Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Acupotomie pour la spondylose cervicale chez le rat : un protocole illustré pour l'établissement du modèle et l'intervention

82 vues

⸱

DOI :

10.3791/72132

⸱

3 septembre 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Acupuncture, Moxibustion and Tuina, Beijing University of Chinese Medicine, 2Department of Dermatology, Beijing Tsinghua Changgung Hospital, School of Clinical Medicine, Tsinghua Medicine, Tsinghua University, 3Acupuncture and Moxibustion Clinic, Hubei Provincial Hospital of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Cette étude décrit en détail une méthode de modélisation de la spondylose cervicale chez le rat et une stratégie d'intervention par acuponcture, fournissant un protocole opérationnel visualisé pour les recherches connexes.

Résumé

La spondylose cervicale (SC) est une maladie dégénérative chronique. Les modifications dégénératives des disques intervertébraux de la colonne cervicale, ainsi que les altérations pathologiques ultérieures, affectent les tissus et structures environnants, entraînant des manifestations cliniques telles que douleurs cervicales, raideur, mobilité réduite, et parfois des engourdissements et des symptômes irradiants dans les membres supérieurs. Parmi celles-ci, la compression des racines nerveuses est la plus fréquente. Cette étude a donc mis au point un modèle rat de SC induite par compression des racines nerveuses cervicales. La thérapie par acuponcture a montré un potentiel dans le traitement clinique de la SC en libérant les adhérences des tissus mous locaux et en atténuant la compression nerveuse. Toutefois, il existe actuellement un manque de protocoles opératoires visualisés dans les expériences animales. Cette étude fournit une description détaillée d'une méthode fiable pour établir un modèle rat de SC et du protocole d'intervention correspondant par acuponcture. Dans cette procédure, nous détaillons le processus d'induction du modèle, les étapes de la manipulation par acuponcture, le positionnement thérapeutique, les techniques de contention du rat et les précautions essentielles. De plus, cette étude a utilisé l'électromyographie (EMG) pour confirmer la réussite de la mise en place du modèle de SC et a évalué l'intervention par des seuils mécaniques de retrait, une analyse de la démarche et une histopathologie de la racine nerveuse. Cette recherche fournit non seulement une référence pour l'établissement du modèle rat de SC et l'intervention par acuponcture, mais offre également un cadre expérimental systématique et réalisable pour les études futures sur les mécanismes d'action.

Introduction

La spondylose cervicale (SC) est une maladie dégénérative de la colonne vertébrale fréquente. Son processus pathologique fondamental prend naissance dans la dégénérescence des disques intervertébraux, qui déclenche ensuite une série de modifications pathologiques secondaires, notamment un rétrécissement de l’espace intervertébral, la formation d’ostéophytes et une hypertrophie des ligaments1,2. Ces altérations pathologiques entraînent divers symptômes cliniques, tels qu’une douleur et une gêne au niveau du cou et des épaules, ainsi qu’un engourdissement irradiant dans les membres supérieurs. Dans les cas graves, des atteintes neurologiques peuvent survenir, incluant un dysfonctionnement moteur et même une tétraplégie2,3. Notamment, l’incidence de la spondylose cervicale a progressivement augmenté ces dernières années, avec un âge de début de plus en plus jeune, entraînant un fardeau socio-économique considérable4. La dégénérescence des disques intervertébraux cervicaux et la prolifération ostéophytique peuvent affecter les structures osseuses et les tissus mous adjacents, provoquant un rétrécissement du canal rachidien cervical ou des foramen intervertébraux, et par conséquent une compression des structures voisines, notamment les racines nerveuses cervicales, la moelle épinière et les artères vertébrales1,2,3,4. Parmi celles-ci, la compression des racines nerveuses cervicales est la plus fréquente, représentant environ 60 à 70 % de tous les cas de SC5,6,7. Bien que plusieurs approches thérapeutiques soient disponibles en pratique clinique, notamment la kinésithérapie, l’intervention pharmacologique et la chirurgie, les traitements non chirurgicaux sont devenus l’option privilégiée pour la majorité des patients en raison du coût élevé, des traumatismes importants et des résultats postopératoires incertains associés aux interventions chirurgicales4. Dans la pratique médicale actuelle, les anti-inflammatoires non stéroïdiens et les agents neurotrophiques sont couramment utilisés. Bien que ces médicaments puissent soulager la douleur et ralentir dans une certaine mesure la progression de la maladie, ils s’accompagnent d’effets indésirables tels que des lésions du système digestif et des atteintes rénales8,9.

