Article de méthode

Imager le transport du liquide céphalorachidien par imagerie par résonance magnétique avec produit de contraste via Perfusion intraventriculaire chez les rongeurs

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DOI :

10.3791/72175

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28 août 2026

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1Department of Electrical, Computer, and Systems Engineering, Case Western Reserve University, 2Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University, 3Department of Radiology, Case Western Reserve University, 4Department of Physiology and Biophysics, Case Western Reserve University

Dans cet article

Résumé

Cet article présente un protocole de canulation intraventriculaire et d'infusion de traceur adapté aux études par imagerie par résonance magnétique dynamique avec contraste (DCE-IRM) chez les rongeurs. Ce protocole permet une administration continue du traceur pendant l'acquisition d'images, permettant ainsi la cartographie de l'ensemble du cerveau du transport du traceur et de son élimination hors du cerveau au cours d'une seule séance d'imagerie ininterrompue.

Résumé

La canulation intraventriculaire (ICV) permet l'administration de traceurs exogènes ou d'agents thérapeutiques directement dans le ventricule latéral, origine du trajet de circulation du liquide céphalorachidien (LCR). Les molécules perfusées sont transportées par le flux massique du LCR à travers les compartiments ventriculaires vers l'espace sous-arachnoïdien, puis pénètrent dans le parenchyme cérébral via l'espace périvasculaire. Toutefois, les méthodes conventionnelles de canulation ICV utilisent généralement des canules ferromagnétiques, incompatibles avec les études par IRM, ce qui oblige à réaliser la perfusion en dehors du scanner et à retirer la canule avant l'imagerie. Le temps nécessaire au transport de l'animal et à la mise en place de l'imagerie entraîne souvent la perte de la phase initiale — et probablement la plus critique — du transport du traceur. Nous décrivons ici un protocole de canulation et de perfusion ICV compatible avec l'IRM, destiné aux rongeurs, qui permet une administration continue du traceur pendant l'acquisition dynamique par IRM. La ligne de perfusion est entièrement constituée de matériaux non magnétiques, permettant une acquisition d'images ininterrompue au cours d'une même séance. Cette approche convient particulièrement aux études par IRM dynamique avec contraste visant à analyser la dynamique du LCR, le transport glymphatique, l'élimination des solutés et la distribution intrathécale de médicaments.

Introduction

Le cerveau est l'un des organes les plus métaboliquement actifs et dynamiques du corps, produisant en permanence des déchets qui doivent être éliminés efficacement afin de maintenir une fonction neuronale normale1. L'accumulation de déchets métaboliques est une caractéristique marquante de la neurodégénérescence et du vieillissement cérébral2. Le système glymphatique joue un rôle central dans ce processus d'élimination, en facilitant l'évacuation des sous-produits métaboliques et des déchets toxiques par un flux massif de liquide céphalorachidien (LCR) et par l'échange entre le LCR et le liquide interstitiel (LI)3,4,5, un processus rendu possible par les canaux à eau aquaporine-4 (AQP4) situés au niveau des expansions périvasculaires des astrocytes6. Une compréhension approfondie de la dynamique du LCR a été acquise grâce à l'étude du transport de divers traceurs de LCR. L'imagerie par résonance magnétique dynamique avec contraste (DCE-IRM) utilisant des agents de contraste à base de gadolinium (GBCA) est particulièrement adaptée à l'évaluation à l'échelle du cerveau du transport des traceurs7,8. La pertinence clinique de cette approche a été démontrée par des travaux translationnels chez l'humain. L'administration intrathécale de GBCA suivie d'IRM répétées a été utilisée pour évaluer la dynamique du LCR dans le cerveau humain9. Des études ultérieures ont mis en évidence un transport du traceur à l'échelle du cerveau suivi d'une élimination nocturne10. Cette approche a récemment été appliquée pour révéler un transport altéré du traceur au niveau périvascular chez des sujets présentant une réserve de pression-volume intracrânien réduite, ainsi que chez des patients atteints d'hydrocéphalie à pression normale idiopathique11. Ces études établissent la DCE-IRM du transport de traceurs de LCR comme une méthode cliniquement transposable et justifient le développement de méthodes précliniques rigoureuses et reproductibles pour l'investigation mécanistique de la régulation de la dynamique du LCR et de l'élimination des déchets.

