Une procédure répétitive de perte de poids pour établir un modèle murin de traumatisme crânien chronique

Résumé

Un protocole est présenté pour établir un modèle murin de traumatisme crânien léger et à tête fermée et répétitif, afin d’étudier les mécanismes sous-jacents au comportement dépressif chronique en l’absence de lésions structurelles cérébrales macroscopiques.

Résumé

Un traumatisme crânien (TCC) peut entraîner des changements neuropathologiques persistants et des séquelles neuropsychiatriques à long terme. Pendant la convalescence, une proportion importante des patients développe des troubles affectifs, y compris des symptômes dépressifs et des troubles liés au sommeil, même lorsque la tomodensitométrie de routine ou l’imagerie par résonance magnétique ne révèlent aucune anomalie structurelle évidente. Des modèles expérimentaux reproduisant ces caractéristiques sont nécessaires pour étudier les mécanismes sous-jacents aux symptômes neuropsychiatriques post-traumatiques chroniques. Ici, nous présentons un protocole pour établir un modèle murin de traumatisme crânien léger à tête fermée et répétitif, afin d’étudier les mécanismes sous-jacents au comportement dépressif chronique en l’absence de lésions structurelles cérébrales grossières visibles détectables par examen macroscopique et IRM pondérée en T2. Dans cette méthode, le crâne intact est exposé et soumis à des impacts répétés en utilisant des paramètres de perte de poids définis sur cinq jours consécutifs. Dans les conditions décrites ici, la procédure produit une blessure à la tête fermée sans fracture grave du crâne ni contusion focale macroscopique. Après un intervalle post-blessure, les souris présentent des comportements proches de la dépression sans présenter d’anomalies structurelles focales évidentes lors de l’examen macroscopal ou de l’imagerie par résonance magnétique pondérée en T2 dans les conditions utilisées dans cette étude. Ce protocole propose une approche expérimentale pour étudier les comportements dépressifs chroniques après un traumatisme crânien léger et répétitif et pour évaluer les interventions thérapeutiques potentielles.

Introduction

Cependant, comme le paradigme actuel délivre principalement un impact linéaire à une souris à tête fixe, il doit être interprété comme un modèle de TCL à tête fermée optimisé pour étudier les effets affectifs chroniques plutôt que comme un imitateur biomécanique direct d’une commotion cérébrale liée au sport ou d’une blessure mineure au code de la route. » Le traumatisme crânien (TCC) est actuellement l’une des principales causes de morbidité et de mortalité liées au traumatisme, imposant un fardeau médical et économique important aux familles et à la société ^1,2. Notamment, les lésions du système nerveux central après un TCC ne sont pas transitoires ; elle évolue généralement de manière chronique et progressive. Une étude sur le TCC a révélé que même 18 ans après la blessure, l’activation microgliale persiste, et une neuroinflammation chronique prolongée continue de provoquer une détérioration neuronale^{sévère 3}. Les données épidémiologiques indiquent que jusqu’à 28 % à 32 % des patients développent des troubles affectifs sévères durant la phase⁴ prolongée de la récupération. Dans cet article, la LRT rmt fait référence au paradigme d’induction des traumatismes crâniens légers et répétitifs, tandis que la phase chronique post-blessure, caractérisée par des altérations comportementales persistantes, est ici appelée lésion crânienne traumatique chronique (TCC). Le terme TCC est utilisé ici pour décrire l’état chronique post-blessure caractérisé par des modifications comportementales persistantes après une TCL rm, plutôt qu’un paradigme distinct de lésió. Cette utilisation est conceptuellement cohérente avec nos travaux antérieurs démontrant que le TCC expérimental peut évoluer comme un processus chronique progressif associé à des anomalies histopathologiques et comportementales à long terme.

Ces séquelles neuropsychiatriques chroniques compromettent gravement la qualité de vie et les résultats fonctionnels des^{patients 5}. Cependant, la pathogenèse exacte sous-jacente à ces troubles affectifs secondaires reste insaisissable, et les options de traitement clinique sont très limitées. Par conséquent, étudier les mécanismes des comportements dépressifs induits par le TCC et identifier des cibles thérapeutiques précises est un besoin clinique urgent et une importance pratique significative.

