Création fiable d’un modèle d’anévrisme aortique abdominal murien utilisant la sensibilisation à l’élastine et l’élastase périvasculaire

Résumé

Ce protocole fournit une méthode reproductible et fiable pour induire des anévrismes de l’aorte abdominale (AAA) chez des souris C57BL/6 en utilisant la sensibilisation à l’elastine et l’application d’élastase périvasculaire, en tant que modèle AAA incorporant une composante immunosensibilisation.

Résumé

La dégradation de la matrice lamellaire élastique dans la paroi aortique abdominale est une caractéristique histopathologique des anévrismes aortiques abdominaux (AAA). De plus en plus de preuves impliquent la dégradation de l’élastine et les réponses immunitaires liées à l’hôte dans la pathogenèse de l’AAA. Une modélisation efficace de ces processus est importante pour améliorer la compréhension et le traitement de cette maladie courante. Alors que les modèles AAA précédents utilisaient des techniques de perturbation de l’élastine pour l’induction des anévrismes, l’utilisation unique de l’élastase dans nombre de ces modèles n’explique pas la réponse immunitaire en cours contre l’élastine et ses produits de dégradation (EDP). Pour modéliser cette réponse immunitaire continue, nous avons développé un modèle qui sensibilise les souris C57BL/6 à l’EDP en injectant de l’EDP par voie sous-cutanée 7 jours avant la chirurgie d’induction par anévrisme. La chirurgie d’induction d’anévrisme se déroule par l’exposition de l’aorte abdominale et l’application d’élastase topique dans le compartiment périaortique, dans le but d’exposer l’élastine et l’EDP sur l’aorte de la souris. Avec ces moitiés exposées, l’animal devrait instaurer une réponse immunitaire contre ces antigènes auxquels il était auparavant sensibilisé. Une injection répétée de « rappel » d’EDP 7 jours plus tard permet de propager cette réponse immunitaire. Nous décrivons ici le protocole pour la création fiable de AAA chez des souris C57BL/6 via de multiples sensibilisations avec EDP, suivies d’une chirurgie d’induction AAA avec application d’élastase périvasculaire. Ce modèle peut être créé rapidement et à coût modéré, tout en induisant une dilatation aortique de >30 % chez 82 % des souris par micrométrie vidéo et 73 % par mesure par échographie, ainsi qu’une dilatation de > 50 % par micrométrie vidéo et 27 % par échographie, mesurée au jour 21 post-chirurgie d’induction. Cette technique est également associée à un taux de survie intraopératoire de 95 %.

Introduction

L’anévrisme de l’aorte abdominale (AAA) touche >35 millions de personnes dans le monde, et 4 à 8 % des hommes âgés de 65 à 80 ans ^1,2. La rupture, la complication la plus dévastatrice de l’AAA, survient généralement lorsque la contrainte mécanique de la paroi de l’anévrisme dépasse la force du tissu aortique, entraînant une hémorragie massive et un taux de mortalité global de 80−90 ^%. La prise en charge actuelle vise la prévention, avec un dépistage par ultrasons des individus à haut risque et une réparation chirurgicale lorsque le risque de rupture dépasse le risque de réparation, généralement à 5,5 cm de diamètre⁵. Cependant, la plupart des AAA sont asymptomatiques, et beaucoup sont diagnostiqués de façon^{incidente 6}. Ainsi, des efforts doivent être faits pour identifier les patients à haut risque et développer des traitements non chirurgicaux afin de réduire la croissance de l’AAA et, par conséquent, le risque de rupture.

Pour développer des traitements médicaux contre l’AAA, la pathogenèse doit être mieux comprise. Plusieurs modèles expérimentaux sont actuellement utilisés, notamment des modèles animaux petits utilisant l’infusion⁷ d’angiotensine II, la xénogreffe⁸, l’application de chlorure de^{calcium 9}, et l’infusion¹⁰ et/ou l’application topique d’élastase¹¹. Chacun de ces modèles utilise une compréhension différente de la base pathologique de l’AAA, et la plupart ont été modifiés, améliorés ou combinés avec d’autres méthodes depuis leur création.