L'acupotomie est une modalité thérapeutique caractéristique élaborée à partir des théories traditionnelles chinoises de l'acupuncture combinées à des techniques chirurgicales modernes mini-invasives. Elle exerce ses effets en sectionnant et en libérant les adhérences des tissus mous, en régulant les facteurs inflammatoires locaux et en améliorant la microcirculation régionale10,11,12. Ces dernières années, l'efficacité clinique de l'acupotomie dans le traitement de la spondylose cervicale a été largement reconnue, montrant un potentiel prometteur pour atténuer la compression nerveuse, soulager la douleur et améliorer la fonction motrice cervicale13,14. Néanmoins, lorsqu'elle est utilisée dans des expériences animales, l'acupotomie fait face à des défis tels qu'une localisation imprécise et une difficulté à contrôler la profondeur de l'intervention. Par ailleurs, afin de transformer ces observations cliniques en conclusions solides fondées sur des preuves, la mise en place de modèles animaux stables et reproductibles constitue une condition essentielle. La méthode de suture intravertébrale en nylon induit une compression mécanique directe par l'insertion de fils de nylon dans le foramen intervertébral, reproduisant ainsi de manière précise le processus physiopathologique de la compression clinique de la racine nerveuse15. Cette approche de modélisation présente également des avantages, tels qu'un cycle de modélisation court et des segments de compression contrôlables15. Toutefois, sa procédure chirurgicale repose largement sur l'expérience personnelle, et des descriptions opérationnelles détaillées et visualisées font actuellement défaut.

Cette étude présente un protocole expérimental complet, détaillé et visualisé couvrant l'établissement d'un modèle rat de spondylose cervicale et l'intégralité de la procédure d'intervention par acupotomie. Étant donné que les agents anesthésiques peuvent influencer la mesure du seuil mécanique de retrait réflexe et ainsi interférer avec les résultats expérimentaux16,17,18,19, un dispositif spécifique de contention du rat a été utilisé dans cette étude. Cet article décrit en détail le processus d'induction du modèle rat, la manipulation pas à pas de l'acupotomie, la localisation précise des sites de traitement, les méthodes de contention et de fixation du rat, ainsi que d'autres précautions expérimentales essentielles. Plusieurs dimensions d'évaluation ont été adoptées, incluant la mesure du seuil mécanique de retrait réflexe, les enregistrements électrophysiologiques, l'analyse de la démarche et l'observation histopathologique des racines nerveuses. Cette étude vise à fournir un protocole visualisé pour l'induction du modèle et l'intervention par acupotomie dans un modèle rat de spondylose cervicale, offrant ainsi un soutien méthodologique pour les investigations mécanistiques et l'évaluation de l'efficacité du traitement par acupotomie dans la prise en charge de la SC.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toutes les procédures expérimentales ont été examinées, approuvées et strictement surveillées par le Comité d'éthique sur les animaux de laboratoire de la société Beijing MDKN Biotech (numéro d'approbation : MDKN-2025-096). Tous les protocoles ont été réalisés strictement conformément au Guide pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire publié par les Instituts nationaux de la santé (NIH). Les réactifs et équipements utilisés dans cette étude sont listés dans le Tableau des matériaux.

1. Animaux expérimentaux et groupes

  1. Sélectionner des rats mâles adultes Sprague–Dawley (SD) pesant 230,0 g ± 20 g pour inclusion dans l'expérience.
  2. Héberger les animaux dans un laboratoire dédié à l'élevage des animaux de laboratoire.
  3. Maintenir la température ambiante à 24 °C ± 2 °C et l'humidité relative à 50 %–60 %, sous un cycle lumineux de 12 h clair/12 h obscur. Fournir un accès ad libitum à une nourriture standard et à de l'eau pendant toute la durée de l'étude.
  4. Après une période d'acclimatation de 7 jours, répartir aléatoirement 24 rats en quatre groupes (n = 6 par groupe) : le groupe témoin normal (Témoin), le groupe faux-opéré (Faux-opéré), le groupe modèle CS (Modèle) et le groupe acupotomie. La chronologie du dispositif expérimental est illustrée dans Figure 1.

2. Mise en place du modèle de CS

REMARQUE : Retirer la nourriture et l'eau à tous les rats pendant 12 h avant la modélisation. Peser et noter le poids corporel. Stériliser tous les instruments chirurgicaux par autoclavage à vapeur sous haute pression (Figure 2A).

