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Plateforme de nano-actionnement magnétique pour la mécanostimulation contrôlée et à distance de cellules de Schwann avec imagerie confocale en temps réel

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DOI :

10.3791/71685

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8 septembre 2026

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1Department of Hand Surgery, Orthopedic Center, The First Hospital of Jilin University, 2Key Laboratory of Tissue Repair, Reconstruction and Regeneration of Jilin Province, 3International Medical Department, Geriatric Medical Center, The First Hospital of Jilin Universit, 4Institute of Translational Medicine, The First Hospital of Jilin University

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit une plateforme d'activation magnétique à base de nano-aimants, compatible avec le microscope, intégrant des nanoparticules superparamagnétiques fluorescentes, un électroaimant étalonné et une imagerie confocale en temps réel, permettant de stimuler à distance et de manière contrôlée les cellules de Schwann et d'en surveiller dynamiquement les réponses mécanosensorielles.

Résumé

Les forces mécaniques régulent de façon critique le comportement cellulaire, mais de nombreuses méthodes existantes de stimulation mécanique reposent sur un contact physique direct ou sur des environnements extracellulaires artificiellement conçus, ce qui limite leur souplesse dans les études dynamiques sur cellules vivantes. Nous présentons ici une plateforme de nano-activation magnétique permettant une mécanostimulation à distance, sans contact et contrôlable des cellules de Schwann in vitro. Ce dispositif intégré permet une stimulation magnétique à distance et un imagerie en temps réel synchronisée sur cellules vivantes au cours d'une même session expérimentale. Ce manuscrit décrit la préparation de nanoparticules superparamagnétiques fluorescentes (SPIONs), éventuellement fonctionnalisées ciblant l'actine (f-SPIONs), la conception et l'étalonnage d'un dispositif électromagnétique compatible microscope, l'estimation des forces magnétiques au niveau individuel de la particule et de la cellule, ainsi que l'intégration de l'activation magnétique à une imagerie confocale en temps réel. Les cellules de Schwann sont des cellules gliales fortement mécanosensibles qui jouent des rôles essentiels dans le développement, le maintien et la réparation des nerfs périphériques. La surveillance en temps réel de leurs réponses à la stimulation mécanique est cruciale pour comprendre comment les forces mécaniques influencent l'organisation du cytosquelette et le comportement cellulaire. Cette plateforme fournit un protocole reproductible pour l'étude de la mécanobiologie des cellules de Schwann et pourrait être adaptée à d'autres types cellulaires mécanoréactifs ainsi qu'à des systèmes multicellulaires.

Introduction

Les stimuli mécaniques régulent un large éventail de processus cellulaires, notamment l'adhésion, la migration, la prolifération, la différenciation et la plasticité phénotypique1,2,3. Des études en mécanobiologie ont montré que les neurones et les cellules gliales présentent une mécanosensibilité marquée et une réponse prononcée tout au long du développement4,5,6,7. Pour étudier la manière dont les cellules détectent et répondent aux forces mécaniques, plusieurs approches expérimentales ont été mises au point, notamment la microscopie à force atomique (AFM), l'aspiration par micropipette, les pinces optiques, les systèmes de culture basés sur l'étirement et les plateformes microfluidiques8,9,10,11,12. Ces techniques ont considérablement fait progresser l'étude de la mécanotransduction. Toutefois, beaucoup exigent un contact physique direct avec les cellules ou dépendent d'environnements mécaniques artificiels prédéfinis, ce qui les rend moins adaptées à une stimulation à distance, dynamiquement contrôlable et compatible avec l'imagerie.

La livraison de forces par nanoparticules magnétiques offre une stratégie alternative pour la mécanostimulation à distance13,14,15,16,17,18. Étant donné que la plupart des tissus biologiques présentent une faible susceptibilité magnétique, les champs magnétiques appliqués de l'extérieur peuvent pénétrer les échantillons biologiques sans contact direct et agir sélectivement sur des particules sensibles au champ magnétique introduites dans les cellules ou les tissus. En présence d'un gradient de champ magnétique, ces particules subissent des forces directionnelles qui peuvent être utilisées pour induire des perturbations mécaniques au niveau subcellulaire, cellulaire ou tissulaire8,9. Cette approche est intéressante car elle est sans contact, ajustable, compatible avec l'imagerie en temps réel et potentiellement applicable à des systèmes biologiques plus complexes.

Les cellules de Schwann sont des cellules gliales très mécanosensibles19,20 qui jouent un rôle essentiel dans le développement, le maintien et la réparation des nerfs périphériques21,22.  L’observation dynamique des réponses des cellules de Schwann à une stimulation physique est importante pour comprendre comment les forces régulent l’organisation du cytosquelette et le comportement cellulaire. Toutefois, de nombreux systèmes classiques de transmission de force ne sont pas facilement compatibles avec la microscopie en temps réel à haute résolution. Pour pallier cette limitation, nous avons mis au point une plateforme de nano-activation magnétique combinant des superparticules magnétiques fluorescentes ciblant l’actine du cytosquelette (f-SPIONs), un dispositif électromagnétique sur mesure compatible avec la platine d’un microscope confocal, et un cadre quantitatif pour l’estimation des forces. Ce dispositif intégré permet une stimulation magnétique à distance et une imagerie en direct synchronisée au cours de la même session expérimentale.

Le protocole décrit ici comprend la préparation de superparticules magnétiques fluorescentes (SPIONs), une fonctionnalisation ciblant l'actine à base de phalloïdine facultative pour générer des f-SPIONs, la caractérisation des nanoparticules, la construction d'un dispositif électromagnétique et l'étalonnage du champ, l'estimation de la force magnétique, ainsi que la stimulation magnétique combinée à une imagerie confocale en temps réel. Bien qu'optimisé ici pour les cellules de Schwann, cette plateforme pourrait fournir un cadre pratique pour des études connexes sur d'autres systèmes vivants mécaniquement sensibles.

Protocole

Les expériences décrites dans ce protocole ont utilisé une lignée cellulaire établie de cellules de Schwann de rat (RSC96) et n'ont pas impliqué de participants humains ni d'animaux vivants. Cette étude a été menée dans le cadre d'un projet de recherche plus vaste impliquant des expériences sur des animaux, approuvé par le Comité de bien-être et d'éthique animale du Premier hôpital de l'Université Jilin (n° d'approbation : 2022-0045).