Il est important de noter que l’histologie AAA montre la perte de la matrice élastinienne lamellaire normale, également observée dans le tissu pulmonaire obstructif^{chronique 12,13}. La dégradation de l’élastine via l’activité métalloprotéinase de la matrice constitue un lien important entre la pathogenèse de l’AAA et le tabagisme, le facteur de risque modifiable le plus important pour la formation^{d’AAA 12,14}. Notamment, une réduction de l’élastine aortique, une perturbation des fibres d’élastine et une augmentation des peptides d’élastine circulante sont observées chez l’AAA humain et sont associées à une distensibilité accrue de la paroi^{AAA 15,16}. Par conséquent, stimuler la dégradation de l’élastine est crucial pour créer un modèle AAA transférable. Les modèles AAA existants qui reposent sur la dégradation de l’élastine, bien qu’efficaces, peuvent être compliqués par des taux élevés de mortalité animale, notamment dans les modèles utilisant la canulation^{aortique 17}, et par une formation d’anévrisme incohérente, en particulier dans les modèles qui reposent uniquement sur l’application topique^{d’élastase 18}. De plus, tous les modèles reposant sur des chirurgies d’induction sont soumis à des courbes d’apprentissage opératrices et à des variations techniques.

Pour traiter ces problèmes, nous utilisons la réponse immunitaire de l’hôte pour sensibiliser les animaux à l’élastine en injectant des produits de dégradation de l’élastine (EDP). Une semaine plus tard, la chirurgie d’induction d’anévrisme a lieu de manière standardisée par étapes, utilisant l’application périaortique d’élastase pour créer des moitiés EDP contre lesquelles l’hôte sensibilisé peut monter une réponse immunitaire. La sensibilisation ultérieure par « rappel » à l’EDP, une semaine après l’opération d’induction, garantit la poursuite de la réponse immunitaire de l’hôte. La sensibilisation immunitaire répétée permet une dilatation aortique fiable. Nous utilisons un modèle AAA murin en raison du coût réduit, de la facilité d’entretien, du développement rapide des maladies et de la cohérence technique.

Ce modèle ne provoque pas de manière fiable une rupture aortique et n’est donc pas destiné à l’étude des facteurs associés à la rupture de l’AAA. Cependant, ce modèle produit de manière fiable une dilatation progressive de l’aorte jusqu’à 21 jours après l’opération d’induction. Ainsi, le modèle est le mieux adapté à l’étude des modalités thérapeutiques susceptibles de réduire ou d’inverser la dilatation aortique au fur et à mesure de la formation de l’anévrisme.

Protocole

1. Imagerie par échographie

1. Préparez la souris
   1. Placez la souris dans la chambre d’induction de l’anesthésie.
   2. Administrez de l’isoflurane inhalé à 1,8−2 % et de l’oxygène jusqu’à ce que la souris soit anesthésiée. Assurez-vous que les bonbonnes de gaz anesthésique sont connectées à l’appareil d’anesthésie afin de réduire l’exposition de l’opérateur aux anesthésiques volatils lors de l’utilisation d’isoflurane.
   3. Placez la souris en position couchée sur une scène chauffée à 37 °C, le nez de la souris placé dans le cône anesthésiant.
   4. Collez les membres postérieurs à la scène avec du ruban adhésif.
   5. Appliquez un agent dépilatoire à l’aide d’un applicateur à pointe de coton sur l’abdomen et attendez 30 secondes.
   6. Enlever les poils abdominaux à l’aide d’une compresse en gaze en coton de 5 cm x 5 cm.
   7. Placez du gel de transmission échographique chaud sur l’abdomen de la souris.
2. Placez une sonde à échographie 38 MHz sur l’abdomen et identifiez la ceinture pelvienne.
3. Identifier l’aorte comme une structure tubulaire de la ligne médiane incompressible avec une pression modérée dirigée vers l’arrière appliquée via la sonde à ultrasons.
   REMARQUE : La veine cave inférieure (CCI) apparaîtra comme une structure luminale à droite de l’aorte par la souris et est compressible avec une pression modérée dirigée vers l’arrière appliquée via la sonde à ultrasons.
4. Mesurez le diamètre antérieur-postérieur de l’aorte abdominale juste céphalade jusqu’au point de bifurcation.
5. Déplacez la sonde proximalement le long de l’aorte et identifiez la veine rénale gauche qui traverse avant l’aorte et entre dans la VCI.
6. Mesurez le diamètre antérieur-postérieur de l’aorte abdominale juste en caude jusqu’au point où la veine rénale gauche croise en avant l’aorte abdominale.
7. Déplacez la sonde proximalement et identifiez le diaphragme.
   REMARQUE : Le diaphragme peut être identifié comme une bande hyperéchoïque juste céphalique par rapport au foie.
8. Mesurez le diamètre antérieur-postérieur de l’aorte abdominale juste en caude jusqu’au point où elle pénètre dans l’abdomen.
9. Placez la souris dans sa cage ou dans un panier de récupération doublé de serviettes et placé sur une scène chauffée à 37 °C.
10. Surveillez la souris jusqu’à ce qu’elle sorte de l’anesthésie.

