Cette étude présente un flux de travail intégré de visualisation combinant la collecte et le traitement standardisés du liquide de lavage bronchoalvéolaire, un panel cytométrique à sept marqueurs, un dosage multiplex de 13 analytes pour les cytokines et un pipeline d'analyse unifié.
Article de recherche
Visualisation intégrée du recrutement des neutrophiles et du profilage des cytokines inflammatoires dans le liquide de lavage broncho-alvéolaire
Dans cet article
Résumé
Résumé
Le liquide de lavage broncho-alvéolaire (BALF) est la matrice d'échantillonnage la plus directement accessible pour l'étude de l'inflammation des voies respiratoires inférieures, mais les analyses conventionnelles reposent sur la cytométrie en flux à un seul marqueur combinée à des dosages immunoenzymatiques (ELISA) effectués analyte par analyte, une approche qui limite la densité d'information et masque les interactions entre cellules et facteurs. Cette étude présente un flux de travail intégré de visualisation associant une collecte et une préparation standardisées à un panel cytométrique à sept marqueurs pour les neutrophiles et les monocytes, un dosage multiplexé de 13 analytes pour les cytokines, ainsi qu’un pipeline d’analyse unifié basé sur l’approximation uniforme des variétés et la projection (UMAP), le meta-clustering FlowSOM, le regroupement hiérarchique, les réseaux de corrélation de Spearman et l’analyse en composantes principales (PCA).
Le flux opérationnel a été appliqué à une cohorte prospective monocentrique de 112 adultes subissant une bronchoscopie, comprenant 64 patients présentant une infection pulmonaire confirmée microbiologiquement et 48 témoins sans infection. Les analyses cytologiques et cytométriques en flux ont révélé un important décalage d’un profil alvéolaire dominé par les macrophages vers un profil dominé par les neutrophiles durant l’infection, le pourcentage de neutrophiles passant d’une médiane de 3,2 % à 68,4 %, et la concentration absolue de neutrophiles augmentant d’environ 50 fois. Le profilage multiplex a mis en évidence une réponse coordonnée en trois modules de cytokines, les modules chimiotactiques, proinflammatoires et régulateurs étant tous surexprimés, avec CXCL8/IL-8, IL-1β, IL-6, CXCL1/GRO-α et G-CSF présentant la meilleure discrimination individuelle entre marqueurs au sein de la cohorte étudiée (aire sous la courbe [AUC] de 0,89 à 0,94). Une visualisation intégrative utilisant l’ACP, une matrice de corrélation et un graphe de réseau a révélé, au niveau des participants, un axe neutrophile–chimiotactique étroitement couplé, le nombre de neutrophiles dans le lavage broncho-alvéolaire apparaissant comme le nœud central du réseau.
Le flux opérationnel utilise uniquement des échantillons habituellement obtenus lors d'une LBA indiquée sur le plan clinique, ne nécessite aucun volume d'échantillon supplémentaire et fournit un cadre riche en informations pour analyser l'inflammation des voies respiratoires lors d'une infection respiratoire, une approche potentiellement réalisable dans des laboratoires de soins tertiaires équipés de cytomètres en flux multiparamétriques et de plateformes de puces à billes multiplex, s'étendant à des études longitudinales, à l'analyse unique cellulaire et à l'évaluation thérapeutique. Une adoption clinique plus large de chaque analyte en tant que biomarqueur exigera une validation prospective dans des cohortes indépendantes multicentriques.
Introduction
Les décès dus aux infections des voies respiratoires inférieures restent une cause importante de mortalité mondiale, bien que des progrès aient été réalisés dans les stratégies vaccinales et les modalités de traitement ; cela reste particulièrement vrai chez les populations pédiatriques et âgées1. Les neutrophiles sont les cellules principales observées lors des premiers stades de la réponse immunitaire innée dans le système respiratoire affecté, un processus essentiel pour éliminer l'agent pathogène envahissant ; toutefois, une inflammation neutrophilique incontrôlée entraîne la rupture de la barrière alvéolo-capillaire, des dommages tissulaires par stress oxydatif et le développement d'un syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA)2,3. Dans l'espace aérien pulmonaire, les neutrophiles présentent également des cinétiques de recrutement, des profils de rétention et des comportements effecteurs différents de ceux observés dans d'autres tissus, et ces différences influencent la résolution de l'infection ou sa progression vers une pneumonie sévère4.
Le liquide de lavage bronchoalvéolaire (LLBA) constitue une source d'information importante sur le microenvironnement alvéolaire et offre la représentation la plus fidèle de l'immunité clinique à ce niveau5. La chimiochine CXCL8 joue un rôle essentiel dans le recrutement des neutrophiles vers les poumons via ses récepteurs, CXCR1 et CXCR2, ainsi que d'autres chimioquines telles que CXCL1, CXCL2 et CXCL56. Les cytokines IL-1β, IL-6 et TNF-α renforcent davantage ce processus, tandis que l'IL-10 agit comme une cytokine antagoniste. Leurs concentrations dans le LLBA ont été associées à la gravité des infections pulmonaires et au développement de complications pulmonaires dues aux pneumonies bactériennes, virales et atypiques7, et des profils multiplex de biomarqueurs dans le LLBA sont de plus en plus utilisés pour un diagnostic précoce et une discrimination des pathogènes dans les infections des voies respiratoires inférieures8.
Les tests de routine de la LBA ne parviennent généralement pas à rendre pleinement compte de la biologie sous-jacente à l'analyse. Les numérations cellulaires peuvent être estimées en différenciant manuellement les cellules sur des échantillons de cytocentrifugation, tandis que les médiateurs solubles sont mesurés à l’aide de dosages immunoenzymatiques individuels (ELISA) et présentés sous forme de graphique à barres. Les chimiotactiques, les cytokines et chaque type cellulaire sont évalués séparément, aucune corrélation n’étant établie entre un gradient de concentration particulier d’un chimiotactique et les populations cellulaires qu’il affecte dans l’échantillon. La combinaison de modules de cytokines, des relations dose-réponse entre chimiotactiques et neutrophiles, ainsi que des sous-populations de patients présentant leurs propres signatures inflammatoires, est souvent négligée en l’absence d’analyse multivariée9.
Les progrès en informatique rendent cette approche holistique de plus en plus réaliste. La combinaison de la cytométrie en flux multiparamétrique et de la cytométrie spectrale avec des méthodes de réduction de dimensionnalité, telles que l'embedding stochastique de voisins distribués en t (t-SNE) ou l'approximation uniforme de projection sur variété (UMAP), permet de représenter des phénotypes immunitaires en haute dimension dans un espace bidimensionnel, l'UMAP s'avérant offrir une meilleure préservation de la topologie globale et une plus grande reproductibilité lorsqu'il est appliqué à des données de cytométrie10. Des panels multiparamétriques de cytokines, suivis d'un regroupement hiérarchique et de réseaux de corrélation, permettent d'identifier des signatures corrélées à la gravité, qui ne sont pas détectables par des approches basées sur une seule cytokine11. Malgré les avancées dans ce domaine, aucun protocole n'a encore combiné ces méthodes pour étudier simultanément le recrutement des neutrophiles et les signatures de cytokines à partir des mêmes échantillons de LBA dans les infections respiratoires. Cette étude décrit un protocole intégré de visualisation permettant d'analyser le recrutement des neutrophiles par cytologie et cytométrie en flux multiparamétrique, suivi d'analyses par UMAP et d'identification de signatures de cytokines par immunoessai multiplexe, incluant un regroupement hiérarchique, des matrices de corrélation et une analyse en composantes principales. Ce protocole produit une visualisation intégrée qui regroupe, dans un seul graphique, les paramètres cellulaires et solubles de la réponse immunitaire des voies respiratoires, à partir d'échantillons de LBA obtenus de façon routinière lors de bronchoscopies cliniquement indiquées en cas d'infection du tractus respiratoire inférieur.
Protocole
Population étudiée et éthique
Il s'agissait d'une étude observationnelle prospective monocentrique menée dans un hôpital universitaire entre janvier 2026 et avril 2026. Le protocole a été approuvé sous le numéro d'approbation 2026HL-038, et un consentement éclairé écrit a été obtenu de chaque participant avant toute procédure liée à l'étude.
Des adultes âgés de 18 à 75 ans subissant une bronchoscopie souple diagnostique avec lavage bronchoalvéolaire (LBA) dans le cadre de soins cliniques courants ont été recrutés consécutivement et répartis en un groupe d'infection ou un groupe témoin sans infection selon leurs diagnostics cliniques et microbiologiques finaux. Une vue d'ensemble du flux de travail de visualisation intégrée, depuis le recrutement des patients jusqu'aux sorties visuelles intégrées, est présentée dans Figure 1.
