Un test de complémentation de la luciférase fractionnée pour la mesure temporellement résolue de la clairance des tau dans la microglie

Résumé

Nous décrivons une plateforme quantitative sensible et résolue dans le temps pour mesurer la clairance du tau extracellulaire dans la microglie dérivée des cellules souches pluripotentes induites humaines (iPSC) à l’aide d’un système de luminescence basé sur des microplaques. Cette approche permet une détection sensible de la cinétique de dégradation des tau sous forme de micropuits, permettant une interrogation à haut débit de la manipulation des tau dans diverses conditions expérimentales.

Résumé

En tant que cellules immunitaires résidentes du système nerveux central, la microglie est des régulateurs centraux de l’homéostasie cérébrale et des médiateurs clés des maladies neurodégénératives. Ces cellules sondent en continu l’environnement neuronal et jouent un rôle crucial dans la reconnaissance, l’internalisation et la dégradation des substrats extracellulaires, y compris les protéines mal repliées et agrégées telles que les tau pathologiques. Malgré des preuves croissantes impliquant la microglie dans le dégagement des tau, les approches existantes pour mesurer l’absorption et la dégradation des tau manquent de la résolution temporelle et de la sensibilité nécessaires pour capturer pleinement ces processus dynamiques. Nous avons développé un test basé sur la luminescence pour surveiller quantitativement la clairance des tau dans les microglies dérivées des cellules souches pluripotentes induites par l’humain (iPSC). Cette plateforme exploite un système de complémentation basé sur la fraction de luciférase pour permettre une détection très sensible et en temps réel des tau dans les cellules vivantes, permettant un suivi précis de son traitement intracellulaire. Ce test est évolutif et adaptable à plusieurs types cellulaires, offrant un outil polyvalent pour examiner les voies endolysosomales et les mécanismes cellulaires régissant la gestion des tau dans les maladies neurodégénératives, y compris la maladie d’Alzheimer.

Introduction

Les tauopathies, y compris la maladie d’Alzheimer (MA), se caractérisent par l’agrégation et la propagation de la protéine tau associée aux microtubules à travers les circuits^{neuronaux 1,2}. Les glia sont de plus en plus appréciées comme régulateurs de la dynamique des maladies tau, y compris l’absorption, la dégradation et^{la propagation} 3,4,5,6,7,8,9,10,11,12. Comprendre comment la glie contribue aux tauopathies est une préoccupation pressante pour résoudre des dynamiques clés de la maladie, notamment la neuroinflammation et la propagation des tau. Parmi les populations gliales, la microglie – les phagocytes résidents du cerveau – est particulièrement placée pour assurer la dégagement des tau.

Malgré la nécessité pressante d’élucider les mécanismes de manipulation des tau dans la microglie, le champ reste limité en termes de résolution et de rendement des tests disponibles. Les questions clés concernant l’internalisation des tau, le trafic intracellulaire et le défrichement cellulaire restent non résolues. Chacune de ces étapes représente un processus mécanistiquement distinct : l’absorption fait référence à l’internalisation des tau extracellulaires au niveau de la membrane plasmique ; Le trafic englobe le tri et le transport de Tau internalisés à travers les compartiments endosomaux, lysosomiques et autres compartiments intracellulaires ; et la dégradation désigne la dégradation protéolytique de la tau, principalement via les voies lysosomales et protéasomales. Bien que ces étapes soient séquentielles pour le traitement extracellulaire de la tau, car la tau intériorisée doit traverser les compartiments intracellulaires avant d’atteindre la machinerie dégradative, elles sont régulées indépendamment et une perturbation expérimentale donnée peut affecter une étape sans en modifier d’autres. Par exemple, une réduction du signal tau intracellulaire pourrait refléter une captation altérée, un routage erroné loin des compartiments dégradatifs, ou une dégradation accrue. La résolution de ces processus nécessite de nouvelles plateformes de test capables de détecter la présence de protéines et d’être associées aux mesures existantes pour déterminer le destin protéique au fil du temps.