1. Préparation de superparticules magnétiques fluorescentes

  1. Synthétiser des nanoparticules de Fe₃O₄ revêtues d'acide oléique.
    ​REMARQUE : Les nanoparticules de Fe₃O₄ revêtues d'acide oléique ont été synthétisées par décomposition thermique selon une méthode décrite précédemment20,23.
    1. Ajouter 2 mmol de Fe(acac)₃, 6 mmol d'acide oléique, 6 mmol d'olylamine et 5 mmol de 1,2-hexadécandiol dans 20 mL d'éther de benzyle dans un ballon réactionnel.
    2. Agiter le mélange sous atmosphère d'azote pendant 15 min jusqu'à obtention d'une solution précurseur homogène.
    3. Chauffer le mélange à 200 °C à une vitesse de 20 °C/min.
    4. Maintenir la réaction à 200 °C pendant 30 min.
    5. Augmenter la température à 265 °C et faire refluxer le mélange pendant 30 min.
    6. Laisser refroidir naturellement le mélange réactionnel à température ambiante.
    7. Récupérer les nanoparticules de Fe₃O₄ par séparation magnétique.
    8. Laver les nanoparticules 3 fois avec de l'éthanol.
    9. Redisperser les nanoparticules purifiées dans du toluène.
  2. Assembler les superparticules Fe₃O₄·Cy3.5.
    ​REMARQUE : Les superparticules Fe₃O₄·Cy3.5 ont été préparées selon une méthode décrite précédemment20,24,25.
    1. Disperser 28 mg de nanoparticules de Fe₃O₄ revêtues d'acide oléique dans 4 mL de toluène dans un ballon rond à trois cols de 50 mL.
    2. Préparer une phase aqueuse contenant 12,5 mg de dodécylsulfate de sodium et 3 mg de Cyanine 3,5 (Cy 3,5) dans 12,5 mL d'eau.
    3. Combiner la suspension de nanoparticules de Fe₃O₄ dans le toluène (28 mg dans 4 mL ; 7 mg/mL) avec la solution aqueuse de tensioactif/colorant pour former une microémulsion huile dans eau.
    4. Mélanger soigneusement jusqu'à obtention d'une émulsion stable.
    5. Chauffer le ballon rond à trois cols à 60 °C et agiter en continu à 300 tr/min pendant 6 h.
      REMARQUE : Aucune procédure d'évaporation sous pression réduite ou par évaporateur rotatif n'est requise.
    6. Évaporer le toluène dans les conditions décrites ci-dessus afin d'induire l'agrégation des nanoparticules de Fe₃O₄. À l'aide d'une pipette jetable, transférer un petit aliquot de la solution dans un tube à essai et laisser reposer. L'absence de séparation de phase indique que le toluène a été complètement éliminé.
    7. Transférer la suspension de superparticules Fe₃O₄·Cy3.5 dans des tubes coniques de 15 mL. Centrifuger à 2 370 × g pendant 5 min à température ambiante pour récupérer les superparticules, puis éliminer soigneusement le surnageant sans perturber le culot.
    8. Redisperser le culot dans de l'eau déionisée ultrapure et centrifuger à nouveau à 2 370 × g pendant 5 min à température ambiante. Éliminer le surnageant et répéter la procédure de lavage trois fois pour éliminer le colorant Cy3.5 libre résiduel et le dodécylsulfate de sodium.
  3. Revêtir les superparticules de polydopamine (PDA).
    ​REMARQUE : Les superparticules revêtues de polydopamine ont été préparées selon une méthode décrite précédemment20,26.
    1. Centrifuger la suspension de superparticules Fe₃O₄·Cy3.5 à 2 370 × g pendant 5 min à température ambiante, puis éliminer le surnageant.
    2. Redisperser le culot dans un tampon Tris 10 mM (pH 8,5).
    3. Ajouter 26 mg de monomère de dopamine à la suspension.
    4. Agiter le mélange à température ambiante pendant 3 h en conditions alcalines.
    5. Centrifuger la suspension à 2 370 × g pendant 5 min à température ambiante.
    6. Éliminer le surnageant et redisperser le culot dans de l'eau ultrapure pour obtenir les particules Fe₃O₄·Cy3.5@PDA (SPIONs).
  4. Fonctionnaliser éventuellement les particules avec de la phalloïdine-Alexa Fluor 350.
    ​REMARQUE : Les superparticules ont été fonctionnalisées à la surface à l'aide de phalloïdine-Alexa Fluor 350 disponible commercialement20.
    1. Préparer 5 mL de solution aqueuse contenant 100 unités de phalloïdine-Alexa Fluor 350.
    2. Ajouter 200 µL de suspension de Fe₃O₄·Cy3.5@PDA contenant 2 mg de particules à la solution.
    3. Agiter doucement le mélange à température ambiante pendant 24 h.
    4. Centrifuger le mélange à 2 370 × g pendant 5 min à température ambiante.
    5. Éliminer le surnageant et redisperser le culot dans de l'eau déionisée.
    6. Conserver la formulation finale de Fe₃O₄·Cy3.5@PDA@phalloïdine (f-SPIONs) à l'abri de la lumière jusqu'à utilisation.

