Article de méthode

Un modèle murin d’endométriose utilisant le marquage nanoparticulaire de silice Cy5.5 dopée ex vivo pour la visualisation des lésions

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DOI :

10.3791/72070

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4 août 2026

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1Department of Obstetrics, Gynecology and Women’s Health, University of Missouri, 2Department of Biomedical Engineering, Institute for Quantitative Health Science and Engineering, Michigan State University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Cette étude démontre l’induction de l’endométriose grâce au marquage ex vivo avec des nanoparticules de silice dopées au Cy5.5, permettant la visualisation fluorescente des lésions endométriotiques sans manipulation génétique.

Résumé

L’endométriose est un trouble gynécologique courant caractérisé par la croissance de tissu endométrial en dehors de la cavité utérine, entraînant une inflammation chronique, des douleurs pelviennes et de l’infertilité. Des modèles murins fiables sont essentiels pour étudier les mécanismes moléculaires, hormonaux, immunitaires et environnementaux sous-jacents au développement et à la progression de la maladie. Les méthodes conventionnelles pour identifier les lésions endométriotiques reposent souvent sur des souris rapporteures fluorescentes génétiquement modifiées, qui sont longues et coûteuses à produire. Ici, nous présentons une approche simple et non génétique pour induire et visualiser l’endométriose chez la souris en marquant ex vivo des fragments de tissu utérin donneur avec des nanoparticules de silice dopées à Cy5,5 avant la transplantation. Les nanoparticules présentent des propriétés physicochimiques favorables, une grande stabilité de fluorescence et une cytotoxicité minimale, permettant un marquage efficace du tissu utérin sans compromettre les procédures expérimentales. Après implantation intrapéritonéale chez des souris receveuses, les lésions endométriotiques marquées par Cy5.5 peuvent être facilement distinguées des tissus environnants de l’hôte grâce à l’imagerie par fluorescence. Ce protocole offre une méthode reproductible et polyvalente pour la visualisation et le suivi des lésions, facilitant les études de la pathogenèse de l’endométriose et l’évaluation préclinique des stratégies diagnostiques et thérapeutiques sans nécessiter de manipulation génétique.

Introduction

L’endométriose est une maladie gynécologique courante dans laquelle les cellules tapissant l’endomètre se développent en dehors de l’utérus. Les lésions endométriotiques qui en résultent entraînent une affection inflammatoirechronique 1, et les femmes atteintes souffrent fréquemment de douleurs pelviennes et d’infertilité2. Le dysfonctionnement des cellules stromales et épithéliales de l’endomètre améliore la survie et le développement des lésions endométriotiques 3,4,5,6. Ce trouble courant touche environ 11 % des femmes rien qu’aux États-Unis. C’est une cause majeure d’infertilité et de douleurspelviennes 7, et sa prévalence augmente à 50 % à 60 % chez les femmes souffrant de douleurs pelviennes chroniques et d’infertilité8, 9, 10, 11, 12, 13. Le coût annuel estimé pour diagnostiquer et traiter l’endométriose dépasse 22 milliards de dollars auxÉtats-Unis 14,15. Les traitements actuels incluent l’ablation chirurgicale des lésions ou l’induction d’un état hypoštrógène. Cependant, la récidive après une intervention chirurgicale est fréquente, et les thérapies existantes sont souventinefficaces 9,16. Le diagnostic est généralement établi uniquement par visualisation chirurgicale et vérification histologique 17,18. De plus, l’endométriose est fréquemment non diagnostiquée ou mal diagnostiquée, avec un délai diagnostique de 9 à 11 ans19,20. Ce retard impose un fardeau émotionnel et financier important tant aux patients qu’au systèmede santé 20,21. Il est donc urgent de développer des méthodes non invasives pour le diagnostic et le traitement de l’endométriose.