Les méthodes actuelles pour résoudre l’internalisation et la dégradation des tau reposent sur l’immunocytochimie, la cytométrie en flux, le western blotting et les approches de marquage fluorescent pour quantifier l’absorption, la localisation subcellulaire et le traitement intracellulaire des espèces^tau 13,14,15,16,17,18 . Cependant, chacune de ces approches souffre de limitations fondamentales lorsqu’elles sont appliquées à l’étude de la dynamique de la clairance des protéines. L’immunocytochimie et le western blotting manquent de sensibilité pour détecter les espèces tau à faible abondance et sont laborieuses. La cytométrie en flux et les tests basés sur la fluorescence ne rapportent pas fidèlement l’élimination des protéines car les fluorophores peuvent persister après la dégradation de la protéine^{conjuguée 19}, ce qui découple le signal fluorescent du destin réel de la protéine d’intérêt. Ensemble, ces contraintes laissent un vide critique, aucune méthode existante ne fournissant simultanément la sensibilité, la résolution temporelle et l’évolutivité nécessaires pour suivre quantitativement la dynamique de dégagement des tau. Ainsi, un obstacle majeur aux progrès dans la compréhension de la dynamique de manipulation des tau dans la microglie a été l’absence de tests quantitatifs, résolus dans le temps et à haut débit pour mesurer l’éclaircissement des tau dans les cellules vivantes.

Pour remédier au manque de plateforme quantitative pour surveiller la dynamique des tau vivants, nous avons développé un test sensible basé sur la luminescence qui peut être utilisé pour détecter la dynamique intracellulaire des protéines tau. Cette approche utilise un système de complémentation basé sur la luciférase fractionnée, dans lequel un petit tag peptidique (High Affinity Binary Technology ou HiBiT) est fusionné à tau, permettant des mesures cinétiques dans des cellules vivantes. Lors de l’interaction avec son partenaire de liaison complémentaire (Large Binary Technology ou LgBiT), la protéine marquée reconstitue une enzyme luciférase active, générant un signal bioluminescent^quantitatif 20,21,22. Ce signal luminescent fournit une lecture directe et sensible de l’abondance des protéines, permettant un suivi dynamique des variations des niveaux intracellulaires au fil du temps. En conséquence, la luminescence peut être utilisée comme un signaleur robuste de la présence ou de la perte de protéines, comme dans le cas de la dégradation intracellulaire. Ensemble, cette plateforme permet une mesure précise et temporellement résolue de la gestion des tau et offre une stratégie largement applicable pour étudier le renouvellement des protéines.

Protocole

Toutes les expériences cellulaires ont été réalisées dans un laboratoire approprié de biosécurité de niveau 2, approuvé par les Services environnementaux et de santé de l’Université du Massachusetts Amherst.

1. Expression, purification et élimination des endotoxines de la protéine Tau-SLP

1. Ajouter le peptide de luciférase fractionnée ou la marque SLP (VSGWRLFKKIS) sur une construction Tau pour créer une construction marquée (Tau-SLP) en utilisant des méthodes de clonage standard, telles que l’assemblage^{Gibson 23}.
   REMARQUE : La complémentation de la marque peptidique de la split-luciférase génère un signal robuste lorsqu’elle est placée soit au niveau C-terminal, N-terminal ou dans les domaines internes de 2N4R^{Tau 24}.
2. Exprimer et purifier la Tau-SLP en utilisant les méthodes précédemment^{décrites 25,26} et assurer la pureté à l’aide de SDS-PAGE et d’immunoblotting.
3. Pour une utilisation avec les cellules microgliales, suivez les protocoles publiés pour éliminer l’endotoxine bactérienne après la purification par Tau-SLP afin de limiter la réactivité^{de confusion 27}.
4. Quantifier la concentration de la protéine Tau-SLP à l’aide d’un test standard à l’acide bicinchoninique (BCA) ou du dosage^{de Bradford 28,29}.
5. Si désiré, agrégez la Tau-SLP en suivant les protocoles²⁴ décrits précédemment.
6. Validez la luminescence fonctionnelle de la Tau-SLP en générant une courbe standard à l’aide d’un substrat luciférase commercialement disponible et d’un réactif de complémentation, en suivant les instructions du fabricant (voir Tableau des matériaux).