Figure 1 : Aperçu du flux de travail intégré de visualisation pour l'analyse du recrutement des neutrophiles et des réponses en cytokines inflammatoires basée sur le LBA. Les cinq étapes résument, de gauche à droite, le recrutement prospectif des groupes infecté et témoin par bronchoscopie et LBA, le prétraitement du LBA en culot cellulaire et fraction surnageante, les mesures cellulaires (cytologie de Wright-Giemsa et cytométrie en flux multiparamétrique) et solubles (immunodosage multiplex à 13 paramètres sur billes) réalisées en parallèle, le pipeline unifié de visualisation (UMAP avec méta-clustering FlowSOM, carte thermique hiérarchique, analyse en composantes principales et réseau de corrélation de Spearman), ainsi que la sortie visuelle intégrée. Abréviations : BAL = lavage broncho-alvéolaire ; LBA = liquide de lavage broncho-alvéolaire ; UMAP = projection uniforme d'approximation de variété. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
Les critères d'inclusion du groupe infection étaient les suivants : (1) patients diagnostiqués avec une pneumonie acquise en communauté (CAP), une pneumonie acquise à l'hôpital (HAP) ou une pneumonie associée à la ventilation (VAP), conformément aux recommandations de la société des maladies infectieuses d'Amérique (Infectious Diseases Society of America, IDSA) et de l'American Thoracic Society (ATS) ; (2) détection d'un ou de plusieurs agents pathogènes par culture du LBA avec ≥104 unités formant colonies (CFU)/mL, par réaction en chaîne par polymérase (PCR) respiratoire multiplexe, par séquençage génomique métagénomique de nouvelle génération du LBA ou par test antigénique/anticroprétique spécifique sur prélèvements respiratoires et sériques appariés.
Les critères du groupe témoin étaient les suivants : (1) des motifs non infectieux de bronchoscopie, comprenant l'évaluation d'un nodule pulmonaire indéterminé, des résultats radiologiques anormaux ne suggérant pas une infection, ou un examen pour toux chronique ; (2) l'absence d'infection pulmonaire aiguë confirmée par des résultats négatifs aux tests microbiologiques et l'absence de tout signe d'inflammation ou d'infection systémique au moment de la bronchoscopie ; et (3) l'absence d'utilisation d'antibiotiques dans les 30 jours précédant la participation. Les témoins ont été recrutés parmi les patients subissant une bronchoscopie pour d'autres affections pulmonaires cliniquement indiquées, plutôt que parmi des volontaires sains, reflétant ainsi la population à partir de laquelle le LBA cliniquement indiqué est habituellement obtenu dans le centre d'étude.
Les critères d'exclusion comprenaient : (1) une malignité et/ou une chimiothérapie cytotoxique au cours des six mois précédents ; (2) une séropositivité au VIH ; (3) une greffe d'organe solide ou de cellules souches hématopoïétiques ; (4) un traitement immunosuppresseur prolongé impliquant une dose quotidienne équivalente de prednisone > 0,3 mg/kg pendant plus de 3 semaines ; (5) femmes enceintes ou allaitantes ; (6) antécédents de diathèse hémorragique ou de toute contre-indication à la bronchoscopie souple ; (7) maladie respiratoire chronique sévère préexistante (bronchopneumopathie chronique obstructive [BPCO] stade III/IV selon l'Initiative mondiale pour la maladie pulmonaire obstructive chronique [GOLD], fibrose pulmonaire idiopathique, asthme sévère persistant ou bronchectasie cliniquement significative) ; (8) tuberculose active ; (9) participation à une autre étude interventionnelle au cours des 30 derniers jours. Le lavage bronchoalvéolaire (LBA) a été réalisé lors de la première bronchoscopie, dans les 72 heures suivant l'admission pour infection, et dans les 48 heures suivant l'intubation chez les patients sous ventilation mécanique présentant une infection.
Les calculs de taille d'échantillon ont porté sur le critère de jugement cellulaire principal : le nombre de neutrophiles dans le LBA entre les groupes. Compte tenu de la taille d'effet attendue de 0,6 DS entre les voies respiratoires infectées et non infectées, et en prévoyant une marge de 15 % pour les abandons, une taille d'échantillon minimale de 45 sujets par groupe était nécessaire pour un seuil de signification bilatéral α = 0,05 et une puissance statistique de 80 %. Sur les 156 candidats éligibles, 27 ne satisfaisaient pas aux critères d'éligibilité (18 n'ont pas rempli les critères d'inclusion, principalement en raison de l'impossibilité d'identifier un agent pathogène responsable de leur maladie dans le délai imparti ou d'un désaccord avec la procédure elle-même ; 9 ont enfreint les critères de non-inclusion, principalement en raison d'une malignité active ou d'un antécédent de chimiothérapie, d'une utilisation chronique de corticostéroïdes, d'une maladie pulmonaire chronique préexistante sévère ou d'une diathèse hémorragique). Les 129 participants restants ont subi une bronchoscopie. Par la suite, 17 sujets ont été exclus de l'étude (7 en raison d'un rendement insuffisant de LBA < 40 % ; 4 en raison du retrait du consentement pendant l'hospitalisation ; et 6 en raison d'une reclassement des sujets après l'évaluation microbiologique finale – 4 candidats témoins diagnostiqués avec une infection occulte selon les résultats de culture ; et 2 candidats infectés chez qui aucune preuve d'infection n'a été trouvée après analyse des cultures). Le groupe final des sujets de l'étude comprenait 112 participants : 64 avec infection et 48 sans infection.
Prélèvement et prétraitement du LBA
La bronchoscopie a été réalisée par des opérateurs expérimentés selon le protocole institutionnel standard, conforme aux recommandations techniques publiées pour le lavage broncho-alvéolaire12. La lidocaïne a été appliquée par voie topique, et les patients ont reçu une sédation intraveineuse modérée, tout en bénéficiant d'une oxygénation supplémentaire afin de maintenir la saturation en oxygène (SpO₂) >92 %. Le bronchoscope souple a été introduit et positionné dans le segment bronchopulmonaire présentant des anomalies radiologiques. Lorsque les anomalies radiologiques étaient diffuses ou impossibles à localiser, les segments du lobe moyen droit ou de la langue gauche ont été choisis. Après chaque instillation, une aspiration manuelle douce avec une pression négative < 100 mmHg a été effectuée. Un total de trois à cinq instillations de sérum physiologique stérile à 37 °C, de 20 à 40 mL chacune, pour un volume total de 100 à 150 mL, ont été administrées. Le taux de récupération a été estimé comme le volume récupéré rapporté au volume instillé, et seuls les échantillons avec un rendement ≥40 % ont été retenus pour l'analyse.
Les échantillons recueillis lors du deuxième lavage et des suivants ont été regroupés afin de réduire la contamination bronchique et obtenir un échantillon enrichi en alvéoles. Le pool de liquide de lavage broncho-alvéolaire (BALF) a été conservé sur glace et traité dans les 2 heures suivant sa collecte, en tenant compte des données récentes sur les modifications de la composition cellulaire et des comptages différentiels après un stockage prolongé et une élévation de température des échantillons humains de BALF13. Après filtration à l’aide d’un tamis en nylon stérile de 70 microns afin d’éliminer le mucus, réalisée uniquement par passage mécanique sans ajout d’agent mucolytique ou anticonglomérant tel que le dithiothréitol, car des tests préliminaires ont montré que cette méthode suffisait à retirer les agrégats de mucus sans perte mesurable de l’intégrité des épitopes de surface en aval, le liquide a été centrifugé à 400 × g pendant 10 minutes à 4 °C. Le surnageant a été décanté et réparti en aliquots dans des cryotubes à faible fixation des protéines pour l’analyse des cytokines, tandis que les cellules ont été mises en suspension dans du chlorure de sodium tamponné au phosphate (PBS) contenant 0,5 % d’albumine sérique bovine et 2 mM d’acide éthylènediaminotétraacétique (EDTA), une partie étant conservée pour la cytologie et la cytométrie en flux. Les échantillons destinés à l’analyse des cytokines ont été congelés dans de l’azote liquide, stockés à –80 °C et soumis à un seul cycle de décongélation-congélation au maximum avant utilisation.
Cytologie des neutrophiles et quantification par cytométrie en flux
En ce qui concerne la cytopathologie, 100 µL de la suspension cellulaire de LBA ont été appliqués sur une lame de verre à l’aide d’un cytocentrifugeur (voir Tableau des matériaux) à 300 × g pendant 5 min, séchés à l’air, puis colorés selon la méthode de Wright-Giemsa. Le décompte différentiel a été effectué par un technologiste en hématologie ignorant le contexte médical du patient, qui a compté un minimum de 400 cellules par lame et calculé les pourcentages de macrophages, de lymphocytes, de neutrophiles et d’éosinophiles. Le pourcentage de neutrophiles dans le LBA a été considéré comme le critère principal d’évaluation en cytopathologie, étant donné les données actuelles suggérant son utilité pour distinguer les affections pulmonaires infectieuses des affections non infectieuses chez les patients présentant des infiltrats pulmonaires14.
Le protocole de quantification par cytométrie en flux était fondé sur une récente validation d’un protocole de différenciation des leucocytes du lavage broncho-alvéolaire (LBA) en quatre couleurs15 et comprenait des marqueurs supplémentaires pour identifier les neutrophiles. Plus précisément, environ 5 × 105 cellules isolées du LBA ont été bloquées avec un réactif de blocage des récepteurs Fc humains (voir Tableau des matériaux) pendant 10 min à 4 °C, puis marquées pendant 20 min à 4 °C avec des anticorps dirigés contre CD45 (clone HI30), CD66b (clone G10F5), CD15 (clone HI98), CD16 (clone 3G8), CD11b (clone ICRF44), CD14 (clone M5E2) et HLA-DR (clone L243), en plus d’un colorant vital fixable (voir Tableau des matériaux). Pour la lyse des érythrocytes, une solution commerciale de lyse des érythrocytes (voir Tableau des matériaux) a été utilisée pendant 10 min à température ambiante. Après la lyse des érythrocytes, les cellules ont été lavées deux fois avec du PBS supplémenté de 2 % de sérum de veau fœtal et remises en suspension dans du tampon d’écoulement, puis analysées à l’aide d’un cytomètre en flux multicolore (voir Tableau des matériaux). La compensation a été effectuée à l’aide de billes de compensation monocolorées (voir Tableau des matériaux), et des témoins fluorescence-minus-one et des témoins non marqués ont été inclus pour chaque panel.
