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Article de méthode

Un protocole optimisé pour le modèle de sténose valvulaire aortique induite par fil-guide chez la souris

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DOI :

10.3791/72218

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21 août 2026

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1Laboratory of Cardiac Structure and Function, Institute of Cardiovascular Diseases, West China Hospital, Sichuan University, 2Department of Cardiology, West China Hospital, Sichuan University, 3Cardiac Structure and Function Research Key Laboratory of Sichuan Province, West China Hospital, Sichuan University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit un modèle optimisé de sténose valvulaire aortique induite par fil-guide chez des souris C57BL/6. Une plateforme de soutien vasculaire personnalisée imprimée en 3D permet un contrôle précis de l'hémorragie, offrant un taux de survie de 95 % à 24 heures (19/20) et un taux de réussite global du modèle de 90 % à 4 semaines (18/20).

Résumé

La sténose valvulaire aortique (SVA) est une maladie cardiovasculaire majeure dont la prévalence augmente dans les populations vieillissantes, mais la rareté des tissus valvulaires malades limite fortement les études mécanistiques et le développement de traitements. Ce protocole établit et optimise un modèle murin reproductible de SVA en améliorant la méthode d’endommagement valvulaire induit par fil guide de Honda grâce à une gestion contrôlée de l’hémorragie. Des souris C57BL/6 mâles et femelles subissent une lésion valvulaire aortique induite par fil guide ; la procédure est affinée à l’aide d’une plateforme de soutien vasculaire personnalisée imprimée en 3D, permettant un contrôle précis de l’hémorragie lors de l’insertion et du retrait du fil guide. Les critères d’évaluation comprennent la survie à 24 heures, l’évaluation échocardiographique à 4 semaines et la validation histopathologique. Le protocole optimisé atteint un taux de survie à 24 heures de 95 % (19 animaux sur 20) ; parmi les survivants, 94,7 % (18 sur 19) répondent au critère prédéfini de succès hémodynamique à 4 semaines, ce qui donne un taux global de succès du modèle de 90 % (18 sur 20 animaux), confirmé par échocardiographie et analyse histologique. Ce modèle standardisé fournit une plateforme fiable et reproductible pour étudier les mécanismes de dégénérescence valvulaire et évaluer des interventions thérapeutiques candidates.

Introduction

Les maladies valvulaires cardiaques restent une charge médicale importante tant dans les pays développés que dans les pays en développement, leur prévalence augmentant parallèlement au vieillissement de la population1. Bien que le remplacement valvulaire aortique percutané (TAVI) ait transformé le traitement du rétrécissement aortique sévère2,3, les mécanismes cellulaires et moléculaires responsables de la dégénérescence valvulaire ne sont encore que partiellement compris, et aucun traitement pharmacologique approuvé n'existe pour ralentir ou inverser la progression de la maladie4,5. Un obstacle majeur dans la recherche sur les maladies valvulaires est la disponibilité limitée de tissus pathologiques pour l'investigation6,7. Les prélèvements de valves aortiques humaines sont difficiles à obtenir en quantité suffisante, et les modèles animaux reproduisant fidèlement les modifications valvulaires pathologiques ont été tout aussi rares8. Ce manque a stimulé des efforts soutenus pour développer des modèles animaux capables de reproduire les caractéristiques hémodynamiques et histologiques du rétrécissement valvulaire aortique (AVS).

Les approches alimentaires classiques, telles qu'une alimentation prolongée riche en lipides chez des souris ApoE⁻/⁻, nécessitent 20 à 24 semaines et offrent des taux de réussite faibles, seules quelques rares animaux développant un phénotype sténosant définitif9,10,11,12. Le modèle de lésion valvulaire induite par un fil-guide, décrit par Honda et al., a permis de surmonter bon nombre de ces limites en endommageant mécaniquement les feuillets valvulaires par accès artériel carotidien13. La technique initiale implique une dissection de l'artère carotide, le passage rétrograde du fil-guide jusqu'à la valve aortique, des grattages répétés des feuillets et une rotation du fil, entraînant des modifications hémodynamiques rapides en quelques jours et un phénotype sténosant stable au bout de 4 semaines13,14,15,16. En raison de sa rapidité relative et de sa simplicité, la méthode de Honda a été largement adoptée dans les recherches récentes sur les valves. Toutefois, plusieurs lacunes importantes persistent. Les détails complets de la procédure n'ont pas été entièrement documentés dans la littérature, l'absence de standardisation entre laboratoires est notable, et le rôle du contrôle de l'hémorragie — un facteur majeur de morbidité périopératoire dans ce modèle — n'a jamais été abordé de manière systématique. Ces incohérences réduisent la reproductibilité et limitent la transposition clinique.