Pour élucider les mécanismes pathologiques du TCC, les chercheurs ont développé divers modèles animaux, parmi lesquels le modèle d’impact cortical contrôlé (ICC) est actuellement l’un des plus^{utilisés 6,7}. La CCI permet un contrôle précis des paramètres d’impact pour générer des lésions focales hautement reproductibles. Cependant, les modèles CCI et les lésions fluides-percussions traditionnelles (FPI) nécessitent généralement une craniotomie. Ces approches sont particulièrement utiles pour étudier les contusions focales, la perte tissulaire et les réponses neuroinflammatoires sévères liées aux lésions nuisibles, mais elles tendent à simuler un TCC ouvert sévère, qui diffère significativement des présentations cliniques les plus courantes de lésions cérébrales cléennes légères, telles que les commotions liées au^{sport 8,9}. De manière cruciale, la nécrose cérébrale, les cicatrices gliales et la cavitation à un stade avancé causées par la craniotomie et l’impact présentent deux limitations majeures. Premièrement, de graves déficits structurels induisent souvent des dysfonctions motrices, ce qui perturbe directement l’évaluation précise des résultats comportementaux. Deuxièmement, la perte physique de tissu sectionne les projections neuronales à longue portée. Comme démontré dans des études antérieures utilisant le modèle TCC induit par la CCI, les souris présentaient des contusions cérébrales focales^{significatives 4}. Cette perturbation structurelle entrave gravement l’application de techniques neuroanatomiques avancées, telles que la traçabilité virale, rendant en grande partie impossible l’investigation des symptômes psychiatriques et de leurs circuits neuronaux associés. Ainsi, bien que ces modèles restent utiles pour les études sur les TCC sévères ou focaux, ils peuvent être moins adaptés lorsque l’objectif est d’étudier les anomalies affectives chroniques après des lésions légères répétées à la tête fermée, notamment lorsque la préservation de l’intégrité structurelle est importante pour les analyses comportementales et au niveau des circuits.

Pour surmonter les limites des modèles de TCC ouvert sévère mentionnés précédemment, cette étude détaille un protocole permettant d’établir un modèle murien de traumatisme crânien léger répétitif (RMTL) en utilisant une méthode de chute de poids sur le crâne exposé et intact, sans craniotomie. Ce protocole utilise des paramètres d’impact précisément définis : une hauteur de chute de 25 cm et un poids de 20 g. Le site d’impact était ciblé à 2 mm à gauche de la suture sagittale et 2 mm postérieur à la suture coronale, utilisant une pointe métallique courbée d’un diamètre de 4 mm afin d’assurer la précision et l’uniformité de la force d’impact. De plus, la fréquence spécifique des impacts répétés sur cinq jours consécutifs garantit la stabilité des altérations pathologiques chroniques. Des évaluations complètes intégrant IRM, histopathologie et tests comportementaux démontrent que ce modèle murien présente des comportements dépressifs significatifs tout en préservant l’intégrité structurelle globale du cerveau, sans contusions focales ou déficits moteurs évidents. Ce profil phénotypique capture des caractéristiques comportementales sélectionnées de lésions crâniennes légères et répétitives, y compris des modifications de type neuropsychiatrique malgré l’absence d’anomalies structurelles évidentes sur la neuroimagerie de routine 10,11,12,13. Cependant, comme le paradigme actuel délivre principalement un impact linéaire à une souris tête fixe, il doit être interprété comme un modèle de TCL à tête fermée optimisé pour étudier les résultats affectifs chroniques, plutôt que comme un mimétique biomécanique direct d’une commotion cérébrale liée au sport ou d’une blessure mineure de la route.

Protocole

Toutes les procédures animales ont été approuvées par le Comité de soins et d’utilisation institutionnelles des animaux de l’Institut d’intelligence artificielle, Centre national des sciences de Hefei (Approbation n° IAI2024071004). Toutes les procédures ont été réalisées conformément aux directives institutionnelles et nationales pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Un schéma du protocole expérimental est illustré à la Figure 1. Des équipements équivalents d’autres fournisseurs peuvent être utilisés, à condition que les caractéristiques critiques de performance soient maintenues, telles que le poids d’impact de 20 g, la hauteur de chute de 25 cm, le diamètre de la pointe de l’impacteur de 4 mm, une livraison fiable d’isoflurane et des réglages IRM comparables à ceux utilisés ici. Les réactifs et l’équipement utilisés sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Préparation animale