  1. Préparer le fil de nylon 1 jour avant la chirurgie en le découpant en segments de diamètre 0,5 mm et d'une longueur d'environ 1 cm. Immerger les filaments dans de l'éthanol à 75 % pendant 4 h, les sécher dans des conditions stériles, puis les faire tremper dans une solution de poly-L-lysine à 0,1 % pendant 8 h afin d'améliorer leur adhérence tissulaire.
  2. Placer le rat dans une chambre d'induction. Induire l'anesthésie avec 4 % d'isoflurane, puis maintenir l'anesthésie à 1,5 %–2,0 % d'isoflurane via un masque facial. Immobiliser l'animal en position ventrale (selon les protocoles approuvés par l'établissement).
  3. Raser la région cervicale dorsale afin d'exposer complètement le champ opératoire. Désinfecter la zone chirurgicale trois fois avec de la povidone-iodée, de l'intérieur vers l'extérieur, puis répéter la désinfection avec de l'éthanol à 75 %.
  4. Palper et marquer le processus épineux le plus élevé (T2) sur le dos du rat. Réaliser une incision cutanée dorsale médiane d'environ 3 cm, s'étendant de façon crâniale à partir du sommet du processus épineux de T2. Disséquer par émoussement le tissu sous-cutané et les muscles cervicaux postérieurs (Figure 2B).
  5. Exposer complètement l'arc vertébral gauche de C5 à T1, et gratter soigneusement les tissus musculaires et conjonctifs recouvrants (Figure 2C).
  6. Disséquer délicatement le ligamentum flavum et les tissus conjonctifs au niveau des espaces intervertébraux C6–C7 et C7–T1 à l'aide de microforceps. Ouvrir l'arc vertébral gauche de C7 à l'aide de forceps moustiques afin d'exposer la moelle épinière.
  7. Rétracter doucement la moelle épinière vers le côté droit à l'aide d'un dissecteur nerveux ophtalmique. Positionner le fil de nylon stérilisé sous les racines nerveuses C6–C7 et C7–T1 selon l'axe longitudinal de la moelle épinière à l'aide de forceps microchirurgicaux ; éviter une compression excessive afin de prévenir toute lésion veineuse vertébrale.
    REMARQUE : Exposer la moelle épinière au même site anatomique chez le groupe témoin sans insérer le fil de nylon.
  8. Fermer et suturer l'incision couche par couche à la fin de l'intervention.
  9. Transférer les rats sur un tapis chauffant thermostaté maintenu à 37 °C, et surveiller les signes vitaux jusqu'à récupération complète de la conscience.
  10. Administrer une injection intramusculaire de 50 000 unités de solution de pénicilline sodique dans le membre postérieur pour une prophylaxie anti-infectieuse postopératoire. Ramener les animaux dans leurs cages d'origine pour la récupération postopératoire.

3. Procédure de contention

  1. Immobiliser le rat dans une manche en maille noire de contention.
  2. Fixer deux attaches en nylon sur un cadre en plastique. Placer l'attache supérieure au niveau de la région axillaire et l'attache inférieure autour de la région pelvienne (Figure 3B).
    NOTE : Utiliser une plaque en plastique mesurant 200 mm × 300 mm × 5 mm, perforée de fentes de 20 mm × 4 mm espacées de 10 mm entre elles le long des bords longs et de 3 mm le long des bords courts, et équipée de cinq pieds de support situés au centre et aux quatre coins (Figure 3A).
  3. Après l'induction du modèle, répéter la procédure de contention décrite ci-dessus pour chaque rat de tous les groupes pendant trois jours consécutifs afin d'assurer une habituation adéquate. Maintenir chaque séance de contention pendant un minimum de 5 min par jour.

4. Traitement par acupotomie

  1. Commencer l'intervention d'acupotomie le 4e jour suivant la mise en place du modèle.
  2. Préparer des aiguilles stériles jetables pour acupotomie (diamètre : 0,40 mm ; longueur : 40 mm).
  3. Épiler la région cervicale afin d'exposer complètement le champ opératoire.
  4. Palper les tissus mous situés de part et d'autre des apophyses épineuses cervicales pour identifier des nodules indurés ou des structures en forme de cordon. Choisir un point sur l'apophyse épineuse de C6 ou C7, puis repérer deux autres points situés approximativement à 0,5 cm latéralement de chaque côté de cette apophyse épineuse.
  5. Désigner ces trois sites comme points d'insertion pour l'acupotomie et les marquer (Figure 3C).
  6. Désinfecter les sites d'insertion marqués avec de la povidone iodée médicale, suivie d'éthanol médical à 75 %.
  7. Orienter le tranchant de l'aiguille d'acupotomie parallèlement à la ligne médiane postérieure et maintenir l'axe de l'aiguille perpendiculaire au plan coronaire postérieur cervical pendant l'insertion.
  8. Exercer une légère compression sur le site d'insertion avec le pouce gauche, tout en tenant fermement l'aiguille d'acupotomie entre le pouce et l'index droits. Pénétrer rapidement à travers le tissu sous-cutané de manière perpendiculaire, puis avancer lentement l'aiguille jusqu'à atteindre la surface osseuse.
  9. Effectuer trois coupes longitudinales localisées et deux libérations transversales du tissu mou dans la zone lésée, tout en limitant l'amplitude de l'intervention à 1 mm. Retirer l'aiguille une fois la manipulation terminée (Figure 3D).
  10. Appliquer une pression ferme sur le site d'insertion pendant 3 min afin d'obtenir une hémostase. Réaliser l'intervention d'acupotomie une fois tous les 5 jours, pour un total de trois séances.
    REMARQUE : À l'exception du groupe acupotomie, les trois autres groupes ne reçoivent aucune intervention thérapeutique. Toutefois, les animaux de ces groupes sont immobilisés de la même manière et pendant la même durée que ceux du groupe acupotomie.