On a émis l'hypothèse qu'une optimisation systématique du contrôle de l'hémorragie pourrait améliorer de manière significative la survie périopératoire et la fiabilité du modèle. Ce protocole présente une approche améliorée et standardisée qui s'appuie sur la méthode de Honda en introduisant une plateforme de soutien vasculaire personnalisée, fabriquée par impression 3D. Le dispositif permet d'appliquer une tension longitudinale réglable sur l'artère carotide, assurant une hémostase temporaire complète pendant l'insertion et le retrait du fil-guide, sans écraser le vaisseau. Grâce à cette approche, le protocole optimisé atteint un taux de survie à 24 heures de 95 % (19 animaux sur 20) ; parmi les survivants, 94,7 % (18 sur 19) satisfont au critère prédéfini de succès hémodynamique à 4 semaines, ce qui donne un taux global de succès du modèle de 90 % (18 animaux sur 20). Une documentation détaillée étape par étape est fournie afin de faciliter la reproductibilité entre différents laboratoires.

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Protocole

REMARQUE : Toutes les procédures animales décrites dans ce protocole ont été réalisées conformément au Guide pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire et ont été approuvées par le Comité institutionnel de soins aux animaux et d'utilisation (IACUC) de l'Hôpital de l'Ouest de Chine (Protocole n° 20240311055). Des souris mâles C57BL/6 (8 à 10 semaines ; environ 22 à 25 g) et des souris femelles C57BL/6 (8 à 10 semaines ; environ 18 à 20 g) ont été utilisées tout au long de l'étude. Tous les matériaux, réactifs, instruments, logiciels et dispositifs personnalisés utilisés dans ce protocole, y compris la plateforme de soutien vasculaire personnalisée imprimée en 3D, sont répertoriés dans le Tableau des matériaux.

1. Préparation préopératoire et incision chirurgicale

  1. Anesthésier la souris à l'aide d'isoflurane (3 % pour l'induction, 1,5–2 % pour le maintien) vaporisé dans de l'oxygène pur. Confirmer une profondeur anesthésique adéquate en vérifiant l'absence de réflexe de retrait podal (pincement des orteils).
    PRÉCAUTION : L'isoflurane est un anesthésique volatil. L'utiliser avec un système de captage actif ou dans un endroit bien ventilé, porter des EPI appropriés et suivre les procédures de sécurité institutionnelles.
  2. Appliquer un onguent ophtalmique sur les deux yeux. Placer la souris en position supine sur une plateforme chirurgicale régulée en température, maintenue à 37 °C.
  3. Préparer le champ opératoire en éliminant les poils de la région cervicale antérieure à l'aide d'une crème dépilatoire chimique.
  4. Désinfecter la peau selon trois cycles alternés de povidone-iodée (ou de chlorhexidine) et d'alcool à 70 % (ou de sérum physiologique stérile tiède), en terminant par l'antiseptique.
  5. Infiltrer 0,5 % de lidocaïne par voie sous-cutanée le long de la ligne d'incision prévue, afin d'assurer une analgésie locale préventive.
  6. Puis pratiquer une incision cutanée longitudinale médiane (environ 1,0–1,5 cm) au niveau du cou antérieur, légèrement décalée vers la droite par rapport à la ligne médiane trachéale, à l'aide de microscissors.
    PRÉCAUTION : Les microscissors, aiguilles, fils guide et autres objets tranchants peuvent provoquer des blessures. Les manipuler avec précaution et jeter les objets tranchants usagés dans des conteneurs homologués.