2. Sensibilisation initiale à l’élastine

1. Préparez les produits de dégradation de l’élastine (EDP) en portant des équipements de protection individuelle, y compris des gants, des protections oculaires et des masques faciaux.
   1. Obtenir une formulation d’élastase pancréatique murine en suspension PBS à 0,475 unités/mL (4,75 unités/mg de protéine).
   2. Prenez 168 μL d’élastase et ajoutez-les à 5 mg d’élastine murine. Ajoutez 200 μL supplémentaires de solution physiologique 1X tamponnée phosphate (PBS) à ce mélange, puis pipetez pour mélanger.
   3. Incubez le mélange d’élastase et d’élastine à 37 °C pendant 20 minutes avec une agitation douce intermittente.
   4. Ajoutez 632 μL de PBS froid 1X au mélange d’élastase et d’élastine.
   5. Ajoutez 1 mL d’adjuvant de Freund complet.
2. Placez la souris dans la chambre d’induction de l’anesthésie.
3. Administrez de l’isoflurane inhalé à 1,8−2 % et de l’oxygène jusqu’à ce que la souris soit anesthésiée.
4. Placez la souris en position couchée sur une scène chauffée à 37 °C, avec le nez de la souris placé dans le cône anesthésiant.
5. Injectez 50 μL d’EDP par voie sous-cutanée dans chaque flanc pour un total de 100 μL d’EDP dans chaque souris.
6. Placez la souris dans un panier de récupération doublé de serviettes et placé sur une scène chauffée à 37 °C.
7. Surveillez la souris jusqu’à ce qu’elle sorte de l’anesthésie.

3. Préparation à l’opération

1. Préparez les instruments chirurgicaux.
   1. Assemblez un kit chirurgical avec 2 pinces dentées, 1 pince droite et tranchante, 1 pince angulée prononcée, 1 porte-aiguille, ciseaux, au moins 3 écarteurs magnétiques auto-rétentrices, 1 agrafeuse cutanée et 1 bouchon de bouteille en polypropylène.
   2. Ajoutez une suture tressée à l’acide polyglycolique 4-0 dans le kit de manière stérile juste avant l’opération.
   3. REMARQUE : Des tailles de suture 3-0 ou 5-0 suffisent également.
   4. Remplissez le bouchon de la bouteille en polypropylène avec du PBS 1X chauffé stérile.
      REMARQUE : Une bouteille de PBS 1X stérile est conservée dans un réchauffeur à 37 °C pour les recharges.
2. Préparez l’élastasse.
   1. Diluer 27 μL d’élastase pancréatique porcine de 5,1 mg/mL (≥4,0 unités/mg de protéines) en 73 μL de 1X PBS pour un volume final de 100 μL pour la chirurgie sur 10 souris (10 μL/souris).
   2. Préparez la salle d’opération.
   3. Autoclave : un gobelet d’applicateurs à pointe de coton, d’applicateurs à pointe effilée en coton, et de gazes de 5 cm x 5 cm, qu’il place à côté des gouttières chirurgicales avant l’opération.
   4. Placez une platine chirurgicale magnétique sur une bouillotte réglée à 37 °C sur une platine de microscope. Fixez la bouillotte sur la plateforme du microscope, mais laissez la composante magnétique détachée pour permettre un repositionnement pendant l’opération.
   5. Placez un tampon absorbant ou un essuie-tout sur le coussin chauffant. Pliez une gaze de 5 cm x 5 cm en deux et placez-la sous le cône de nez d’anesthésie.
   6. Placez un gobelet de 30 mL rempli d’agent dépilatoire, un gobelet de 30 mL rempli de povidone-iode à 5 %, un tube de lubrifiant oculaire, du ruban chirurgical, une gaze non stérile de 5 cm x 5 cm, des applicateurs non stériles à extrémité de coton, des écouvillons d’alcool scellés de 5 cm x 5 cm, un rouleau de film alimentaire adhésif et un vaporisateur à 70 % d’éthanol près de la zone chirurgicale.
   7. Prélèvez 1,3 mg/mL de buprénorphine à libération prolongée dans une seringue de 1 mL à un volume de 75 μL par souris, pour une dose de 3,25 mg/kg dans une souris de 30 g.
3. Préparez la souris pour l’opération.
   1. Mesurez et notez le poids de la souris en grammes.
   2. Placez la souris dans la chambre d’induction de l’anesthésie.
   3. Administrez de l’isoflurane inhalé à 1,8−2 % et de l’oxygène jusqu’à ce que la souris soit anesthésiée.
   4. Placez la souris en position couchée sur une scène chauffée à 37 °C, le nez de la souris placé dans le cône anesthésiant.
   5. Injectez 75 μL de buprénorphine par voie sous-cutanée.
   6. Collez les membres postérieurs à la scène avec du ruban adhésif.
   7. Appliquez un agent dépilatoire à l’aide d’un applicateur à pointe de coton sur l’abdomen et attendez 30 secondes.
   8. Enlever les poils abdominaux à l’aide d’une compresse en gaze en coton de 5 cm x 5 cm.
   9. Appliquez du lubrifiant oculaire sur les yeux de la souris.
   10. Appliquez de l’iode de povidone sur l’abdomen de la souris à l’aide d’une compresse de gaze de 5 cm x 5 cm et laissez sécher.
   11. Essuyez l’abdomen à l’aide de cotonnages d’alcool de 5 cm x 5 cm. Réappliquez de la povidone-iode et laissez sécher.
   12. Testez l’anesthésie en pinçant l’orteil de la souris et en vous assurant qu’aucune réponse ne réagit.
   13. Placez une feuille de film adhésif pour service alimentaire sur la phase chirurgicale.
   14. Vaporisez la phase chirurgicale avec de l’éthanol à 70 % et laissez sécher.
   15. Lavez-vous les mains et mettez des gants chirurgicaux stériles.

