Le prélèvement sanguin sur l'artère caudale chez le rat sous anesthésie à l'isoflurane permet une collecte contrôlée de volumes sanguins relativement importants avec un faible stress. La récupération rapide et l'aptitude au prélèvement répété rendent cette méthode idéale pour les études longitudinales nécessitant des paramètres physiologiques fiables.
Rapport rapide
Le prélèvement sanguin dans l'artère caudale chez les rats anesthésiés à l'isoflurane réduit le stress et améliore la fiabilité
Dans cet article
Résumé
Résumé
Cette méthode décrit le prélèvement sanguin par l'artère caudale chez des rats anesthésiés à l'isoflurane. L'utilisation de l'isoflurane minimise les mouvements de défense, permettant ainsi une procédure contrôlée et peu stressante tant pour l'animal que pour le chercheur. D'autres avantages incluent la récupération rapide des animaux après le prélèvement, en raison de la courte durée d'action de l'isoflurane, la possibilité de recueillir des volumes sanguins relativement importants à partir d'un seul site de ponction, ainsi que l'adaptabilité de la technique à des prélèvements sanguins répétés. De plus, le débit sanguin artériel rapide pourrait réduire le risque d'artéfacts de coagulation, bien que cela n'ait pas été spécifiquement évalué dans la présente étude. Les résultats ont été obtenus dans le cadre d'une étude pharmacocinétique. Le prélèvement sanguin a réussi chez tous les animaux, conduisant à un taux de réussite de 100 %. Aucune perte de poids significative n'a été observée 24 h après le prélèvement sanguin, et les animaux ont récupéré rapidement sans signe visible de détresse ni de complications liées à la procédure. Dans l'ensemble, cette approche est particulièrement adaptée aux protocoles expérimentaux nécessitant un prélèvement sanguin fiable et reproductible avec un stress minimal lié à la manipulation. Après une courte phase d'apprentissage, la procédure s'est révélée fiable pour une utilisation expérimentale courante. Toutefois, l'influence potentielle de l'anesthésie à l'isoflurane sur les paramètres sanguins, métaboliques et endocriniens doit être prise en compte lors de la planification des expériences et de l'interprétation des résultats.
Introduction
Le prélèvement sanguin est une technique essentielle dans la recherche expérimentale utilisant des rats pour évaluer des paramètres physiologiques et pharmacocinétiques. Les techniques recommandées incluent l'incision de la queue, le prélèvement à partir de la veine caudale latérale, de la veine saphène, de la veine sublinguale, de la veine jugulaire, du sinus rétro-orbitaire, ainsi que la cathétérisation1,2,3,4,5,6,7. Toutefois, le choix de la méthode dépend des résultats souhaités, et chacune présente des limites inhérentes.
Le prélèvement sanguin par veine caudale latérale et l'incision de la queue peuvent fournir des volumes limités, tandis que le prélèvement rétro-orbitaire, bien qu'efficace, est plus invasif, affecte la récupération1 et comporte des risques de lésions tissulaires4,8 ainsi que des préoccupations éthiques. Le prélèvement à partir de la veine saphène nécessite une contention et le rasage du site de ponction2, ce qui peut induire un stress et influencer les résultats expérimentaux. Des prélèvements répétés à partir de la veine saphène peuvent également être difficiles en raison de la courte longueur de la veine et de l'hémostase. Il en va de même pour la veine sublinguale. Bien que de grands volumes sanguins puissent être obtenus rapidement par ponction de la veine jugulaire, il existe un risque de lésion pulmonaire entraînant un pneumothorax. De plus, comme la veine n'est pas visible, le prélèvement doit être effectué à l'aveugle6.
Dans ce contexte, les méthodes perfectionnées permettant de minimiser la souffrance animale tout en assurant une bonne qualité des échantillons deviennent de plus en plus importantes. Le prélèvement sanguin sur l'artère caudale sous anesthésie à l'isoflurane offre une telle approche. L'utilisation d'une anesthésie inhalée à action brève réduit le stress lié à la manipulation et facilite une procédure contrôlée. De plus, la collecte de sang artériel devrait fournir des échantillons sanguins de bonne qualité avec un risque réduit d'artéfacts de coagulation dus au débit sanguin rapide. Cette technique est particulièrement adaptée aux prélèvements répétés et aux plans d'étude longitudinaux, car les animaux se remettent rapidement et la perturbation physiologique est minimisée. Dans l'ensemble, cette méthode allie fiabilité technique et amélioration du bien-être animal, et est donc particulièrement indiquée pour les protocoles expérimentaux nécessitant des mesures sanguines précises et reproductibles.