2. Isolement du vaisseau et pose du point de suture

  1. Sous un stéréomicroscope chirurgical, exposer l'artère carotide commune droite (RCCA) par une dissection émoussée à travers les couches fasciales et musculaires superficielles. Séparer soigneusement la RCCA du nerf vague adjacent et des tissus conjonctifs environnants, en prenant garde d'éviter toute irritation mécanique du nerf vague.
    REMARQUE : Garder les glandes salivaires et les tissus exposés humidifiés avec une solution saline stérile tiède tout au long de l'intervention afin d'éviter la dessiccation.
  2. Ligaturer de façon permanente l'extrémité distale de la RCCA à l'aide d'un fil de soie 6-0 noué en un nœud solide et non glissant.
  3. Placer un nœud coulant lâche en fil de soie 6-0 autour du segment proximal de la RCCA, en le laissant desserré pour une utilisation ultérieure lors de l'insertion du fil-guide.

3. Application de la plateforme et artériotomie

REMARQUE : Avant la chirurgie, stériliser la plateforme imprimée en 3D à l'aide d'un gaz d'oxyde d'éthylène (EtO), puis assurer une aération adéquate, et stériliser tous les instruments chirurgicaux en métal par autoclavage.

ATTENTION : L'oxyde d'éthylène est toxique, inflammable et cancérigène. Utiliser la stérilisation à l'EtO uniquement dans des installations agréées, assurer une aération adéquate et suivre les procédures institutionnelles de gestion des déchets.

  1. Insérez soigneusement la plateforme de soutien vasculaire imprimée en 3D sous le segment isolé de l'artère carotide céphalique droite (RCCA), en positionnant l'apex en forme de V inversé directement sous le vaisseau.
  2. Ajustez lentement la plateforme pour augmenter la tension longitudinale sur la RCCA en engageant les fils pré-placés dans des encoches latérales de plus en plus hautes.
    NOTE : L'apex en forme de V inversé est conçu avec un angle de 120° afin de s'adapter à la courbure du vaisseau sans écraser la paroi. Cessez d'augmenter la tension au moment précis où le pouls artériel n'est plus perceptible visuellement. Ce critère visuel critique assure une hémostase temporaire sans lésion excessive du vaisseau.
  3. Pratiquez une petite artériotomie transversale (environ la moitié de la circonférence du vaisseau) sur le segment de RCCA stabilisé à l'aide de ciseaux microchirurgicaux. Une saignée minimale, voire inexistante, devrait survenir si la tension a été correctement réglée.

4. Insertion du guide-fil et lésion de la valve

  1. Sous visualisation microscopique, insérer le fil-guide (diamètre de 0,014 pouce / 0,36 mm) dans la lumière artérielle par l'artériotomie transversale, en direction rétrograde vers la racine aortique.
    NOTE : Ce calibre est standard dans les modèles publiés d'endommagement par fil-guide et correspond approximativement au diamètre luminal de l'ACCI murin (~0,4–0,5 mm), ce qui donne un rapport fil-guide/vaisseau d'environ 0,7–0,9.
    ATTENTION : Le fil-guide peut perforer les vaisseaux ou les tissus environnants. L'avancer lentement sous visualisation et jeter les fils-guides usagés comme déchets tranchants ou déchets chirurgicaux contaminés.
  2. Serrer le nœud coulant proximal préalablement mis en place autour du vaisseau et du fil-guide afin d'obtenir une hémostase complète au site d'insertion. Une fois le nœud coulant fixé, retirer soigneusement la plateforme imprimée en 3D située sous le vaisseau.
    NOTE : En cas de saignement inattendu pendant l'insertion, ou si le diamètre du fil-guide crée une friction excessive, repositionner temporairement la plateforme pour faciliter l'hémostase, ou réduire légèrement la tension de la plateforme afin de permettre l'expansion de la lumière du vaisseau avant de réitérer l'insertion.
  3. Avancer soigneusement le fil-guide en direction rétrograde à travers l'ACCI, au-delà de l'arc aortique, et vers la valve aortique. Sous guidage échocardiographique en temps réel, confirmer que l'extrémité du fil-guide a franchi la valve aortique et pénétré dans le ventricule gauche.
  4. Avec le nœud coulant proximal complètement serré pour maintenir l'hémostase, réaliser l'endommagement mécanique de la valve en effectuant 100 mouvements de va-et-vient (poussée-traction) à travers la valve aortique, suivis de 100 mouvements rotatifs du fil-guide contre les feuillets valvulaires.
    NOTE : Les 100 mouvements de va-et-vient et les 100 mouvements rotatifs ont été établis par une optimisation interne approfondie comme les valeurs offrant le meilleur compromis entre durée de la procédure et induction fiable d'une sténose hémodynamiquement significative.