La canulation de la citerne magna (ICM) est couramment utilisée dans les études glymphatiques pour l'administration de traceurs12. Toutefois, seulement environ 20 % des ACGM administrés via ce trajet sont transportés dans le parenchyme cérébral, la majorité s'écoulant directement vers la moelle épinière ou les voies lymphatiques8. Cette approche comporte également un risque de lésion du cervelet ou du tronc cérébral, et la fixation de la canule pour des études longitudinales reste techniquement difficile. La canulation intraventriculaire (ICV) s'est imposée comme une alternative plus fiable.13,14,15Une étude récente a démontré sa reproductibilité et ses principaux avantages pour l'administration de traceurs fluorescents, notamment une fixation stable de la canule permettant une libre mobilité de l'animal et facilitant des injections répétées de traceurs dans le cadre d'études longitudinales.13.

Malgré ces avantages, les protocoles existants de canulation ICV ne sont pas directement compatibles avec les études par IRM16. Étant donné que la canulation ICV nécessite la pénétration du parenchyme cérébral, elle utilise généralement des canules ferromagnétiques qui provoquent de graves artefacts de susceptibilité dans les images IRM. Par conséquent, l'infusion du traceur doit être réalisée en dehors du scanner, la canule étant retirée avant le transfert de l'animal pour l'imagerie. Un flux de travail typique consiste à acquérir une image de référence, à retirer l'animal pour la canulation et l'infusion du traceur, puis à le repositionner pour des acquisitions dynamiques ultérieures. Ce flux de travail interrompu empêche une acquisition continue avec référence à l'état de base et introduit des erreurs d'alignement dues au repositionnement, pouvant fausser l'analyse cinétique voxel par voxel. Plus important encore, comme la phase précoce de captation est généralement la partie la plus dynamique et transitoire de la cinétique du traceur, effectuer le transfert de l'animal et la configuration du scanner pendant cette période entraîne la perte des données les plus informatives.

Ici, nous présentons un protocole qui pallie ces limitations en intégrant une ligne d'infusion intracérébroventriculaire compatible avec l'IRM et permettant l'administration d'un agent de contraste pendant l'acquisition d'images, ce qui autorise des acquisitions dynamiques continues par IRM chez les rongeurs. Cette approche permet une cartographie quantitative de tout le cerveau du transport des traceurs dans le LCS, réalisée lors d'une seule session d'imagerie ininterrompue. Ce protocole est particulièrement adapté à l'étude des dynamiques cérébrales du LCS, du transport glymphatique et de la cinétique d'élimination des solutés. Bien qu'il soit décrit ici pour des rats adultes, il peut être adapté aux souris moyennant des ajustements appropriés des coordonnées de canulation et des paramètres d'infusion15.

Protocole

Le protocole décrit ci-dessous a été approuvé par le comité institutionnel de soins aux animaux et d'utilisation (IACUC) de l'Université Case Western Reserve (A-3145-01-2023-0015), conformément au Guide pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire et à la politique du Service de santé publique sur les soins humains et l'utilisation des animaux de laboratoire. Les réactifs et l'équipement utilisés sont énumérés dans le Tableau des matériaux.

1. Préparation de la ligne d'infusion

  1. Couper un segment de 30 mm de canule en cuivre et un morceau de 2 m de tube en polyéthylène (PE) à l’aide de ciseaux crantés.
  2. Sous un microscope, évaser délicatement une extrémité du tube en PE à l’aide d’une aiguille de 30 G, puis insérer la canule en cuivre dans l’extrémité évasée et fixer l’assemblage avec de la colle cyanoacrylate. Relier l’autre extrémité du tube en PE à une aiguille de 30 G.
    REMARQUE : Le cuivre est très ductile ; veiller à ne pas comprimer la lumière lors de la coupe. Éviter de déformer la canule ou de percer le tube pendant l’assemblage. La longueur du tube en PE doit permettre de placer la pompe à seringue à l’extérieur du champ parasite du scanner.
  3. Remplir l’ensemble canule-tube avec une solution de traceur dégazée et le relier à une seringue Hamilton de 50 µL. Enrouler l’extrémité de la seringue avec du ruban d’étanchéité en tétrafluoroéthylène (PTFE) pour éviter toute fuite. Faire attention à ne pas introduire de bulles d’air durant cette étape.
  4. Monter la seringue Hamilton sur la pompe à seringue et aspirer un volume supplémentaire de 30 µL de solution de traceur dans la seringue.