2. Caractérisation des nanoparticules

  1. Déterminer la morphologie et la taille.
    1. Préparer des échantillons de nanoparticules pour la microscopie électronique en transmission (TEM) ou la microscopie électronique en transmission à haute résolution (HRTEM), conformément aux exigences de l'instrument.
    2. Acquérir des images afin de déterminer la morphologie globale des particules, la structure cœur-enveloppe et le diamètre moyen (Figure 1).
    3. Préparer des suspensions aqueuses de nanoparticules pour la diffusion dynamique de la lumière (DLS).
    4. Mesurer le diamètre hydrodynamique et l'indice de polydispersité (PDI).
    5. Comparer les résultats de microscopie électronique et de DLS afin d'évaluer l'uniformité de la formulation et le comportement colloïdal.
  2. Déterminer les propriétés magnétiques.
    1. Préparer des échantillons de nanoparticules séchés ou concentrés adaptés à l'analyse par dispositif d'interférence quantique à supraconducteur (SQUID).
    2. Enregistrer les courbes d'hystérésis magnétique à 300 K.
    3. Déterminer l'aimantation à saturation, la rémanence et la coercitivité.
    4. Confirmer que les particules présentent un comportement superparamagnétique, avec une rémanence et une coercitivité négligeables.
  3. Déterminer les propriétés de fluorescence.
    1. Préparer une suspension de f-SPION dans de l'eau déionisée ultrapure et transférer la suspension dans une cuve en quartz.
    2. Enregistrer les spectres de photoluminescence à l'aide d'un spectrophotomètre de fluorescence.
    3. Confirmer que le signal fluorescent reste détectable après lavage et resuspension.
  4. Valider la localisation associée à l'actine lors de l'utilisation de la formulation ciblée.
    1. Obtenir des cellules RSC96.
      ​REMARQUE : Les cellules RSC96 utilisées dans cette étude, une lignée de cellules de Schwann de rat transformée spontanément obtenue par culture prolongée de cellules de Schwann primaires de rat, ont été obtenues auprès de la banque de cellules de l'Académie des sciences de Chine, Shanghai, Chine (CSTR : 19375.09.3101RATGNR6) et se sont révélées négatives pour les contaminations par les mycoplasmes et les champignons. Des cellules aux passages 3–10 ont été utilisées.
    2. Cultiver les cellules dans un milieu Eagle modifié de Dulbecco (DMEM) complété avec 10 % de sérum bovin fœtal (FBS) et 1 % de solution de pénicilline-streptomycine (100 U/mL de pénicilline et 100 µg/mL de streptomycine).
    3. Ensemencer les cellules RSC96 à une densité de 1 × 105 cellules par boîte de culture cellulaire de 35 mm pour microscopie et les cultiver pendant 24 h à 37 °C dans une atmosphère humidifiée contenant 5 % de CO₂ afin de permettre l'attachement cellulaire.
    4. Aspirer le milieu de culture existant, laver les cellules deux fois avec du tampon phosphate-saline (PBS), puis ajouter un milieu de culture complet contenant 15 µg/mL de f-SPIONs. Incuber les cellules avec les f-SPIONs pendant 12 h.
    5. Aspirer le milieu de culture et laver les cellules deux fois avec du PBS glacé contenant 1 mM de déféroxamine afin d'éliminer complètement les particules non internalisées.
    6. Acquérir des images en microscopie confocale pour évaluer la distribution intracellulaire des particules. Régler les paramètres d'imagerie sur une ouverture de 1 unité Airy (AU) et un pas en z de 0,43 µm afin d'obtenir des sections optiques à haute résolution des structures intracellulaires.
    7. Examiner si les particules montrent un enrichissement dans les régions cellulaires associées à l'actine.

3. Construction et étalonnage du dispositif de stimulation électromagnétique (Figure 2)

  1. Assembler le dispositif électromagnétique.
    1. Construire un système d'aimants électromagnétiques compacts dimensionné pour s'adapter à la platine du microscope confocal et à la chambre pour cellules vivantes (Figure 2A,B).
    2. Connecter la bobine à une alimentation réglable ou à une source de courant externe.
    3. Simuler numériquement l'environnement de champ magnétique gradient à l'aide de COMSOL Multiphysics 4.3b (Figure 2C,D).
    4. Vérifiez que l'électroaimant génère le champ magnétique gradient (CMG) correspondant pour différents courants d'entréeFigure 2G).
  2. Mesurer la densité de flux magnétique et étalonner le champ magnétique gradient.
    1. Placer l'électroaimant à côté de la boîte de culture, avec la pointe du pôle dirigée vers le centre de la boîte et située à 1 mm de la paroi extérieure de celle-ci (Figure 2E,F).
    2. Maintenir cette configuration géométrique relative entre l'électroaimant et la boîte de culture pendant toutes les expériences ultérieures de stimulation magnétique en temps réel sur cellules vivantes et d'observation en microscopie.
    3. Utilisez un gaussmètre numérique pour mesurer la densité de flux magnétique à des positions prédéfinies au sein de la zone de stimulation, en utilisant la grille de positionnement située au fond de la boîte de culture comme référence spatiale.
    4. Calculer le gradient du champ local à partir de la variation spatiale de la densité de flux magnétique.
    5. Étalonner et valider le gradient de champ magnétique simulé numériquement à l'aide des valeurs de gradient de champ magnétique mesurées expérimentalement et calculées.

4. Estimation des forces magnétiques délivrées par la plateforme.

  1. Définir le modèle d'estimation de force.
    1. Utiliser l'équation de force pour des nanoparticules magnétiques dans un champ magnétique non uniforme27,28 :
      Équation d'équilibre statique, F=(m·∇)B, sur l'interaction du champ magnétique, à usage pédagogique.
    2. Sous l'hypothèse d'un alignement superparamagnétique avec le champ appliqué, simplifier l'équation en
      Équation de force magnétique \(F_{\text{f-SPION}}=m\frac{dB}{dr}\) ; formule pour l'étude du champ magnétique.
      où :
      F est la force nanomagnétique
      m est le moment dipolaire magnétique
      Équation nabla B, symbole de calcul vectoriel, illustrant le flux magnétique sur un schéma physique. est le gradient du champ magnétique
      dB/dr est le gradient du champ magnétique (T/m) généré par le dispositif correspondant de génération du champ magnétique.
    3. Utiliser le gradient de champ mesuré à partir du dispositif étalonné dans tous les calculs.
  2. Estimer la force agissant sur une nanoparticule unique.
    1. Déterminer les dimensions moyennes des particules à partir d'images HRTEM.
    2. Calculer le volume du noyau magnétique en supposant une géométrie sphérique.
    3. Estimer le volume magnétique spécifique au Fe₃O₄ en fonction de la fraction magnétique du noyau.
    4. Calculer le moment dipolaire magnétique selon Formule de calcul de masse chimique \(m=\rho \cdot V \cdot M_m\), équation pour la stœchiométrie.
      où :
      Mm représente la magnétisation massique des f-SPIONs (16 A·m2/kg) sous l'intensité de champ donnée ;
      ρ est la densité du Fe₃O₄ (5,24 g/cm3).
      V est le volume du noyau magnétique en Fe₃O₄ à l'intérieur de chaque f-SPION (5,89 × 10⁻17 cm3).
    5. Multiplier le moment dipolaire par le gradient de champ mesuré pour estimer la force agissant sur une nanoparticule unique (Équation de force d'équilibre statique Ff-SPION ; symbole ; usage pédagogique.).
  3. Estimer la prise en charge des nanoparticules par cellule de Schwann.
    1. Ensemencer les cellules de Schwann RSC96 à raison de 5 × 105 cellules par puits dans des boîtes de culture cellulaire microscopiques de 35 mm.
    2. Incuber les cellules pendant 24 h dans des conditions de culture standard.
    3. Remplacer le milieu par du milieu frais contenant 15 µg/mL de f-SPIONs.
    4. Incuber les cellules pendant 12 h supplémentaires.
    5. Laver les cellules deux fois avec du tampon salin phosphate-glacé contenant 1 mM de déféroxamine.
    6. Récupérer et compter les cellules.
    7. Mesurer la teneur intracellulaire en fer par spectroscopie d'émission atomique à plasma couplé inductivement (ICP-AES).
    8. Calculer le nombre de particules internalisées par cellule en divisant la masse moyenne de fer par cellule par la masse de fer par particule Équation pour la prise en charge cellulaire des SPIONs (n_cell^f-SPIONs) en recherche d'imagerie médicale..
  4. Estimer la force appliquée à une cellule de Schwann unique.
    1. Calculer la force au niveau cellulaire selon
      Équation d'équilibre statique, F_cell=n^f-SPIONs_cell·F_f-SPION, formule ; analyse d'équilibre des forces.
      où :
      Équation de force d'équilibre statique Ff-SPION ; symbole ; usage pédagogique. est la force magnétique exercée sur un f-SPION unique.
      Équation de concentration en SPIONs, \( n^\text{f-SPIONs}_\text{cell} \), notation scientifique, schéma. est le nombre de f-SPIONs internalisés par cellule.
      Fcell est la force magnétique exercée sur une cellule unique.
    2. Indiquer la valeur obtenue comme la force magnétique estimée appliquée à une cellule de Schwann unique (Fcell).
    3. Préciser clairement que cette valeur est une estimation basée sur un modèle et non une mesure directe de force intracellulaire.