Au moins 1 × 105 CD45⁺ des événements ont été enregistrés pour chaque échantillon. Les événements uniques sur le graphique FSC-A/FSC-H ont été d'abord sélectionnés, puis les cellules viables (colorant d'viabilité)⁻CD45⁺ leucocytes, après quoi l'exclusion de CD14⁺HLA-DR⁺ la sélection des monocytes-macrophages a été effectuée afin de choisir les CD66b à forte dispersion latérale⁺ granulocytes. Les neutrophiles ont ensuite été définis au sein de la population de granulocytes comme étant CD15⁺CD16⁺CD11b⁺ événements. Ce CD66b primaire⁺ la porte des granulocytes a été dessinée de manière large autour de tous les événements à forte diffusion latérale, plutôt que d'être restreinte au CD15⁺CD16⁺CD11b⁺ limite, de sorte que les neutrophiles activés CD16-faible, CD11b-élevé ainsi que d'autres formes de granulocytes moins matures sont restés inclus dans le décompte total automatisé des neutrophiles ; le critère plus strict du CD15⁺CD16⁺CD11b⁺ la définition a été appliquée uniquement pour caractériser le sous-ensemble de neutrophiles matures rapporté séparément dans les analyses de regroupement en aval. Le nombre de neutrophiles dans le LBA (cellules/µL) a été estimée en fonction du pourcentage de neutrophiles et du nombre total de cellules nucléées déterminé à l'aide d'un analyseur hématologique automatisé (voir Table des matériels). Les matrices de compensation, la stratégie de gating et les rapports de contrôle qualité individuels des échantillons ont été archivés, et les analystes sont restés aveugles aux attributions des groupes de participants tout au long de l'acquisition et de l'analyse.
Dosage multiplex des cytokines inflammatoires
Les surnageants de LBA ont été décongelés une seule fois sur de la glace fondante, puis vortexés brièvement et clarifiés par centrifugation à 10 000 × g pendant 5 min à 4 °C juste avant le dosage. La mesure de 13 analytes répartis en trois catégories fonctionnelles a été réalisée à l'aide d'une plateforme d'immunodosage multiplex basée sur des billes, avec un panel personnalisé de billes magnétiques (voir Table des matériels). Le groupe pro-inflammatoire comprenait l'IL-1β, IL-6, IL-17A et TNF-α; le groupe des chimiotactines comprenait CXCL8/IL-8, CXCL1/GRO-α, CXCL10/IP-10, CCL2/MCP-1 et CCL3/MIP-1α; et le groupe régulateur comprenait l'IL-10, l'IFN-γ, IL-1RA et G-CSF. Le choix des analytes s'est basé sur ceux qui sont le plus fréquemment signalés comme informatifs dans les analyses multiplex des cytokines du LBA ou du sérum dans les études sur la pneumonie ou les infections respiratoires sévères.7,11. Le facteur de dilution (1:2 dans le tampon d'essai) a été déterminé à partir d'une expérience pilote réalisée sur un sous-ensemble représentatif d'échantillons infectés et témoins afin de s'assurer que >90 % des mesures se situaient à l'intérieur de la courbe standard.
Les courbes standards ont été déterminées à l'aide de dilutions sérielles à sept points des standards recombinants fournis par le fabricant, préparées en double sur chaque plaque, y compris un puits témoin permettant de soustraire le fond. L'ajustement des courbes a été réalisé par régression logistique à cinq paramètres (5PL) à l'aide du logiciel propriétaire d'acquisition et d'analyse de l'appareil (voir Tableau des matériaux). La limite inférieure de quantification (LIQ) a été calculée comme la plus faible quantité de standard produisant un taux de récupération par réajustement compris entre 80 % et 120 %, ainsi qu’un coefficient de variation (CV) intrarun ≤ 20 %. Les valeurs situées en dessous de la LIQ ont été remplacées par LIQ/√2. Deux échantillons contrôles qualité de fluide de lavage bronchoalvéolaire (BALF) regroupés, provenant chacun d’un patient infecté représentatif et d’un sujet non affecté, ont été aliquotés et ajoutés à chaque plaque afin de suivre la performance à long terme. Les normes d'assurance qualité étaient basées sur des recommandations issues des meilleures pratiques, dérivées d'un programme d'évaluation des compétences plurisite et multiplex sur 12 ans utilisant des billes16, incluant des exigences telles qu’un CV intra-test ≤ 10 % dans les puits en double, un CV inter-plaque ≤ 20 % pour le contrôle qualité, et un nombre minimum de billes ≥ 50 par analyte et par puits. Les plaques n'ayant pas satisfait à ces critères ont été réexécutées. L'analyse a été effectuée en un seul lot dans un délai de quatre semaines, en utilisant un seul lot de kit, avec un mélange aléatoire des échantillons d'infection et des témoins.
Pipeline d'analyse de visualisation
Les fichiers au format Flow Cytometry Standard (FCS) ont d'abord été analysés à l'aide d'un logiciel commercial de cytométrie en flux (voir Tableau des matériaux) afin de compenser et de sélectionner les événements uniques vivants CD45⁺, puis exportés pour une analyse sans biais dans R v4.4. Pour chaque échantillon, 10 000 événements CD45⁺ ont été sous-échantillonnés et concaténés, et les intensités de signal ont été transformées à l'aide de la fonction arcsinh avec un coefficient de 150. La réduction de dimensionnalité et les projections UMAP ont été réalisées à l'aide du package uwot avec 15 voisins les plus proches et une distance minimale de 0,1, ainsi que des projections t-SNE parallèles utilisant le package Rtsne avec une perplexité de 3010. Les groupes phénotypiques ont été identifiés à l'aide de FlowSOM avec 100 nœuds de cartes auto-organisatrices, puis divisés en 12 à 15 groupes par méta-clustering, en utilisant une approche par optimisation récemment validée pour les données de cytométrie en haute dimension17. Chaque groupe a été annoté en fonction de l'expression médiane des marqueurs d'origine cellulaire et d'activation, puis comparé aux fenêtres définies manuellement.
Pour l'analyse des données multiplex de cytokines, les valeurs brutes ont d'abord été transformées en log₁₀, puis normalisées entre les analytes par standardisation en z avant toute autre analyse. Les analytes et les patients ont tous deux fait l'objet d'une classification hiérarchique utilisant la distance euclidienne et le lien Ward.D2 ; les résultats ont été affichés sous forme de carte thermique avec regroupement par lignes et par colonnes. Cette approche a permis de détecter des modules de cytokines coexprimées et de classifier des sous-groupes de patients dans des cohortes inflammatoires multiplex9. Des matrices de corrélation ont été générées pour tous les biomarqueurs cellulaires et solubles à l'aide de corrélations de rang de Spearman appariées. Des cartes thermiques des matrices de corrélation ont été tracées en parallèle avec un réseau dans lequel les nœuds correspondent aux biomarqueurs et les arêtes indiquent les corrélations ayant résisté à la correction pour tests multiples selon la méthode de Benjamini–Hochberg (BH). L'épaisseur des arêtes a été ajustée en fonction de l'amplitude du coefficient de corrélation |ρ|, et les arêtes n'ont été incluses que si |ρ| ≥ 0,30 et p < 0,05 après correction. Une analyse en composantes principales (ACP) a été réalisée sur la matrice standardisée contenant les cellules et les cytokines à l'aide de la fonction prcomp(), avec un ajustement de la variance unitaire. Les participants ont été projetés sur les deux premières composantes principales, avec superposition des groupes infectés et témoins. Un sous-échantillonnage et une standardisation cohérents de toutes les analyses ont assuré la comparabilité entre les lectures de biomarqueurs cellulaires et solubles dans l'ensemble des visualisations.
Analyse statistique
Les variables continues ont été décrites à l'aide de la médiane (écart interquartile, EI) lorsque leur distribution n'était pas normale selon les tests de Shapiro-Wilk, et de la moyenne (écart type, ET) dans le cas contraire. Les variables catégorielles ont été décrites à l'aide de fréquences et de proportions. Les comparaisons entre groupes ont été réalisées à l'aide du test de Mann-Whitney U test lorsque les variables continues présentaient des distributions non normales, le test de Welch t-test lorsque les variables continues étaient distribuées normalement, et le test du chi-deux ou le test exact de Fisher selon le cas pour les variables catégorielles. Les associations entre variables continues ont été évaluées à l'aide du coefficient de corrélation de rang de Spearman. Afin de tenir compte du taux de faux positifs (FDR) dans les analyses multiplex de cytokines et les analyses de corrélation, les p-values ont été ajustées selon la méthode de Benjamini–Hochberg avec un seuil de q < 0,05. Bilatéral p < Une valeur de 0,05 a été considérée comme statistiquement significative dans toutes les analyses principales. Lorsque cela était possible, les cas présentant des données manquantes pour des variables individuelles ont été conservés et analysés par une analyse sur cas complets pour la variable concernée, tandis que des imputations multiples par chaînage d'équations (m = 20) ont été réalisées afin d'effectuer des analyses de sensibilité. Des courbes caractéristiques de fonctionnement du récepteur (ROC) et les aires sous la courbe (AUC) correspondantes ont été générées pour chaque cytomine à l’aide du package pROC au sein de la cohorte complète de l’étude ; aucune cohorte externe de validation distincte n’a été utilisée. Des analyses de sensibilité préspécifiées ont répété les comparaisons principales entre groupes après avoir exclu les participants ayant reçu des antibiotiques dans les 72 heures précédant la bronchoscopie, puis après stratification du groupe d’infection selon le statut de ventilation mécanique et selon le sous-type de pneumonie (acquise en communauté, acquise en milieu hospitalier ou associée au ventilateur). Les analyses ont été réalisées à l’aide des packages rstatix, FlowSOM, uwot, ComplexHeatmap, igraph, pROC et mice dans R v4.4. Les figures ont été générées à l’aide d’un logiciel scientifique commercial de représentation graphique (voir Table des matériels).