2. Procédure de canulation

  1. peser le rat et l’anesthésier par injection intrapéritonéale de kétamine (90 mg/kg) et de xylazine (10 mg/kg). Confirmer la profondeur adéquate de l’anesthésie par le réflexe de pincement de l’orteil. Compléter si nécessaire avec un tiers de la dose initiale et vérifier à nouveau avant de poursuivre.
  2. raser la tête et le cou, retirer les poils libres et stériliser la peau exposée avec des compresses d’éthanol à 70 %.
  3. fixer le rat dans un cadre stéréotaxique et placer une couverture chauffante recouverte de papier absorbant sous l’animal. Appliquer un onguent ophtalmique sur les deux yeux afin d’éviter le dessèchement cornéen.
  4. régler le clamp nasal pour niveler le crâne. Pratiquer une incision médiane et rétracter la peau à l’aide de quatre pinces hémostatiques afin d’exposer le bregma et le lambda. Appliquer du peroxyde d’hydrogène à 3 % sur le crâne pour éliminer le périoste résiduel et améliorer la visibilité des repères.
    NOTE : Un nivellement précis du crâne est essentiel pour un positionnement reproductible de la canule. En tant que mesure pratique de contrôle qualité, comparer les coordonnées médiolatérales (ML) et dorsoventrales (DV) au niveau du bregma et du lambda : si le crâne est correctement nivelé, l’écart entre les deux repères ne doit pas dépasser 0,2 mm selon l’axe ML ou DV.
  5. monter le foret électrique muni d’une mèche fine sur le bras stéréotaxique et s’assurer que le bras est solidement verrouillé.
  6. positionner la mèche au niveau du bregma, puis la déplacer de 0,7 mm en arrière et de 1,4 mm latéralement vers la droite. Abaisser la mèche jusqu’à ce qu’elle entre en contact avec la surface du crâne et noter la coordonnée DV.
  7. sous observation microscopique, avancer le foret par incréments de 0,1 mm. S’arrêter immédiatement dès la perforation du crâne (l’épaisseur typique du crâne chez le rat adulte est de 0,3–0,4 mm).
  8. remplacer le foret par la canule préchargée sur le bras stéréotaxique. Actionner brièvement la pompe d’infusion jusqu’à ce qu’un liquide apparaisse juste à l’extrémité de la canule, confirmant ainsi un trajet libre pour le fluide.
  9. s’assurer que la canule est montée perpendiculairement à la surface du crâne, puis l’aligner au-dessus du trou de trépanation. Avancer la canule à une vitesse de 0,1 mm/s jusqu’à une profondeur cible finale de 3,5 mm sous la surface durale.
  10. appliquer une goutte d’adhésif tissulaire à l’interface entre la canule et le crâne. Une fois durci, fermer l’incision du cuir chevelu par des points de suture et plier doucement la canule en cuivre parallèlement à la surface du crâne afin d’éviter tout contact avec la bobine d’IRM.