5. Retrait du fil guide et fermeture de la plaie

  1. Une fois l'endommagement de la valve terminé, retirer lentement le fil-guide du vaisseau.
  2. Transformer immédiatement le nœud coulissant proximal en un nœud permanent non glissant afin de ligaturer l'artère carotide commune proximale (RCCA) et prévenir tout saignement postopératoire.
  3. Fermer l'incision cutanée par des points séparés en soie nylon 5-0 ou par des agrafes chirurgicales.
  4. Ne pas administrer d'anti-inflammatoires non stéroïdiens (AINS) postopératoires. Ne pas administrer d'antibiotiques périopératoires, car la procédure est réalisée en conditions aseptiques.
  5. Transférer l'animal dans une cage de récupération propre et chauffée, et le surveiller en continu jusqu'à ce que la marche complète soit rétablie.

6. Évaluation échocardiographique de l'hémodynamique transvalvulaire

  1. Effectuer une évaluation échocardiographique sur toutes les souris survivantes à 4 semaines post-opératoire afin d'évaluer la gravité de la sténose valvulaire aortique.
  2. Induire l'anesthésie en plaçant l'animal dans une chambre d'induction contenant 3 % d'isoflurane dans de l'oxygène pur. Confirmer la profondeur d'anesthésie en vérifiant l'absence de réflexe de retrait plantaire. Épiler la paroi thoracique antérieure à l'aide d'une crème dépilatoire chimique. Appliquer une pommade ophtalmique sur les deux yeux afin de prévenir la dessiccation cornéenne.
  3. Transférer la souris anesthésiée sur une plateforme d'imagerie régulée en température, en position dorsale.
  4. Fixer les pattes aux électrodes électrocardiographiques (ECG) de surface afin d'assurer une surveillance continue de la fréquence cardiaque. Ajuster la concentration d'isoflurane (généralement entre 1,0 et 1,5 %) pour maintenir une fréquence cardiaque physiologique stable comprise entre 450 et 550 battements par minute.
  5. Nettoyer la paroi thoracique antérieure et appliquer une couche généreuse de gel de couplage acoustique préalablement réchauffé.
  6. Acquisition d'images en mode B
    1. À l'aide d'un système d'échographie Vevo 3100 équipé d'un transducteur MX550D (40 MHz), appuyer sur le bouton Mode B pour commencer l'imagerie en deux dimensions en temps réel.
    2. Positionner le transducteur en position paraesternale gauche afin d'obtenir une vue long-axe paraesternale du ventricule gauche, de la valve aortique et de l'aorte ascendante. Optimiser la profondeur, la largeur et le gain en mode 2D.
  7. Acquisition en mode M et mesure du ventricule gauche
    1. À partir de la vue long-axe paraesternale, appuyer sur le bouton Mode M. Positionner la ligne d'échantillonnage à travers le ventricule gauche au niveau des muscles papillaires.
    2. Appuyer sur Démarrer pour commencer l'acquisition. Une fois qu'un tracé stable couvrant au moins trois cycles cardiaques est obtenu, appuyer sur Enregistrer.
    3. Dans Vevo LAB, utiliser l'outil Traçage VG pour tracer l'endocarde en fin de diastole et en fin de systole, puis enregistrer les dimensions internes du ventricule gauche, ainsi que les épaisseurs des parois antérieure et postérieure (LVAWd, LVPWd) et la masse du ventricule gauche.
  8. Repositionner et orienter le transducteur afin d'obtenir une vue dédiée de l'arc aortique.
    ​REMARQUE : L'obtention de cette vue spécifique de l'arc aortique est essentielle pour des mesures précises de la vitesse transvalvulaire, car elle permet un alignement optimal du faisceau ultrasonore avec la direction du flux sanguin à travers la valve aortique.
  9. Évaluation par Doppler couleur
    1. À partir de la vue de l'arc aortique, appuyer sur le bouton Couleur. Positionner la zone colorée sur la valve aortique et la portion proximale de l'aorte ascendante.
    2. Régler l'échelle de couleur et le gain de manière à visualiser clairement le jet systolique sans phénomène d'aliasing. Appuyer sur Démarrer, puis sur Enregistrer.
  10. Mesure de la vitesse Doppler en onde pulsée
    1. Appuyer sur le bouton Doppler en onde pulsée (PW). Placer la zone d'échantillonnage au niveau du point le plus étroit du jet (vena contracta) et appliquer une correction d'angle (<60°).
    2. Appuyer sur Démarrer pour lancer l'enregistrement spectral ; une fois que trois cycles cardiaques au moins sont enregistrés, appuyer sur Enregistrer. Dans Vevo LAB, mesurer la vitesse transvalvulaire maximale à l'aide de l'outil Vitesse maximale, en moyennant au moins trois cycles.