Résultats
Caractéristiques de la population étudiée et de l'échantillon
L'analyse finale a porté sur 112 sujets, dont 64 dans le groupe infecté et 48 dans le groupe témoin non infecté. Les caractéristiques démographiques de base étaient similaires entre les groupes, tandis que les paramètres de laboratoire liés à l'infection étaient plus élevés dans le groupe infecté, comme indiqué dans le tableau 1. Les infections étaient principalement causées par des bactéries à Gram négatif, les principaux agents pathogènes bactériens étant Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa et Acinetobacter baumannii. D'autres pathogènes étaient Streptococcus pneumoniae, Staphylococcus aureus, des agents atypiques, des virus et des infections mixtes.
Les taux de récupération du LBA ont atteint le seuil prédéfini d’au moins 40 % pour tous les échantillons conservés, avec des taux légèrement plus faibles dans le groupe d'infection par rapport au groupe témoin (médiane de 48,3 % contre 53,3 %, p = 0,03), ce qui est cohérent avec une inflammation accrue des voies respiratoires et une congestion muqueuse dans les voies respiratoires infectées. Comme le volume récupéré différait également entre les groupes (58 mL contre 64 mL, p = 0,04), toutes les concentrations de cytokines rapportées pourraient être influencées par une légère différence intergroupe dans le facteur de dilution ; une analyse de sensibilité prédéfinie, limitée aux échantillons ayant un taux de récupération ≥ 50 % (n = 42 infection, n = 34 contrôle), a reproduit le sens et l'ampleur de chaque comparaison intergroupe (la plus grande variation de l'effet étant < 8 %), indiquant qu’un biais de dilution ne peut vraisemblablement pas expliquer les différences observées. Le délai entre le prélèvement et le traitement était de 65 min pour le groupe d'infection et de 62 min pour le groupe témoin, restant ainsi dans la fenêtre des 2 h. Les critères de contrôle qualité (CQ) au niveau des échantillons ont indiqué des résultats de haute qualité. Les comptages différentiels cytologiques ont été obtenus à partir d’au moins 400 cellules comptées dans les 112/112 échantillons (100 %). Les acquisitions par cytométrie en flux ont satisfait au critère prédéfini d’au moins 1 × 105 événements CD45⁺ dans les 112/112 échantillons (100 %), avec une viabilité médiane des cellules vivantes de 89,4 % (IQ 85,6–92,8 %). Toutes les plaques de dosage multiplex des cytokines ont satisfait aux critères de CQ après une seule répétition. Pour les 13 analytes, le coefficient de variation intra-test (CV) était de 4,7 % (2,1–9,3 %, tous < 10 %), le CV inter-plaque des échantillons de CQ regroupés était de 11,2 % (6,8–18,4 %, tous < 20 %), et le nombre médian de billes était de 78 événements/analyte/puits (53–142, tous ≥ 50).
| Variable | Infection (n = 64) | Témoin (n = 48) | Valeur p |
| Âge, années, médiane [IQR] | 62 [54–71] | 60 [52–68] | 0,41 |
| Hommes, n (%) | 38 (59,4) | 26 (54,2) | 0,59 |
| IMC, kg/m2, médiane [IQR] | 23,8 [21,4–26,2] | 23,5 [21,6–25,7] | 0,66 |
| Antécédents de tabagisme, n (%) | 0,52 | ||
| Jamais | 28 (43,8) | 25 (52,1) | |
| Ancien fumeur | 22 (34,4) | 16 (33,3) | |
| Fumeur actuel | 14 (21,9) | 7 (14,6) | |
| Hypertension, n (%) | 27 (42,2) | 18 (37,5) | 0,62 |
| Diabète sucré, n (%) | 17 (26,6) | 10 (20,8) | 0,49 |
| Maladie coronarienne, n (%) | 11 (17,2) | 6 (12,5) | 0,51 |
| Insuffisance rénale chronique, n (%) | 5 (7,8) | 3 (6,3) | 0,76 |
| Indication de bronchoscopie, n (%) | — | ||
| Pneumonie communautaire | 35 (54,7) | — | |
| Pneumonie acquise à l'hôpital | 19 (29,7) | — | |
| Pneumonie associée à la ventilation | 10 (15,6) | — | |
| Nodule pulmonaire indéterminé | — | 23 (47,9) | |
| Anomalie radiographique persistante | — | 15 (31,3) | |
| Évaluation d'une toux chronique | — | 10 (20,8) | |
| Pathogène responsable, n (%) | — | ||
| Bactéries Gram-négatif | 28 (43,8) | ||
| Bactéries Gram-positif | 16 (25,0) | ||
| Pathogènes atypiques | 7 (10,9) | ||
| Virus respiratoires | 8 (12,5) | ||
| Infection mixte | 5 (7,8) | ||
| Ventilation mécanique lors du LBA, n (%) | 14 (21,9) | 0 (0) | <0,001 |
| Exposition aux antibiotiques dans les 72 h avant le LBA, n (%) | 41 (64,1) | 0 (0) | <0,001 |
| Volume instillé, mL, médiane [IQR] | 120 [120–140] | 120 [120–140] | 0,84 |
| Volume récupéré, mL, médiane [IQR] | 58 [49–68] | 64 [55–73] | 0,04 |
| Taux de récupération du LBA, %, médiane [IQR] | 48,3 [42,5–55,6] | 53,3 [46,2–60,5] | 0,03 |
| Délai avant traitement, min, médiane [IQR] | 65 [50–85] | 62 [48–80] | 0,55 |
| GB sanguins, × 10⁹/L, médiane [IQR] | 11,8 [8,6–14,5] | 6,4 [5,3–7,8] | <0,001 |
| Neutrophiles sanguins, %, médiane [IQR] | 78,5 [70,2–86,4] | 60,3 [54,6–66,8] | <0,001 |
| Protéine C-réactive, mg/L, médiane [IQR] | 78,5 [42,6–128,4] | 4,2 [1,8–8,6] | <0,001 |
| Procalcitonine, ng/mL, médiane [IQR] | 0,86 [0,32–2,45] | 0,05 [0,03–0,08] | <0,001 |
Tableau 1 : Caractéristiques démographiques, cliniques et de traitement du LBA de la cohorte d'étude. Les caractéristiques démographiques de base, les comorbidités, les indications de bronchoscopie, les agents pathogènes responsables, les paramètres procéduraux et les valeurs de laboratoire sanguines périphériques sont comparés entre les 64 participants du groupe d'infection et les 48 du groupe témoin sans infection. Les variables continues sont exprimées en médiane [intervalle interquartile] et comparées à l'aide du test de Mann-Whitney U ; les variables catégorielles sont exprimées en n (%) et comparées à l'aide du test du chi-deux ou du test exact de Fisher, selon le cas. Abréviations : BAL = lavage bronchoalvéolaire ; LBA = liquide de lavage bronchoalvéolaire ; IMC = indice de masse corporelle ; IIQ = intervalle interquartile ; GB = numération des globules blancs.
Visualisation du recrutement des neutrophiles dans le LBA
Un changement net du rapport, passant d'une population dominée par les macrophages à une population dominée par les neutrophiles, a été observé chez les sujets infectés, comme illustré dans la Figure 2. Les préparations au cytocentrifige ont été colorées selon la technique de Wright–Giemsa, et la coloration a révélé une distinction nette entre les deux groupes : le groupe témoin présentait davantage de macrophages alvéolaires, quelques lymphocytes et peu de neutrophiles, tandis que le groupe infecté était dominé par les neutrophiles, montrant fréquemment des bactéries intracellulaires, des noyaux dégénérés et des granulations toxiques. Des comptages différentiels basés sur l'analyse d'au moins 400 cellules ont été utilisés pour confirmer ces différences, le rapport des neutrophiles augmentant d'une valeur médiane de 3,2 % (EIQ : 1,8–5,6 %) dans le groupe témoin à 68,4 % (EIQ : 49,2–82,5 %) dans le groupe infecté (p < 0,001), tandis que celui des macrophages alvéolaires diminuait de 88,2 % (EIQ : 82,4–92,5 %) à 22,6 % (EIQ : 12,3–38,5 %) (p < 0,001). Les pourcentages de lymphocytes étaient similaires entre les groupes (7,4 % [4,8–11,3 %] contre 6,5 % [3,4–11,2 %], p = 0,42).
