauche)
Cathéter intraveineux 22G	B. Braun	4252098B	Coupé en 5&ndash ; 7 mm avec des extrémités inclinées pour préparer le stent biliaire
Aiguille veineuse du cuir chevelu 23G	Shandong Qinkai Medical Industry Co., Ltd.	MDLSSVS	Utilisé pour l’insertion dans l’aorte abdominale pour la perfusion hépatique
Buprénorphine	Institut de recherche pharmaceutique de Tianjin Pharmaceutical Co., Ltd.	H12020275	Administré sous forme d’analgésie sous-cutanée après l’opération
Coton-tige	Aoocn	216-236	Utilisé pour surlever doucement le foie pendant la dissection
Glace concassée	N/A	N/A	Utilisé pour maintenir la température du greffon lors de la préparation ex vivo
Écarteurs élastiques	N/A	N/A	Utilisé pour rétracter la paroi abdominale lors d’une laparotomie
Gaines de cathéter péridurale	Jiangsu Maichuang Medical Device Co., Ltd.	20173084015	Tailles 5F et 6F ; utilisé comme bracelets pour PV et IHIVC
Gaze	Central Medical Technology Co., Ltd.	CH-1001	Imbibés de solution saline ; Utilisé pour couvrir et protéger les intestins
Solution de glucose (5 %)	Sichuan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd.	H20044307	Utilisé pour purifier le sang intrahépatique lors d’une hépatectomie receveuse
Sérum physiologique	Shenzhen Life Biotechnology Co., Ltd.	H2012003	100 UI/mL ; utilisé pour faire tremper le stent biliaire
Aiguille à Indwelling	B. Braun	4254074B	Utilisé pour rincer le SHIVC afin d’éliminer l’air avant de terminer l’anastomose
Isoflurane	Jinan Guangshengyuan Biotechnology Co., Ltd.	153107015	5 % de concentration ; utilisé pour l’induction anesthésique & nbsp ;
Pinces microvasculaires	Shanghai Medical Devices Co., Ltd.	JCZ200	Utilisé pour l’occlusion des vaisseaux lors d’une chirurgie
Pinces anti-moustiques	Shanghai Medical Devices Co., Ltd.	J31010	Utilisé pour la manipulation fine et la préparation des manches
Solution physiologique normale (0,9 %)	Sichuan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd.	H20044304	Utilisé pour l’irrigation et le trempage en gaze (37° ; C)
Pentobarbital (1 %)	Shanghai Yuansi Technology Co., Ltd.	P0500000	40&ndash ; 45 mg/kg ; Utilisé pour l’anesthésie chirurgicale
Cathéter veineux inséré périphériquement (PIVC)	Covidien	8888145015	Utilisé pour rincer la PV menottée et confirmer la permétude   ;
Povidone-iode	Shanxi Trinda Biotechnology Co., Ltd.	41836054	Utilisé pour la désinfection du site chirurgical
Élastique (de Surgical Glove)	Ansell	N/A	Utilisé pour la traction du SHIVC lors de l’intervention chirurgicale du receveur
Sprague&ndash ; Dawley Rats	Huafukang (Beijing) Biotechnology Co., Ltd.	22001A	Rats mâles adultes, 8 et ndash ; 10 semaines, 220 et ndash ; 250 g
Boîte de Petri stérile (10 cm)	Shandong Enyou Biotechnology Co., Ltd.	H905001	Utilisé pour maintenir le greffon dans une solution d’UW lors de la préparation ex vivo
Seringue (20 mL)	Shandong Weigao Group Medical Polymer Products Co., Ltd.	20163141593	Utilisé pour la perfusion hépatique contrôlée (3 & ndash ; 3,5 mL/min)   ;
Solution de préservation de l’UW	Pont vers la vie	BTL-UW-1L	Maintenu à 4°ré ; C; Utilisé pour la perfusion hépatique par donneur et la préservation des greffons