Les modèles in vitro ont fait progresser la recherche sur l’endométriose. Cependant, ils restent limités dans leur capacité à reproduire pleinement la complexité des maladies. Un défi majeur réside dans la nature multifactorielle de l’endométriose, qui implique des interactions complexes entre hormones, inflammation, cellules immunitaires, nerfs et divers types cellulaires dans un environnement dynamique et tridimensionnel. De plus, les systèmes in vitro ne capturent pas les fluctuations naturelles des hormones stéroïdes ovariennes, limitant la capacité d’étudier les effets de la maladie sur le tubereproducteur 21,22,23. Ainsi, un modèle d’endométriose induite utilisant des souris intactes offre une plateforme polyvalente pour étudier les rôles individuels et interactifs du systèmeimmunitaire 24, deshormones 25,26 et des facteurs environnementaux27,28 dans le développement de l’endométriose et ses impacts sur le tubereproducteur 29. De plus, l’utilisation de modèles murins transgéniques, dans lesquels certains gènes sont supprimés ou surexprimés sélectivement dans l’endomètre, permet aux chercheurs d’élucider les rôles de voies moléculaires distinctes dans le développement et la progression de l’endométriose. Cependant, distinguer avec précision les lésions endométriotiques des tissus environnants de l’hôte reste un défi technique important.

Les nanoparticules de silice dopées par un colorant sont des sondes polyvalentes et robustes pour le suivi cellulaire et la bioimagerie. Ils sont simples à synthétiser, très dispersifs, photostables, biocompatibles et efficaces pour le marquage cellulaire30,31. La colonne vertébrale de silice stabilise les fluorophores hydrophobes dans la matrice, les rendant efficaces et des rapporteurs moléculaires fluorescents à haut rendement quantique (QY). Au fil des années, ces nanoparticules fluorescentes de silice ont été largement adoptées comme marquages ex vivo brillants et durables pour les cellules et structures tissulaires avant la transplantation et l’imagerie in vivoultérieure 32,33,34,35. Nous décrivons ici une procédure détaillée pour l’induction de l’endométriose chez la souris avec marquage ex vivo utilisant des nanoparticules de silice dopées à Cy5.5, comme utilisé dans une publicationprécédente 35, permettant leur application comme marqueurs d’imagerie stables pour le suivi des lésions.

Protocole

Toutes les procédures animales ont été approuvées par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’Université du Missouri (Protocole n°65323) et ont été réalisées conformément aux directives institutionnelles et aux réglementations nationales applicables pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire.

1. Préparation du conjugué Cy5.5-APTES

  1. Dissoudre 1 mg de Cyanine 5,5-ester NHS dans 100 μL de sulfoxyde de diméthyle (DMSO) dans un flacon clair fileté de 11,1 mL en verre. Couvrez immédiatement le flacon avec du papier aluminium pour protéger la solution de la lumière.
    REMARQUE : Le conjugué Cy 5.5-APTES peut être conservé à 4 °C à température ambiante pendant une semaine.
  2. Ajoutez 1 μL de (3-aminopropyl)triethoxysilane (APTES) à la solution de colorant.
  3. Ajoutez 0,5 μL de triéthylamine (TEA) et mélangez immédiatement pour faciliter la réaction.
  4. Remuer le mélange de réaction à 300 tr/min à 30 °C dans l’obscurité pendant 24 heures afin de permettre un couplage covalent entre Cy5,5 et APTES.
  5. Scellez le flacon avec son bouchon et continuez à le protéger de la lumière en l’enveloppant dans du papier aluminium.

2. Synthèse de nanoparticules de silice dopées par Cy5.5

  1. Ajoutez 1 μL de solution concentrée d’ammoniac (28 %) dans un nouveau flacon en verre clair.
  2. Ajoutez 8,5 mL d’éthanol absolu (qualité biologie moléculaire).
  3. Ajoutez 350 μL de tétraéthyle orthosilicate (TEOS).
  4. Ajoutez 15 μL de la solution préparée de Cy5,5-APTES au mélange de la réaction de synthèse de silice.
  5. Remuer le mélange de réaction à 500 tr/min à température ambiante dans l’obscurité pendant 24 heures afin de permettre l’incorporation covalente du colorant dans la matrice de silice.