Les analyses de sélection et de réduction de dimensionnalité ont confirmé et approfondi les phénotypes cellulaires observés par microscopie. Après exclusion des débris, des doublets et des cellules mortes, les granulocytes CD45⁺CD66b⁺ représentaient une médiane de 65,8 % (EIQ : 46,2–79,4 %) des leucocytes CD45⁺ dans le groupe infecté contre 4,1 % (EIQ : 2,3–6,8 %) dans le groupe témoin (p < 0,001). Au sein de la population de granulocytes, les neutrophiles matures CD15⁺CD16⁺CD11b⁺ représentaient 92,4 % (EIQ : 87,5–95,8 %) de tous les granulocytes dans le groupe infecté contre 88,6 % (EIQ : 82,3–93,5 %) dans le groupe témoin, indiquant que le pool de neutrophiles recrutés était principalement composé de cellules matures et pleinement différenciées plutôt que de précurseurs précoces. Les projections UMAP et t-SNE basées sur la matrice de protéines de surface transformée par arcsinh montraient des topologies presque identiques, dans lesquelles les cas d'infection occupaient une île marquée de neutrophiles matures CD15⁺CD16⁺CD11b⁺ peu peuplée dans les échantillons témoins, tandis que l'île de macrophages alvéolaires HLA-DR⁺CD14⁺ présentait le schéma inverse, densément peuplée dans les témoins et peu peuplée dans les cas d'infection. Le méta-clustering par FlowSOM a identifié 13 sous-populations, parmi lesquelles une sous-population de neutrophiles matures (38,4 % [22,6–56,2 %] contre 2,8 % [1,5–4,6 %], p < 0,001) et un groupe de neutrophiles activés CD16-faible CD11b-élevé (22,6 % [11,4–32,5 %] contre 0,4 % [0,1–1,2 %], p < 0,001) présentaient les expansions intergroupes les plus importantes.
En ce qui concerne le nombre absolu de neutrophiles, on a observé une augmentation d'environ 50 fois des neutrophiles dans le LBA du groupe infecté par rapport au groupe témoin. Le nombre total de cellules nuclées par µL de LBA est passé de 156 cellules/µL (IQ 88–232) dans le groupe témoin à 384 cellules/µL (IQ 180–712) dans le groupe infecté (p < 0,001), et les taux de neutrophiles sont passés de 5 cellules/µL (IQ 2–13) dans le groupe témoin à 262 cellules/µL (IQ 89–578) dans le groupe infecté (p < 0,001). Les différences par paires du pourcentage et du nombre absolu de neutrophiles entre les groupes sont restées très significatives après ajustement selon Benjamini–Hochberg (BH) (q < 0,001).
Figure 2 : Visualisation du recrutement des neutrophiles dans le LBA. Des champs représentatifs de cytopoints colorés selon Wright–Giemsa provenant d’un participant témoin et d’un participant infecté illustrent le passage d’un profil cellulaire du LBA prédominé par les macrophages à un profil prédominé par les neutrophiles. Une stratégie de sélection en quatre étapes en cytométrie en flux (sélection des événements simples par FSC → leucocytes viables CD45⁺ → granulocytes CD66b⁺ après exclusion des CD14⁺HLA-DR⁺ → neutrophiles matures CD15⁺CD16⁺CD11b⁺), une projection UMAP des données de cytométrie en flux transformées par l’arcsinus hyperbolique avec superposition des 13 méta-clusters FlowSOM colorés selon l’annotation biologique, ainsi que des diagrammes en boîte des pourcentages de neutrophiles dans le LBA et de la concentration absolue de neutrophiles (cellules/µL, échelle logarithmique) sont présentés côte à côte afin de permettre une comparaison directe des phénotypes cellulaires identifiés dans les groupes infecté et témoin. Abréviations : BALF = liquide de lavage bronchoalvéolaire ; FSC = diffusion avant ; UMAP = approximation uniforme du variété et projection. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
Visualisation des profils de cytokines inflammatoires dans le LBA
Un modèle de réponses coordonnées à travers plusieurs axes de cytokines a permis de distinguer le groupe infecté du groupe témoin, et les cytokines ont été regroupées en trois modules fonctionnels cohérents, comme illustré dans la Figure 3. Le regroupement hiérarchique des concentrations de cytokines transformées en log₁₀ et normalisées, réalisé selon la méthode Ward.D2, a produit un dendrogramme clair en deux groupes d’échantillons, où les échantillons infectés et les témoins occupaient des extrémités opposées du dendrogramme ; seuls sept participants mal classés ont été observés (six témoins regroupés avec les échantillons infectés, principalement des cas de toux chronique présentant une inflammation neutrophilique légère des voies respiratoires, et un échantillon infecté regroupé avec les témoins, correspondant à une pneumonie atypique précoce). Le dendrogramme des analytes a défini trois groupes de cytokines. Le groupe de chimioattractants, composé de CXCL8, CXCL1, CXCL10, CCL2 et CCL3, a montré la plus forte variation entre les groupes infecté et témoin ainsi que la plus forte corrélation intra-module. Le groupe pro-inflammatoire, comprenant IL-1β, IL-6, IL-17A et TNF-α, a présenté des augmentations dans le même sens, bien que moins marquées. Le groupe régulateur, incluant IL-10, IL-1RA, IFN-γ et G-CSF, était également augmenté dans les échantillons infectés, indiquant que la réponse n’était pas purement pro-inflammatoire, mais mobilisait simultanément des voies contre-régulatrices et antivirales.
Les médianes (écart interquartile) de tous les analytes testés étaient plus élevées dans le groupe infecté par rapport au groupe témoin, et la valeur p ajustée était inférieure à 0,001 pour les 13 analytes après correction du taux de faux positifs basée sur la méthode de Benjamini-Hochberg (BH-FDR). Parmi les analytes, CXCL8/IL-8 présentait la concentration la plus élevée et la variation d'expression la plus marquée (passant de 68 [32–142] pg/mL dans le groupe témoin à 2 485 [842–6 520] pg/mL dans le groupe infecté, soit une augmentation d'environ 36 fois). Un profil parallèle a été observé pour CXCL1/GRO-α, avec une augmentation d'environ 21 fois (78 [36–148] contre 1 672 [524–3 890] pg/mL). IL-1β a montré une augmentation d'environ 13 fois (5,8 [2,6–11,4] contre 78 [29–184] pg/mL). IL-6, IL-1RA et G-CSF ont présenté des augmentations de 13 à 16 fois (16,4 [7,8–30,5] contre 248 [82–612] pg/mL ; 112 [48–258] contre 1 748 [658–3 964] pg/mL ; 24 [10–52] contre 384 [125–912] pg/mL, respectivement). D'autres augmentations plus faibles comprenaient TNF-α (~8 fois), CXCL10/IP-10 (~9 fois), CCL2/MCP-1 (~8 fois), CCL3/MIP-1α (~10 fois), IL-10 (~10 fois), IFN-γ (~6 fois) et IL-17A (~4 fois).
L'analyse des caractéristiques opérationnelles du récepteur intra-cohorte a identifié l'IL-8 (AUC 0,94), l'IL-1β (AUC 0,92), l'IL-6 (AUC 0,91), la CXCL1 (AUC 0,91) et le G-CSF (AUC 0,89) comme les analytes présentant la discrimination la plus forte en tant que marqueurs uniques entre les groupes d'infection et les groupes témoins ; ces valeurs d'AUC résument la discrimination au sein de la cohorte d'analyse, en l'absence d'un ensemble externe de validation distinct. Une analyse de sensibilité réalisée par imputation multiple par équations enchaînées (m = 20) a produit des estimations à moins de 5 % des médianes des cas complets pour chaque analyte, sans modifier l'ordre de grandeur des effets.
Des analyses de sensibilité préspécifiées ont été utilisées pour évaluer l'influence de l'exposition antérieure aux antibiotiques et du sous-type de pneumonie sur les différences observées concernant les cytokines. Lorsque les comparaisons principales entre groupes ont été répétées après exclusion des 41 participants du groupe infection (64,1 %) ayant reçu des antibiotiques dans les 72 heures précédant le lavage bronchoalvéolaire, les 13 analytes sont restés significativement plus élevés chez les 23 cas d'infection restants par rapport aux témoins, après correction BH-FDR (ajusté p < 0,001 pour les cinq principaux discriminateurs), avec des estimations ponctuelles légèrement supérieures plutôt qu'inférieures aux médianes de l'ensemble du cohort (par exemple, CXCL8/IL-8 : 2 860 [980–7 110] pg/mL et IL-1β 92 [34–210] pg/mL), compatible avec une atténuation partielle des cytokines des voies respiratoires due à l'exposition aux antibiotiques avant le LBA. La stratification du groupe infecté selon le sous-type de pneumonie a révélé le même ordre de grandeur des chimiotactiques et des cytokines pro-inflammatoires dans les pneumonies communautaires (n = 35), les pneumonies nosocomiales (n = 19) et les pneumonies associées à la ventilation mécanique (n = 10), le sous-groupe de pneumonie associée à la ventilation mécanique présentant les concentrations médianes les plus élevées pour CXCL8, CXCL1, IL-6 et G-CSF ; le statut de ventilation mécanique n'a pas modifié le sens des comparaisons entre groupes.
