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Animaux et modèles de l’IGT
Toutes les procédures animales ont été approuvées par le Comité d’éthique animale de l’Institut de recherche de l’Université du Sud-Est de Suzhou (n° d’approbation SEU-IACUC-20250318007) et ont été réalisées conformément aux directives institutionnelles pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Les rats ont été recueillis et hébergés dans des conditions sans agents pathogènes spécifiques (SPF) à 25 °C avec un cycle de 12 heures de lumière et 12 heures d’obscurité. Pour les interventions nécessitant une anesthésie, les rats étaient anesthésés à l’aide d’isoflurane délivré en oxygène via une chambre d’induction et maintenus à l’aide d’un cône nasal. L’isoflurane a été utilisé à 3 % pour l’induction et 1 % pour l’entretien, la concentration étant ajustée en fonction du rythme respiratoire et de la réponse procédurale.
Une profondeur anesthésique suffisante a été confirmée avant le piquage ou l’injection par la perte du réflexe de redressement et l’absence de réponse au pincement de l’orteil. Pendant l’anesthésie, le schéma respiratoire, la position corporelle et la récupération étaient surveillés, et les animaux étaient placés sur un coussin chauffant pour maintenir la température corporelle. Les animaux étaient hébergés à 2 par cage avec un accès libre à la nourriture et à l’eau, sauf si le jeûne était nécessaire pour le test de glycémie. Après l’arrivée, les rats étaient acclimatés pendant une semaine avant l’induction du modèle. Le bien-être animal était surveillé quotidiennement, y compris l’activité générale, le toilettage, la prise alimentaire, le poids corporel, l’état du site d’injection et la récupération après anesthésie. À la fin de l’étude, les rats ont été euthanasiés selon le protocole animal approuvé. L’euthanasie a été réalisée par inhalation progressive de CO₂ remplissante, suivie d’une confirmation du décès par la méthode de la luxation cervicale. Les animaux répondant aux critères humains, notamment une perte de poids sévère, une immobilité persistante, une respiration anormale, l’incapacité à manger ou à boire, ou une détresse sévère, ont été euthanasiés immédiatement plutôt que maintenus jusqu’à la fin prévue. Des rats mâles de Sprague–Dawley de qualité spécifique sans pathogène, pesant 200 ± 20 g, ont été utilisés dans cette étude. Après une semaine d’acclimatation, les rats ont été répartis au hasard en deux groupes : les trois rats du groupe normal ont été nourris avec de la nourriture normale, tandis que les 20 rats du groupe modèle ont été nourris avec de la nourriture riche en matières grasses (50 % de base de nourriture + 10 % de saindo + 25 % de saccharose + 15 % de poussière de jaune) pendant 3 semaines. Les animaux du groupe modèle ont reçu une injection intrapéritonéale de 20 mg/kg de solution STZ à 2 % (solubilisée dans 0,1 mol/L, tampon de citrate pH 4,4) pendant 12 heures, après 12 heures de jeûne sans restriction d’eau. Ceux du groupe normal ont reçu une injection intrapéritonéale de la dose correspondante de solution tampon de citrate après avoir été nourris avec de la nourriture normale. Un test de tolérance au glucose intrapéritonéal (IPGTT) a été réalisé une semaine plus tard. Les réactifs et équipements utilisés dans cette étude sont listés dans le tableau des matériaux.