3. Purification et dispersion

  1. Transférez tout le mélange de réaction dans un tube centrifugeuse de 15 mL.
  2. Préparez un tube d’équilibrage contenant un volume égal d’eau distillée pour centrifugation.
  3. Centrifugez les deux tubes à 12 074 × g pendant 10 minutes à 4 °C. Confirmez qu’une pastille visible s’est formée au fond du tube après centrifugation.
  4. Lavez le pellet avec 10 mL d’éthanol à 95 % en centrifugant à 12 074 × g pendant 10 minutes à 4 °C. Répétez ce lavage 3 fois, en resuspendant le pellet par sonication pendant environ 3 à 5 minutes entre les lavages, ou jusqu’à ce qu’il soit complètement dispersé.
  5. Lavez le pellet avec 5 mL d’eau distillée et centrifugez à 12 074 × g pendant 10 minutes à 4 °C. Répétez ce lavage deux fois, en resuspendant le pellet par sonication pendant environ 3 à 5 minutes entre les lavages, ou jusqu’à ce qu’il soit complètement dispersé.
  6. Reposez la pellete dans 5 mL d’eau distillée par sonication jusqu’à ce qu’elle soit complètement dispersée (aucun fragment solide n’est observé pour confirmer la dispersion). Confirmez que la suspension de particules apparaît visiblement bleue après dispersion complète.
  7. Transférez la suspension dans un flacon en verre, enveloppez la fiole dans du papier aluminium pour la protéger de la lumière, puis conservez-la à température ambiante.
  8. Évaluez la dispersion et la fluorescence des particules à l’aide d’un système d’imagerie in vivo (IVIS). Utilisez une longueur d’onde d’excitation de 680 nm et une longueur d’onde d’émission de 710 nm pour le Cy5,5.

4. Induction de l’endométriose par marquage ex vivo avec des nanoparticules de silice dopées à Cy5.5

  1. Injectez une souris donneuse de 8 semaines (souche : C57Bl6J X129Sv) par voie sous-cutanée avec de l’E2 (100 μL de 1 μg/mL dans de l’huile de sésame) une fois par jour le matin pendant trois jours consécutifs pour une synchronisation hormonale.
  2. Euthanasiez la souris donneuse par luxation cervicale 6 heures après la dernière injection d’E2, puis retirez l’utérus.
  3. Réduisez le tissu utérin en environ 1mm 3 fragments dans une boîte de Petri à l’aide d’un scalpel30,36.
  4. Incubez les fragments de tissu utérin (45 mg) avec 20 % (v/v) de nanoparticules de silice dopées par un colorant dans une plaque à 24 puits contenant un milieu complet RPMI-1640 (10 % FBS) pendant 3 heures à 37 °C dans 5 % de CO2.
  5. Anesthésiez la souris receveuse (souche : C57Bl6J X129Sv) avec 3 % d’isoflurane en oxygène et réalisez une incision abdominale de 0,5 cm au milieu de la ligne.
    REMARQUE : Placez la souris dans une chambre d’induction avec 3 % d’isoflurane jusqu’à ce que l’anesthésie soit obtenue. Raser l’abdomen et transférer la souris sur la plateforme chirurgicale. Positionnez le cône anesthésiant avant de commencer l’opération.
  6. Lavez les fragments de tissu utérin marqués ex vivo avec un milieu de culture à température ambiante par centrifugation à 380 × g pendant 2 minutes. Répétez le lavage 3 fois.
  7. Sous anesthésie, réalisez une incision abdominale médiane de 1 cm chez la souris recevrice. Suspendez 45 mg de fragments de tissu marqués au Cy5,5 dans 500 μL de PBS et injectez la suspension dans la cavité péritonéale à l’aide d’une aiguille calibre 20.
  8. Fermez le péritoine avec une suture absorbable et fermez la peau avec des clips de plaie. Placez la souris dans un environnement chaud et surveillez-la jusqu’à la récupération de l’anesthésie.
  9. Euthanasiez la souris par luxation cervicale au point final expérimental sélectionné et collectez les lésions endométriotiques.