5. Test du seuil mécanique de retrait (SMR)

REMARQUE : Effectuer la mesure la veille de l'intervention chirurgicale, le 3e jour et le 14e jour après la chirurgie, à l'aide d'un stimulateur mécanique de douleur plantaire pour rats et souris.

  1. Placer chaque rat dans une chambre de test transparente positionnée sur un plancher en treillis métallique, dans un environnement calme maintenu à 24 °C ± 2 °C.
  2. Laisser le rat s'acclimater à l'intérieur de la chambre pendant au moins 5 min, ou jusqu'à ce que les comportements d'exploration et de toilette aient largement disparu.
  3. Positionner la pointe du filament de von Frey perpendiculairement à la surface plantaire de la patte antérieure gauche, entre les troisième et quatrième métacarpiens. Appliquer le stimulus par en dessous à travers le treillis métallique jusqu'à l'apparition d'un retrait rapide de la patte, ou d'une réponse de léchage ou de secouement.
  4. Enregistrer la valeur affichée au moment du retrait comme seuil de douleur mécanique.
  5. Après chaque test, nettoyer soigneusement le plancher en treillis métallique et les parois intérieures de la chambre avec de l'alcool médical à 75 %, puis sécher avec un pansement propre afin d'éliminer les odeurs résiduelles pouvant influencer les tests comportementaux suivants. Ne faire entrer le rat suivant que lorsque l'appareil est complètement sec.
    ​REMARQUE : Tester tous les rats séquentiellement selon un ordre tournant, sur trois séries. Prévoir un intervalle d'au moins 10 min entre deux mesures successives de MWT chez le même rat. Utiliser la moyenne des trois mesures comme valeur finale de MWT pour chaque rat.

6. Enregistrement d'électromyogrammes (EMG)

REMARQUE : Réaliser un EMG au repos le jour 3 après l'établissement du modèle à l'aide d'un système d'acquisition et d'analyse de signaux biologiques.

  1. Anesthésier le rat par inhalation d'isoflurane (concentration d'induction de 3 % à 4 %, concentration de maintien de 1,5 % à 2,0 %). Immobiliser l'animal en position prona sur la plateforme expérimentale et exposer complètement le membre antérieur gauche.
  2. Connecter les fils conducteurs des électrodes d'enregistrement aux canaux d'acquisition désignés. Démarrer le logiciel d'acquisition, sélectionner le mode de signal EMG et régler la fréquence d'échantillonnage à 20 kHz avec une plage de filtre passe-bande de 15 Hz à 5 kHz.
  3. Disinfecter les muscles du membre antérieur gauche (fléchisseur radial du carpe, fléchisseur ulnaire du carpe, biceps brachial et triceps brachial) à l'aide de boules de coton dégraissées imbibées d'éthanol médical à 75 %.
  4. Insérer l'électrode d'enregistrement en aiguille perpendiculairement dans le ventre musculaire, en l'orientant orthogonalement par rapport à la direction des fibres musculaires. Insérer une deuxième électrode en aiguille à 3 à 5 mm de distance comme électrode de référence, et insérer l'électrode de mise à la terre à la base de la queue.
  5. Observer l'activité d'insertion immédiatement après l'insertion de l'aiguille. Une fois que les potentiels d'insertion ont disparu et que le muscle est complètement au repos, enregistrer le signal EMG de repos pendant 1 minute pour chaque rat.
    REMARQUE : Maintenir un environnement calme pendant tout l'enregistrement et minimiser les interférences électromagnétiques externes. Les interférences courantes incluent les interférences de fréquence du courant alternatif et les bruits haute fréquence provenant d'autres équipements de laboratoire, qui se manifestent par des ondes sinusoïdales régulières superposées aux électromyogrammes. Ces interférences peuvent être réduites par la mise à la terre, les réglages des filtres et la gestion de l'environnement.
  6. Retirer soigneusement toutes les électrodes en aiguille et ramener le rat dans sa cage d'origine, en lui permettant de se réveiller spontanément de l'anesthésie.
  7. Après avoir terminé l'enregistrement EMG pour chaque rat, nettoyer les électrodes en aiguille avec de l'éthanol médical à 75 % à l'aide de boules de coton dégraissées et les sécher soigneusement avec une gaze stérile afin d'éviter toute contamination croisée.