1. Préparez les animaux.
   1. Utilisez des souris mâles C57BL/6N âgées de 8 à 10 semaines et pesant entre 20 et 25 g.
   2. Hébergez les souris dans des cages ventilées individuellement (IVC) dans une installation spécifique pour animaux sans agents pathogènes (SPF). Fournir de la nourriture et de l’eau à volonté et maintenir un cycle de 12 heures de lumière et 12 heures d’obscurité sous température et humidité contrôlées.
   3. Acclimatez les souris à la salle d’hébergement avant l’expérience et effectuez un dépistage de santé de routine conformément aux procédures institutionnelles de soins aux animaux.
2. Attribuez les groupes.
   1. Assignez aléatoirement les souris au groupe Naïf, au groupe Sham et au groupe C-TBI. Les chercheurs responsables de l’interprétation IRM, de l’évaluation pathologique macroscopique, et de l’évaluation comportementale/analyse des données ont été aveugles face aux devoirs de groupe.
   2. Notez le numéro d’identification de l’animal et l’affectation de groupe avant la première séance de blessure.

2. Préparation à la chirurgie et à l’anesthésie

1. Préparez les instruments chirurgicaux et le système d’anesthésie.
   1. Préparez un scalpel stérile équipé d’une lame n°11, des cotons stériles, une solution physiologique stérile, une solution de povidone-iode à 10 %, une suture monofilament en polypropylène 5-0 non absorbable, un ruban adhésif et une pommade ophtalmique à la chlortétracycline.
   2. Stériliser les instruments chirurgicaux avant utilisation, les placer sur un champ chirurgical propre et maintenir une technique aseptique tout au long de la procédure. Portez un équipement de protection individuelle approprié, y compris des gants, une blouse de laboratoire et une protection oculaire.
   3. Préparez un coussin chauffant thermostatique et réglez-le à 37 °C ± 0,5 °C.
   4. Connectez la chambre d’induction et le cône de nez au système d’anesthésie gazeuse animale de laboratoire.
   5. Réglez le débit d’oxygène à 0,5 à 1,0 L/min et préparez le vaporisateur d’isoflurane pour l’induction et l’entretien. Effectuez une anesthésie dans un endroit bien ventilé ou utilisez un système approuvé de collecte des gaz résiduels.
2. Préparez la souris pour l’opération.
   1. Administrez la buprénorphine HCl (0,1 mg/kg, intrapéritonéale) 30 minutes avant l’anesthésie et la chirurgie conformément au protocole animal approuvé.
   2. Placez la souris dans la chambre d’induction et induisez l’anesthésie avec de l’isoflurane. Réglez le vaporisateur à 3 % à 5 % pour l’induction et surveillez la souris en continu jusqu’à ce que le réflexe de redressement disparaisse et que les mouvements spontanés des membres cessent. Ne pas dépasser 5 % d’isoflurane lors de l’induction.
   3. Transférez la souris dans un cadre stéréotaxique en position couchée et maintenez l’anesthésie via un cône nasal. Réduisez le réglage du vaporisateur à 1 % à 2 % pour l’entretien tout en maintenant le débit d’oxygène à 0,5 à 1,0 L/min.
      1. Pendant la procédure, maintenez un rythme respiratoire stable d’environ 60 à 100 respirations/min. Si la fréquence respiratoire descend en dessous de 60 respirations/minute ou si la respiration devient superficielle ou irrégulière, réduisez immédiatement la concentration d’isoflurane, assurez un réchauffement de soutien et retardez l’impact jusqu’à la reprise d’une respiration stable. Ne pas dépasser 2 % d’isoflurane pendant l’entretien.
   4. Confirmez une anesthésie adéquate en l’absence de réflexe de retrait des pédales, fixez la tête avec les barres d’oreilles du cadre stéréotaxique sans endommager les membranes tympaniques (Figure 2A), et maintenez la souris en position couchée. Si une anesthésie adéquate ne peut être obtenue dans les plages d’induction et d’entretien indiquées, ou si une dépression respiratoire excessive survient, excluez l’animal de cette séance de blessure.
   5. Appliquez une pommade ophtalmique à la chlortétracycline sur les deux yeux, rassez le cuir chevelu et désinfectez le site chirurgical avec une solution à 10 % de povidone-iode.