Figure 3 : Visualisation des profils de cytokines inflammatoires dans le LBA. Carte thermique de regroupement hiérarchique des concentrations des 13 analytes mesurés, transformées en log₁₀ et normalisées par z-score, chez l'ensemble des 112 participants, avec des barres d'annotation colorées au-dessus de la carte thermique indiquant l'affectation au groupe (témoin, infection), le sous-type de pneumonie (pneumonie communautaire, pneumonie acquise en milieu hospitalier ou pneumonie associée à la ventilation) et la catégorie de pathogène causal (bactérie à Gram négatif, bactérie à Gram positif, atypique, virale ou infection mixte). Les diagrammes en boîte des cytokines présentant les différences d'abondance les plus marquées (CXCL8/IL-8, IL-1β, IL-6, CXCL1/GRO-α, G-CSF et TNF-α ; échelle log₁₀, pg/mL) comparent les groupes infection et témoin. *** p < 0,001 après correction du taux de fausses découvertes selon Benjamini–Hochberg (BH). Abréviations : LBA = liquide de lavage bronchoalvéolaire ; BH = Benjamini–Hochberg ; PCC = pneumonie communautaire ; PAH = pneumonie acquise en milieu hospitalier ; PAV = pneumonie associée à la ventilation. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
Visualisation couplée du recrutement des neutrophiles et des profils de cytokines
La mise en relation des compartiments cellulaires et solubles a révélé une forte connexion biologique entre le recrutement des neutrophiles et le système des chimiokines, comme illustré dans la Figure 4. Une représentation bidimensionnelle a été obtenue par analyse en composantes principales (ACP) de la matrice standardisée des cellules et des cytokines, la CP1 expliquant 51,1 % de la variance totale et la CP2 un supplément de 12,7 %, soit une variance cumulée de 63,8 %. La CP1 séparait le groupe infecté des témoins, caractérisée par des contributions fortement positives des neutrophiles du LBA, de la CXCL8, de la CXCL1, de l'IL-6, de l'IL-1β et du G-CSF, ainsi que par des contributions fortement négatives des macrophages. La CP2 distinguait une trajectoire riche en chimiokines (fortes contributions positives de la CXCL8 et de la CXCL1) d'une trajectoire riche en régulation (contributions positives de l'IL-10, de l'IL-1RA et de l'IFN-γ), de sorte que, au sein du groupe infecté, les participants se répartissaient selon la gravité, les cas de pneumonie associée à la ventilation mécanique se situant dans le quadrant à forte concentration en chimiokines.
Les corrélations de rang de Spearman par paires entre 17 caractéristiques cellulaires et solubles ont révélé une forte corrélation positive entre le nombre de neutrophiles dans le LBA et l'axe global des chimiotactines (CXCL8 ρ = 0,78 ; CXCL1 ρ = 0,74 ; CCL3 ρ = 0,69 ; CCL2 ρ = 0,61 ; CXCL10 ρ = 0,54 ; toutes les valeurs de p ajustées < 0,001). Un deuxième niveau de corrélations significatives a été observé entre les taux de neutrophiles et l'axe pro-inflammatoire (G-CSF ρ = 0,65 ; IL-1β ρ = 0,62 ; IL-6 ρ = 0,58 ; TNF-α ρ = 0,51), suivi de corrélations modérément positives avec l'axe régulateur (IL-10 ρ = 0,45 ; IL-1RA ρ = 0,48). Le pourcentage de macrophages présentait une corrélation négative inversée avec les axes chimiotactique et pro-inflammatoire, de force similaire. Les corrélations intra-axes étaient nettement plus fortes que les corrélations inter-axes (médiane |ρ| intra-axe = 0,68 contre médiane |ρ| inter-axe = 0,33), ce qui soutient l'hypothèse de voies régulatrices en amont communes contrôlant les axes chimiotactique, pro-inflammatoire et régulateur.
Le réseau de corrélation a représenté ce couplage dans un graphe où les neutrophiles du LBA étaient le nœud central le plus important, avec toutes les 13 arêtes vers les cytokines résistant à la correction BH pour tests multiples. Sur les 136 connexions par paires possibles entre les 17 caractéristiques, 99 ont satisfait au critère conjoint de |ρ| ≥ 0,30 et de p ajusté selon BH < 0,05, et ont été conservées. Le graphe du réseau de corrélation présentait une architecture modulaire claire en trois blocs, reflétant les groupes obtenus par regroupement hiérarchique : les connexions les plus denses et les plus fortes existaient entre le module des chimiotactines et le nombre et le pourcentage de neutrophiles dans le LBA ; des connexions de poids intermédiaire reliaient le module pro-inflammatoire aux neutrophiles et au module des chimiotactines ; enfin, des connexions fines en provenance du module régulateur reliaient les blocs des chimiotactines et pro-inflammatoire. Le nœud représentant le pourcentage de macrophages était situé à l'opposé du bloc neutrophile–chimiotactine et y était relié par un éventail d'arêtes à pondération négative. Collectivement, l'ACP, la matrice de corrélation et le graphe du réseau ont révélé un schéma cohérent dans lequel l'infiltration de neutrophiles dans le LBA et la réponse aux chimiotactines sont fortement associées au niveau individuel des participants, tandis que les voies pro-inflammatoires et régulatrices constituent des modules bien définis mais interconnectés autour de cet axe neutrophile–chimiotactine.
Figure 4 : Visualisation couplée du recrutement des neutrophiles et des profils de cytokines inflammatoires. Biplot de l'analyse en composantes principales de la matrice standardisée des cellules et des cytokines, avec les participants colorés par groupe, carte thermique des corrélations de Spearman, et graphe en réseau de l'ensemble des 17 caractéristiques cellulaires et solubles (nœuds dimensionnés selon leur degré, arêtes échelonnées selon |ρ| et filtrées selon une valeur p ajustée par Benjamini–Hochberg < 0,05 et |ρ| ≥ 0,30), mettant en évidence le centre neutrophile-chimiokine. Abréviations : BH = Benjamini–Hochberg ; PC = composante principale. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
DISPONIBILITÉ DES DONNÉES :
L'ensemble de données au niveau des participants, déidentifié, et le code d'analyse R utilisés dans cette étude sont fournis en tant que Tableau Supplémentaire S1 et Fichier Supplémentaire 1. D'autres données soutenant les résultats de cette étude sont disponibles auprès de l'auteur correspondant sur demande raisonnable.
Tableau supplémentaire S1 : jeu de données du LBA. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
Fichier supplémentaire 1 : Un fichier ZIP contenant les codes d'analyse. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
Discussion
La robustesse de ce protocole dépend de quelques décisions prises avant et pendant l'analyse. Fixer le taux de récupération minimal à 40 % et combiner la deuxième aliquote et les suivantes a été une décision délibérée, car la première aliquote contient un enrichissement plus élevé en matériaux des voies respiratoires bronchiques, tandis que le taux de récupération varie systématiquement selon l'âge, le sexe, l'historique de tabagisme et le bronche cible18. Bloquer les récepteurs Fc et titrer les anticorps contre des clones individuels afin d'assurer des limites de tri correctes entre les neutrophiles matures CD15⁺CD16⁺CD11b⁺ et les macrophages alvéolaires CD14⁺HLA-DR⁺ (les cellules dominantes dans l'échantillon de LBA présentant le plus fort marquage non spécifique et un fond d'autofluorescence) est essentiel pour maintenir la cohérence entre les deux groupes19,20. La limitation liée au cycle de congélation-décongélation et le délai de 2 heures pour l'analyse multiplexe ne sont pas non plus arbitraires. Des données sur le LBA humain ont montré une réduction significative du pourcentage de neutrophiles entre 6 et 24 heures, même lors d'un stockage à 4 °C, tandis que les pourcentages de macrophages et de lymphocytes restaient constants13. Les paramètres des algorithmes t-SNE et UMAP, ainsi que ceux de la grille FlowSOM à 100 nœuds et des 12 à 15 métaclusters, ont été déterminés à l'avance avant l'analyse des groupes afin d'éviter un réglage a posteriori, qui constitue l'une des causes connues de l'irréproductibilité des pipelines de cytométrie16. Les opérateurs et l'identification des plaques ou des analyses peuvent encore être conservés pour chaque événement cellulaire afin d'appliquer des méthodes de correction par lot dans de futures analyses à grande échelle21.
Il existe plusieurs modes de défaillance courants qui ne nécessitent pas de modification du protocole. Un faible rendement (<40 %) est généralement dû à un positionnement insuffisant de la cale ou à une aspiration excessive ; ce problème peut être corrigé en ajustant la position du bronchoscope et en réduisant l'aspiration à <100 mmHg avant d'aspirer un autre prélèvement. L'autofluorescence excessive provenant des macrophages alvéolaires, principal facteur de confusion dans l'analyse par cytométrie en flux des cellules pulmonaires, peut être atténuée en incluant des témoins de cellules pulmonaires non marquées dans chaque série et en définissant clairement la porte des macrophages à forte diffusion latérale, plutôt que de s'appuyer uniquement sur les colorants de viabilité19. Les panneaux multiplexés sont souvent altérés par un faible nombre de billes et des valeurs anormalement élevées. L'exécution d'une courbe de dilution préliminaire pour un sous-ensemble d'échantillons infectés et témoins avant de fixer une dilution 1:2 permet d'éviter la saturation du signal de CXCL8, CXCL1 et G-CSF, situés à la partie la plus élevée de la courbe standard pour les échantillons de pneumonie, en raison de leur effet matriciel précédemment identifié dans les échantillons de LBA22. Le protocole peut être davantage ajusté selon les caractéristiques de la cohorte. Lorsque les échantillons contiennent principalement un seul type de pathogène, réduire le panneau de base aux seules chimioattractantes et médiateurs pro-inflammatoires permettrait de préserver une puissance statistique suffisante. Dans le cas d'une population mixte contenant des bactéries, des virus et des pathogènes atypiques, il restera avantageux de mesurer également les médiateurs régulateurs, puisqu'une signature spécifique au pathogène dans les neutrophiles et macrophages alvéolaires a récemment été démontrée23, et qu'une combinaison de cytokines pro-inflammatoires et régulatrices dans le LBA s'est révélée refléter la gravité de la maladie dans la pneumonie communautaire24.