Résultats

Les nanoparticules de silice dopées par un colorant peuvent être utilisées comme sondes d’imagerie pour des applications de marquage cellulaire. Les nanoparticules de silice dopées par colorant Cy5.5 (Cy5.5-SiNP) ont été synthétisées en deux étapes à l’aide d’un procédé sol-gel de silice et fonctionnalisées avec le colorant cyanine fluorescent Cy5.5 en utilisant la chimie du silane (Figure 1). La microscopie électronique en transmission (TEM) a révélé des nanoparticules sphériques uniformes de diamètres de 156,67 ± 15,23 nm (Figure 1A). La diffusion dynamique de la lumière (DLS) a démontré que les nanoparticules synthétisées (SiNPs et Cy5,5-SiNPs) étaient colloïdalement stables, avec des diamètres hydrodynamiques (Hd) de 130,67 ± 3,20 nm (PDI = 0,152 ± 0,009) et 185,9 ± 5,44 nm (PDI = 0,14 ± 0,009), respectivement (Figure 1B). Les potentiels zêta des SiNP nus et des Cy5,5-SiNP étaient respectivement de −32,39 ± 3,55 mV et −50,53 ± 2,47 mV, respectivement (Figure 1C). La spectroscopie de photoluminescence (longueur d’onde d’excitation = 680 nm ; longueur d’onde d’émission = 710 nm) a confirmé l’intégration réussie de Cy5.5 dans les nanoparticules de silice, et les Cy5.5-SiNP ont présenté une fluorescence caractéristique (Figure 1D). La conjugaison réussie des colorants a été confirmée par le spectre de la photoluminescence. De plus, le rendement quantique (QY) des Cy5.5-SiNP (φ = 0,31) était comparable à celui du colorant libre Cy5,5 (φ = 0,23)36.

Pour évaluer la biocompatibilité des nanoparticules, 12Z cellules épithéliales endométriales ont été incubées toute la nuit avec des Cy5.5-SiNP dans le DMEM à 37 °C sous 5 % de CO₂. La viabilité cellulaire a été évaluée à l’aide d’un test MTT après traitement avec des concentrations de nanoparticules de 0, 0,5, 1, 2,5, 5 et 10 μg/mL (Figure 1E). Aucune cytotoxicité n’a été observée à des concentrations allant jusqu’à 10 μg/mL. Les cellules incubées avec 5 μg/mL de Cy5.5-SiNP ont montré une captation efficace des nanoparticules, la microscopie à fluorescence démontrant la localisation des particules dans la région périnucléaire (Figure 1F). En revanche, aucune fluorescence de Cy5,5 n’a été détectée dans les cellules témoins non traitées. Les Cy5.5-SiNP préparés ont également démontré une stabilité aqueuse, avec des diamètres hydrodynamiques allant de 170 à 190 nm dans de l’eau déionisée et une intensité de fluorescence stable pendant sept jours, déterminée respectivement par l’imagerie DLS et la fluorescence (Figure 1G, H).

Pour établir l’adéquation des nanoparticules de silice dopées par Cy5.5 pour le marquage tissulaire ex vivo , leurs propriétés de fluorescence ont été validées avant l’induction de l’endométriose. L’imagerie IVIS a démontré une émission robuste de fluorescence provenant des suspensions de nanoparticules, alors qu’aucun signal de fluorescence détectable n’a été observé dans le témoin négatif contenant de l’eau seule, confirmant la spécificité et la sensibilité de la détection par fluorescence Cy5.5 (Figure 2).

La concentration et le temps d’incubation pour le marquage ex vivo des fragments de tissu utérin ont ensuite été optimisés. La fluorescence a été détectée dans des fragments de tissu utérin incubés avec des nanoparticules de silice dopées à 20 % (v/v) de Cy5,5 dopées à un colorant pendant 3 heures à 37 °C sous 5 % de CO235. L’imagerie IVIS a confirmé des signaux de fluorescence forts et constants provenant des fragments de tissu marqués. Ces résultats démontrent que les nanoparticules de silice dopées par Cy5.5 marquent efficacement les fragments de tissu utérin sans modification génétique (Figure 3).