7. Analyse de la démarche chez le rat

REMARQUE : Effectuer l'analyse de la démarche le premier jour suivant la fin de l'intervention d'acupotomie (jour 15 après l'opération du modèle). Le système d'analyse de la démarche est composé d'un tapis roulant équipé d'une bande transparente, d'une caméra numérique haute vitesse placée sous la bande et d'une station de travail informatique.

  1. Placer le rat sur le tapis roulant et lui permettre de s'acclimater librement pendant 3 min.
  2. Activer la bande du tapis roulant et augmenter progressivement la vitesse à partir de 5,0 cm/s jusqu'à ce que le rat adopte une démarche stable sans comportement exploratoire.​
  3. Enregistrer une vidéo de 10 s de la marche du rat en vue ventrale (vue inférieure) à l'aide de la caméra haute vitesse.
  4. Après la fin du test pour chaque rat, nettoyer soigneusement la bande du tapis roulant et la chambre d'essai avec de l'éthanol à 75 % afin d'éliminer les odeurs résiduelles pouvant influencer les évaluations comportementales ultérieures. Laisser la bande sécher complètement avant d'introduire le rat suivant.
  5. Importer les vidéos enregistrées dans le logiciel d'analyse. Utiliser le logiciel pour identifier la position des pattes de chaque membre et extraire une série de paramètres de la démarche.
  6. Une fois l'analyse automatisée terminée, exporter les données des paramètres de la démarche pour une analyse statistique ultérieure.
  7. Inclure les paramètres de démarche suivants dans la présente étude : surface imprimée moyenne de la patte antérieure gauche (la moyenne de la taille de l'empreinte au cours de toute la phase d'appui), surface maximale d'appui de la patte antérieure gauche (la taille maximale de l'empreinte au cours de toute la phase d'appui) et pression d'appui de la patte antérieure gauche (reflétant l'intensité relative de la pression de la patte pendant la phase d'appui telle qu'enregistrée par le système d'analyse de la démarche).
    ​REMARQUE : Enregistrer trois séquences de démarche valides pour chaque rat et utiliser la moyenne des trois mesures pour l'analyse.

8. Coloration à l'HE des tissus des racines nerveuses

REMARQUE : Après les tests comportementaux réalisés le 15e jour suivant la chirurgie du modèle, prélever des échantillons de tissu de racine nerveuse pour une coloration à l'hématoxyline-éosine.

  1. Anesthésier les rats par injection intrapéritonéale de pentobarbital de sodium à 2 % (0,3 mL/100 g), puis réaliser une perfusion transcardiale avec du paraformaldéhyde.
  2. Dissecter les racines nerveuses rachidiennes C6–T1 et immerger le tissu dans du paraformaldéhyde à 4 % à 4 °C pour une post-fixation pendant 48 h.
    ATTENTION : manipuler le paraformaldéhyde comme un irritant, dans un environnement bien ventilé ou sous hotte de sécurité chimique.
  3. Rincer le tissu des racines nerveuses fixé à l’eau courante pendant 1 h afin d’éliminer le fixateur résiduel.
  4. Soumettre le tissu à une déshydratation par gradation éthanolée, le clarifier successivement dans le xylène (I) et le xylène (II), l’incorporer dans la paraffine et réaliser des coupes d’une épaisseur de 3–5 µm. Faire durcir les coupes à 65 °C.
  5. Déparaffiner les coupes successivement dans le xylène (I) et le xylène (II), 8 min chacun. Réhydrater les coupes à l’aide d’une série éthanolée progressive (100 % pendant 15 min, 95 % pendant 5 min, 80 % pendant 5 min, 70 % pendant 3 min), puis les immerger dans de l’eau distillée pendant 2 min.
  6. Colorer les coupes avec une solution d’hématoxyline pendant 5 s, puis rincer à l’eau courante pendant 2 min afin d’éliminer l’excès de colorant.
  7. Différencier les coupes dans de l’eau distillée pendant 30 s. Immerger les coupes dans de l’éthanol à 70 % pendant 10 s, puis dans de l’éthanol à 80 % pendant 10 s.
  8. Colorer les coupes avec une solution d’éosine pendant 4 min, puis rincer à l’eau courante pour éliminer le colorant superficiel. Déshydrater les coupes à l’aide d’une série éthanolée progressive (70 % pendant 10 s, 80 % pendant 10 s, 95 % pendant 10 s, 100 % pendant 160 s), puis clarifier dans le xylène pendant 4 min.
  9. Monter les lames avec une résine neutre.
  10. Examiner les altérations pathologiques et morphologiques du tissu des racines nerveuses rachidiennes au microscope optique avec un grossissement de 400×, et acquérir des images microscopiques à partir de champs cibles représentatifs.