3. Configuration de l'IRM et acquisition dynamique

  1. Placer la bobine émettrice de volume au centre isocentrique du scanner.
  2. Transférer l'animal dans un berceau compatible IRM en position ventrale. Connecter le système de surveillance physiologique, y compris le capteur respiratoire et la sonde de température rectale. Mettre en marche le bain d'eau chaude circulant afin de maintenir la température corporelle à ~37 °C.
  3. Assurer une anesthésie adéquate tout au long de la séance d'imagerie à l'aide d'isoflurane supplémentaire administré via un embout nasal. Ajuster la concentration d'isoflurane entre 0,25 % et 1,0 % afin de maintenir une fréquence respiratoire de 50 à 70 cycles/min.
    NOTE : L'anesthésie au kétaamine-xylazine administrée avant la chirurgie de canulation assure une sédation résiduelle lors du transfert initial vers le berceau IRM. Introduire l'isoflurane progressivement et surveiller en continu la fréquence respiratoire pendant l'acquisition.
    ATTENTION : L'isoflurane est un agent volatil présentant un risque d'inhalation ; utiliser un système de captage actif et limiter l'exposition du personnel.
  4. Placer la pompe d'infusion à l'extérieur du champ magnétique parasite, régler le débit d'infusion à 1 µL/min et la durée d'infusion à 20 min, ce qui correspond à un volume total d'infusion de 20 µL. Organiser soigneusement et fixer la ligne d'infusion le long du berceau afin d'éviter toute tension ou déplacement.
    ATTENTION : Les objets ferromagnétiques peuvent devenir des projectiles dangereux lorsqu'ils sont placés près d'un scanner IRM. Garder tout équipement incompatibles IRM à l'extérieur du champ parasite.
  5. Installer la bobine matricielle de surface directement au-dessus du crâne dorsal, centrée sur le cerveau. Placer un petit morceau de papier absorbant entre la bobine et le site de l'incision afin d'absorber tout écoulement de la plaie.
  6. Faire avancer le berceau dans l'aimant jusqu'à ce que le cerveau soit positionné au centre isocentrique. Vérifier que la ligne d'infusion et les câbles de surveillance physiologique restent libres de tout obstacle.
  7. Effectuer la configuration initiale du scanner et acquérir des images anatomiques afin de confirmer le bon positionnement de la canule.
  8. Après avoir acquis les images de référence, démarrer simultanément la pompe d'infusion et l'acquisition dynamique, puis poursuivre l'acquisition pendant une durée totale de 3 h (voir Tableau 1 pour les détails d'acquisition).

Résultats

Le poste chirurgical est configuré de manière à permettre un positionnement précis de la fraise pour atteindre le ventricule latéral (0,7 mm en arrière et 1,4 mm latéralement par rapport au bregma ; Figure 1A,D). La ligne d'infusion est composée d'une canule en cuivre de 30 mm, d'un segment de tube PE de 2 m et d'une aiguille de calibre 30 reliée à une seringue Hamilton (Figure 1B). La longueur prolongée du tube permet de placer la pompe à seringue à l'extérieur du champ parasite du scanner. Après le perçage du trépan, la ligne d'infusion préchargée est fixée sur le bras stéréotaxique, et la canule est avancée dans le ventricule latéral jusqu'à une profondeur de 3,5 mm sous la surface durale (Figure 1C). Une fois fixée, la canule est courbée parallèlement à la surface du crâne afin d'éviter tout contact avec la bobine d'IRM (Figure 1E).

Une canulation ICV réussie peut être confirmée par des images anatomiques qui résolvent clairement le système ventriculaire et le trajet de la canule, permettant une visualisation directe de l'extrémité de la canule à l'intérieur de la lumière ventriculaire, tant en vue sagittale (Figure 2A) qu'en vue axiale (Figure 2B). Ces images permettent également d'exclure les animaux dont la canule est mal positionnée lors des examens IRM-DCET, notamment en cas d'insertion insuffisante, lorsque l'extrémité s'arrête dans le corps calleux, ou d'insertion excessive, lorsque l'extrémité pénètre dans le thalamus. La distribution spatiotemporelle du traceur dans les examens IRM-DCET peut fournir une confirmation supplémentaire d'un positionnement correct de la canule, car un positionnement hors cible délivre le traceur dans le parenchyme cérébral, produisant une cinétique incompatible avec une propagation ventriculaire du traceur.

Pour les examens IRM-DCE, l'infusion intraveineuse de produits de contraste est initiée après l'acquisition de la ligne de base, et l'acquisition d'images dynamiques peut durer jusqu'à 3 h ou plus (Figure 2C). Figure 2D montre des images pondérées T1 3D représentatives acquises à différents moments après l'infusion du produit de contraste. À la fin de l'infusion de 20 min, un rehaussement est déjà visible dans le ventricule latéral infusé (controlatéral), les ventricules troisième et quatrième, ainsi que dans la citerne magnienne, reflétant une propagation rapide par flux massique du traceur le long du trajet ventriculo-sous-arachnoïdien. Un rehaussement du signal est également observé dans le parenchyme entourant le ventricule latéral controlatéral, suggérant un transport du traceur vers les tissus périventriculaire à travers la membrane épendymaire.