La capacité des fragments de tissu utérin marqués par nanoparticules de silice dopée par Cy5.5 à induire l’endométriose et à faciliter l’identification des lésions a ensuiteété évaluée 35. Des fragments de tissu marqués ont été injectés dans la cavité péritonéale des souris recevrices, et la progression de la maladie a été suivie pendant un mois. Au point d’arrivée expérimental, les lésions endométriotiques ont été facilement identifiées dans la cavité péritonéale. Les lésions Cy5.5-positives ont été clairement distinguées des tissus environnants de l’hôte par imagerie IVIS et microscopie à fluorescence, permettant une identification rapide et sans ambiguïté des lésions. La fluorescence de Cy5,5 dans les lésions a été confirmée par microscopie de fluorescence.

Ces résultats démontrent que le marquage ex vivo avec des nanoparticules de silice dopées par Cy5.5 soutient l’induction réussie de l’endométriose et permet une visualisation fiable des lésions endométriotiques in vivo (Figure 4).

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Figure 1 : Caractérisation physique des nanoparticules de silice dopées par Cy5.5 (Cy5.5-SiNP). (A) Image représentative par microscopie électronique de transmission (TEM) des Cy5.5-SiNP. Diamètre de particule = 156,67 ± 15,23 nm. Barre-échelle = 100 nm. (B) Mesures de diffusion dynamique de la lumière (DLS) des diamètres hydrodynamiques des SiNP (130,67 ± 3,20 nm, PDI = 0,152 ± 0,009) et Cy5,5-SiNP (185,9 ± 5,44 nm, PDI = 0,14 ± 0,009). (C) Mesures du potentiel zêta des SiNP (−32,39 ± 3,55 mV) et des Cy5,5-SiNP (−50,53 ± 2,47 mV), montrant la diminution du potentiel zêta après la conjugaison Cy5,5. (D) Profil de fluorescence des Cy5.5-SiNP (longueur d’onde d’excitation = 680 nm ; longueur d’onde d’émission = 710 nm). Encadré : Images en champ clair et fluorescentes de Cy5.5-SiNP dispersées dans l’eau. (E) Dosage de viabilité des cellules MTT de cellules 12Z traitées avec des Cy5.5-SiNP à des concentrations de 0, 0,5, 1, 2,5, 5 et 10 μg/mL. (F) Captation cellulaire des Cy5,5-SiNP par les cellules 12Z. Les cellules ont été traitées avec PBS (témoin) ou Cy5.5-SiNP. Bleu = DAPI ; rouge = Cy5.5-SiNPs. Barres d’échelle = 200 μm. (G) Stabilité de la taille des Cy5.5-SiNP stockés dans l’eau pendant 7 jours, sans changement significatif du diamètre hydrodynamique. (H) Stabilité de la fluorescence des Cy5.5-SiNP stockés dans l’eau pendant 7 jours, sans changement significatif de l’intensité de fluorescence. Encart : images fluorescentes représentatives acquises aux jours 1, 3 et 6. NS = non significative. Les valeurs sont présentées en moyenne ± SD. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Confirmation des nanoparticules de silice dopées par Cy5.5. (A) Image représentative des nanoparticules de silice dopées par Cy5.5. (B) Détection de fluorescence de Cy5.5 à partir de nanoparticules de silice dopées par colorant Cy5.5 à l’aide d’imagerie IVIS. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 3 : Marquage ex vivo de fragments de tissu utérin avec des nanoparticules de silice dopées par Cy5.5. Le panel de gauche montre des fragments de tissu utérin témoin non traités, et le panel de droite montre des fragments de tissu utérin marqués avec des nanoparticules de silice dopées par Cy5.5. La fluorescence Cy5.5 a été détectée à l’aide d’imagerie IVIS. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 4 : Détection de lésions endométriotiques marquées avec des nanoparticules de silice dopées à Cy5.5. (A) Image IVIS de la cavité péritonéale. (B) La microscopie à fluorescence des lésions endométriotiques marquées par Cy5.5 permet une identification claire au sein de la cavité péritonéale. (C) Images microscopiques de fluorescence représentatives des lésions endométriotiques. La fluorescence jaune indique le signal Cy5.5, et les noyaux ont été contre-colorés avec DAPI. (D) Image représentative d’une lésion endométriotique. La flèche indique des nanoparticules de silice dopées par colorant Cy5.5. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Discussion