9. Analyse statistique

  1. Effectuer les analyses statistiques à l'aide du logiciel SPSS. Exprimer les variables continues conformes à une distribution normale sous la forme moyenne ± écart-type.
  2. Sous les hypothèses de normalité et d'homogénéité des variances, analyser les seuils de retrait mécanique à l'aide d'une analyse de variance à mesures répétées, et analyser les paramètres de la démarche à l'aide d'une ANOVA à un facteur. Réaliser des comparaisons par paires post hoc entre les groupes à l'aide du test de la différence minimale significative (LSD).
  3. Appliquer des tests non paramétriques si les hypothèses de distribution normale ou d'homogénéité des variances ne sont pas satisfaites.
  4. Considérer les différences comme statistiquement significatives lorsque p < 0,05.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Les évaluations du seuil mécanique de retrait (MWT) ont montré des valeurs de base comparables dans tous les groupes avant l'induction du modèle. Au 3e jour suivant la modélisation et l'opération factice, aucune différence significative n'a été observée entre le groupe témoin et le groupe contrôle.p > 0,05). En revanche, les groupes modèle et acupotomie ont tous deux présenté une diminution marquée du seuil mécanique de douleur (MWT) par rapport au groupe placebo (p < 0.01, Fi...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Le choix d'un modèle animal approprié est une condition préalable pour élucider la pathogenèse de la spondylose cervicale (SC) et pour évaluer rigoureusement les interventions thérapeutiques. Actuellement, la méthode de suture intravertébrale en nylon est largement utilisée en raison de sa relative simplicité, de son cycle de modélisation court et de sa forte reproductibilité et fiabilité15,20. Dans cette approche, un matériau compressif est implanté dans le cana...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Tous les auteurs ont déclaré qu’ils n’avaient aucun conflit d’intérêts potentiel.

Remerciements

Cette étude a été soutenue par le Programme national clé de recherche et de développement de Chine (subvention n° 2023YFC3502703) et par le projet clé du Fonds conjoint d'innovation et de développement de la Fondation des sciences naturelles de la province du Hubei (subvention n° 2024AFD271).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Seringue de 0,5 mLHebei Yunsheng Biotechnology Co., LtdSN-04442
Seringue de 1 mLShanghai Zhiyu Medical Equipment Co., LTDZSQ-1
Filet 4-0 avec aiguille, simple brin (4×12)GLASSJZZSX193
Alcool à 75 %Shandong Anjie Gaoke Disinfection Technology Co. LTD75-500ml
Aiguille d'acupotomieBeijing Huaxia Blue Chip Biotechnology Co., Ltd.HY0440
Lame adhérenteCITOTEST188105
Système d'acquisition et d'analyse de signaux biologiquesTechmanBL-420N
Système d'acquisition et d'analyse de signaux biologiques (logiciel)TechmanBL-420N Version 3.0.0.237
Couvre-objetCitotest Labware Manufacturing Co.,Ltd10212432C
HydrateurDIAPATHDonatello
Balance électroniqueMettler-ToledoME203E/02
Étuve de séchage électrothermiqueLaboteryGEL-70
Machine d'inclusionWuhan Junjie Electronics Co., LtdJB-P5
Liquide transparent déparaffinant écologiqueServicebioG1128-1L
Pinces en acier inoxydable noires antistatiques (extrémité courbée)solomenESD-15
ÉthanolSCRC100092683
Boule de coton sans graisseCaoxian Hualu Sanitary Material Co. LTDTZMQ-500
Kits de coloration constant HE (hématoxyline-éosine) ServicebioG1076
Pince hémostatiquesolomenB0557
IBM SPSS StatisticsIBM CorporationVersion 22.0
Système d'imagerieNikonNIKON DS-U3
IodophoreShandong Anjie Gaoke Disinfection Technology Co. LTDDF-500
IsofluraneRWD life scienceR510-22-10
Gants en latexBeijing Ruijing Latex Products Co. LTDRJJC-S
Dispositif mécanique de test de piqûre de patteKew basisKW-CT-1
Pince médicaleAIZANCHENGAZN00008
Pince hémostatique de type moustiqueServicebioQX1310D
Colle neutreSCRC10004160
Solution saline normaleSHIMENSLYS-500ml
Ciseaux ophtalmiquessolomenB0754
Liquide de paraffineMacklin8012-95-1
Fixateur au paraformaldéhyde (neutre)ServicebioG1101
Trancheur de pathologieShanghai Leica Instrument Co., LtdRM2016
Pénicilline G sodique pour injectionJilin Huamu Animal Health Product Co., Ltd.N° d'approbation des médicaments vétérinaires 070011248
Solution de poly-L-lysineShanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.R23126-50ml
Tondeuse pour rongeurssolomenB1564
Système d'imagerie et d'analyse de la démarche chez les rongeursCleverTreadScan ; BCamCapture
Système d'imagerie et d'analyse de la démarche chez les rongeurs (logiciel)CleverTreadScan Version 4.00 ; BCamCapture Version 3.00
Rats SDBeijing Sibefei Biotechnology Co., LtdA102
Machine d'anesthésie pour petits animaux YuYAN ABM
Stérilisateur à vapeur (autoclave)YamatoSQ810C
Lame chirurgicalesolomenB1177
Masque chirurgicalwinnerWJKZ-1
Porte-aiguille chirurgicalsolomenB0772
Ciseaux chirurgicauxGLASSJZZSX-ZC544R
Écarteur de tissusZhejiang Kehua Instrument Co., Ltd KD-P
Système de polissage d'eau ultrapureAiken water ElAK-RO-C2
Fixateur tissulaire universel (neutre)ServicebioG1101-15ML
Microscope optique droitNikonNIKON ECLIPSE E100
XylèneSCRC10023418