Protocole
Toutes les expériences impliquant la méthode présentée ont été approuvées par le comité d'éthique de l'Université médicale de Vienne et par le ministère autrichien de l'Éducation, de la Science et de la Recherche.
1. Préparation
REMARQUE : Préparez tous les matériaux nécessaires avant l'anesthésie afin d'assurer une procédure fluide et efficace.
- Remplir la seringue avec du citrate à 3,2 % (la quantité dépend des paramètres souhaités) afin d'empêcher la coagulation du sang.
- Régler le débit d'oxygène à 0,5 L/min, en dirigeant le gaz vers la chambre d'induction et le masque.
- Bloquer le tuyau relié au masque pour s'assurer que le gaz d'induction et l'oxygène sont dirigés exclusivement vers la chambre.
- Sortir le rat de sa cage et le placer dans la chambre d'induction.
- Fermer le couvercle de la chambre d'induction en veillant à ce que la queue ou les pattes du rat ne soient pas coincées.
- Régler l'isoflurane à 3 % (selon le système de tuyauterie) et maintenir cette concentration jusqu'à disparition des mouvements spontanés et du réflexe d'orientation.
- Balancer doucement la chambre d'avant en arrière pour confirmer la perte du réflexe d'orientation.
- Bloquer le tuyau relié à la boîte afin de rediriger le gaz et l'oxygène vers le masque.
- Ouvrir le couvercle de la chambre et sortir le rat.
- Placer le rat en position dorsale sur le tapis chauffant (38 °C), le museau positionné dans le masque (Figure 1).
- Nettoyer la queue avec de l'eau et l'essuyer avec du papier absorbant.
- Désinfecter la queue avec de l'alcool.
- Confirmer l'absence du réflexe interdigital en pinçant entre les orteils du membre postérieur du rat et en vérifiant l'absence de réponse de retrait.
Figure 1 : Position du rat. Le rat est placé sur le dos, le museau inséré dans le masque d'anesthésie. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
2. Prélèvement sanguin
REMARQUE : L'artère se situe sur la face ventrale de la queue. Le site de ponction optimal se trouve entre la partie moyenne et la partie distale de la queue. L'artère est identifiée principalement par sa position anatomique, mais chez les rats peu pigmentés (par exemple, Sprague Dawley), l'artère caudale ventrale peut parfois être visible sous la forme d'un vaisseau bleuâtre pâle. Dans ce cas, l'artère caudale ventrale peut généralement être facilement identifiée à la base de la queue par sa position anatomique en regard de la ligne médiane ventrale. Une fois identifiée, son trajet peut être suivi en direction distale jusqu'au site de ponction prévu.
- Suivez l'artère de la partie proximale vers la partie distale.
- Orientez le tranchant de l'aiguille vers le haut.
- Insérez l'aiguille selon un angle d'environ 30 ° (Figure 2).
- Avancez l'aiguille en direction crâniale, puis parallèlement à la queue (Figure 2).
- Aspirez le sang dans la seringue (Figure 2).
NOTE : Si l'aiguille peut être avancée facilement, prélève le volume de sang requis conformément aux directives en vigueur. Si la pression artérielle est trop basse pour le prélèvement, réduisez la concentration d'isoflurane à 2,5 % et répétez la procédure sans retirer l'aiguille du site de ponction. Pour chaque prélèvement sanguin ultérieur, le site de ponction doit être situé en position crâniale par rapport au site précédent. - Utilisez un coton-tige pour appuyer sur le site d'injection avant de retirer l'aiguille.
- Éteignez l'anesthésie gazeuse et vérifiez le site d'insertion.
NOTE : Une fois l'hémorragie arrêtée, remettez le rat dans sa cage d'origine.
Figure 2 : Site de ponction. Le site de ponction est situé en position ventrale entre le tiers médian et le tiers distal de la queue, et l'aiguille doit être insérée selon un angle de 30°. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
3. Traitement du sang
- Verser le sang collecté dans un tube.
- Conserver le sang sur de la glace jusqu'à la centrifugation.