3. Établissement du modèle de lésion cérébrale légère et répétitive

1. Exposez le crâne.
   1. Réaliser une incision longitudinale de la ligne médiane, d’environ 0,5 cm à 1 cm de long, dans le cuir chevelu à l’aide d’un scalpel stérile équipé d’une lame n°11.
   2. Disséquez sans détour les tissus sous-cutanés et le périoste avec des pinces stériles ou des cotons-tiges pour exposer complètement le crâne sans égratigner la surface osseuse.
   3. Essuyez la surface du crâne avec un coton-tige stérile humidifié avec de la solution physiologique pour visualiser les repères crâniens, y compris la bregma et la suture coronale.
2. Préparez le dispositif d’impact.
   1. Installez une pointe d’impact métallique courbe de 4 mm de diamètre sur le dispositif de chute de poids en chute libre.
   2. Réglez la hauteur de chute à 25 cm et utilisez un poids d’impact de 20 g (Figure 2B).
3. Infligez l’impact.
   1. Identifiez le site d’impact à un point situé à 2 mm à gauche de la suture sagittale et à 2 mm postérieur à la suture coronale à la surface du crâne (Figure 2C).
   2. Alignez la pointe de l’impacteur verticalement au-dessus du site cible, abaissez-la doucement jusqu’à ce qu’elle touche la surface du crâne, et assurez-vous que la pointe reste centrée et perpendiculaire au crâne avant de relâcher le poids.
   3. Relâchez le poids de 20 g depuis une hauteur de 25 cm pour effectuer un seul impact.
   4. Pour le groupe Naïf, ne pratiquez ni anesthésie ni chirurgie. Pour le groupe Sham, administrez une anesthésie et faites une incision du cuir chevelu, mais ne provoquez pas l’impact.
4. Suture l’incision et prodigue des soins postopératoires.
   1. Retirez la pointe de l’impacteur immédiatement après l’impact et inspectez le site chirurgical.
   2. Fermez l’incision du cuir chevelu avec une suture interrompue en monofilament de polypropylène non absorbable 5-0 et désinfectez le site de l’incision avec une solution à 10 % de povidone-iode.
   3. Placez la souris sur un tapis chauffant thermostatique maintenu à 37 °C ± 0,5 °C, surveillez la respiration jusqu’à une reprise complète de conscience et une déplacement libre, puis la remettez dans sa cage d’origine.
      REMARQUE : La récupération se définit par le retour d’une respiration spontanée régulière, la récupération du réflexe de redressement et la marche spontanée. L’apnée aiguë et l’hémorragie visible doivent être surveillées immédiatement après chaque impact et pendant la récupération précoce. Les animaux présentant une apnée prolongée, une hémorragie visible, ne retrouvant pas le réflexe de redressement dans les 10 minutes suivant l’arrêt de l’isoflurane, ou ne marchant pas spontanément dans les 15 minutes doivent être exclus des procédures ultérieures et gérés selon le protocole animal approuvé.
   4. Jetez les lames et aiguilles usagées dans un contenant à objets tranchants approuvé. Éliminer les déchets animaux et les matériaux contaminés conformément aux réglementations institutionnelles sur la biosécurité.
5. Répétez la blessure.
   1. Répétez les étapes 3.1 à 3.4 toutes les 24 heures pendant 5 jours consécutifs pour infliger un total de 5 impacts.
   2. Surveillez continuellement votre poids corporel et votre activité tout au long de la période de récupération postopératoire. Excluez les animaux des analyses ultérieures s’ils développent une fracture du crâne, une hémorragie visible, une crise, des cercles persistants ou une incapacité à se nourrir ou à boire de manière autonome.

4. Acquisition d’images par résonance magnétique

REMARQUE : Dans cette étude, une IRM a été réalisée au 7e jour suivant la blessure finale. Les souris ont été scannées sous anesthésie isoflurane et n’ont pas été sacrifiées avant l’imagerie. La collecte de tissus a été réalisée après imagerie selon le calendrier expérimental.