La présente étude introduit une approche basée sur des nanoparticules de silice dopée par colorant Cy5.5 comme méthode pratique et efficace pour visualiser les lésions endométriotiques dans des modèlesmurins 35. Cette stratégie présente plusieurs avantages, notamment sa simplicité, sa flexibilité et sa nature non génétique, éliminant ainsi la nécessité de générer des animaux rapporteurs transgéniques. Comparée aux approches de visualisation conventionnelles, telles que les modèles souris à rapporteurs fluorescents, cette méthode réduit la complexité technique tout en maintenant une efficacité robuste de marquage, élargissant ainsi son accessibilité pour la recherche sur l’endométriose. De plus, les nanoparticules de silice offrent une base stable pour incorporer des colorants fluorescents et pour leur rétention efficace dans les tissus, facilitant ainsi l’identification des lésions reproductibles.

Distinguer les lésions endométriotiques du tissu environnant de l’hôte est essentiel pour étudier l’initiation et la progression de la maladie dans les modèles murins. Les souris rapporteures Rosa26 mTmG expriment ubiquitaire une protéine fluorescente de tomate (mT) en tandem dimère ciblant la membrane, qui est convertie en protéine fluorescente verte (mG) ciblée par membrane après une excision médiée par Cre dans des tissus ciblesspécifiques 37. Bien que de nombreux modèles murins transgéniques soient disponibles pour étudier la fonction génique dans l’endométriose, la génération d’animaux rapporteurs fluorescents est laborieuse et chronophage. En revanche, le marquage ex vivo avec des nanoparticules de silice dopées par Cy5.5 offre une alternative rapide, flexible et non génétique pour la visualisation des lésions tout en restant compatible avec un large éventail de modèles murins existants.

La réussite de la mise en œuvre de ce protocole dépend d’un contrôle attentif de plusieurs paramètres expérimentaux critiques. Lors de la synthèse des nanoparticules, la concentration du catalyseur, la composition du solvant, la vitesse d’ajout du TEOS, les conditions de mélange et l’efficacité du lavage influencent directement la taille des particules, l’intensité de fluorescence et la reproductibilité du marquage. La méthode de Stöber offre une approche simple, évolutive et reproductible pour synthétiser des nanoparticules de silice fluorescentes avec un contrôle précis de la taille des particules et une incorporation stable decolorants 38,39,40,41. Comparée aux méthodes de micro-émulsion inverse, l’approche de Stöber minimise les défis de purification associés aux tensioactifs tout en préservant la fluorescence Cy5.5 dans des conditions de réactiondouces 39,40,41,42. Augmenter la concentration du catalyseur augmente généralement la taille desparticules à 40, tandis qu’un taux d’addition TEOS plus rapide favorise la nucléation, ce qui donne des particulesplus petites à 41. Un lavage approfondi est essentiel pour éliminer les réactifs non réagis et améliorer la stabilité des nanoparticules lors du stockage.

Plusieurs facteurs supplémentaires sont importants pour obtenir un marquage tissulaire ex vivo reproductible et l’établissement des lésions. Une taille uniforme des fragments de tissu utérin, une dispersion homogène des nanoparticules et des conditions d’incubation constantes améliorent l’efficacité du marquage et réduisent la variabilité expérimentale. Le traitement parallèle des tissus témoins non marqués est également essentiel pour distinguer la véritable fluorescence Cy5.5 de l’autofluorescence tissulaire et des signaux de fond non spécifiques. Lors de l’induction de la lésion, un amorçage hormonal constant des souris donneuses, l’implantation douce de fragments de tissu marqués et des soins postopératoires appropriés minimisent les traumatismes tissulaires et l’inflammation non spécifique, améliorant ainsi la reproductibilité de la formation des lésions.