Une évaluation plus quantitative du transport de l'agent de contraste peut être obtenue à l'aide de techniques de cartographie paramétrique, telles que la cartographie T1 et T2 par empreinte magnétique (MRF ; Figure 3). Dans les compartiments intrathécaux, le T1 diminue rapidement pendant l'infusion, se propageant du ventricule latéral homolatéral vers les troisième et quatrième ventricules, la citerne magna présentant un léger retard dans l'apparition de l'abaissement du T1. Les agents de contraste administrés par voie intraventriculaire montrent également une pénétration étendue dans la substance du cerveau, les régions périventriculaires (proximales) présentant une réduction du T1 plus précoce et plus marquée, tandis que les régions plus distales affichent une réduction du T1 retardée et atténuée. À l’aide d’un protocole d’imagerie de 3 heures, l’élimination de l’agent de contraste de la substance cérébrale peut également être évaluée à partir de la cinétique de la récupération du T1. Ensemble, ce protocole permet une surveillance dynamique des principales phases du transport du traceur dans le LCS, incluant la distribution ventriculaire rapide, la propagation intrathécale, la capture parenchymateuse et l’élimination subséquente, le tout au cours d’une seule séance d’IRM continue.

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Figure 1 : Montage chirurgical et assemblage de la ligne d'infusion pour la canulation ICV compatible IRM. (A) Poste de travail chirurgical. Une perceuse électrique est positionnée au-dessus du champ opératoire pour le perçage du trou de trépanation. (B) Ligne d'infusion assemblée, composée d'une aiguille de calibre 30 G (flèche rouge), d'un segment de tube en polyéthylène de 2 m (flèche verte) et d'une canule en cuivre de 30 mm (flèche bleue). (C) Ligne d'infusion préchargée montée sur le bras stéréotaxique pour l'implantation de la canule. (D) Coordonnées pour l'implantation de la canule. (E) Apparence finale avant la fermeture ; la canule en cuivre est courbée parallèlement à la surface du crâne afin d'éviter tout contact avec la bobine d'IRM. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Placement de la canule et suivi dynamique du transport de l'agent de contraste après une perfusion ICV. (A,B) Visualisation du placement de la canule (flèches rouges) sur des images anatomiques en coupes sagittales et axiales, respectivement. (C) Schéma du protocole d'imagerie. (D) Images représentatives en 3D pondérées en T1 à des temps sélectionnés, en vue sagittale (haut), axiale (milieu) et coronale (bas). Échelles, 5 mm. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

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Figure 3 : Évaluation quantitative du transport du traceur par empreinte par résonance magnétique (MRF). (A) Cartes T1 (haut) et T2 (bas) reconstruites à partir de données MRF 3D à des temps sélectionnés après l'infusion ICV. Échelle, 5 mm. (B) Courbes temporelles moyennes de T1 dans les compartiments intrathécaux, incluant le ventricule latéral homolatéral (LV), le troisième ventricule (V3), le quatrième ventricule (V4) et la citerne magna (CM). La zone grise ombrée indique la période d'infusion de 20 minutes. (C) Courbes temporelles moyennes de T1 dans le tissu parenchymateux proche et éloigné de V4 et du LV homolatéral. La localisation des régions d'intérêt (ROIs) pour les courbes temporelles est indiquée en (A). Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

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Figure 4Schémas du transport du traceur dans le LCS après une perfusion ICV. (AVue sagittale montrant l'infusion du traceur via Cannule ICV et sa distribution par flux de masse subséquente à travers le système ventriculaire jusqu'à l'espace sous-arachnoïdien (flèches rouges), ainsi que son transport à travers la membrane épendymaire vers le parenchyme cérébral adjacent (flèches bleues). LV : ventricule latéral ; V3 : troisième ventricule ; V3v : troisième ventricule ventral ; V4 : quatrième ventricule ; CM : citerne magna.B) Schéma agrandi de la zone encadrée dans (A) illustrant la voie d'échange entre le LCR et le LIS. Le LCR pénètre dans le parenchyme le long de l'espace para-artériel, facilité par les canaux à eau aquaporine-4 (AQP4) exprimés sur les expansions terminales des astrocytes, circule par flux convectif à travers l'espace interstitiel, puis sort via l'espace paraveineux vers la veine de drainage. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