Résultats
Les données présentées dans cet article méthodologique ont été obtenues lors d'une étude pharmacocinétique. Seuls des rats Sprague Dawley mâles âgés de 6 à 8 semaines et pesant entre 393 g et 429 g ont été inclus. Un échantillon sanguin unique (0,3 mL) a été prélevé de l'artère caudale au jour 0. Le poids corporel a été enregistré juste avant le prélèvement sanguin, puis à nouveau 24 h après le prélèvement. Le gaz anesthésique a été rapidement éliminé par voie respiratoire, et les animaux se sont rapidement rétablis. Peu de temps après, ils ont commencé à s'alimenter et n'ont montré aucun signe d'altération de leur bien-être général. Les rats n'ont manifesté aucun signe de détresse ou de peur lorsqu'ils ont été sortis de leur cage pour les prélèvements sanguins ultérieurs. Aucun comportement défensif n'a été observé dans les jours suivant la procédure. Aucun hématome n'était visible sur la queue lorsque la procédure était correctement réalisée. Les animaux n'ont montré aucun signe de douleur, ni immédiatement après le prélèvement sanguin, ni dans les jours suivants, et les sites de prélèvement sur leurs queues étaient également indolores au toucher. Aucune perte de poids corporel n'a été observée dans les 24 h suivant le prélèvement sanguin. Le poids corporel moyen est passé de 409 g au jour 0 à 419 g au jour 1, ce qui correspond à un gain moyen de poids corporel de 2,6 % ±± 1,1 %, suggérant que la procédure de prélèvement sanguin a été bien tolérée (Figure 3).
Figure 3 : Variation du poids corporel. Poids corporel (g) avant (j0) et 24 h après (j1) le prélèvement sanguin chez des rats (n = 12). Aucune perte de poids corporel n'a été observée après le prélèvement sanguin. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
Discussion
La technique de prélèvement sanguin présentée au niveau de l'artère caudale est particulièrement adaptée aux études nécessitant des prélèvements sanguins répétés ou des volumes sanguins comparativement importants. Par rapport au prélèvement veineux caudal, cette technique permet de recueillir des volumes sanguins plus importants à partir d'un seul site de ponction et peut offrir des avantages pratiques pour les prélèvements répétés, car les ponctions veineuses répétées peuvent devenir plus difficiles en raison de la formation d'hématomes et d'une accessibilité veineuse réduite. Selon les recommandations de Die Gesellschaft für Versuchstierkunde / Society of Laboratory Animal Science (GV-SOLAS) et de la Federation of European Laboratory Animal Science Associations (FELASA), un prélèvement unique ne devrait pas dépasser 10 % du volume sanguin circulant, tandis que les prélèvements répétés quotidiens doivent être limités à environ 1 % du volume sanguin circulant par 24 heures, suivis d'une période de récupération appropriée. La technique décrite permet d'obtenir ces volumes de prélèvement recommandés de manière fiable et reproductible, ce qui la rend adaptée aux protocoles de prélèvement unique comme aux protocoles de prélèvements répétés.
Une technique idéale de prélèvement sanguin devrait fournir des volumes sanguins suffisants pour les analyses prévues tout en minimisant le stress procédural et en assurant des échantillons de haute qualité. Le prélèvement sanguin au niveau du plexus veineux rétro-orbitaire et de la veine sublinguale peut entraîner des troubles de la coagulation en raison d'un traumatisme tissulaire8,9, ce qui serait sous-optimal pour les études de coagulation. De même, les techniques par goutte-à-goutte—telles que le "pressurage" de la veine de la queue—pourraient également provoquer une coagulation induite par l'échantillonnage. Par rapport à ces méthodes de prélèvement, le sang artériel obtenu par la queue semble moins sujet à une coagulation prématurée. Cela pourrait être attribué à la rapidité du prélèvement, à l'absence de traumatisme tissulaire et au contact immédiat du sang avec du citrate dans la seringue, ce qui empêche efficacement la coagulation. D'autres techniques, telles que la ponction de la veine jugulaire, comportent un risque de lésion d'organes1,6, et les procédures de cathétérisation recommandées nécessitent une anesthésie générale, suivie de soins postopératoires et d'une gestion des plaies. Un lavage régulier du cathéter est nécessaire pour éviter les obstructions, et il existe toujours un risque que les animaux retirent le cathéter.
Le prélèvement sanguin à partir de l'artère caudale nécessite une sédation brève, car les animaux doivent être placés en position dorsale et la ponction étant douloureuse, des mouvements défensifs sont probables. L'utilisation d'une anesthésie à l'isoflurane minimise les mouvements défensifs, permettant ainsi de réaliser la procédure de manière contrôlée et efficace. En conséquence, le prélèvement sanguin peut être effectué rapidement, réduisant ainsi la contrainte globale exercée sur l'animal par rapport aux techniques de prélèvement veineux utilisant la veine de la queue, où il peut falloir plus de temps pour recueillir la quantité souhaitée de sang. L'absence de mouvements défensifs réduit également la probabilité de piqûres répétées avec l'aiguille. Il est important de noter que les animaux ne perçoivent pas consciemment la procédure, se réveillent rapidement et reprennent généralement un comportement normal peu après le prélèvement1. Après le prélèvement sanguin, les animaux se sont rapidement rétablis de l'anesthésie à l'isoflurane et ont généralement repris un comportement normal peu de temps après. Dans la présente étude, la masse corporelle mesurée 24 h après le prélèvement sanguin a montré une légère augmentation par rapport à la valeur initiale, suggérant que l'ingestion alimentaire n'a pas été affectée négativement par la procédure et indiquant une récupération à court terme sans complication.