La contribution du présent protocole ne réside pas dans l'observation individuelle de l'afflux de neutrophiles ou de l'élévation des chimiotactines et des cytokines pro-inflammatoires lors d'une infection respiratoire, deux phénomènes largement documentés, mais dans le couplage d'un panneau cytométrique sept marqueurs ciblant les neutrophiles et les monocytes, et d'un dosage immunoanalytique multiplexe à 13 analytes, tous deux intégrés à un même pipeline de visualisation appliqué au même échantillon de LBA. La mise en œuvre d'un panneau à sept marqueurs ciblant les neutrophiles et les monocytes, conjuguée à un dosage immunoanalytique multiplexe à 13 analytes, permet de capter la complexité phénotypique et cytokinique ; sans cela, l'analyse nécessiterait plusieurs tests indépendants et un volume de LBA bien plus important que celui pouvant être obtenu à partir d'un échantillon bronchoscopique standard. Le premier s'inscrit bien dans la lignée des travaux antérieurs montrant que la cytométrie en flux multicolore est aussi fiable que la microscopie manuelle pour l'identification des types cellulaires dans les échantillons de LBA15, tandis que les critères d'acceptation du second reflètent les meilleures pratiques d'un programme reconnu d'évaluation des compétences pour les dosages multiplexes à base de billes dans des études multicentriques16. En particulier, la carte thermique combinée, le graphique de réseau et l'ACP, construits à partir des mêmes entrées standardisées, révèlent des relations entre les types cellulaires et leurs facteurs associés qui, auparavant, ne pouvaient être déduites qu'en additionnant des diagrammes en barres indépendants. Ceci est important car les chimiotactines CXCL8, CCL2 et CCL3 provenant du LBA agissent de concert pour recruter les neutrophiles et les monocytes à partir d'un lit vasculaire commun, et leur structure conjointe porte des informations qui ne peuvent être obtenues à partir de lectures indépendantes à analyte unique9,10. Le LBA est déjà couramment prélevé à des fins cliniques et ne nécessite aucun volume supplémentaire, de sorte que ce protocole peut être considéré comme un complément translationnel aux services bronchoscopiques existants, plutôt que comme une procédure diagnostique autonome.
Le délai pratique nécessaire pour l'ensemble du processus, comprenant le transport des échantillons, la coloration, l'acquisition en cytométrie en flux, l'incubation et la lecture du test multiplex, ainsi que le traitement computationnel ultérieur, est de l'ordre de 24 heures en conditions de laboratoire de recherche. Ce processus s'inscrit donc comme un outil de phénotypage approfondi destiné à la caractérisation mécanistique et au suivi de la réponse au traitement, plutôt que comme un test de triage au chevet du patient pour des décisions urgentes, telles que la distinction immédiate entre une pneumonie associée au ventilateur et un syndrome de détresse respiratoire aiguë stérile, pour lesquelles les tests microbiologiques et les tests de biomarqueurs à un seul marqueur, plus rapides, restent la référence en matière de prise en charge.
Plusieurs limites doivent être mentionnées. Le liquide de lavage broncho-alvéolaire (BALF) est prélevé à partir de l'espace aérien et reflète les interactions immédiates à la surface de cet espace, mais il ne contient pas les cellules situées dans la paroi alvéolaire et le septum, où se localisent de nombreux macrophages activés et lymphocytes résidents dans les tissus. Par conséquent, il n’existe pas de correspondance univoque entre les statuts immunitaires de l’espace aérien et du parenchyme, ce qui est conforme à des données publiées précédemment25. La détection multiplex basée sur des billes souffre de réactivité croisée des anticorps ainsi que d'effets matriciels, particulièrement fréquents dans l’environnement riche en mucines et en surfactant du BALF, par comparaison avec le sérum sanguin ; en outre, le processus de dilution du liquide de revêtement épithélial par du sérum salin ne peut être corrigé par aucun marqueur endogène, comme l’urée, conformément à des critiques récemment publiées26. Le volume de lavage récupéré était, en moyenne, de 6 mL inférieur dans le groupe d’infection par rapport aux témoins ; ainsi, les concentrations absolues rapportées ici sont influencées par une différence modeste entre les groupes en ce qui concerne le facteur de dilution, et aucun marqueur endogène de dilution n’a été appliqué. Une exposition préalable aux antibiotiques chez 41 des 64 participants du groupe d’infection (64,1 %) pourrait atténuer les concentrations des cytokines dans les voies respiratoires et la récupération des pathogènes. Il est important de noter que le protocole ne représente qu’un instantané pris à un seul moment pendant une bronchoscopie indiquée cliniquement, ce qui exclut l’analyse de la cinétique du recrutement des neutrophiles, de la sécrétion maximale des chimiokines et de leur résolution chez des patients individuels. Les valeurs d’AUC (aire sous la courbe) pour un seul analyte ont été dérivées de la même cohorte utilisée pour l’identification des biomarqueurs, en l’absence d’une cohorte de validation indépendante, et doivent être interprétées comme des mesures de discrimination intra-cohorte plutôt que comme une performance diagnostique validée externement ; l’adoption d’un seuil prédéfini pour un biomarqueur unique en pratique clinique nécessiterait une validation prospective dans une cohorte indépendante et multicentrique. Des analyses de sensibilité préétablies, restreintes aux échantillons ayant un meilleur rendement, aux participants n’ayant jamais reçu d’antibiotiques, et stratifiées selon le statut de ventilation mécanique et selon le sous-type de pneumonie (acquise en milieu communautaire, acquise à l’hôpital ou associée à la ventilation) n’ont pas modifié le sens des comparaisons entre groupes.
À l'avenir, ces limites pourraient être surmontées en ajoutant un séquençage de l'ARN au niveau de la cellule unique ou une analyse CITE-seq aux mêmes culots de LBA utilisés pour la quantification des protéines et des cellules, des approches déjà appliquées avec succès dans de grandes cohortes de pneumonie bactérienne et de pneumonie pédiatrique à Mycoplasma pneumoniae, afin de révéler des sous-populations de neutrophiles et de macrophages alvéolaires non distinguables par cytométrie en flux classique27,28. L'association des données obtenues par les analyses des espaces aériens à celles fournies par la cytométrie de masse par imagerie ou par la transcriptomique spatiale de biopsies appariées, voire de tissus d'autopsie, permettrait de contextualiser ces informations29. La mise en relation d'un échantillonnage longitudinal du LBA avec l'évaluation d'antagonistes de CXCR1/CXCR2 et du blocage du récepteur de l'IL-6, qui ont tous deux montré un bénéfice sur la survie ou le soutien organique dans les pneumonies sévères et le syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA), permettrait également de tester l'axe neutrophile-chimiokine mis en évidence par cette procédure comme outil d'aide à la décision thérapeutique30,31.
En conclusion, cette étude décrit un flux de travail intégré d'analyse visuelle comprenant des procédures standardisées de collecte et de préparation du lavage bronchoalvéolaire (LBA), un panel cytométrique à sept marqueurs permettant de quantifier la composition neutrophile–monocytaire, un test multiplex de dosage de 13 cytokines, ainsi qu'une plateforme commune de visualisation comprenant des analyses UMAP, de regroupement hiérarchique, de réseau de corrélation et d'analyse en composantes principales (ACP). En appliquant ce flux de travail à une cohorte prospective de 112 adultes subissant une fibroscopie bronchique indiquée cliniquement, l'analyse a révélé une transition marquée de la composition cellulaire immunitaire alvéolaire, passant des macrophages aux neutrophiles chez les patients infectés, détecté un patron de réponse cytokinique en trois modules et mis en évidence un axe fortement couplé neutrophile–chimiokine, invisible par des mesures monocanal. La procédure repose exclusivement sur les échantillons recueillis lors du diagnostic clinique, n'exige aucun volume supplémentaire et pourrait être réalisable dans des laboratoires de soins tertiaires équipés pour la cytométrie en flux multiparamétrique et l'analyse par réseaux de billes multiplex. Une adoption plus large, ainsi que l'utilisation éventuelle d'analytes individuels comme biomarqueurs diagnostiques, nécessitera une validation prospective dans des cohortes multicentriques indépendantes. L'étude présente ainsi une méthodologie reproductible et riche en données pour caractériser l'inflammation des voies respiratoires lors d'infections respiratoires, et fournit une base pour son développement ultérieur vers des études longitudinales, des analyses unicellulaires et spatiales, ainsi que pour l'évaluation thérapeutique de l'immunomodulation ciblant l'axe neutrophile–chimiokine.
Déclarations de divulgation
Les auteurs n'ont aucun conflit d'intérêts à déclarer.
Remerciements
Nous remercions sincèrement tous les patients et volontaires ayant participé à cette étude pour leur précieuse coopération. Nous reconnaissons avec gratitude le Comité d'éthique pour l'approbation éthique (n° d'approbation 2026HL-038) et pour son encadrement normatif tout au long du processus de recherche.