4. Intervention chirurgicale (7 jours après la sensibilisation initiale à l’élastine)

1. Exposez l’aorte abdominale.
   1. Faites une incision cutanée à l’aide de ciseaux ou de scalpel le long de la ligne médiane abdominale sur ~3 cm, en commençant par 0,5−1 cm céphale jusqu’au pénis et jusqu’à 0,5 cm de caudade jusqu’au xiphoïde.
   2. Saisir la peau à l’aide de pinces dentées et tirer doucement vers le haut pour identifier la ligne blanche, qui apparaîtra comme un plan avasculaire entre les muscles droits.
   3. À l’aide de ciseaux, incisez la ligne alba tout en continuant à tirer vers le haut sur la peau. Veillez à ne couper que la ligne alba, en évitant les structures intra-abdominales.
   4. Placez des rétracteurs magnétiques auto-rétentrices, dont un rétracte du côté droit de la paroi abdominale, un autre du côté gauche de la paroi abdominale, et un rétracte des structures situées dans la partie caudale de l’incision, telles que la vessie et les vésicules séminales.
   5. À l’aide d’applicateurs humidifiés à extrémité de coton, éviscérez l’intestin loin de vous-même et couvrez-le d’une gaze humide de 5 cm x 5 cm. Sinon, bourrez l’intestin avec une gaze roulée humide de 5 cm x 5 cm sur le côté gauche de l’abdomen de la souris.
      REMARQUE : Selon l’anatomie de la souris et la position des écarteurs, l’intestin peut être éviscéré ou compacté dans la direction opposée pour une visualisation optimale.
   6. Identifiez la VCI et l’aorte abdominale situées en arrière-plan.
   7. À l’aide d’applicateurs à extrémité de coton, entrez dans le rétropéritoine en ouvrant doucement le plan tissulaire recouvrant les structures vasculaires postérieures.
      REMARQUE : Une pression dirigée vers l’arrière sur le tissu d’intérêt, suivie d’un tirage des extrémités des applicateurs de coton, exerce un plus grand degré de traction. Pour une traction plus douce, faites pivoter les extrémités des applicateurs en coton dans des directions opposées.
   8. Placez les écarteurs latéraux plus profondément pour obtenir une meilleure traction et une meilleure visualisation de l’aorte.
   9. Continuez à utiliser des applicateurs à extrémité de coton pour séparer doucement la cavité veineuse et l’aorte abdominale infra-rénale, en évitant ainsi de libérer les attaches latérales de l’aorte à ce stade.
   10. Continuez à développer le plan entre la CCI et l’aorte jusqu’à ce qu’un espace triangulaire devienne visible entre l’aorte et la VCI (Figure 1).
       REMARQUE : Cette étape est généralement la plus facile à réaliser en se concentrant uniquement sur la veine rénale gauche.
   11. À l’aide d’une dissection contondante ou d’une pince tranchante, libérez les attaches latérales de l’aorte en éloignant l’aorte du tissu conjonctif et de la musculature lombaire à gauche de la souris.
   12. Placez les pinces angulaires et pointues dans l’espace créé entre l’aorte et la CCI, puis ouvrez et fermez doucement les pinces de manière répétée pour ouvrir les attaches aortiques postérieures.
   13. En utilisant la même technique d’ouverture et de fermeture, développez le plan postérieur le long de l’aorte, en travaillant du céphale au caudal.
   14. Obtenez une image vidéo de micrométrie de l’aorte entière et enregistrez-la pour analyse.
2. Appliquez de l’élastase périvasculaire.
   1. À l’aide d’une pipette, laissez tomber 10 μL de solution d’élastase sur toute la longueur de l’aorte exposée.
      REMARQUE : En disséquant uniquement les tissus médiaux et latéraux à l’aorte, une gouttière apparaîtra dans laquelle l’élastase se concentre.
   2. Placez des compresses humides de 5 cm x 5 cm sur l’abdomen ouvert et laissez la solution d’élastase incuber pendant 10 minutes.
   3. Retirez la compresse de gaze et irriguez l’abdomen avec un PBS stérile 1X trois fois pour éliminer la solution résiduelle d’élastase.
3. Ferme l’abdomen.
   1. Ramenez les organes abdominaux à leur position initiale. Observez et enlevez toute torsion ou courbure intestinale.
   2. À l’aide d’une pince dentée, éloignez le muscle droit et le fascia de la peau pour un lambeau cutané de 0,25 cm.
   3. Fermez le fascia abdominal à l’aide d’une suture tressée à l’acide polyglycolique 4-0 (ou similaire) de façon simple et en courant, en prenant soin d’incorporer les coins de l’incision et de ne pas parcourir plus de 2 mm entre les occlusions.
   4. Agrafez la peau supérieure ensemble avec 3 à 4 agrafes.