7. Traitement histologique et coloration de la racine aortique

  1. Après l'évaluation échocardiographique, confirmez une anesthésie profonde en vérifiant l'absence totale du réflexe de retrait plantaire. Réalisez une dislocation cervicale comme méthode secondaire d'euthanasie, conformément aux lignes directrices de l'AVMA pour l'euthanasie des animaux (édition 2020) et aux protocoles approuvés par l'établissement.
    ATTENTION : Les cadavres d'animaux, les tissus excisés et les matériaux contaminés par le sang constituent des déchets biologiques/animales. Éliminez-les conformément aux réglementations institutionnelles de biosécurité et des installations animales.
  2. Réalisez une thoracotomie à l’aide de microciseaux chirurgicaux afin d’exposer le cœur.
  3. Insérez une aiguille de perfusion dans l’apex du ventricule gauche et rincez la circulation systémique avec du tampon salin phosphate stérile (PBS) froid. Une perfusion réussie se manifeste par un blanchissement du foie et des poumons.
  4. Excisez le cœur intact et immergez-le dans du paraformaldéhyde (PFA) à 4 % à température ambiante pendant au moins 24 heures afin d’assurer une fixation complète.
    ATTENTION : Le paraformaldéhyde est toxique et irritant. Manipulez le PFA à 4 % sous une hotte chimique en portant des équipements de protection individuelle (EPI) appropriés, et éliminez les déchets de PFA comme déchets chimiques dangereux.
  5. Transférez le tissu fixé vers un processeur automatique de tissus pour une déshydratation séquentielle à l’aide d’une série d’éthanol à concentration croissante, suivie d’un éclaircissement au xylène et d’une infiltration de paraffine à 65 °C.
    ATTENTION : Le xylène est inflammable et toxique, et la paraffine chaude peut provoquer des brûlures. Manipulez le xylène sous une hotte ou dans un processeur homologué, et éliminez les déchets contenant du xylène comme déchets chimiques dangereux.
  6. Incluez les cœurs traités dans des blocs de paraffine.
    REMARQUE : L’orientation correcte du cœur lors de l’inclusion est essentielle. Positionnez le cœur de manière à permettre des coupes transversales au niveau de la racine aortique, passant par les trois feuillets valvulaires.
  7. À l’aide d’un microtome rotatif, réalisez des coupes transversales en série d’une épaisseur de 4 à 5 µm au niveau du plan de la valve aortique, en veillant à inclure les trois feuillets. Montez les coupes sur des lames de verre et conservez-les à température ambiante.
  8. Réalisez une coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E) sur des lames sélectionnées afin d’évaluer la morphologie tissulaire, le remodelage structural et l’épaisseur des feuillets valvulaires.
  9. Réalisez une coloration de Von Kossa sur des coupes en série adjacentes afin de détecter et de quantifier la calcification dystrophique, identifiable sous forme de dépôts minéraux brun foncé à noirs au sein des feuillets valvulaires.