Références

  1. Theodore N. Degenerative cervical spondylosis. N Engl J Med. 2020;383(2):159-68.
  2. Yeshna, Singh M, Monika, Kumar A, Garg V, Jhawat V. Pathophysiology and emerging therapeutic strategies for cervical spondylosis: the role of pro-inflammatory mediators, kinase inhibitors, and organogel-based drug delivery systems. Int Immunopharmacol. 2025;151:114350.
  3. Nouri A, Tetreault L, Singh A, Karadimas SK, Fehlings MG. Degenerative cervical myelopathy: epidemiology, genetics, and pathogenesis. Spine (Phila Pa 1976). 2015;40(12):E675-93.
  4. Lakhapate SS, Devade OA, Redasani VK. A brief review on cervical spondylosis. J Drug Deliv Ther. 2025;15(7):144-149.
  5. Chen B, et al. Acupotomy versus acupuncture for cervical spondylotic radiculopathy: protocol of a systematic review and meta-analysis. BMJ Open. 2019;9(8):e029052.
  6. Yang F, Li WX, Liu Z, Liu L. Balance chiropractic therapy for cervical spondylotic radiculopathy: study protocol for a randomized controlled trial. Trials. 2016;17(1):513.
  7. Woods BI, Hilibrand AS. Cervical radiculopathy: epidemiology, etiology, diagnosis, and treatment. J Spinal Disord Tech. 2015;28(5):E251-259.
  8. Kartha S, Weisshaar CL, Philips BH, Winkelstein BA. Pre-treatment with meloxicam prevents the spinal inflammation and oxidative stress in DRG neurons that accompany painful cervical radiculopathy. Neuroscience. 2018;388:393-404.
  9. Harirforoosh S, Asghar W, Jamali F. Adverse effects of nonsteroidal anti-inflammatory drugs: an update of gastrointestinal, cardiovascular and renal complications. J Pharm Pharm Sci. 2013;16(5):821-847.
  10. Jiang G, Wan B, Huang W, Chen L, Duan B, Wang Y. Influence of acupotomy loosing on IL-6, IL-10 and TNF-α in synovial fluid of rheumatoid arthritis patients with elbow joint stiffness. World J Acupunct Moxibustion. 2018;28(2):91-96.
  11. Sun J, et al. Acupotomy therapy for knee osteoarthritis pain: systematic review and meta-analysis. Evid Based Complement Alternat Med. 2020;2020:2168283.
  12. Hu J, Tong H, Zhang J, Jiang L. Acupotomy for musculoskeletal pain: exploring therapeutic potential and future directions. J Pain Res. 2025;18:3027-3036.
  13. Kwon CY, Yoon SH, Lee B. Clinical effectiveness and safety of acupotomy: an overview of systematic reviews. Complement Ther Clin Pract. 2019;36:142-152.
  14. Lijian Z, Zhen Z, Yuan Y, Nachuan Z. Ultrasound-guided acupotomy for cervical spondylosis: a systematic review and meta-analysis based on GRADE quality assessment. Front Pain Res (Lausanne). 2025;6:1654265.
  15. Shi T, et al. Acupuncture relieves cervical spondylosis radiculopathy by regulating spinal microglia activation through MAPK signaling pathway in rats. J Pain Res. 2023;16:3945-3960.
  16. Mogil JS. Animal models of pain: progress and challenges. Nat Rev Neurosci. 2009;10(4):283-294.
  17. Yamauchi M, Sekiyama H, Shimada SG, Collins JG. Halothane suppression of spinal sensory neuronal responses to noxious peripheral stimuli is mediated, in part, by both GABA(A) and glycine receptor systems. Anesthesiology. 2002;97(2):412-417.
  18. Li Q, Mathena RP, Eregha ON, Mintz CD. Effects of early exposure of isoflurane on chronic pain via the mammalian target of rapamycin signal pathway. Int J Mol Sci. 2019;20(20):5102.