5. Soins post-opératoires

1. Retirez la souris de l’étape chirurgicale et placez-la dans un panier de récupération doublé de serviettes et placé sur une scène chauffée à 37 °C.
2. Surveillez la souris jusqu’à ce qu’elle sorte de l’anesthésie.
3. Surveillez la souris quotidiennement après l’opération pendant 4 jours, en notant l’état général de l’incision abdominale.
4. Après l’opération, effectuez une échographie répétée comme décrit ci-dessus pour surveiller la croissance de l’anévrisme.
5. Retirez les agrafes une semaine après l’opération ou au moment de l’échographie de la semaine 1.

6. Sensibilisation répétée à l’élastine (7 jours après une chirurgie d’induction d’anévrisme)

1. Effectuez les mêmes étapes décrites ci-dessus pour la sensibilisation initiale à l’élastine en préparant la solution EDP de la même manière, avec une seule substitution de l’adjuvant de Freund incomplet au lieu de l’adjuvant de Freund complet.

7. Procédures de prélèvement de tissus

1. Prélève les tissus au jour 21 postopératoire pour diverses analyses.
2. Préparez la souris de la même manière que lors de l’opération d’induction.
3. Exposez à nouveau l’aorte de la même manière que lors de l’opération d’induction, en veillant à ne pas endommager les échantillons à prélever pour les analyses histologiques.
   REMARQUE : À ce stade, la souris aura développé des cicatrices adhésives, il peut donc être nécessaire d’utiliser davantage la dissection tranchante avec une pince plutôt que la coupe contondante.
4. Obtenez des images vidéo de micrométrie.
5. Effectuer une ponction cardiaque pour prélever du sang à l’analyse et euthanasier la souris.
6. Effectuez la perfusion de la souris pour analyse tout en portant un équipement de protection individuelle approprié, y compris des gants, des protections oculaires et des masques faciaux.
   1. Si les tissus sont destinés à une cytométrie en flux (ou une analyse similaire), perfusez le ventricule gauche avec 1X PBS sans dilatateur vasculaire à 100−120 mm Hg pour un volume de 8 mL.
   2. Si les tissus sont destinés à une analyse PCR, perfusez le ventricule gauche avec 1X PBS avec dilatateur vasculaire (0,1 mM d’adénosine et 0,01 mM de nitroprusside sodique), suivie d’une solution de stabilisation à l’ARN.
   3. Si les tissus sont destinés à des analyses histologiques, perfusez le ventricule gauche avec 1X de PBS avec un dilatateur vasculaire, suivi d’un phosphate de formol tamponné à 10 %.
7. Prélever les tissus désirés, en veillant à ne pas endommager structurellement les tissus destinés à l’analyse histologique. Orientez les marques avec des points de suture ou des agents de marquage.