5. Combinaison de la stimulation magnétique avec l'imagerie en temps réel par microscopie confocale à balayage laser (CLSM)

  1. Chargez les cellules de Schwann avec des nanoparticules magnétiques.
    1. Ensemencer des cellules de Schwann dans des boîtes de culture ibidi compatibles avec l'imagerie ou des chambres de culture microfluidiques.
    2. Laisser les cellules adhérer et se rétablir.
    3. Remplacer le milieu existant par un milieu de culture frais contenant 15 µg/mL f-SPIONs
    4. Incuber les cellules pendant 12 h pour permettre la charge en f-SPION.
    5. Inspecter la morphologie cellulaire avant de poursuivre.
  2. Éliminer les particules non internalisées.
    1. Retirer le milieu contenant les nanoparticules.
    2. Laver les cellules deux fois avec du PBS contenant 1 mM de déféroxamine.
    3. Remplacer la solution de lavage par un milieu pour cellules vivantes compatible avec l'imagerie.
    4. Vérifier un faible fond de particules extracellulaires avant l'acquisition d'images.
  3. Intégrez le dispositif électromagnétique au système d'imagerie CSLM.
    1. Assembler l'électroaimant avec la chambre de culture en cellules vivantes, en positionnant l'électroaimant à son emplacement préalablement étalonné.
    2. Placer la chambre de culture pour cellules vivantes assemblée sur la platine du microscope confocalFigure 3). Vérifiez que la boîte de culture se trouve bien dans la région de stimulation effective (Figure 3A).
    3. Activer l'électroaimant selon les paramètres prédéfinis et confirmer l'exposition efficace au champ magnétique gradient dans la zone de la boîte de culture (Figure 3B).
    4. Vérifiez que l'objectif peut atteindre le plan focal sans interférence.
    5. Vérifiez que l'appareil n'entrave pas le positionnement de l'objectif ou le déplacement de la platine.
    6. Compte tenu de la chaleur dégagée pendant le fonctionnement de l'électroaimant, ajuster les réglages de température des composants de la chambre pour cellules vivantes selon les conditions de culture optimales prédéterminées, afin d'assurer un environnement interne de 37 °C et 5 % CO₂ (Figure 3C).
    7. Vérifiez que l'ensemble du système fonctionne normalement et de manière stable.
  4. Ca fonctionnel2⁺ imagerie dans des cellules vivantes.
    1. Incuber les cellules avec une solution de Krebs–Ringer (pH 7,4) contenant 3 µM Fluo-4 AM et Pluronic F-127 à 0,1 % à 37 °C pendant 30 min.
    2. Après l'incubation, laver les cultures deux fois avec du PBS et les transférer vers la plateforme d'imagerie de cellules vivantes du système CLSM pour l'acquisition d'images (Figure 4A).
    3. En utilisant la grille de positionnement située au fond de la boîte de culture ibidi, acquérir des images de cinq emplacements prédéfinis.
    4. Divisez chaque champ d'imagerie en 25 régions égales et sélectionnez 0 à 3 cellules dans chaque région pour la quantification de la fluorescence, selon la densité cellulaire réelle présente dans cette région.
    5. Définir le contour complet d'une cellule individuelle comme région d'intérêt (ROI), et suivre la réponse calcique induite magnétiquement en analysant les variations de l'intensité de fluorescence (ΔF) au sein de la ROI.
    6. Calculer la variation de l'intensité de fluorescence selon ΔF = (Fstim - F0). Envisagez une variation de l'intensité de fluorescence avant et après la stimulation (ΔF/F0) dépassant 10 %, un événement de réponse au calcium.
      REMARQUE : Fnon stimulé représente l'intensité de fluorescence avant la stimulation par force magnétique, F0 représente l'intensité de fluorescence de base, et Fstimulation représente l'intensité de fluorescence induite après stimulation par force magnétique.
    7. Pour la correction du fond, soustraire l'intensité moyenne de fluorescence du fond, mesurée dans une région dépourvue de cellules, de la valeur d'intensité de fluorescence de chaque région d'intérêt (ROI).
    8. Effectuer trois expériences indépendantes, en incluant une boîte de culture par expérience.
  5. Effectuer un examen par imagerie en prise de vue instantanée et appliquer une stimulation magnétique pendant l'acquisition des images.
    1. Régler les paramètres d'acquisition en mode timelapse comme suit : un intervalle d'acquisition de 2,1 s par image, une durée totale d'acquisition de 650 s, et une imagerie en coupes optiques à haute résolution standard utilisant 1 UA.
    2. Pendant l'imagerie cellulaire, acquérir continuellement des images pendant 50 s sans injection de courant afin d'enregistrer l'intensité de fluorescence intracellulaire du calcium en l'absence de stimulation par force magnétique (Fnon stimulé) (Figure 2H et Figure 4B).
    3. Normaliser l'intensité de fluorescence enregistrée pendant les 50 premières secondes et la définir comme l'intensité de fluorescence de base (F0).
    4. Ensuite, appliquer un courant constant de 3,0 A à l'électroaimant, exposant ainsi les cellules de Schwann chargées de nanoparticules magnétiques à un champ magnétique gradient de 3,25 T/m et les soumettant par conséquent à une stimulation par force magnétique. Poursuivre l'acquisition d'images en mode chronométrage pendant 10 min afin d'enregistrer l'intensité de la fluorescence calcique intracellulaire pendant la stimulation par force magnétique (Fstimulation) (Figure 2H et Figure 4C).
    5. Calculer quantitativement la variation de l'intensité de fluorescence selon ΔF/F0 (Figure 4D,E).
  6. Effectuer l'analyse statistique et analyser le Ca2données de fluorescence
    1. Pour chaque cellule, calculez la valeur médiane de ΔF/F₀ sur la série temporelle analysée et utilisez cette valeur comme indicateur du Ca au niveau cellulaire2métrique de réponse⁺
    2. Effectuer trois expériences indépendantes pour chaque condition expérimentale, avec une boîte de culture par condition dans chaque expérience. Regrouper les cellules analysées provenant des trois expériences indépendantes pour la présentation descriptive, et indiquer n comme le nombre total de cellules analysées dans chaque groupe.
    3. Évaluer la normalité des données cellulaires de ΔF/F₀ à l'aide du test de Kolmogorov-Smirnov.
    4. Parce que le Ca2Les données de réponse à la fluorescence étant distribuées de façon non normale, présenter les données sous forme de médiane et d'intervalle interquartile (IIQ).
    5. Analyser les différences entre les groupes à l'aide du test de Friedman non paramétrique, suivi de tests de Wilcoxon pour les comparaisons par paires, comme décrit précédemment.
    6. Considérer P < 0,05 pour indiquer la signification statistique.