La glycémie à jeun (FPG) a été mesurée par prélèvement sanguin à la pointe de la queue des rats de chaque groupe après 12 heures de jeûne sans restriction hydrique, et 2 h de glucose postprandial (2hPG) a été enregistrée après injection intrapéritonéale de 20 % de dextrose à 20 g/kg. Dans le groupe normal, la plage FPG était de 5,1 à 6,6 mmol/L, et la plage de glucose de 2 hPG était de 7,3 à 9,4 mmol/L, contre un FPG de ≤7,0 mmol/L et une plage de 2 hPG de 10 à 16 mmol/L dans le groupe modèle. Parmi les 20 rats assignés à l’induction du modèle IGT, 18 répondaient aux critères prédéfinis de l’IGT après l’IPGTT et ont été inclus dans l’expérience d’intervention ultérieure. Deux rats ont été exclus car leurs valeurs FPG ou 2hPG dépassaient la plage IGT prédéfinie. Les 18 rats éligibles ont ensuite été répartis au hasard dans un groupe à régime riche en graisses et un groupe à régime normal, avec 9 rats par groupe. Chaque groupe de régime était ensuite divisé en trois sous-groupes : torsion par point d’acupuncture, torsion sans site d’acupuncture et insertion directe par point d’acupuncture, avec trois rats par sous-groupe. Il s’agissait d’une étude exploratoire de développement de méthodes visant à évaluer la faisabilité de combiner une intervention par acupuncture avec le suivi ratiométrique basé sur SERS dans un modèle préclinique de rats IGT. Aucun calcul formel de puissance statistique n’a été effectué. La taille du sous-groupe de trois rats a été sélectionnée en fonction de la faisabilité, des études préliminaires SERS-microaiguilles, et du principe de réduction animale. Les rats étaient assignés au hasard par l’expérimentateur ; Aucune dissimulation formelle d’allocation ni aveuglement n’a été réalisée.
Les protocoles de traitement par acupuncture ont été examinés en se référant aux recommandations de pratique clinique fondées sur des preuves pour la médecine traditionnelle chinoise, et à la faisabilité des expériences animales22. Les points d’acupuncture sélectionnés étaient Zhongwan (RN12/CV12), Shuifen (RN9/CV9), Yinjiao (RN7/CV7), Tianshu bilatéral (ST25), Shuidao bilatéral (ST28) et Zusanli bilatéral (ST36). RN12, RN9 et RN7 étaient situés sur la ligne médiane antérieure et traités comme des points intermédiaires uniques, tandis que ST25, ST28 et ST36 étaient traités bilatéralement. Les appariements de points d’acupuncture étaient basés sur ceux utilisés pour le traitement clinique de l’IGT23. L’adaptation s’est basée sur la littérature24,25, en utilisant la méthode dichotomique. Chez les rats, les points d’acupuncture étaient localisés selon des repères anatomiques et une conversion proportionnelle à partir des points d’acupuncture humains standards. Les points abdominaux RN/CV ont été identifiés le long de la ligne médiane antérieure en utilisant le processus xiphoïde, l’ombilic et la symphyse pubienne comme repères anatomiques. ST25 a été marqué bilatéralement au niveau ombilical, et ST28 a été marqué bilatéralement dans la région abdominale inférieure, à la même distance latérale de la ligne médiane antérieure. ST36 a été identifié sur le membre postérieur antérolatéral dans la région antérieure du tibial, latéralement au tubercule tibial. Les sites de comparaison adjacents non liés à l’acupuncture étaient marqués à 5 mm de latéral par rapport aux points d’acupuncture correspondants et en dehors de la ligne méridienne reconnue, tout en évitant les vaisseaux visibles, les cicatrices et les sites de perforation précédents. Avant le piquage, les rats étaient anesthésés avec de l’isoflurane selon le protocole animal approuvé et placés en position couchée sur un coussin chauffant. La peau abdominale et postérieure de chaque site cible a été rasée et désinfectée avec 75 % d’éthanol. Des microaiguilles actives par SERS étaient insérées approximativement perpendiculaires à la peau à une profondeur d’environ 10 mm. Pour les groupes de torsion des points d’acupuncture, des microaiguilles actives par SERS ont été insérées dans les points d’acupuncture sélectionnés et tournées doucement dans les deux directions pendant la période de rétention de 20 minutes. Pour les groupes non centrés sur le site d’acupuncture, la même procédure a été réalisée aux sites de comparaison non acupuncture adjacents de 5 mm. Pour les groupes à insertion directe, des microaiguilles actives par SERS ont été insérées dans les points d’acupuncture et conservées pendant 20 minutes sans torsion. Toutes les procédures de needling étaient effectuées par le même opérateur entraîné afin de minimiser la variation entre opérateurs.