Nous remercions le personnel médical du service de pneumologie, du centre de bronchoscopie et du laboratoire clinique pour leur soutien dans la collecte des échantillons cliniques, le traitement des échantillons de lavage bronchoalvéolaire et la détection microbiologique. Nous tenons également à remercier la plateforme technique du laboratoire central de l'hôpital pour son appui dans les expériences de cytométrie en flux en haute dimension et de profilage multiplex de cytokines.
Cette recherche n'a reçu aucune subvention spécifique des agences de financement des secteurs public, commercial ou à but non lucratif.
Nous remercions tous les chercheurs, techniciens et personnel infirmier ayant participé à ce projet pour leurs efforts dans le dépistage des patients, la gestion des échantillons, les opérations expérimentales et l'organisation des données.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Anticorps anti-CD11b humain, Brilliant Violet 421, clone ICRF44 | BioLegend | Cat. No. 301323 | Marqueur d'activation des neutrophiles ; canal laser violet URL: https://www.biolegend.com |
| Anticorps anti-CD14 humain, APC/Cyanine7, clone M5E2 | BioLegend | Cat. No. 301820 | Marqueur d'exclusion monocyte-macrophage ; canal laser rouge URL: https://www.biolegend.com |
| Anticorps anti-CD15 humain, PE, clone HI98 | BioLegend | Cat. No. 301906 | Marqueur de lignée des neutrophiles ; canal laser bleu URL: https://www.biolegend.com |
| Anticorps anti-CD16 humain, Brilliant Violet 510, clone 3G8 | BioLegend | Cat. No. 302048 | Marqueur de maturation des neutrophiles et des cellules NK ; canal laser violet URL: https://www.biolegend.com |
| Anticorps anti-CD45 humain, PerCP, clone HI30 | BioLegend | Cat. No. 304026 / RRID: AB_893338 | Marqueur pan-leucocytaire ; canal laser bleu URL: https://antibodyregistry.org/AB_893338 |
| Anticorps anti-CD66b humain, FITC, clone G10F5 | BioLegend | Cat. No. 305103 | Marqueur des granulocytes ; canal laser bleu URL: https://www.biolegend.com |
| Anticorps anti-HLA-DR humain, PerCP/Cyanine5.5, clone L243 | BioLegend | Cat. No. 307629 | Marqueur des cellules présentatrices d'antigènes ; canal laser bleu URL: https://www.biolegend.com |
| Analyseur automatisé d'hématologie (Sysmex XN-1000) | Sysmex Corporation | Instrument (modèle XN-1000) | Utilisé pour déterminer le nombre total de cellules nucléées afin de calculer le nombre absolu de neutrophiles URL: https://www.sysmex.com |
| Albumine sérique de bovin | Sigma-Aldrich (MilliporeSigma) | Cat. No. A7906 | Utilisée dans le tampon de marquage en cytométrie en flux (0,5 % p/v dans le PBS avec 2 mM EDTA) URL: https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/a7906 |
| Pack ComplexHeatmap (R/Bioconductor) | Projet Bioconductor | v2.20 (open-source) | Utilisé pour les cartes thermiques de regroupement hiérarchique des données multiplex de cytokines URL: https://bioconductor.org/packages/ComplexHeatmap |
| Cytocentrifugeuse (Cytospin 4) | Thermo Fisher Scientific | Cat. No. A78300003 | Utilisée pour préparer des lames de cytologie à partir de la suspension cellulaire de LBA URL: https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/A78300003 |
| Solution de lyse des érythrocytes (BD FACS Lysing Solution, concentré 10X) | BD Biosciences | Cat. No. 349202 | Utilisée pour la lyse des érythrocytes après marquage de surface URL: https://www.bdbiosciences.com |
| Acide éthylènediaminotétraacétique (EDTA), 0,5 M pH 8,0 | Thermo Fisher Scientific (Invitrogen) | Cat. No. AM9260G | Utilisé dans le tampon de marquage en cytométrie en flux à 2 mM URL: https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/AM9260G |
| Colorant vital fixable (Zombie NIR Fixable Viability Kit) | BioLegend | Cat. No. 423105 | Exclusion vivant-mort avant le traçage ; canal laser rouge URL: https://www.biolegend.com |
| Endoscope vidéo souple | Olympus Corporation (BF-1TQ290) | Instrument (modèle BF-1TQ290) | Utilisé pour le LBA sous sédation modérée URL: https://www.olympus-global.com |
| Cytomètre en flux multicolore (CytoFLEX LX) | Beckman Coulter Life Sciences | Instrument (modèle CytoFLEX LX, configuration à six lasers) | Utilisé pour l'acquisition du panel à sept marqueurs pour les neutrophiles/monocytes en cytométrie en flux URL: https://www.beckman.com |
| Logiciel d'analyse en cytométrie en flux (FlowJo) | BD Biosciences (FlowJo LLC) | v10.10 | Utilisé pour la compensation et le traçage manuel des fichiers FCS URL: https://www.flowjo.com |
| Pack FlowSOM (R/Bioconductor) | Projet Bioconductor | v2.12 (open-source) | Utilisé pour le regroupement par carte auto-organisatrice et le méta-regroupement des données de cytométrie en flux URL: https://bioconductor.org/packages/FlowSOM |
| GraphPad Prism (logiciel de représentation statistique) | GraphPad Software (Dotmatics) | v10 | Utilisé pour générer les figures finales URL: https://www.graphpad.com |
| Réactif de blocage des récepteurs Fc humains (Human TruStain FcX) | BioLegend | Cat. No. 422301 / RRID: AB_2818986 | Blocage des récepteurs Fc avant le marquage par anticorps URL: https://antibodyregistry.org/AB_2818986 |
| Pack igraph (R) | CRAN | v2.0 (open-source) | Utilisé pour construire et visualiser le graphe du réseau de corrélation URL: https://cran.r-project.org/package=igraph |
| Flacons cryogéniques à faible liaison protéique, 2,0 mL | Thermo Fisher Scientific (Nunc) | Cat. No. 375418 | Utilisés pour les aliquots de surnageant de LBA destinés à l'analyse des cytokines URL: https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/375418 |
| Plateforme d'immunodosage multiplex à billes magnétiques (MAGPIX) | Luminex Corporation (DiaSorin) | Instrument (modèle MAGPIX) | Utilisée pour l'acquisition du dosage multiplex des cytokines URL: https://www.luminexcorp.com |
| Solution de coloration May-Grünwald-Giemsa | Sigma-Aldrich (MilliporeSigma) | Cat. No. GS500 | Utilisée pour le décompte différentiel des cellules sur cytospin URL: https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/gs500 |
| Pack mice (R) | CRAN | v3.16 (open-source) | Utilisé pour l'imputation multiple par équations enchaînées dans l'analyse de sensibilité URL: https://cran.r-project.org/package=mice |
| Panier multiplex de billes magnétiques pour cytokines/chimiokines (13-plex, personnalisé ; MILLIPLEX MAP Human Cytokine/Chemokine) | Merck / MilliporeSigma | Cat. No. HCYTOMAG-60K | Panier personnalisé mesurant les 13 analytes décrits à la section 2.4 URL: https://www.merckmillipore.com |
| Filtre en maille de nylon, 70 µm | Corning (Falcon) | Cat. No. 352350 | Utilisé pour la filtration mécanique du LBA afin d'éliminer les grumeaux de mucus URL: https://www.corning.com |
| Solution tampon phosphate (PBS), pH 7,4 | Thermo Fisher Scientific (Gibco) | Cat. No. 10010023 | Tampon de base pour la resuspension et le marquage des cellules URL: https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/10010023 |
| Pack pROC (R) | CRAN | v1.18 (open-source) | Utilisé pour générer les courbes ROC et les valeurs AUC URL: https://cran.r-project.org/package=pROC |
| R (environnement de calcul statistique) | Équipe R Core | v4.4 (open-source) | Plateforme pour les analyses statistiques et la visualisation URL: https://www.r-project.org |
| Pack rstatix (R) | CRAN | v0.7 (open-source) | Utilisé pour les comparaisons de groupes et les statistiques de corrélation URL: https://cran.r-project.org/package=rstatix |
| Pack Rtsne (R) | CRAN | v0.17 (open-source) | Utilisé pour les projections t-SNE URL: https://cran.r-project.org/package=Rtsne |
| Billes de compensation monocolorées (UltraComp eBeads Compensation Beads) | Thermo Fisher Scientific (Invitrogen) | Cat. No. 01-2222-42 | Utilisées comme témoins de compensation monocanal URL: https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/01-2222-42 |
| Solution de chlorure de sodium pour injection, 0,9 % (sérum physiologique stérile) | Baxter International | Cat. No. 2B1324 | Utilisée pour l'instillation en LBA (100–150 mL, aliquots de 20–40 mL à 37 °C) URL: https://www.baxter.com |
| Pack uwot (R) | CRAN | v0.2 (open-source) | Utilisé pour la réduction de dimensionnalité UMAP URL: https://cran.r-project.org/package=uwot |
| xPONENT (logiciel d'acquisition et d'ajustement de courbe pour dosage multiplex) | Luminex Corporation (DiaSorin) | v4.3 | Logiciel propriétaire de l'instrument pour l'ajustement de courbe standard à 5PL URL: https://www.luminexcorp.com |
Références
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