Résultats

La microscopie électronique en transmission à haute résolution (METHR) a montré que la formulation finale de nanoparticules possédait un noyau magnétique agrégé et une couche externe après la modification de surface (Figure 1). Les f-SPIONs finaux avaient un diamètre total moyen de 63,36 ± 16,65 nm, avec un noyau magnétique riche en Fe₃O₄ d’environ 56,60 ± 6,19 nm et une couche externe composée de polydopamine et de phalloïdine-Alexa Fluor 350 d'une épaisseur moyenne d’environ 5,79 ± 1,36 nm. Ces résultats ont confirmé la construction réussie d'une architecture de superparticule adaptée à l'activation magnétique et à la visualisation basée sur la fluorescence.

L'analyse de l'hystérésis magnétique a montré que les particules présentaient un comportement superparamagnétique marqué, avec une rémanence et une coercitivité négligeables. Sous un champ magnétique appliqué de 10 000 Oe (1,0 T), leur aimantation à saturation a atteint environ 35 A·m2/kg (Figure 5). En l'absence d'un gradient de champ magnétique, les f-SPIONs ont montré une bonne dispersibilité dans un milieu aqueux (Figure 6A). Lorsqu'ils sont exposés à un champ magnétique gradient, les f-SPIONs ont démontré une réponse magnétique sensible (Figure 6B). Une analyse de fluorescence a en outre confirmé que les particules conservaient leur détectabilité optique après la synthèse et la modification de surface (Figure 7).

L'appareil de stimulation électromagnétique a été intégré avec succès au système d'imagerie en temps réel sur cellules vivantes (Figure 3). L'étalonnage du champ magnétique a montré que l'appareil générait un champ magnétique à gradient stable sur toute la région de culture cellulaire (Figure 2E,F), avec un gradient de champ magnétique in vitro d'environ 3,25 T/m dans la configuration expérimentale actuelle (Figure 2G).

L'imagerie en microscopie confocale a démontré un chargement efficace des nanoparticules magnétiques fluorescentes dans les cellules de Schwann (Figure 7). Après lavage, le signal de fluorescence est resté principalement associé aux cellules plutôt qu'à des particules libres dans le milieu. Pour la formulation ciblant l'actine, l'imagerie confocale a en outre montré un enrichissement des particules dans les régions cellulaires associées à l'actine.

L'imagerie confocale en lapse de temps a démontré que la stimulation magnétique et l'imagerie de cellules vivantes pouvaient être réalisées dans le cadre d'un même protocole expérimental, tout en conservant un accès optique stable aux cellules pendant toute la durée de la stimulation. (Figure 2H et Figure 4A).

Un résumé quantitatif a en outre établi un lien entre la conception des nanoparticules, l'étalonnage du dispositif et le chargement cellulaire. Sous un champ magnétique gradient in vitro de 3,25 T/m, la force magnétique exercée sur un seul f-SPION a été estimée à environ 1,59 × 10-5 pN. D'après la quantification de fer intracellulaire, chaque cellule de Schwann RSC96 a internalisé environ 9,30 ± 2,88 × 103 particules, ce qui correspond à une force magnétique totale estimée d'environ 0,15 ± 0,05 pN par cellule.

Par rapport à la fluorescence de base, sous la stimulation magnétique médiée par les f-SPIONs, les cellules RSC96 ont présenté une dynamique active des ions Ca2+ et une augmentation significative des signaux de fluorescence des ions Ca2+ (Figure 4D). L'analyse quantitative des signaux de fluorescence des ions Ca2+ a révélé que la variation de l'intensité de fluorescence des ions Ca2+ (ΔF/F0) dans les cellules RSC96 du groupe soumis à la stimulation magnétique (62,96 [35,07–91,67]) était significativement plus élevée que celle du groupe témoin normal (-5,74 [-15,66–1,20]), du groupe témoin f-SPIONs (-16,70 [-22,02–-12,00]) et du groupe témoin champ magnétique gradient (-12,90 [-21,24–-6,97]) (Figure 4E).