Le needling a été pratiqué deux fois par jour, à 10h00 et 15h00, pendant 7 jours consécutifs. Avant chaque intervention quotidienne, la FPG était mesurée après 8 heures de jeûne sans restriction d’eau. Après chaque intervention de piquage quotidienne, les réponses de la colonne orange et de la RP ont été enregistrées. Le 7e jour, après un traitement d’acupuncture, un IPGTT a été réalisé et des valeurs de 2hPG ont été enregistrées.
Mises en garde
La streptozotocine est dangereuse et doit être manipulée comme un produit chimique toxique. Préparez la solution de streptozotocine dans une hotte chimique ou un cabinet de biosécurité certifié, tout en portant une blouse de laboratoire, des gants en nitrile, des lunettes de protection et un masque. Les seringues, aiguilles, lingettes, literie, cages et déchets animaux contaminés par la streptozotocine doivent être manipulés conformément aux procédures institutionnelles dangereuses pour les déchets biologiques et chimiques. Les aiguilles et seringues usagées doivent être immédiatement jetées dans des récipients à objets tranchants résistants aux perforations sans reboucher.
Fabrication de microaiguilles SERS actives pour la détection de la CO et de la RP
Des aiguilles d’acupuncture ont été préparéescomme indiqué précédemment 26. Des microaiguilles actives SERS ont été fabriquées à l’aide du même type d’aiguilles d’acupuncture en acier inoxydable commercial (0,25 mm × 26 mm) tout au long de l’étude. Les aiguilles étaient insérées à peu près perpendiculairement à la peau à une profondeur de 10 mm. Pour les groupes en torsion, une rotation bidirectionnelle manuelle a été appliquée doucement et de manière constante pendant 20 minutes pendant la période de rétention par le même opérateur formé. La manipulation n’était pas contrôlée par un instrument ; par conséquent, la fréquence et l’amplitude exactes de rotation n’ont pas été quantifiées. Cette limitation a été reconnue dans la Discussion.
Au départ, les aiguilles étaient trempées dans une solution PMMA à 20 % (p/v) en MMA, suivies d’un séchage à température ambiante (25 °C) pendant 1 jour. Ensuite, deux creux parallèles de taille uniforme et de forme et profondeur similaires dans la couche protectrice du PMMA (espacés de 5 mm) ont été réalisés à l’aide d’une petite lame de couteau artisanal nettoyée à l’éthanol ; ensuite, les aiguilles étaient immergées dans de l’acide sulfurique de 0,5 M servant d’électrolyte pendant 10 s pour subir une gravure électrochimique à une tension de 12 V, générant ainsi deux rainures presque circulaires aux sites de marquage. Troisièmement, après avoir rincé à trois reprises, les aiguilles ont été immergées à température ambiante pendant 24 heures dans une solution d’éthanol contenant 0,1 mol L−1 MPTES et 0,3 mol L−1 APTES, conférant ainsi une fonctionnalité sulfhydryle aux surfaces rainurées. Quatrièmement, le revêtement a été retiré en trempant l’aiguille dans le MMA. Des microaiguilles SERS-sensibles au potentiel redox ont été préparées selon une méthode27 précédemment rapportée. Le substrat SERS a été adsorbé sur l’une des rainures gravées de chaque aiguille d’acupuncture, après quoi les microaiguilles actives SERS résultantes étaient immergées dans une solution aqueuse de p-PDA à une concentration de 1 × 10-4 mol/L pendant 60 minutes à 37 °C, produisant des microaiguilles SERS sensibles à l’oxydation. Des substrats SERS à base de nanocoquilles d’or ont été synthétisés commedécrit précédemment 28. Dans le présent travail, ces microaiguilles étaient laissées goutter dans l’autre rainure de chaque aiguille d’acupuncture, puis laissées sécher naturellement. Cela a donné des microaiguilles actives par SERS avec une réponse OC et RP.