8. Procédure chirurgicale factice

REMARQUE : Cette section décrit la procédure de contrôle Sham. Les souris Sham subissent la même anesthésie, préparation cutanée, exposition du vaisseau, artériotomie et insertion rétrograde du guide-fil que le groupe soumis à la lésion aortique par fil (AWI) ; le guide-fil est avancé jusqu'au niveau sus-valvulaire, mais n'est pas passé au-delà de la valve aortique, et aucune lésion valvulaire mécanique n'est réalisée.

  1. Anesthésier la souris et préparer le champ opératoire comme décrit aux étapes 1.1 à 1.5.
  2. Sous visualisation au microscope stéréoscopique, exposer l'ACCI par dissection émoussée comme décrit à l'étape 2.1.
  3. Ligaturer de façon permanente l'extrémité distale de l'ACCI avec un fil de soie 6-0 et placer un nœud coulant lâche proximal (comme aux étapes 2.2–2.3).
  4. Réaliser l'artériotomie transversale et insérer le fil-guide comme décrit aux étapes 3.1–4.2.
  5. Avancer le fil-guide en direction rétrograde jusqu'au niveau sus-valvulaire de l'aorte ascendante sous guidage échocardiographique, en confirmant que l'extrémité du fil-guide ne traverse PAS la valve aortique.
    REMARQUE : Ne PAS effectuer les mouvements de lésion valvulaire par poussée-traction ou rotation décrits à l'étape 4.4. Retirer le fil-guide et ligaturer immédiatement l'ACCI proximal comme décrit aux étapes 5.1–5.2.
  6. Fermer l'incision cutanée par des points séparés en fil de nylon 5-0 ou des agrafes cutanées.
    REMARQUE : Comme pour le groupe AWI, une analgésie peropératoire est assurée par une infiltration locale de lidocaïne (étape 1.5). Transférer l'animal dans une cage de récupération chauffée et le surveiller jusqu'à ce qu'il soit complètement ambulatoire.
  7. Soumettre les souris Sham à une surveillance postopératoire identique, à une évaluation échocardiographique à 4 semaines et à un traitement histologique identique à celui du groupe AWI.

9. Analyse statistique et conception de l'étude

  1. Au cours de l'étude, 20 souris (10 mâles, 10 femelles) ont subi la procédure AWI, et 6 souris C57BL/6 (3 mâles, 3 femelles) ont subi la procédure Sham.
  2. Mesurer la vitesse maximale transvalvulaire (critère définissant la réussite du modèle) chez tous les animaux survivants (19 AWI, 6 Sham).
  3. Analyser les indices échocardiographiques et histologiques détaillés dans un sous-groupe prédéfini de 6 souris AWI équilibré par sexe (3 mâles, 3 femelles).
  4. S'assurer que toutes les mesures échocardiographiques et histologiques sont effectuées par des investigateurs aveugles à l'affectation des groupes.
  5. Évaluer la normalité des données à l'aide du test de Shapiro-Wilk avant tout test paramétrique. Comparer deux groupes indépendants (AWI contre Sham) à l'aide d'un test t de Student non apparié bilatéral.
  6. Analyser et représenter les données de survie à l'aide de la méthode de Kaplan-Meier.
  7. Effectuer toutes les analyses avec GraphPad Prism. Présenter les données sous la forme moyenne ± ESM, une valeur de p < 0,05 étant considérée comme statistiquement significative.

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Résultats

Développement d'une plateforme imprimée en 3D pour le contrôle de l'hémorragie

Pour remédier aux hémorragies périopératoires—la principale source de morbidité et de mortalité dans le modèle conventionnel d'AVS induite par un fil-guide—une plateforme de soutien vasculaire imprimée en 3D a été conçue (Figure 1). La plateforme a été fabriquée par impression en stéréolithographie (SLA) à partir d'une résine photosensible biocompatible (conforme aux no...