ParamètresIRM-DC (FLASH 3D)MRF 3D
Type de séquenceFLASH 3D pondéré en T1MRF 3D (empilement de spirales)
TR / TE (ms)20,0 / 2,710,0 / 2,0
Angle de bascule10°Variable (séquence d'angles de bascule variables)
Préparation de l'aimantationAucuneInversion ou préparation en T2 (6 segments sur 8)
Champ de vue36 × 24 × 24 mm³60 × 60 mm² (dans le plan) ; 15 mm (hors plan)
Taille de la matrice144 × 96 × 96300 × 300 (dans le plan) ; 30 (hors plan)
Résolution spatiale0,25 mm isotrope0,2 × 0,2 mm² (dans le plan) ; 0,5 mm (hors plan)
Résolution temporelle3 min/trame7 min/trame
Trajectoire de l'espace-kCartésienneTrajectoires en empilement de spirales ; 48 intercalages pour un échantillonnage complet
AccélérationAucune (moyenne simple)48 fois (24× dans le plan, 2× hors plan)
RemarqueToutes les expériences d'imagerie ont été réalisées sur un système Bruker BioSpin 9,4 T fonctionnant sur la plateforme ParaVision 360 v3.4. Une bobine volumique quadrature de 86 mm a été utilisée comme émetteur et une bobine matricielle de surface à 4 canaux comme récepteur. 

Tableau 1 : Paramètres d'acquisition de l'IRM.

Discussion

Le protocole décrit ici associe une canulation ICV à une perfusion en appareil d'imagerie et à une acquisition dynamique d'IRM, permettant une évaluation quantitative du transport des traceurs dans le liquide céphalorachidien à l'échelle de tout le cerveau au cours d'une seule séance d'imagerie. Les avantages, ainsi que les limites, de la perfusion ICV sont mieux évalués par comparaison avec la perfusion ICM. La perfusion ICM évite la canulation transparenchymateuse et est donc moins invasive. Toutefois, comme la citerne magna se situe en aval dans le trajet de la circulation du liquide céphalorachidien, la perfusion ICM, en particulier à des débits élevés, peut induire une inversion transitoire du gradient de pression qui entraîne cette circulation17. Plus important encore, les traceurs administrés par voie ICM se répartissent rapidement dans l'espace sous-arachnoïdien en aval, puis dans l'espace périvasculaire. Bien que les canaux AQP4 situés au niveau des expansions terminales des astrocytes facilitent l'échange entre liquide céphalorachidien et liquide interstitiel, ces canaux ne sont pas perméables aux agents de contraste à base de gadolinium (GBCA) en raison de leur taille moléculaire importante. En conséquence, les traceurs administrés par voie ICM produisent un rehaussement de contraste nettement moindre dans le parenchyme cérébral par rapport à la perfusion ICV15, ce qui rend la perfusion ICM moins adaptée à l'étude de l'élimination des solutés du cerveau. La perfusion ICV remédie à ces limitations en délivrant les traceurs à proximité des sites endogènes de production du liquide céphalorachidien13,14. De plus, les gradients de pression et de concentration durant la perfusion ICV favorisent le transport direct des traceurs à travers la couche épendymaire13,14,15, permettant ainsi d'utiliser ces traceurs comme marqueurs de l'élimination des déchets (Figure 4).