2. Culture de microglie dérivée de l’iPSC (iTF-Microglia)

1. Cultivez des cellules microgliales à 5 % de_CO2 à 37 °C dans le milieu de culture approprié.
2. Différencier une lignée de cellules souches pluripotentes induites (iPSC) abritant six facteurs de transcription inductibles par la doxycycline pour produire une cellule de type microgliale (microglie microglie inducte par facteur de transcription induit ou iTF-Microglia) en utilisant un^{protocole validé 30} (voir Tableau des matériaux).
   REMARQUE : Ce test ne se limite pas à la microglie iTF et peut être utilisé avec n’importe quelle lignée cellulaire adhérente. Une optimisation des temps de clairance peut être nécessaire lors du travail avec d’autres lignées cellulaires.

3. Essai de dégagement des tau

1. Dans une plaque à 24 puits, les cellules de plaque à une densité de 1 x 10⁵ cellules par puits, tripliquées par condition, avec un milieu de culture (250 μL) et incubées toute la nuit à 37 °C et 5 % de_CO2 (Figure 1A).
2. Retirez le milieu de culture, lavez les cellules une fois avec du PBS (250 μL), puis remplacez par un milieu de culture de 250 μL.
3. Pour mesurer temporairement l’épuration de la Tau-SLP, exposez les cellules à la Tau-SLP de manière décalée afin que tous les puits soient exploités simultanément tout en ne différant que par le temps de dégagement. Par exemple, pour les groupes de dégagement de 0 h, 2 h et 4 h, ajoutez d’abord un milieu contenant du Tau-SLP à 100 nM au groupe de 4 h, puis 1 h plus tard au groupe de 2 h, et enfin 1 h plus tard au groupe 0 h (voir Figure 1B pour les recommandations de temporisation). Une fois la période finale d’internalisation terminée, tous les puits auront subi la même période d’exposition Tau-SLP mais ne différeront que par la durée de dégagement (Figure 1B).
4. Inclure les puits ne recevant aucun traitement Tau-SLP pour la soustraction de fond (Figure 1C).
5. À la fin de la période d’internalisation, retirez le milieu contenant du Tau-SLP. Lavez les cellules trois fois avec du PBS pour retirer le Tau-SLP extracellulaire et remplacez-les par un milieu de culture sans Tau-SLP.
6. Incubez les cellules pendant la période de dégagement désignée (Figure 1A). Le groupe de dégagement de 0 h, prélevé immédiatement après la période d’internalisation, représente la quantité totale de Tau-SLP internisée au début de la phase de dégagement.
7. En suivant tous les points de dégagement, retirez le substrat des puits et lavez avec un PBS de 250μL.
8. Traiter chaque puits avec 250 μL de Trypsina-EDTA 0,25 % pendant 5 minutes à 37 °C. Cette étape élimine les tau liés à la surface pour garantir que la luminescence reflète la Tau-SLP intériorisée. Neutralisez chaque puits avec un inhibiteur de trypsine de 250 μL (5 mg/mL).
9. Collectez chaque puits dans un tube microcentrifuge de 1,5 mL correctement étiqueté et un pellet par centrifugation (500 x g, 5 min).
10. Préparez une quantité appropriée de tampon de lyse contenant des composants de substrat luciférase et de complément (voir Tableau des matériaux ; 50 μL x # de puits + 10 %).
11. Retirez chaque surnageant avec une pipette aspirante et resuspendez la pellete cellulaire dans 50 μL de tampon de lyse contenant le substrat luciférase et les composants de complémentation. Cela produira un complexe de complémentation à la luciférase fractionnée et générera la luminescence (Figure 1D).
12. Transférer les cellules lysées sur une plaque blanche à demi-volume de 96 puits.
13. Lisez la luminescence sur un lecteur de microplaques avec un mouvement orbital pendant 10 s à température ambiante (~23 °C) avant la lecture afin d’assurer la lyse complète des granulés cellulaires.
14. Déterminer l’abondance normalisée de Tau-SLP en soustrayant d’abord la valeur moyenne de luminescence obtenue à partir de puits non exposés à Tau-SLP. Normaliser chaque valeur à la moyenne du signal soustrait en fond du groupe de dégagement 0 h.
15. Le graphique a normalisé l’abondance de la Tau-SLP en fonction du temps de clairage. Une réduction progressive de la luminescence indique une diminution de l’abondance intracellulaire de Tau-SLP et est interprétée comme une clairance Tau-SLP, tandis que des valeurs de luminescence stables indiquent une libération altérée ou retardée. Calculer le pourcentage de dégagement comme : % Dégagement = [1 − (LUt / RPUt = 0)] x 100.