Évaluation ex vivo de la réponse OC et RP aux microaiguilles actives par SERS
Les réponses des sondes OC et RP ont été évaluées en insérant les microaiguilles actives SERS dans le tissu ex vivo. Pour vérifier la réactivité de la sonde OC aux changements oxydatifs, les spectres SERS de p-PDA ont été enregistrés avant et après l’oxydation. Des spectres des sondes redox SERS ont également été obtenus dans une solution fortement réductrice deNaBH 4 et une solution fortement oxydante de HAuCl4. La sélectivité de la sonde OC a été évaluée à l’aide d’agents réducteurs, incluant 1 × 10-4 MFeSO 4, 1 × 10-4 MNa 2SO4, et 1 × 10-4 M d’acide ascorbique, ainsi que des agents oxydants, dont 1 × 10-4 MCuSO 4, 1 × 10-4 MH 2O 2, 1 × 10-4 MFeCl 3, et 1 × 10-4 M HAuCl4. Toutes les solutions ont été préparées dans 20 mM PBS (pH 7,4), et les sondes ont été incubées avec chaque solution pendant 20 minutes à 37 °C. La robustesse des microaiguilles actives par SERS a été évaluée en enregistrant les réponses OC avant et après la réaction avec 1 × 10-4 mol/L de FeCl3 à température ambiante. Ces tests ex vivo et basés sur la solution ont été utilisés pour confirmer la réactivité de la sonde dans des conditions contrôlées. Cependant, ils ne reproduisent pas entièrement la complexité du microenvironnement tissulaire in vivo, où la variation locale du pH, l’adsorption des protéines, les composants de la matrice extracellulaire et d’autres substances biologiques peuvent affecter les signaux SERS. Ainsi, les lectures in vivo de l’OC et du RP ont été interprétées comme des indices SERS relatifs associés au redox plutôt que comme des mesures biochimiques indépendantes de la matrice.
Détection de la CO et RP dans les sites d’acupuncture et non acupuncture
Pour évaluer la performance des sondes OC et RP aux points d’acupuncture et non, les microaiguilles actives par SERS ont été insérées dans des rats sains aux points d’acupuncture ST36 et RN12, et à 5 mm adjacents à chacun de ces points, à une profondeur d’environ 10 mm, pendant la même durée.
Effets de la torsion de l’aiguille sur la détection de l’OC et du RP
Pour évaluer la réactivité des sondes OC et RP sous différentes techniques de needling, des microaiguilles actives par SERS ont été insérées dans les points d’acupuncture ST36 et RN12 et 5 mm adjacentes à ces points chez des rats sains, jusqu’à une profondeur d’environ 10 mm. À chaque point d’acupuncture, une aiguille était tordue, tandis que l’aiguille correspondante adjacente à la pointe ne l’était pas, et inversement (une aiguille adjacente au point d’acupuncture était torsadée, alors que sa pendant au point d’acupuncture ne l’était pas). Les signaux SERS des sondes ont été collectés au même moment d’insertion pour chaque aiguille.
Modifications du CO et du RP chez les rats atteints de TGI concernant les points d’acupuncture, la torsion de l’aiguille et les conditions alimentaires
Pour évaluer les effets des points d’acupuncture, de la torsion d’aiguille et des conditions alimentaires sur le CO et le RP des rats porteurs d’IGT, les rats du groupe régime riche en graisses ont été répartis au hasard en trois groupes (A1, A2 et A3 ; trois rats dans chaque groupe), tout comme ceux du groupe alimentaire normal (groupes B1, B2 et B3 ; trois rats dans chaque groupe). Pour les rats des groupes A1 et B1, des microaiguilles actives par SERS étaient insérées dans les points d’acupuncture après sédation et tordues pendant 20 minutes ; la même procédure a été réalisée pour les rats des groupes A2 et B2, sauf que les microaiguilles ont été insérées à 5 mm à côté des points d’acupuncture. Pour les rats en A3 et B3, les microaiguilles actives par SERS étaient insérées dans les points d’acupuncture du rat sans se tordre ; Les aiguilles sont restées en place pendant 20 minutes. Le needling était pratiqué deux fois par jour, à 10h00 et 15h00, pendant 7 jours. Avant chaque intervention, un glucomètre était utilisé pour enregistrer les valeurs de FPG pour chaque groupe de rats (après jeûne mais sans restriction d’eau pendant 8 heures). Après chaque jour de needling, les réponses OC et RP ont été mesurées et enregistrées. Au jour 7, après acupuncture, une IPGTT a été réalisée sur chaque groupe de rats, et des valeurs de 2hPG ont été enregistrées.