1. Préparez l’animal pour une IRM.
   1. Anesthésiez la souris avec de l’isoflurane et placez-la sur un lit compatible IRM équipé d’un cône nasal.
   2. Surveillez la respiration tout au long de l’échographie et maintenez la température corporelle à 37 °C ± 0,5 °C.
2. Acquérir des images pondérées T2
   1. Acquérez des images sur un aimant supraconducteur de 9,4 T avec un alésage de 30 cm et un système de gradient avec une intensité de gradient maximale de 1000 mT/m et un débit de variation maximal de 10000 T/m/s.
   2. Utilisez une bobine de 86 mm pour la transmission radiofréquence et une bobine de surface plane de 15 mm pour la réception du signal.
   3. Acquérir des images à écho rapide multi-tranches haute résolution pondérées T2 en utilisant les paramètres suivants : temps de répétition = 3000 ms, temps d’écho = 46,34 ms, longueur du train d’écho = 13, bande passante réceptrice = 220 Hz/pixel, champ de vision = 20 × 20^{mm 2}, matrice d’acquisition = 208 × 208, épaisseur de tranche = 0,5 mm, écart de tranche = 0 mm, et nombre d’excitations = 2.
   4. Prenez 30 tranches pour couvrir tout le cerveau. Utilisez un temps total d’acquisition de 1 min 33 s. Dans la présente étude, une IRM pondérée en T2 a été utilisée uniquement pour l’évaluation qualitative. Aucune analyse quantitative par IRM n’a été réalisée.
      REMARQUE : Les images IRM ont été examinées qualitativement par un chercheur aveuglé à l’attribution de groupe.

5. Évaluation de la neuropathologie globale

1. Effectuez la collecte de tissus.
   1. Anesthésiez profondément la souris selon le protocole animal approuvé.
   2. Ouvrez la cavité thoracique, exposez le cœur, insérez une aiguille de perfusion dans le ventricule gauche, puis incisez l’oreillette droite.
   3. Perfusez avec du sérum physiologique normal, puis perfusez avec du paraformodéhyde (PFA) à 4 %. Effectuez toute la procédure de perfusion dans une hotte chimique certifiée et évitez le contact direct de la peau ou des yeux avec la PFA. Éliminez les tissus et déchets liquides conformément aux réglementations sur les déchets dangereux et la biosécurité.
   4. Prélever le crâne et le cerveau intact et capturer des images grossières avec un appareil photo haute résolution.
      REMARQUE : Une évaluation pathologique macroscopique a été réalisée par un enquêteur aveuglé à l’attribution d’un groupe de travail.

6. Surveillez le poids corporel

1. Notez le poids corporel.
   1. Peser chaque souris avant la première séance de blessure et les jours 1, 3, 7, 14, 21 et 30 après la blessure, et noter les valeurs pour évaluer l’état de santé général au fil du temps.

7. Effectuer le test de la marche de faisceau

1. Préparez l’appareil.
   1. Utilisez une poutre horizontale en bois de 1 m de long sur 1 cm de large et suspendez-la à 30 cm au-dessus du sol.
2. Coordination motrice de test.
   1. Placez la souris à l’extrémité de départ du faisceau, laissez-la traverser jusqu’à l’extrémité, et notez le temps nécessaire pour traverser le faisceau.
   2. Effectuer le test avant la blessure et les jours 1, 3, 7, 14, 21 et 30 après la blessure.
      REMARQUE : Les tests comportementaux étaient programmés pour minimiser les effets de report entre les tests. Parce que le test de suspension de queue (TST) et le test de nage forcé (FST) sont plus stressants que le test en champ ouvert (OFT), ils ont été réalisés en premier, suivis par le labyrinthe OFT et Barnes à des moments ultérieurs. Cette séquence a été sélectionnée pour réduire les risques de confusion liés à une habituation antérieure ou à une exposition exploratoire répétée lors d’évaluations comportementales ultérieures.

8. Réalisation du test de suspension arrière

1. Préparez l’appareil.
   1. Effectuez le test au 7e jour après la blessure et placez un cylindre en plexiglas sur la queue pour éviter qu’elle ne grimpe. Utilisez un cylindre de 4 cm de long avec un diamètre extérieur de 1,6 cm, un diamètre intérieur de 1,2 cm et un poids de 1,6 g.
2. Enregistrez le comportement.
   1. Fixez la queue à la boîte de suspension avec du ruban adhésif, assurez-vous que la souris ne peut pas atteindre le fond de la boîte, puis suspendez-la pendant 3 minutes.
   2. Enregistrez toute la session avec une caméra haute résolution et analysez manuellement le temps de mobilité et le temps d’immobilité à partir de la vidéo enregistrée par un observateur aveugle.

9. Réalisation du test de natation forcée

1. Préparez l’appareil.
   1. Effectuer le test au 10e jour après la blessure et remplir un cylindre transparent de 25 cm de haut et 15 cm de diamètre avec de l’eau maintenue à 23–25 °C. Utilisez une profondeur d’eau qui empêche la queue et les membres postérieurs de toucher le fond.
2. Enregistrez le comportement.
   1. Placez la souris dans l’eau pendant 6 minutes et enregistrez toute la séance avec une caméra haute résolution.
   2. Analysez manuellement les 4 dernières minutes de l’enregistrement par un observateur aveuglé et quantifiez le temps de mobilité et le temps d’immobilité.
   3. Définissez l’immobilité comme seulement les mouvements minimes nécessaires pour maintenir la tête hors de l’eau.