Résultats

Grâce à ce test sensible basé sur la luminescence, l’abondance intracellulaire de Tau-SLP pourrait être surveillée dans le temps après une période d’absorption synchronisée dans les microglies humaines dérivées de l’iPSC. Après le lavage de la Tau-SLP, la luminescence a diminué progressivement, ce qui correspond à la clairvoyance intracellulaire de la Tau-SLP. Cette plateforme était suffisamment sensible pour détecter les différences dans la manipulation des espèces monomériques et fibrillaires de Tau-SLP par la microglie. La Tau-SLP monomérique a été complètement éliminée dans la microglie iTF en 60 minutes, tandis que la Tau-SLP fibrillaire a persisté plus de 240 minutes (Figure 2A). De plus, nous avons réalisé le test avec un tau mutant (par exemple, N279K) pour évaluer la cinétique de dégagement et avons constaté que TauN279K-SLP montre une cinétique de dégagement significativement réduite à seulement de courts moments de dégagement (15 min) (Figure 2B). Ces résultats suggèrent que la dégradation observée n’est apparente que grâce à la forte sensibilité de ce test. Nous avons réalisé l’expérience de dégradation Tau-SLP en utilisant la petite molécule L-Leucyl-L-Leucine (LLOMe) pour confirmer l’atteinte lysosomal. LLOMe est un substrat de cathepsine C qui perméabilise les membranes lysosomales, perturbant l’activité^{lysosomale 31}. Avec le traitement LLOMe, nous avons observé une augmentation significative des niveaux de Tau-SLP en régime permanent à t=0 (Figure 3A) et un taux de dégradation significativement réduit (Figure 3B) avec une augmentation de 4 fois de la Tau-SLP restante après un temps de dégagement de 60 minutes. Enfin, nous avons réalisé le test de clairvoyance Tau-SLP sur des neurones dérivés de l’iPSC afin de confirmer la compatibilité du test entre types cellulaires. Ici, nous avons constaté que les neurones dérivés de l’iPSC présentent une cinétique de clairance réduite pour les formes monomériques (Figure 4A) et fibrilliles (Figure 4B) de la Tau-SLP. Notamment, les niveaux de fibrille de la Tau-SLP restent stables à ~100 % sur une élimination de 240 minutes, alors que dans la même période, les niveaux de fibrille de la Tau-SLP sont descendus sous les 50 % dans l’iTF-Microglia. Ces résultats démontrent que notre plateforme de complémentation basée sur la fraction-luciférase offre une détection robuste et fiable du clairage endolysosomal intracellulaire de la Tau-SLP et démontre un design de test hautement adaptable pouvant être appliqué à de nombreuses autres protéines ou types cellulaires.