Structure des nanoparticules dans les images de microscopie électronique ; analyse en microscopie électronique montrant les détails des nanoparticules agrégées.
Figure 1 : Morphologie et structure cœur-enveloppe des f-SPIONs par microscopie électronique en transmission à haute résolution (HRTEM). (A) Les f-SPIONs sont sphériques et présentent une structure typique cœur-enveloppe, avec un cœur magnétique interne composé de nanoparticules de Fe₃O₄ et de Cy3,5. (B) L’enveloppe externe est composée de PDA et de phalloïdine-Alexa Fluor 350. Les images du panneau B montrent des agrandissements représentatifs des régions encadrées en rouge dans le panneau A, les lignes blanches et les flèches indiquant l’épaisseur mesurée de l’enveloppe. L’échelle du panneau B correspond à 10 nm. Trois mesures indépendantes ont été réalisées, portant sur un total de 680 nanoparticules analysées. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Schéma du dispositif électromagnétique avec fil de cuivre et noyau de fer ; simulations du champ magnétique ; graphique du champ.
Figure 2 : Construction, étalonnage et fonctionnement de l'électroaimant personnalisé pour la stimulation magnétique de cellules vivantes. (A,B) La bobine de l'électroaimant a été enroulée autour d'un noyau de fer à l'aide d'un fil de cuivre émaillé de 1,1 mm, avec un total de 410 spires. La bobine avait un diamètre extérieur de 60 mm, un diamètre intérieur de 20 mm, une longueur de 110 mm et une résistance en courant continu d'environ 1,2 Ω. L'extrémité polaire mesurait 13,0 mm × 12,0 mm × 3,0 mm (longueur × largeur × hauteur) et était fabriquée en permalloy 1J50. (C,D) Le courant d'entrée maximal de l'électroaimant n'a pas dépassé 3 A. À un courant d'entrée de 3 A, un gradient de champ magnétique d'environ 6,7 T/m a été généré près de l'extrémité polaire. (E,F) Répartition du gradient de champ magnétique dans la boîte de culture près de l'extrémité polaire à un courant d'entrée de 3 A. Un gradient de champ magnétique statique moyen d'environ 3,25 T/m a été généré sur la région d'imagerie cellulaire. (G) Gradients de champ magnétique générés par l'électroaimant à différents courants d'entrée de 1 A, 2 A et 3 A. (H) Protocole d'acquisition d'images en temps-lapse de cellules vivantes, d'application de courant et d'exposition au gradient de champ magnétique dans cette étude. Des images en temps-lapse ont été acquises en continu pendant 50 s sans courant appliqué. Un courant continu constant de 3,0 A a ensuite été appliqué, et l'acquisition en temps-lapse a été poursuivie pendant 10 min. CC : courant continu. GMF : gradient de champ magnétique. Les panneaux E, F et G ont été adaptés avec autorisation à partir de Liu et al.20. Veuillez cliquer ici pour consulter une version agrandie de cette figure.

Chambre de culture en cellules vivantes avec imagerie CLSM, électroaimant, chauffages et dispositif de courant continu.
Figure 3 : Intégration de l'électroaimant dans la chambre de culture en cellules vivantes. (A) Un électroaimant compact sur mesure positionné à un emplacement calibré à l’intérieur de la chambre de culture en cellules vivantes, permettant d’exposer la zone de la boîte de culture cellulaire à un champ magnétique gradient. (B) Disposition intégrée du système d’imagerie par microscopie à balayage laser confocal (CLSM), de la plateforme de nano-activation magnétique et de l’alimentation externe en courant continu. (C) L’optimisation des réglages de température pour les composants individuels de la chambre de culture cellulaire garantit une température stable à l’intérieur de la boîte de culture pendant le fonctionnement de l’électroaimant. (D) Paramètres de réglage de température pour les composants individuels de la chambre de culture cellulaire. CLSM : microscopie à balayage laser confocal. PV : Valeur mesurée. SV : Valeur consigne. Top Heater : Température du chauffage du couvercle supérieur. Stage heater : Température de chauffage du plateau du microscope et du fond de la chambre de culture. Bath heater : Température du bain d’eau. Lens heater : Température du chauffage de l’objectif. Temp sensor : Température réelle mesurée par la sonde de température. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Schéma de nano-activation magnétique ; f-SPIONs, ions calcium, microscopie DIC, résultats de fluorescence.
Figure 4: Images représentatives des réponses calciques dans les cellules de Schwann sous stimulation par force magnétique. (A) Protocole intégré de stimulation magnétique et d'imagerie du calcium intracellulaire en temps réel2+ imagerie dans la plateforme de nano-activation magnétique.B) Ca de base2+ image de fluorescence acquise avant la stimulation magnétique (Fnon stimulé). (C) Ca2+ image de fluorescence acquise après stimulation magnétique (Fstimulation), montrant la variation de l'intensité de fluorescence (ΔF). (D) Imagerie de la dynamique calcique résolue en temps2+ traces de signal enregistrés avant et après la stimulation magnétique. (E) Analyse quantitative et comparaison des modifications du Ca2+ fluorescence (ΔF/F₀) entre les différents groupes expérimentaux. DIC : contraste d'interférence différentielle. Fnon stimulé: l'intensité de fluorescence avant la stimulation par force magnétique. F0: l'intensité de fluorescence de base. Fstimulation: l'intensité de fluorescence induite après stimulation par force magnétique. ΔF : la variation de l'intensité de fluorescence. « Normal » représente le groupe témoin normal, « f-SPIONs+GMF » représente le groupe d'activation nano-magnétique, « f-SPIONs » représente le groupe témoin des f-SPIONs, et « GMF » représente le groupe témoin du champ magnétique gradient. Trois expériences indépendantes ont été réalisées, avec une boîte de culture par condition expérimentale dans chaque expérience. Pour chaque cellule, la valeur médiane de ΔF/F₀ au cours de la série temporelle analysée a été utilisée comme métrique de réponse au niveau cellulaire. Les données sont présentées sous forme de médiane et d'intervalle interquartile (IIQ), et n indique le nombre total de cellules analysées au cours des trois expériences indépendantes. L'analyse statistique a été effectuée à l'aide du test de Friedman suivi du test des rangs signés de Wilcoxon, comme décrit précédemment par Liu et al. Les données quantitatives du panneau E ont été adaptées avec autorisation de Liu et al.20. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Graphiques d'aimantation en fonction du champ, boucle d'hystérésis à 300 K, analyse des propriétés magnétiques, graphique.
Figure 5 : Propriétés superparamagnétiques des f-SPIONs. (A) Boucle d'hystérésis magnétique des f-SPIONs, illustrant un comportement typique de superparamagnétisme. (B) Vue agrandie de la boucle d'hystérésis autour d'un champ magnétique nul. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Expérience de champ magnétique : bobine avec vial. Effet de la mise sous et hors tension du GMF sur la dispersion (IPD : 0,16).
Figure 6 : Dispersibilité aqueuse et réponse au champ magnétique gradienté des f-SPIONs. (A) En l'absence d'un champ magnétique gradienté, les f-SPIONs restent bien dispersés dans le milieu aqueux. (B) Lorsque le champ magnétique gradienté est appliqué, les f-SPIONs migrent rapidement et s'accumulent selon la direction du gradient du champ. GMF : Champ magnétique gradienté. IPD : Indice de polydispersité. La flèche indique la direction du gradient du champ magnétique. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Imagerie cellulaire avec des nanoparticules de Fe3O4 ; microscopie de fluorescence montrant la fusion DIC, Cy3,5, phalloïdine.
Figure 7: Imagerie par fluorescence en microscopie confocale à balayage laser de l'internalisation des SPION-f dans les cellules de Schwann. (A) Imagerie en microscopie confocale à balayage laser (CLSM) des cellules de Schwann après co-incubation avec des f-SPIONs (15 µg/mL) pendant 12 h et lavage ultérieur (trou d'aiguille = 1 UA ; pas en z = 0.43 µm), montrant une morphologie cellulaire préservée et un fond minimal de particules extracellulaires. (B) Fluorescence rouge détectée dans le canal Cy3.5 (Exc/Ém : 561–568/607 nm), indiquant la présence de f-SPIONs marqués au Cy3.5 à l'intérieur des cellules de Schwann.C) Fluorescence bleue détectée dans le canal Alexa Fluor 350 (Exc./Ém. : 350–360 nm/440–460 nm), témoignant d'une incorporation réussie du module de fonctionnalisation à la phalloidine-Alexa Fluor 350.D) Image fusionnée montrant un important recouvrement spatial entre les signaux de fluorescence rouge et bleu, en accord avec la construction réussie des superparticules magnétiques-fluorescentes. DIC : contraste d'interférence différentiel. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Discussion