Caractérisation et mesure
La morphologie des microaiguilles actives par SERS a été examinée à l’aide de microscopie électronique à balayage (MEB). Les spectres SERS ont été acquis à 25 °C, à l’aide d’un spectromètre Raman configuré avec un objectif de 50× longue distance de travail (NA : 0,5) et un laser de 785 nm. Pour toutes les mesures, le temps d’acquisition était de 10 s, et le système Raman fonctionnait à une puissance laser nominale de 600 μW sous la même configuration optique. La puissance réelle du laser délivrée à la surface tissulaire n’a pas été directement mesurée dans cette étude. Par conséquent, les spectres SERS ont été utilisés pour des comparaisons relatives entre groupes sous des paramètres d’acquisition identiques, et aucune conclusion n’a été tirée concernant la sécurité photothermique absolue des tissus. Les rapports d’intensité de deux sondes SERS ont été calculés selon l’approche suivante : le rapport des valeurs d’intensité à 1450 cm−1 à 1500 cm−1 a été désigné comme indicateur pour la CO (I1450 cm−1/I1500 cm−1), après soustraction de l’intensité à 1700 cm−1 (en arrière-plan) de chacun des deux pics, respectivement, comme dans les rapports précédents, 17 ; et en utilisant I1606 cm−1/I1666 cm−1 comme indicateur de RP, l’intensité à 1700 cm−1 (en arrière-plan ) a été soustraite de chacun des deux pics, respectivement. Les valeurs calculées de I1450 cm−1/I1500 cm−1 et I1606 cm−1/I1666 cm−1 ont été analysées comme indices relatifs dérivés du SERS des réponses associées à OC et RP, respectivement. Ces rapports ont été utilisés pour comparer les variations entre groupes et points temporels sous des paramètres d’acquisition identiques.
Aucune courbe d’étalonnage externe n’a été établie dans la présente étude pour convertir ces rapports en concentrations absolues d’espèces oxydatives ou en valeurs absolues électrochimiques du potentiel redox. Chaque spectre a été enregistré deux fois à cinq points différents de la sonde SERS dans trois échantillons réplicatifs. Origin était utilisé pour traiter les données et produire des graphiques. Pour minimiser la variabilité liée à l’acquisition, la même longueur d’onde laser, objectif, temps d’acquisition, réglage de puissance laser et flux de travail de traitement spectral ont été appliqués à tous les groupes. Les effets photothermiques ou photochimiques potentiels causés par l’irradiation laser n’ont pas été quantifiés de manière indépendante et sont reconnus comme une limitation. Les données statistiques sont présentées sous forme de moyenne ± d’erreur standard de la moyenne (MEB). La taille de l’échantillon et le test statistique utilisé pour chaque expérience ou panel de figures sont spécifiés dans les légendes correspondantes. Pour les expériences de validation de sonde ex vivo , la sonde SERS ou microaiguille préparée indépendamment était utilisée comme unité d’analyse. Pour les analyses in vivo de la glycémie et de l’indice SERS, le rat a été utilisé comme unité d’analyse biologique. Les spectres collectés à partir de plusieurs points sur la même sonde ont été considérés comme des mesures techniques et moyennés avant analyse au niveau du groupe. Les analyses statistiques ont été réalisées à l’aide du logiciel SPSS. Des comparaisons entre groupes ont été réalisées à l’aide des tests statistiques indiqués dans les figures correspondantes. Les mesures sérieuses de glycémie à jeun et d’indice SERS sur la période d’intervention de 7 jours ont été interprétées comme des tendances longitudinales exploratoires en raison de la petite taille des sous-groupes, et aucun modèle formel à mesures répétées ou à effets mixtes n’a été appliqué. La signification statistique a été définie comme p < 0,05. *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001.