Figure 1 : Conception expérimentale représentative de l’analyse de dégagement Tau-SLP. (A) Image représentative en champ lumineux de la microglie iTF utilisée pour ce test (barre d’échelle = 100μm) (B) La microglie humaine (microglie iTF) est exposée de manière décalée à la 2N4R-SLP recombinante, permettant une détection robuste basée sur la luminescence. Après une incubation d’une heure, le tau extracellulaire est retiré par échange de milieux et les cellules sont lavées avec du PBS. Les cellules sont maintenues dans un milieu basal pendant leur période de déminage respective (0 h, 2 h, 4 h) avant la récolte. À l’extrémité, les cellules sont lysées et la luminescence est mesurée. (C) Conception de plaque proposée pour mesurer le dégagement Tau-SLP en comparant la dégradation monomérique à celle fibrillaire. (D) La protéine Tau-SLP est intériorisée dans les cellules et acheminée pour la dégradation lysosomale. L’ajout de LgBiT fournit une lecture quantitative de la quantité de Tau-SLP restante dans la cellule par complémentation et production de luminescence. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 2 : iTF-Microglie Tau-SLP extracellulaire claire. (A) la microglie iTF a été exposée à la Tau-SLP monomérique (100 nM) ou à la Tau-SLP fibrillaire (50 nM), les échantillons ont été normalisés à la captation initiale respective (t = 0 ; 100 %) et aux cellules non exposées à la Tau-SLP (0 %) (moyenne ± DE ; n = 9 à partir de trois différenciations indépendantes). (B) la microglie de l’iTF a été incubée avec de la Tau-SLP monomérique ou de la TauN279K-SLP (100 nM), et les échantillons ont été normalisés à la captation initiale respective (t = 0 ; 100 %) et aux cellules non exposées à la Tau-SLP (0 %) (moyenne ± de la SLP ; n ≥ 7 à partir de trois différenciations indépendantes ; ∗ p < 0,05 en utilisant le test t de Welch non apparié). Données reproduites de Shultz et al., 2025²⁴, et utilisées sous licence Creative Commons Attribution (CC BY 4.0). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 3 : L’inhibition lysosomale altère la dégagement du Tau-SLP. (A) Le traitement avec un inhibiteur lysosomal L-Leucyl-L-Leucine (ester méthylique de 1mM) pendant 24 heures a augmenté l’absorption initiale de la Tau-SLP (t = 0) dans les cellules de neurogliome H4 (moyenne ± DE ; n = 9 cultures indépendantes ; ∗ p < 0,05 en utilisant le test t de Welch non apparié. (B) Le traitement avec LLOMe (1 mM) pendant 24 heures a augmenté le pourcentage de normalisation de la RLU Tau-SLP après un temps de dégagement de 60 min (t = 60 min) par rapport au véhicule (DMSO). Le signal luminescent est normalisé aux niveaux d’absorption initiaux respectifs (100 %) et aux cellules non exposées à la Tau-SLP (0 %) (moyenne ± DS ; n = 9 cultures indépendantes ; ∗∗∗∗ p < 0,0001, ∗ p < 0,05 en utilisant le test t de Welch non apparié. Données reproduites de Shultz et al., 2025²⁴, et utilisées sous licence Creative Commons Attribution (CC BY 4.0). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 4 : iTF-Microglia et iNeurons montrent des différences dans la clairance Tau-SLP. (A) des iTF-Microglia ou iNeurones ont été incubés avec des Tau-SLP monomériques (100nM), des échantillons ont été normalisés à une captation initiale respective (t=0 ; 100 %) et des cellules non exposées à la Tau-SLP (0 %) (moyenne±DS ; n ≥ 6 à partir de deux à trois différenciations indépendantes ; ∗∗ p < 0,01, ∗∗∗∗ p < 0,0001 à l’aide d’une ANOVA bidirectionnelle ; temps : F(1, 28) = 7,489, p = 0,0107 ; type cellulaire : F(1, 28) = 46,61, p < 0,0001 ; interaction : F(1, 28) = 3,229, p = 0,0831 ; Le test de comparaisons multiples de Sidak, valeurs p indiquées sur la figure, valeurs t=0 sont indiquées à titre de référence mais ont été exclues de l’analyse statistique). (B) des iTF-Microglia ou iNeurones ont été incubés avec de la Tau-SLP fibrillaire (50nM), des échantillons ont été normalisés à une captation initiale respective (t=0 ; 100 %) et les cellules non exposées à la Tau-SLP (0 %) (moyenne±SD ; n ≥ 6 de deux à trois différenciations indépendantes ; ∗∗ p < 0,01, ∗∗∗∗ p < 0,0001 à l’aide d’une ANOVA bidirectionnelle ; temps : F(1, 26) = 0,3888, p = 0,5384 ; Type de cellule : F(1, 26) = 43,09, p < 0,0001 ; interaction : F(1, 26) = 1,209, p = 0,2816 ; Le test de comparaisons multiples de Sidak, valeurs p indiquées sur la figure, valeurs t=0 sont indiquées à titre de référence mais ont été exclues de l’analyse statistique). Données reproduites de Shultz et al., 2025²⁴, et utilisées sous licence Creative Commons Attribution (CC BY 4.0). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Discussion