On sait que l'isoflurane réduit la pression artérielle10,11, ce qui peut compliquer le prélèvement sanguin veineux en raison d'un remplissage veineux insuffisant. En revanche, réaliser un prélèvement veineux sans anesthésie nécessite une contention1,2, pouvant induire un stress important et potentiellement affecter les résultats expérimentaux. Par ailleurs, le stress provoque une vasoconstriction, ce qui peut également rendre le prélèvement sanguin plus difficile. Une pression artérielle réduite peut aussi affecter le prélèvement artériel ; toutefois, selon notre expérience, ce problème peut être facilement géré en ajustant la concentration d'isoflurane, permettant ainsi de maintenir un débit sanguin suffisant pour le prélèvement.
On sait toutefois que l'isoflurane influence également certains paramètres physiologiques, en particulier les valeurs des gaz sanguins, en raison d'une dépression respiratoire12,13. L'isoflurane peut affecter la fonction respiratoire et les échanges gazeux, modifiant potentiellement les taux artériels d'oxygène et de dioxyde de carbone. Plusieurs études ont montré que l'isoflurane peut également modifier des paramètres métaboliques et endocriniens, notamment la glycémie, le lactate, l'insuline, la corticostérone et le métabolisme lipidique14,15,16. Néanmoins, l'isoflurane s'est révélé induire moins d'altérations des paramètres liés au stress que plusieurs autres protocoles anesthésiques, tout en offrant les avantages d'une induction rapide, d'un temps de récupération court et d'un contrôle précis de la profondeur anesthésique, ce qui le rend particulièrement adapté aux prélèvements sanguins de routine14. Par conséquent, l'influence potentielle de l'isoflurane doit être prise en compte lors de la planification et de l'interprétation des expériences, car les échantillons sanguins artériels obtenus sous anesthésie peuvent ne pas refléter fidèlement les conditions physiologiques de base. Toutefois, dans les études pharmacocinétiques, ces effets sont souvent d'une importance mineure par rapport aux avantages liés à l'obtention d'échantillons sanguins reproductibles tout en minimisant le stress induit par la manipulation.
Une autre considération concerne l'exposition professionnelle de l'expérimentateur à l'isoflurane. Étant donné que le système n'est pas entièrement fermé, il existe un risque d'exposition aux gaz anesthésiques pendant la procédure. Travailler sous une hotte à flux laminaire ou avec des systèmes d'aspiration appropriés permettrait de réduire l'exposition, mais ce type d'équipement peut ne pas être disponible dans tous les environnements expérimentaux.
Dans l'ensemble, la technique décrite représente une alternative précieuse aux méthodes conventionnelles de prélèvement sanguin, alliant une qualité d'échantillon attendue satisfaisante à un stress réduit et des conditions de manipulation améliorées. Elle offre des avantages évidents en matière de bien-être animal et d'efficacité procédurale. Son adéquation dépend finalement de la question de recherche spécifique, mais elle est particulièrement avantageuse dans les contextes expérimentaux où des paramètres sanguins fiables et une perturbation physiologique minimale sont essentiels.
Déclarations de divulgation
L'auteur n'a pas de conflits d'intérêts à divulguer.
Remerciements
L'auteur souhaiterait remercier Katharina Tillmann pour l'avoir inspirée à publier cette méthode.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Système d'anesthésie | Dräger | https://www.draeger.com/en-us_us/Productfinder/Anaesthesia/Anaesthesia-Machines#products | Anesthésie gazeuse |
| Vacuette au citrate (citrate de sodium 3,2 %) | Greiner Bio-One | 454332 | Anticoagulant |
| Tube Eppendorf 1,5 mL | Eppendorf | 3,01,25,150 | Stockage du sang |
| Isoflurane liquide (Isospire) | Dechra | Anesthésie gazeuse | |
| Aiguille (25 G ´ 5/8'') | BD Microlance | 300600 | Prélèvement sanguin |
| Seringue 1 mL (tuberculine Luer) | Chirana | CHTUB01 | Prélèvement sanguin |
| Thermomaquet 2000 | Maquet | Thermomaquet 2000 | Système de chauffage |
| Compresse en cellulose Zelletten 5 cm ´ 4 cm | Lohmann&Rauscher | Hémostase |
Références
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