Plusieurs détails techniques sont essentiels pour obtenir des résultats reproductibles. Un nivellement précis du crâne est indispensable pour viser de façon constante le ventricule latéral, car la marge d'erreur autorisée lors du positionnement de la canule est très faible compte tenu de la petite taille du ventricule. L'assemblage d'une ligne d'infusion sans obstruction ni fuite est tout aussi important. La présence de bulles d'air ou d'obstructions partielles peut modifier le profil d'infusion et compromettre l'interprétation des cinétiques en phase initiale ; dans le pire des cas, une grande bulle peut obstruer complètement la ligne, entraînant un échec expérimental. Les problèmes fréquents lors de la mise en place de l'IRM incluent les fuites au niveau de l'assemblage entre la seringue et l'aiguille, qu'il est possible de réduire à l'aide de ruban étanche en PTFE, ainsi que la tension exercée sur la ligne d'infusion lors de l'insertion du berceau, qu'il convient d'éviter en fixant le tube le long du berceau afin d'empêcher tout tiraillement ou kink.

Les coordonnées cibles et la profondeur d'insertion présentées ici ont été optimisées pour des rats Wistar âgés de 12 semaines et peuvent nécessiter des ajustements selon l'âge et la souche. L'infusion ICV peut être réalisée chez la souris moyennant des modifications appropriées pour tenir compte du poids corporel plus faible et de la taille réduite des ventricules15. Le débit d'infusion et le volume total peuvent être ajustés en fonction des propriétés physicochimiques du traceur, notamment la taille moléculaire et la relaxivité ; toutefois, étant donné le faible volume des compartiments ventriculaires, des débits d'infusion élevés pourraient augmenter significativement la pression ventriculaire et doivent donc être utilisés avec précaution. De plus, la canule en cuivre utilisée dans la présente étude offre la résistance mécanique nécessaire pour pénétrer la dure-mère et traverser le parenchyme en un seul passage rectiligne. Ses propriétés ductiles facilitent également son cintrage, ce qui constitue un avantage dans les configurations d'antenne à espace limité18. Le chauffage induit par les radiofréquences est minime en raison de la courte longueur enfouie de la canule. Cependant, une dégradation excessive du cuivre peut libérer des ions cuivre libres responsables de neurotoxicité ; par conséquent, une canule en cuivre est probablement inadaptée pour une implantation chronique. Pour les configurations d'antenne pouvant accueillir une canule saillante, des cathéters en silice ou en PEEK offrent une résistance mécanique suffisante pour l'insertion tout en évitant ces problèmes de toxicité14,19,20.

L'agent de contraste utilisé ici (Gd-DOTA) a un poids moléculaire de 558,65 Da, ce qui est plusieurs fois plus élevé que celui des solutés métaboliques endogènes tels que le lactate (90 Da) et le glucose (180 Da), mais nettement inférieur à celui des agrégats protéiques plus volumineux qui sont d'intérêt dans la neurodégénérescence, comme les monomères d'amyloïde-β (~4,5 kDa) ou la protéine tau (~45–65 kDa). Cela rend les AGCC raisonnablement représentatifs des cinétiques d'élimination des solutés de petite taille, mais les résultats obtenus ne doivent pas être extrapolés directement à l'élimination des solutés macromoléculaires plus gros. De plus, comme les canaux aquaporine-4 (AQP4) ne sont pas perméables aux AGCC, les observations ne peuvent pas non plus être extrapolées directement aux échanges entre le LCR et le liquide interstitiel facilités par les AQP4.

Dans la présente étude, la procédure de canulation a été immédiatement suivie d'une séance d'imagerie afin de démontrer sa faisabilité. Il convient de noter que l'implantation de la canule peut provoquer une réponse inflammatoire susceptible de supprimer la fonction glymphatique13, et qu'une période d'attente de 24 heures permettrait le rétablissement de la fonction glymphatique à des niveaux de base21. Les chercheurs doivent tenir compte de ce facteur lors de la conception d'études visant à explorer la fonction glymphatique. Par ailleurs, une étude antérieure a signalé que l'afflux de liquide céphalorachidien est plus élevé sous anesthésie au kétaamine/xylazine que sous anesthésie à l'isoflurane18. En conséquence, le protocole actuel utilise la kétaamine/xylazine pour l'induction initiale. Toutefois, une seule dose de kétaamine/xylazine ne suffit pas à maintenir une anesthésie stable pendant toute la durée du protocole combiné de canulation et d'imagerie. Le régime anesthésique utilisé ici a été adapté d'une étude précédente ayant utilisé la dexmédétomidine associée à une faible dose d'isoflurane22. Il représente un compromis entre le maintien de la stabilité physiologique pendant un protocole prolongé et la minimisation de la suppression de la fonction glymphatique liée à l'anesthésie.