Les nanoparticules d'oxyde de fer sont largement reconnues comme des nanomatériaux magnétiques possédant une biocompatibilité favorable. En tant qu'agents de contraste largement utilisés en imagerie par résonance magnétique, les nanoparticules superparamagnétiques de Fe₃O₄ ont été largement appliquées dans le diagnostic clinique par imagerie29,30. Dans une étude récente de notre équipe20, les f-SPIONs se sont révélées présenter une cytotoxicité extrêmement faible et une excellente biosécurité. La plateforme d'activation nanomagnétique, construite en utilisant les f-SPIONs comme actionneurs mécaniques combinés à un électroaimant contrôlable, active efficacement la dynamique du cytosquelette dans les cellules de Schwann, induit l'ouverture du canal ionique mécanosensible Piezo1, déclenche une entrée transmembranaire de Ca2⁺ et favorise par la suite la « reprogrammation » de l'expression génique ainsi que des changements phénotypiques dans les cellules20.

Plusieurs étapes sont particulièrement importantes pour la mise en œuvre réussie de cette plateforme. La première étape cruciale est la préparation des nanoparticules. Les particules doivent rester bien dispersées, magnétiquement sensibles et optiquement détectables après la synthèse et la modification de surface. L'agrégation à n'importe quelle étape peut réduire la régularité de l'absorption cellulaire, modifier les propriétés magnétiques effectives et compromettre la qualité de l'imagerie en cellules vivantes.

La deuxième étape cruciale est la procédure de chargement cellulaire et de lavage. La concentration en nanoparticules et le temps d'incubation doivent être suffisants pour produire un chargement intracellulaire détectable sans entraîner une accumulation extracellulaire excessive ou compromettre la morphologie cellulaire. L'élimination complète des particules non internalisées et associées à la membrane est essentielle, particulièrement lorsque l'imagerie par fluorescence est utilisée pour évaluer la localisation intracellulaire. Un lavage insuffisant peut conduire à une interprétation erronée des profils de localisation et peut également fausser les estimations des forces au niveau cellulaire.

La troisième étape cruciale est l'alignement géométrique du dispositif de stimulation magnétique par rapport à l'échantillon. Étant donné que la force magnétique dépend directement du gradient de champ local, la position relative entre la bobine électromagnétique et le plan de l'échantillon doit rester conforme à la configuration d'étalonnage. Même de légers changements dans la distance ou l'alignement entre la bobine et l'échantillon peuvent modifier les conditions effectives de stimulation.

La plateforme peut être modifiée selon la question biologique étudiée. Lorsqu'un chargement magnétique général et une application de force suffisent, les superparticules fluorescentes revêtues de PDA (SPIONs) peuvent être utilisées sans fonctionnalisation ciblant l'actine. Lorsqu'un ciblage subcellulaire près des régions riches en actine est souhaité, la formulation fonctionnalisée avec la phalloïdine (f-SPIONs) peut être utilisée à la place. Cette modularité constitue un avantage pratique de la plateforme.

La technique actuelle présente plusieurs limites. Premièrement, le nombre calculé de particules magnétiques internalisées par cellule représente une valeur moyenne pour la population, alors que la charge en particules au niveau de la cellule unique présente inévitablement une hétérogénéité. Deuxièmement, les valeurs de force magnétique rapportées dans cette étude sont des estimations basées sur un modèle, et non des mesures directes des charges mécaniques intracellulaires. Troisièmement, ce protocole a été principalement conçu et développé pour des cellules de Schwann cultivées dans des conditions d'imagerie in vitro. Dans des systèmes de culture cellulaire tridimensionnels denses ou dans des tissus, une optimisation importante pourrait être nécessaire, car l'internalisation des nanoparticules, leur distribution intracellulaire, l'accessibilité optique et le couplage mécanique peuvent différer de ceux observés dans des cultures bidimensionnelles. Enfin, la stratégie facultative de ciblage de l'actine augmente la probabilité de localisation des particules dans des régions associées à l'actine, mais ne garantit pas un ciblage uniforme ou spécifique de toutes les structures riches en actine au sein des cellules vivantes.

Malgré ces limitations, la plateforme actuelle de nano-activation magnétique offre plusieurs avantages méthodologiques distincts par rapport aux techniques existantes de délivrance de force. Par exemple, la microscopie à force atomique (AFM) permet une application de force localisée précise, mais nécessite un contact mécanique direct avec la cible et ne s'intègre pas toujours facilement à l'imagerie prolongée de cellules vivantes8. Les systèmes basés sur l'étirement et les substrats conçus peuvent fournir des indices mécaniques au niveau de la population cellulaire, mais ils dépendent de surfaces matérielles prédéfinies et ne conviennent pas bien à la délivrance de forces intracellulaires à distance10. Les pinces optiques offrent une haute résolution spatiale pour l'application de force, mais comportent des risques de dommages tissulaires induits par le laser8. Les méthodes basées sur des micropipettes sont relativement simples à utiliser, mais présentent une faible résolution de force et un débit relativement limité12. Les systèmes microfluidiques sont avantageux pour générer des microenvironnements mécaniques spécifiques, tels que les contraintes de cisaillement et la pression fluide, mais rencontrent des difficultés techniques pour reproduire des environnements cellulaires complexes et intégrer plusieurs modes de stimulation mécanique11. En revanche, la plateforme actuelle intègre, dans un seul flux opératoire, une stimulation à distance sans contact, une activation magnétique contrôlable, un suivi des particules par fluorescence et une compatibilité directe avec l'imagerie confocale en temps réel.