Malgré ces avantages, plusieurs limites doivent être prises en compte. La persistance et la stabilité du signal de fluorescence in vivo peuvent varier après l’implantation en raison du remodelage tissulaire, de la prolifération cellulaire et de la clairance par le système immunitaire. En tant que marquage fluorescent exogène, le signal Cy5.5 devrait diminuer progressivement à mesure que les cellules marquées se divisent, limitant potentiellement la faisabilité des études longitudinales à long terme. De plus, la variabilité dans la préparation tissulaire et l’absorption des nanoparticules peut influencer l’efficacité du marquage entre les expériences, soulignant l’importance de procédures expérimentales standardisées.

Bien que la présente étude se concentre sur la détection de lésions ex vivo, Cy5.5 est un colorant fluorescent rouge lointain/proche infrarouge (NIR) qui minimise l’autofluorescence tissulaire et permet une pénétration plus profonde des photons. Ces propriétés optiques rendent le Cy5.5 particulièrement adapté aux applications d’imagerie in vivo. En conséquence, la stratégie de marquage des nanoparticules de silice dopée par colorant Cy5.5 à haut rendement quantique offre une plateforme solide pour le suivi longitudinal non invasif des lésions utilisant la fluorescence NIR et l’imageriephotoacoustique 43,44.

Les études futures devraient se concentrer sur l’amélioration de la durabilité de la fluorescence et l’optimisation de la cohérence de l’étiquetage dans les conditions expérimentales. L’évaluation systématique de la rétention du signal aidera à définir la fenêtre d’imagerie optimale pour les études longitudinales, tandis que l’affinement continu de la conception des nanoparticules et des conditions de marquage pourra renforcer la sensibilité et étendre l’applicabilité de cette approche à d’autres modèles de maladies. Dans l’ensemble, cette stratégie basée sur les nanoparticules offre une alternative rapide, reproductible et polyvalente aux approches de marquage génétique pour visualiser les lésions endométriotiques et devrait faciliter les études mécanistes ainsi que l’évaluation préclinique des stratégies diagnostiques et thérapeutiques.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par l’Eunice Kennedy Shriver National Institute of Child Health and Human Development (NICHD) (R01HD108895 à T.K. et J.W.J.).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
(3-Aminopropyl)triéthoxysilane (APTES)Sigma-Aldrich440140Pureté ≥99%
17β-EstradiolMilliporeSigmaE8875Pureté ≥98%
Hydroxyde d'ammoniumFisher ScientificA669S-500Solution d'hydroxyde d'ammonium à 28%
Système de fermeture des plaies BD AutoclipBD427631Clips chirurgicaux pour plaies
Flacon en verre transparent filetéFisherbrandFS60910A-3Flacon en verre transparent de 11,1 mL
Ester NHS de cyanine 5.5Sigma-AldrichGEPA15502Colorant fluorescent proche infrarouge
Éthanol absoluFisher ScientificBP2818Grade de biologie moléculaire
Sérum bovin fœtal (FBS)Gibco16000044Supplément de culture cellulaire
Centrifugeuse à grande vitesseBeckman Coulter Life SciencesAvanti J-ECentrifugeuse à grande vitesse
Système d'imagerie in vivoPerkinElmerIVIS SpectrumSystème d'imagerie par fluorescence
IsofluraneBaxterNDC1001-9-360-60Anesthésique par inhalation
Barre d'agitation magnétiqueFisherbrand14-513-648 mm
Plateau d'agitation magnétiqueChelmsfordSP88854200Agitateur magnétique à vitesse variable
Centrifugeuse réfrigéréeEppendorf5427 RÉquipée du rotor FA-45-48-11
Milieu RPMI-1640Gibco11835-030Milieu de culture cellulaire
Huile de sésameMilliporeSigmaS3547Véhicule pour la préparation de l'estradiol
Orthosilicate de tétraéthyle (TEOS)Sigma-Aldrich86578Pureté ≥99%
Triéthylamine (TEA)Sigma-AldrichT0886Pureté ≥99%
Bain à ultrasonsFisherbrandCPX1800HPour la dispersion des nanoparticules par sonication

Références

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