Ce test offre une plateforme évolutive et quantitative pour mesurer la clairance extracellulaire de la Tau-SLP par la microglie avec une grande sensibilité et une résolution temporelle. Contrairement aux approches traditionnelles basées sur l’imagerie, qui nécessitent souvent un traitement laborieux des échantillons et sont limitées en débit et en échantillonnage temporel, ce système basé sur la luminescence permet une quantification directe et au niveau de la population de la manipulation des tau sous forme de microplaques. La lecture résultante fournit une mesure quantitative de l’élimination Tau-SLP après exposition à la tau extracellulaire. Parce que les mesures peuvent être obtenues à plusieurs reprises sur plusieurs points temporels et avec des périodes d’incubation plus longues, le test permet une analyse à haut débit et résolue cinétiquement de la dynamique de captation et de dégagement des tau. De plus, les changements de luminescence au fil du temps sont cohérents avec des variations de l’abondance intracellulaire de la Tau-SLP, mais ne distinguent pas le trafficage, la dégradation ou la sécrétion sans approches complémentaires. Bien que le marquage Tau-SLP n’ait pas modifié significativement l’absorption ou l’agrégation de tau dans notre étude^{compagne 24}, les étiquettes exogènes peuvent influencer le comportement d’autres protéines. Par conséquent, les résultats du test doivent être complétés par des approches orthogonales et comparés aux préparations tau non marquées lorsque cela est possible. Une limitation supplémentaire est que ce test utilise des espèces recombinantes Tau-SLP plutôt que des tau endogènes ou des agrégats pathologiques dérivés du patient. Bien que le tau recombinant 2N4R fournisse un substrat expérimental reproductible, il ne récapitule pas entièrement l’hétérogénéité endogène (c’est-à-dire les modifications post-traductionnelles) des espèces tau isolées dans le cerveau de patients humains. De nombreux protocoles existent pour la phosphorylation in vitro de la protéine tau recombinante et pourraient facilement être intégrés à ce flux de travail. Cette plateforme pourrait également être adaptée pour étudier les tau endogènes ; cela nécessiterait l’utilisation de l’ingénierie génétique pour incorporer une séquence de balises SLP au niveau du locus tau (MAPT).