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Discussion

Ce protocole fournit une description détaillée d'un modèle animal stable et sûr de sténose aortique. Une caractéristique de cette approche est une plateforme auxiliaire facilitant l'insertion du fil-guide dans l'artère carotide commune. La plateforme est fabriquée par impression stéréolithographique (SLA) à partir d'une résine photopolymère biocompatible (épaisseur structurelle de 1,07 mm) et comporte une surface apicale en forme de V inversé avec un angle au sommet de 120° ; le fichier de conception complet est libremen...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun intérêt financier concurrent ni conflit d’intérêts.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par le projet national majeur de sciences et technologies sur les maladies chroniques non transmissibles (2026ZD0554300) ; le Fonds national des sciences naturelles de Chine (U23A20395, 82170375, 82500455) ; le Fonds des sciences naturelles de la province du Sichuan (2026NSFSC0552) ; les fonds de recherche fondamentale pour les universités centrales ; les projets scientifiques et technologiques de la région autonome du Tibet, Chine (XZ202501ZY0120) ; et le projet « 1.3·5 » de l'Hôpital de l'Ouest, Université du Sichuan (ZYGD23021, 23HXFH009). Les auteurs remercient Qipu Feng (Centre d'expérimentation animale, Hôpital de l'Ouest, Université du Sichuan) pour son aide en échographie chez les petits animaux.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Plateforme de soutien vasculaire imprimée en 3DPersonnaliséN/DPlateforme de soutien vasculaire personnalisée imprimée en 3D ; fichier CAO supplémentaire fourni au format .stp.
Paraformaldéhyde à 4 %ServicebioG1101-3MLFixation des tissus
Filet de suture en nylon 5-0Jinhuan MedicalF503Fermeture cutanée par points séparés
Filet de suture en soie 6-0Jinhuan MedicalRC411Ligation permanente de l'ACRC distale et nœud coulissant proximal
Gel de couplage acoustique (préchauffé)KepplerKL-250Échocardiographie
Résine biocompatible photopolymérisableFormlabsRS-F2-BMCL-01Matériau d'impression SLA utilisé pour fabriquer la plateforme de soutien vasculaire personnalisée imprimée en 3D.
Souris C57BL/6 (8–10 semaines ; mâles 22–25 g, femelles 18–20 g)GemPharmatechC57BL/6Les deux sexes sont utilisés ; élevage en conditions standard
Gaz d'oxyde d'éthylèneUnité de stérilisation institutionnelleN/DStérilisation de la plateforme de soutien vasculaire personnalisée imprimée en 3D.
FreeCADFreeCAD Project Association1.1.1Visualisation CAO et génération du dessin structural 3D à partir du fichier .stp.
GraphPad PrismGraphPad Software9.0Analyse statistique et représentation graphique
Guide-fil, diamètre 0,014 pouceBoston ScientificH749393071900Lésion mécanique de la valve aortique
Kit de coloration hématoxyline-éosine (H&E)BeyotimeC0105SMorphologie et épaisseur des feuillets valvulaires
IsofluraneRWD Life ScienceR510-22-2Induction à 3 % ; entretien à 1,5–2 % dans O2 à 100 %
LidocaïneGroupe pharmaceutique de ShijiazhuangH14024045Infiltration locale préemptive au site d'incision (0,5 %, étape 1,5)
Ciseaux microchirurgicauxRWD Life ScienceF11022-11Incision cutanée, artériotomie, thoracotomie
Transducteur MX550D (40 MHz)FUJIFILM VisualSonicsMX550DÉchocardiographie
Crème dépilatoire NairNair255 gPour épilation de la région cervicale antérieure et de la paroi thoracique
Solution tamponnée au phosphate (PBS)ServicebioG4202-100MLPerfusion
Microtome rotatifLeica BiosystemsRM2125 RTSSérialisation en coupes de 4–5 µm
Stéréomicroscope (chirurgical)OlympusSZX7Isolation des vaisseaux et microchirurgie
Système d'échographie haute résolution Vevo 3100FUJIFILM VisualSonicsVevo 3100Échocardiographie
Kit de coloration de Von KossaServicebioG1043-20MLDétection de la calcification dystrophique
XylèneSociété des réactifs chimiques de Nanjing, Ltd.C0430530209Clarification des tissus lors du traitement à la paraffine.

Références

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