Résultats

Au total, 28 souris mâles C57BL/6J ont subi ce protocole chirurgical, dont une mortalité périopératoire due à une lésion de la CIV (3,6 %). Il y a eu trois mortalités retardées supplémentaires, dont l’une était due à une hernie incisionnelle et les deux autres pour des raisons inconnues, pour un total de survie de 21 jours de 85,7 %. Le temps moyen entre l’induction de l’anesthésie et la fin de l’administration de l’anesthésie était de 46,4 ± 8,0 minutes. Les souris en chirurgie simulée ...

Discussion

Depuis sa première description chez les rats en 1990, le modèle AAA à base d’élastase a été modifié plusieurs fois et utilisé chez divers^{animaux 10,19,20,21,22,23}. Parmi les modifications figurent la canulation aortique, qui risque d’augmenter la mortalité et d’introduire un élément traumatiq...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
1 mL Tuberculin Syringes	Becton Dickinson	309628
10% Buffered Formalin Phosphate	Fisher Chemical	SF100-4
70% Isopropyl Alcohol Swabs	Cardinal Health	S-16183
Angled sharp forceps	Dumont	I I25 I-35
AutoClip 9mm (Skin stapler)	MikRon	427630
Betadine	Atlantis Consumer Healthcare	67618-155-16
Cotton gauze pad	Dynarex Corporation	3223
Cotton tipped applicator	Puritan Medical Products	25-806 2WC
Elastase from porcine pancreas (≥4.0 units/mg protein)	Sigma-Aldrich	E1250	Conservé en solution aqueuse à 4 °C
Elastase from mouse pancreas (4.75 units/mg protein)	Elastin Products Co., Inc.	MS838	Conservé en solution aqueuse (0,1 mg dans 1 mL de PBS) à 4 °C
Elastin	MP Biomedicals	101636	Conservé en solution aqueuse à 4 °C
Enersight Desktop Software	Leica	https://www.leica-microsystems.com/products/microscope-software/p/enersight/
Ethiqa XR (extended release buprenorphine)	Fidelis	NDC 86084-100-30
Eye lubricant	OptixCare	Opx-4242
Flexacam i5 (Stereo)	Leica	https://www.leica-microsystems.com/products/microscope-cameras/p/12730536-leica/
Freund’s complete adjuvant	MP Biomedicals	642851	Conservé en solution aqueuse à 4 °C
Freund’s incomplete adjuvant	MP Biomedicals	642861	Conservé en solution aqueuse à 4 °C
Gloves (Sterile)	Encore	7824PF
Hypodermic Needles (23 G)	Becton Dickinson	305145
Hypodermic Needles (27 G)	Becton Dickinson	305109
Isospire (Isoflurane)	Dechra Veterinary	07-894-8943
Labeling Tape	Fisher Scientific	15959
Masks	Dukal Corp.	1540
Needle driver	Scanlan	6006-36
Omnicon F/air Anesthetic Gas Canister	A.M. Bickford Inc.	80120
Press'N Seal	Glad	12587704417
RC2 Rodent Circuit Controller	VetEquip Incorporated	922100
RNAlater Stabilization solution	ThermoFisher Scientific	AM7021
Scissors	Fine Science Tools	14005-12
Skin staples (clips)	MikRon	205016
Small Rodent Warmer Heater	Stoelting	53851
Small Rodent Warmer Stage	Stoelting	53812
Stereo Microscope M60	Leica	https://www.leica-microsystems.com/products/light-microscopes/stereo-microscopes/p/leica-m80/
Straight sharp forceps	Dumont	I I 25 I-30
SurgiSuite self-retaining magnetic retractor set and stage	Kent Scientific	13-005-180
Tahoe Portable Oxygen Concentrator	Vetland Medical	595-2300A
Toothed forceps	Fine Science Tools	11043-08, 11042-08
Vevo 2100 Ultrasound	FUJIFILM Visualsonics	EDU00496
Visorb polyglycolic acid suture	CP Medical	397A
VWR Absorbents	VWR	95057-860