10. Réalisation du test en champ ouvert

1. Préparez l’appareil.
   1. Effectuez le test au jour 14 après une blessure dans une pièce calme sous un éclairage constant. Ce moment ultérieur a été choisi pour permettre une séparation des sessions TST et FST précédentes et ainsi réduire le transfert lié au stress aigu dans l’OFT.
   2. Utilisez une boîte de champ ouvert mesurant 40 cm × 40 cm × 40 cm.
2. Enregistrer et analyser le comportement exploratoire.
   1. Placez la souris au centre de l’arène et laissez-la explorer librement pendant 6 minutes.
   2. Suivez le comportement pendant 6 minutes à l’aide d’un logiciel de suivi et d’analyse comportementale. Calibrez les dimensions de l’arène dans le logiciel pour qu’elles correspondent aux appareils de 40 cm × 40 cm et divisez virtuellement l’arène en une grille de 5 × 5.
   3. Définissez les 16 carrés extérieurs comme la zone périphérique et les 9 carrés intérieurs comme la zone centrale. Réglez la couleur de l’animal plus foncée que la couleur de fond. Ne suivez que le corps de l’animal ; Ne suivez pas la tête ou la queue. Capturez manuellement l’arrière-plan.
   4. Utilisez le logiciel pour mesurer la vitesse moyenne, le temps passé dans la zone centrale, le temps passé dans la zone périphérique, et la distance totale parcourue sur toute la période de test.
   5. Nettoyez et désodorisez l’appareil avant et après chaque essai pour éliminer les signes olfactifs.

11. Réaliser le labyrinthe Barnes

1. Préparez l’appareil.
   1. Commencez l’évaluation du labyrinthe Barnes au 30e jour après une blessure.
   2. Utilisez une plateforme circulaire en acier inoxydable de 1 m de diamètre avec 20 trous espacés régulièrement.
   3. Placez la boîte d’évasion sous un trou cible désigné, placez des indices visuels autour du labyrinthe, et gardez l’emplacement du trou cible constant pour tous les essais.
2. Conduite de la phase de formation
   1. Allumez un bruit blanc de 90 dB comme stimulus aversif pendant l’entraînement.
   2. Placez la souris sous un cylindre transparent au centre de la plateforme pendant 120 s.
   3. Retirez le cylindre et laissez la souris explorer jusqu’à 180 secondes.
   4. Enregistrez un essai réussi lorsque les quatre pattes entrent dans la boîte d’évacuation.
   5. Guide la souris dans la boîte d’évasion si elle ne localise pas la cible dans un délai de 180 s et enregistre la latence à 180 s.
   6. Laissez la souris rester dans la boîte d’évacuation pendant 60 secondes.
   7. Répétez l’essai d’entraînement une fois après un intervalle de 4 à 5 heures chaque jour d’entraînement et poursuivez l’entraînement pendant 4 jours consécutifs.
3. Réalisation de la journée de repos et de la phase d’essai
   1. Suspendez l’entraînement d’un jour après la phase d’entraînement.
   2. Placez la souris au centre de la plateforme le jour de l’essai et laissez explorer jusqu’à 180 s.
   3. Réglez le diamètre du labyrinthe à 100 cm pour la calibration à l’échelle, et assurez-vous que l’arène de suivi est centrée dans l’image vidéo. Réglez la couleur de l’animal plus foncée que l’arrière-plan. Ne suivez que le corps de l’animal ; Ne suivez pas la tête ou la queue. Capturez manuellement l’arrière-plan.
   4. Notez la latence pour entrer dans la boîte d’échappement, la vitesse moyenne et la distance totale parcourue pendant la session de test de 180 s à l’aide d’un logiciel de suivi et d’analyse comportementales. Définissez la zone d’évasion dans le logiciel selon l’emplacement du trou cible désigné avant analyse.