  19. Boegel K, Gyulai FE, Moore KK, Gold MS. Deleterious impact of a γ-aminobutyric acid type A receptor-preferring general anesthetic when used in the presence of persistent inflammation. Anesthesiology. 2011;115(4):782-790.
  20. Liguo Z, Bin T, Xu W, He Y. Research progression and evaluation of an animal model of cervical radiculopathy. Chin J Tissue Eng Res. 2018;22(35):5700-5705.
  21. Caridi JM, Pumberger M, Hughes AP. Cervical radiculopathy: a review. HSS J. 2011;7(3):265-272.
  22. Liu DL, et al. Chronic cervical radiculopathic pain is associated with increased excitability and hyperpolarization-activated current (Ih) in large-diameter dorsal root ganglion neurons. Mol Pain. 2017;13:1744806917707127.
  23. Rothman SM, Winkelstein BA. Chemical and mechanical nerve root insults induce differential behavioral sensitivity and glial activation that are enhanced in combination. Brain Res. 2007;1181:31-43.
  24. Rothman SM, Huang Z, Lee KE, Weisshaar CL, Winkelstein BA. Cytokine mRNA expression in painful radiculopathy. J Pain. 2009;10(1):90-99.
  25. Hubbard RD, Winkelstein BA. Transient cervical nerve root compression in the rat induces bilateral forepaw allodynia and spinal glial activation: mechanical factors in painful neck injuries. Spine (Phila Pa 1976). 2005;30(17):1924-1932.
  26. Costigan M, Scholz J, Woolf CJ. Neuropathic pain: a maladaptive response of the nervous system to damage. Annu Rev Neurosci. 2009;32:1-32.
  27. Vrinten DH, Hamers FFT. "CatWalk" automated quantitative gait analysis as a novel method to assess mechanical allodynia in the rat: a comparison with von Frey testing. Pain. 2003;102(1-2):203-209.
  28. Gonçalves LI, Oliveira Junior PH, Baima JPS. Cervical radiculopathy for neurologists: the role of electrodiagnosis. Arq Neuropsiquiatr. 2025;83(10):s00451812893.
  29. Tong HC. Incremental ability of needle electromyography to detect radiculopathy in patients with radiating low back pain using different diagnostic criteria. Arch Phys Med Rehabil. 2012;93(6):990-992.
  30. Lee SJ, Han TR, Hyun JK, Jeon JY, Myong NH. Electromyographic findings in nucleus pulposus-induced radiculopathy in the rat. Spine (Phila Pa 1976). 2006;31(18):2053-2058.
  31. Fisher MA. Electrophysiology of radiculopathies. Clin Neurophysiol. 2002;113(3):317-35.
  32. Miller AL, Golledge HDR, Leach MC. The influence of isoflurane anaesthesia on the rat grimace scale. PLoS One. 2016;11(11):e0166652.
  33. Medeiros MA, Canteras NS, Suchecki D, Mello LEAM. c-fos expression induced by electroacupuncture at the Zusanli point in rats submitted to repeated immobilization. Braz J Med Biol Res. 2003;36(12):1673-1684.
  34. Grissom N, Kerr W, Bhatnagar S. Struggling behavior during restraint is regulated by stress experience. Behav Brain Res. 2008;191(2):219-226.
  35. Grissom N, Bhatnagar S. Habituation to repeated stress: get used to it. Neurobiol Learn Mem. 2009;92(2):215-224.
  36. Gray M, Bingham B, Viau V. A comparison of two repeated restraint stress paradigms on hypothalamic-pituitary-adrenal axis habituation, gonadal status and central neuropeptide expression in adult male rats. J Neuroendocrinol. 2010;22:92-101.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Thérapie par acupotomiemodèle ratcompression des racines nerveusesanalyse électromyographiqueanalyse de la marcheseuil de retrait mécaniquehistopathologie des racines nerveuses
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.