La même stratégie générale peut être adaptée à d'autres types cellulaires mécanoréactifs et à des modèles biologiques plus complexes. Elle pourrait également être étendue à des systèmes multicellulaires plus denses, tels que les organoïdes neuronaux, les kystes épithéliaux ou les épithéliums de type Madin-Darby canine kidney (MDCK). Dans de tels contextes, une optimisation supplémentaire serait nécessaire pour la pénétration des particules, la distribution des particules et l'estimation des forces dans des échantillons tridimensionnels mécaniquement couplés. Malgré ces défis, le protocole actuel fournit une base pratique pour le développement plus large de stratégies de stimulation magnétomécanique dans les systèmes vivants.

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent ne pas avoir d'intérêts financiers concurrents.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (numéros de subvention 82571677 et 82001304 attribués à Y.W.), le Programme spécial pour les talents du secteur médical et de la santé de la province du Jilin (numéro de subvention JLSRCZX2025-134 attribué à Y.W.) et le projet du programme Bethune de l'Université du Jilin (numéro de subvention 2024B19 attribué à Y.W.). Les auteurs remercient le Collège de chimie de l'Université du Jilin (Laboratoire d'excellence national de structure supramoléculaire et de matériaux) ainsi que l'Institut de chimie appliquée de Changchun, Académie des sciences de Chine, pour leur aide dans la conception, la synthèse et la caractérisation des nanomatériaux. Les auteurs remercient également l'Institut de médecine translationnelle du Premier hôpital de l'Université du Jilin pour leur assistance en imagerie par microscopie à fluorescence confocale (CLSM).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1,2-hexadécanediolSigma-Aldrich213748Qualité technique, 90 % ; utilisée en synthèse par décomposition thermique
35 mm ibidi µ-plaquesibidi80156Utilisé pour la culture et l'imagerie des cellules de Schwann
Éther benzyliqueSigma-Aldrich10801498 % ; solvant pour Fe3O4 synthèse de nanoparticules
Microscope confocal à balayage laserNikonAXR (Ti2-E)Utilisé pour l'imagerie de cellules vivantes et l'imagerie par fluorescence 
Électroaimant personnaliséPersonnaliséN/AÉlectroaimant unipolaire compact pour la génération in vitro d'un champ magnétique gradient 
Acide cyanine3.5 carboxyliqueDuofluor Inc.D10128Colorant fluorescent utilisé pour le Fe3O4·Assemblage de superparticules Cy3.5 ; MM 593,20 ; conserver à -20 °C, protégé de la lumière 
Sel de mésylate de déféroxamineSigma-AldrichD9533Agent chélateur du fer utilisé pour éliminer le fer non internalisé et associé à la membrane
Gaussmètre numériqueCHAMP MAGNÉTIQUEWT103Utilisé pour mesurer la densité de flux magnétique et étalonner le champ magnétique gradient généré par l'électroaimant sur mesure
Chlorhydrate de dopamineSigma-AldrichH8502≥98 % (CCM) ; utilisé pour le revêtement de polydopamine
Instrument de diffusion dynamique de la lumièreMalvern InstrumentsZetasizer Nano-ZSUtilisé pour la mesure du diamètre hydrodynamique et de l'indice de polydispersité (PDI) 
Fluo-4 AM Invitrogen, Thermo Fisher ScientificF14201Indicateur de calcium utilisé pour le calcium intracellulaire vivant2+ imagerie
Spectrophotomètre de fluorescenceShimadzuRF-6000Utilisé pour la caractérisation par photoluminescence 
Microscope électronique en transmission à haute résolutionJEOLJEM-F200Utilisé pour l'imagerie en microscopie électronique en transmission à haute résolution de la morphologie des nanoparticules et du noyau–structure de la coquille 
Spectromètre d'émission atomique à plasma induitPerkinElmerOptima 3300 DVUtilisé pour la quantification du fer intracellulaire
Acétylacétonate de fer(III), Fe(acac)3Sigma-AldrichF30097 % ; précurseur de Fe3O4 synthèse de nanoparticules
Incubateur à plateau pour cellules vivantesTOKAI HITTENP&CO2Utilisé pour l'imagerie confocale de cellules vivantes pendant la stimulation magnétique 
Acide oléiqueSigma-AldrichO1008≥99 % (CG) ; ligand de surface pour le Fe3O4 synthèse de nanoparticules
OléylamineSigma-AldrichO7805Qualité technique, 70 % ; ligand pour la synthèse de nanoparticules
Phalloïdine–Alexa Fluor 350Invitrogen, Thermo Fisher ScientificA22281Réactif de fonctionnalisation ciblant l'actine (facultatif) 
Pluronic F-127 Invitrogen, Thermo Fisher ScientificP3000MPUtilisé pour faciliter le chargement de Fluo-4 AM pour la détection du Ca²⁺ dans des cellules vivantes2+ imagerie
Alimentation électrique continue réglable et programmableTongmeneTM-L605SPL (60 V, 5 A)Utilisé pour alimenter l'électroaimant personnalisé destiné à la génération d'un champ magnétique gradient in vitro
Cellules de Schwann RSC96Banque de cellules de l'Académie des sciences de ChineN/ALigne cellulaire de cellules de Schwann dérivée du rat 
Dodécylsulfate de sodium (SDS)Sigma-Aldrich436143réactif ACS, ≥99,0 % ; tensioactif pour microémulsion huile dans eau
magnétomètre SQUIDQuantum Design Inc.MPMS-XLUtilisé pour la mesure de l'hystérésis magnétique à 300 K 
ToluèneSigma-Aldrich244511Anhydre, 99,8 % ; solvant pour l'assemblage de superparticules
Microscope électronique en transmissionFEIEP 5018/40, Tecnai Spirit BiotwinUtilisé pour l'observation de l'ultrastructure des tissus cellulaires et nerveux 

Références

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