12. Analyse des données

1. Préparez le jeu de données.
   1. Compilez les données comportementales, d’imagerie et de poids corporel dans un logiciel statistique et graphique.
   2. Exprimez les données sous forme de moyenne ± d’erreur standard de la moyenne (SEM).
2. Effectuer une analyse statistique.
   1. Analysez les données longitudinales du poids corporel et de la marche par faisceau dans cette étude en utilisant un modèle linéaire à effets mixtes avec le groupe, le temps et leur interaction comme effets fixes et l’animal comme effet aléatoire, suivi de tests multiples de comparaison post-hoc lorsque cela est applicable.
   2. Analyser les résultats du TST, FST, OFT et Barnes Maze en utilisant une ANOVA unidirectionnelle ordinaire pour des données normalement distribuées avec des variances homogènes, suivi du test post hoc de Tukey lorsque l’ANOVA globale était significative. Pour les données non paramétriques, utilisez le test de Kruskal-Wallis suivi du test post hoc de Dunn.
   3. Rapportez des valeurs p. exactes dès que possible, ainsi que la statistique de test, les degrés de liberté et une mesure de taille d’effet (R² pour l’ANOVA unidirectionnelle). Dérivez toutes les valeurs p rapportées à partir des tests statistiques spécifiés ci-dessus et effectuez toutes les analyses dans le logiciel statistique et graphique.
   4. Fixer la signification statistique à p. < 0,05.

Résultats

Imagerie et évaluation neuropathologique des souris TCC

Pour évaluer l’état de santé global et la fonction motrice basale des animaux, le poids corporel et les performances en marche faisceau ont été surveillés selon la chronologie présentée à la Figure 1. Les différences longitudinales de groupe ont été analysées à l’aide d’un modèle linéaire à effets mixtes avec l’animal comme effet aléatoire. Avant la modélisat...

Discussion

Cette étude détaille un protocole expérimental standardisé pour établir un modèle murin de traumatisme crânien léger et répétitif (rmTBI) en utilisant une méthode répétée de chute de poids en chute libre. En sécurisant la souris exposée au crâne dans un appareil stéréotaxique et en appliquant des impacts répétés sur des coordonnées définies en utilisant un poids de 20 g abaissé d’une hauteur de 25 cm pendant cinq jours consécutifs, un phénotype comportemental caractérisé par un comportem...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
5-0 nonabsorbable polypropylene monofilament suture	Jinhuan Medical	I303	fermeture des plaies
Machine d'anesthésie	RWD Life Science	R550	construction de modèles animaux
Logiciel de suivi comportemental ANY-maze	Stoelting	Version 7	logiciel comportemental
Labyrinthe Barnes	Shanghai Xinruan Information Technology	XR-XB108	logiciel comportemental
Biorender	BioRender	https://biorender.com	logiciel de dessin de recherche scientifique
Buprénorphine	Sigma-Aldrich	Y0001108	analgésie postopératoire
Rasoir électrique	AUX	AUX-C5-1	épilation préopératoire
Test de nage forcée	Shanghai Xinruan Information Technology	XR-XQX201	logiciel comportemental
GraphPad Prism 9.5	La Jolla	9.5	logiciel statistique
Isoflurane	RWD Life Science	R510-22-10	construction de modèles animaux
Souris	Charles river	C57/6N	animal expérimental
Test de champ ouvert	Shanghai Xinruan Information Technology	XR-XZ301	logiciel comportemental
Pommade ophtalmique	BEIJING TWINLUCK PHARMACEUTICAL	H11021342	prévention du dessèchement de la cornée pendant l'anesthésie
Paraformaldéhyde (PFA), 4%	Biosharp	BL539A	perfusion et fixation des tissus
Tampon phosphate (PBS)	Biosharp	BL1425A	perfusion et lavage des tissus
Solution de povidone-iode, 10%	Beyotime	27883-25g	désinfection cutanée avant la chirurgie
Système d'imagerie par résonance magnétique préclinique	United Imaging Life Science Instrument	uMR9.4T	logiciel d'imagerie
Lame de scalpel n° 11	Jinhuan Medical	K3-11	incision cutanée pendant la chirurgie
Manche de scalpel	Jinhuan Medical	K6-10	utilisé avec la lame de scalpel n° 11
Instrument de stéréotaxie	RWD Life Science	68025	construction de modèles animaux
Gaze stérile	HYNAUT	BK05	contrôle des saignements et nettoyage chirurgical
Test de suspension par la queue	Shanghai Xinruan Information Technology	XR-XQX201	logiciel comportemental
Percuteur à poids	RWD Life Science	68093	construction de modèles animaux