Il est important de noter que l’interprétation de la réduction du signal comme dégradation dépend de l’élimination effective des tau extracellulaires et liés à la surface, par exemple, par trypsinisation ou des étapes équivalentes de dépullage. Des faux négatifs peuvent survenir si un retrait efficace n’est pas obtenu. Une perte apparente de signal qui serait interprétée comme un faux positif de dégradation tau est également possible. Cela peut résulter d’un décollement ou d’une mort cellulaire, de la sécrétion de Tau-SLP, ou d’un clivage protéolytique qui sépare la SLP de la tau sans dégrader la protéine. En conséquence, les diminutions de luminescence doivent être interprétées comme des réductions de l’abondance intracellulaire de Tau-SLP plutôt que comme des mesures directes de la dégradation lysosomal. Pour attribuer de manière plus définitive les changements de signal à la dégradation lysosomal, des stratégies de validation orthogonales sont recommandées. Cela peut inclure une perturbation pharmacologique de la fonction lysosomal, comme le traitement avec bafilomycine A1 ou LLOMe (Figure 3), ainsi que des études expérimentales de chasse à impulsions pour déterminer la cinétique d’absorption versus de dégradation.

La flexibilité de ce test le rend particulièrement adapté à l’analyse des mécanismes régissant l’absorption des tau, le trafic intracellulaire et la dégradation, ainsi que pour le dépistage des modulateurs pharmacologiques ou génétiques de la clairance des tau dans les systèmes cellulaires humains. Bien que démontrée ici dans la microglie dérivée de l’iPSC, la plateforme est facilement adaptable à d’autres types cellulaires (Figure 4), permettant une application large à travers des modèles de biologie tau et de maladies neurodégénératives, y compris la maladie d’Alzheimer et d’autres tauopathies primaires et secondaires. Parce que ce test repose sur l’exposition extracellulaire de la Tau-SLP et la détection par luminescence, il devrait être facilement adaptable aux astrocytes, oligodendrocytes ou lignées cellulaires couramment utilisées, bien qu’une optimisation des conditions d’absorption puisse être nécessaire. Collectivement, cette approche fournit un outil puissant pour disséquer les voies cellulaires impliquées dans la protéostasie et faire progresser la compréhension mécaniste des processus neurodégénératifs de la maladie.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Accutase	Thermo Scientific	A1110501
Conical Sterile Polypropylene Centrifuge Tubes	Fisher Scientific	12-565-268
Corning Matrigel Growth Factor Reduced (GFR) Basement Membrane Matrix, Phenol Red-free, LDEV-free	Corning	356231
DMEM/F-12, HEPES	Thermo Scientific	11330057
Doxycycline	Clontech	631311
DPBS	Thermo Scientific	14-190-250
GlutaMAX	Thermo Scientific	35050061
Graphing Software	GraphPad Prism (ou similaire)	n/a
Human GM-CSF	Thermo Scientific	300-03
KnockOut DMEM	Thermo Scientific	10829018
Luminescent Plate Reader	SpectraMax i3x (ou similaire) - Molecular Devices	n/a
Microcentrifuge Tubes	Fisher Scientific	02-682-002
Microplate, 96 Well, PS, Half-area, White	Greiner	675075
mTeSR Plus	STEMCELL Technologies	100-0276
Nano-Glo HiBiT Lytic Detection System	Promega	N3030
Poly-L-Lysine hydrobromide	Fisher Scientific	ICN15017750
Recombinant Human IL-34	Thermo Scientific	200-34
Recombinant Human M-CSF	Thermo Scientific	300-25
Recombinant Human TGF-β1	Thermo Scientific	100-21C
Surface Treated Sterile Tissue Culture Plates	Fisher Scientific	FB012927
Tau-HiBiT protein	In house	n/a	Protéine Tau avec une étiquette peptidique VSGWRLFKKIS
Trypsin Inhibitor	Sigma Aldrich	T9128
Trypsin-EDTA	Thermo Scientific	5-200-072
Y-27632 dihydrochloride	Bio-techne	1254