Malgré leurs avantages, les perfusions ICV présentent certaines limitations. Étant donné le faible volume de LCS crânien (~300 µL)23, seul un volume limité de traceurs peut être perfusé. De plus, le débit de perfusion (1 µL/min) est comparable au taux de production de LCS (~1,6 µL/min)23,24 ; par conséquent, une augmentation transitoire de la pression ventriculaire est attendue pendant la perfusion. La réduction du volume ou du débit de perfusion pourrait atténuer partiellement ce phénomène ; toutefois, un volume de traceur plus faible pourrait compromettre la sensibilité de détection, tandis qu’un débit de perfusion plus lent allonge la durée totale de perfusion sans réduire complètement l’augmentation de pression. Il convient donc d’être prudent lors de l’interprétation des dynamiques de transport des traceurs pendant la période de perfusion, bien que cette limitation n’empêche pas une caractérisation fiable des phases ultérieures de distribution et d’élimination. Dans leur ensemble, ce protocole de perfusion ICV compatible avec l’IRM offre une plateforme pratique et adaptable permettant de capturer l’ensemble du profil temporel du transport des traceurs dans le LCS in vivo, ouvrant ainsi de nouvelles perspectives pour l’étude de la dynamique du LCS, de l’élimination des solutés et de leurs perturbations dans les maladies.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont aucun conflit d'intérêts à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par les National Institutes of Health dans le cadre des numéros de subvention R01NS124206 et RF1AG094791. Le contenu relève uniquement de la responsabilité des auteurs et ne représente pas nécessairement les points de vue officiels des National Institutes of Health. La figure 4 a été créée avec BioRender.com.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Aiguille hypodermique 30 G × 1 po avec embase en plastiqueExel26439
Seringue étanche aux gaz de 50 µL, embout Luer (LT)Hamilton80901
Pinces anatomiques finesFine Science Tools11003-12
LCR artificielTOCRIS3525
Attane Isoflurane 1000 mg/gScanVet55226
Tuyau capillaire en cuivre, diamètre extérieur 0,32 mm × diamètre intérieur 0,16 mmNippon Tokushukan Mfg. Co., Ltd.C1220-11-109
Pince en cuivreIEUYOFEBA 1801
Bâtonnet de cotonPuritan868-WCS
Injection de Dotarem (gadotérate méglumine), 0,5 mmol/mLGuerbetNDC 67684-2001-1
PerceuseForedomModel SR
ForetFine Science Tools19007-05
Support de perceuseStoelting51630
Pinces médicales DumontFine Science Tools11252-00, 11253-20
Pommade ophtalmiqueRugbyNDC 0536
Système d'anesthésie E-Z Anesthesia EZ-7000 ClassicE-Z SystemsEZ-7000
Pinces de GraefeFine Science Tools11052-10,11152-10
Tapis chauffantBraintree Scientific5381
Kits de cautérisation à haute températureFine Science Tools18010-00
Ketaminol Vet 100 mg/mL (kétamine)Intervet International BV511519
Kits d'adhésif en silicone KWIK-SIL, faible toxicitéWorld Precision InstrumentsKWIK-SIL
Aiguille 5/8 po usage unique, stérile, 26 GBD305115
Tuyau en polyéthylène, diamètre extérieur 0,61 mm × diamètre intérieur 0,28 mmScandidactSKU252
Rompin Vet 20 mg/mL (xylazine)KVP Pharma + Veterinär Produkte GmbH148999
Lames de scalpelFine Science Tools10023-00
CiseauxFine Science Tools91460-11, 14007-14
SpaFine Science Tools10090-13
Châssis stéréotaxiqueStoelting51600U
Porte-aiguille chirurgicalAgnTho’s12502-12
Pompe à seringueNew era pump systemNE-4000
Xylocaïne 20 mg/mL (lidocaïne)AstraZeneca158543

Références

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