Article de méthode

Système optique pour l'évaluation de la mécanique auriculaire et ventriculaire dans des cœurs de souris perfusés selon la méthode de Langendorff

DOI :

10.3791/72264

⸱

14 août 2026

 , 
1Centro de Investigación y de Estudios Avanzados del IPN, Unidad Monterrey

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole décrit la procédure d'extraction et de canulation du cœur de souris, ainsi que la préparation et la configuration du système de perfusion rétrograde de Langendorff. Le dispositif expérimental est couplé à un système optique haute résolution conçu pour évaluer les réponses mécaniques des oreillettes et des ventricules tout en préservant leurs dynamiques naturelles.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le cœur de souris sert de modèle largement utilisé en recherche cardiovasculaire, grâce aux progrès réalisés dans les technologies de génie. Toutefois, l'évaluation de la contractilité auriculaire et ventriculaire reste difficile en raison des petites dimensions du cœur de souris. Cette étude présente une nouvelle méthodologie permettant d'évaluer la contractilité et la fréquence cardiaque dans un cœur isolé intact. L'utilisation d'un cœur de souris perfusé selon Langendorff combinée à un système optique haute résolution permet d'évaluer la contractilité auriculaire et ventriculaire. Le dispositif expérimental surmonte les difficultés liées aux petites dimensions du cœur et aux fréquences de contraction élevées, tout en enregistrant des signaux haute résolution. La synchronisation entre la fréquence de stimulation et la fréquence de contraction cardiaque, dans une plage allant de 420 à 660 battements par minute (bpm), est conforme aux résultats obtenus avec la méthode auxotonique. De plus, les mesures du raccourcissement ventriculaire et des signaux dynamiques auriculaires permettent de déterminer la contraction auriculo-ventriculaire. Cette méthode convient à l'évaluation de la contractilité et de la fréquence cardiaque dans un cœur isolé intact, sans influence pharmacologique ni systémique. Ces résultats démontrent que le système optique permet de mesurer les réponses de raccourcissement ventriculaire et auriculaire.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il reste beaucoup à découvrir en physiologie cardiaque ; des processus clés, tels que la génération du rythme cardiaque et le couplage excitation-contraction, constituent des principes fondamentaux faisant l'objet de recherches continues1. Bien que les effets du bruit biologique sur la contractilité cardiaque2 et l'activité de génération du rythme soient encore mal compris1, de nouvelles méthodes d'imagerie optique ont permis d'établir de nouveaux paradigmes3,4.

Deux méthodologies expérimentales utilisant le système de Langendorff ont apporté des contributions inestimables à la mesure de la fonction cardiaque. Premièrement, la méthode de contraction isovolumique, où un signal est obtenu à l’aide d’un petit ballonnet inséré dans le ventricule gauche5,6,7. Deuxièmement, la méthode d’enregistrement auxotonique, où un signal est obtenu en fixant par un point de suture une extrémité d’un fil à l’apex du cœur et l’autre extrémité à un dispositif mécanique d’enregistrement afin de mesurer les contractions auxotoniques selon l’axe du cœur2,8. Toutefois, l’évaluation de la contractilité auriculaire et ventriculaire dans le cœur de souris est difficile en raison de sa taille minuscule. En outre, la préparation exige un certain degré de délicatesse, car le cœur est sensible aux lésions9,10,11,12,13.

Le système optique permettant d'évaluer la dynamique mécanique des cœurs de souris présente plusieurs caractéristiques et avantages novateurs. Premièrement, cette méthode convient à l'évaluation de la contractilité et de la fréquence cardiaque dans un cœur isolé intact, en l'absence d'influences pharmacologiques ou systémiques. Le protocole pourrait également être utilisé efficacement dans des expériences évaluant les lésions d'ischémie-reperfusion lors de l'étude de traitements pharmacologiques, de régénération cellulaire ou basés sur l'oxygénothérapie.

Dans cet article, nous présentons un protocole permettant l'enregistrement de paramètres biophysiques de la fonction contractile du cœur de souris à l'aide d'un système optique haute résolution. Cette méthode permet d'évaluer la contractilité et la fréquence cardiaque dans un cœur isolé intact. De plus, elle autorise l'évaluation de la contractilité auriculaire et ventriculaire. La préparation du cœur de souris selon Langendorff présente une amélioration incluant une légère modification visant à minimiser la perte de température du perfusat et les artefacts de mouvement, sans toutefois inhiber les contractions musculaires.

Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Toutes les procédures animales ont été réalisées conformément aux réglementations fédérales en matière d'expérimentation et de soins aux animaux et ont été approuvées par le Comité de soins aux animaux du CINVESTAV (CINVESTAV Zacatenco, D.F., Mexique). Dans cette étude, des souris mâles C57BL/6J sont utilisées, pesant entre 28 et 34 g et âgées de 8 à 14 semaines. Tous les matériaux et équipements utilisés dans le protocole sont répertoriés dans le Tableau des matériaux. Les fichiers supplémentaires 1 à 11 fournissent des schémas explicatifs, des guides logiciels, des programmes d'analyse, des données de stimulation cardiaque et des fichiers d'application pour le protocole.

1. Préparation des solutions mères

  1. Préparer deux solutions mères à l'avance et les conserver au réfrigérateur à 4 °C : (1) Solution mère I, 1 L (dans de l'eau déionisée ; en g/L : 76,13 NaCl, 4,02 KCl, 1 MgCl2(6H2O), 0,4 NaH2PO4) et (2) Solution mère II, 0,1 L (dans de l'eau déionisée ; en g/L : 73,5 CaCl2(2H2O)).
    REMARQUE : Les solutions peuvent être utilisées jusqu'à 30 jours après leur préparation. Les conserver à 4 °C.

2. Connexion au système Langendorff et nettoyage

  1. Connectez le réservoir (1), le bain thermique du réservoir (2), la pompe de perfusion (3), le serpentin (4), le recirculateur de serpentin (5), le système de surveillance (6) et le système de drainage (8), comme indiqué dans la Figure 1A.
    REMARQUE : La connexion entre le système de surveillance et le système de drainage est illustrée plus en détail dans le Fichier Supplémentaire 1.
  2. Remplissez le système Langendorff avec 1 L d'eau déionisée à 50 °C, puis démarrez les pompes de perfusion et de drainage (Fichier Supplémentaire 1, système de drainage). Après environ 20 à 30 minutes, retirez le liquide du système, puis passez à l'étape suivante.
    REMARQUE : Vérifiez qu'il n'y a ni fuite ni chute de pression dans le système. Si tel est le cas, ne poursuivez pas l'expérience.
  3. Remplissez le système avec 1 L d'acide acétique à 1 % (dissous dans de l'eau déionisée), puis arrêtez les pompes de perfusion et de drainage et attendez 60 minutes, puis remettez les pompes en marche pour évacuer le liquide.
  4. Répétez deux fois l'étape 2.2.
  5. Remplissez le système avec de l'éthanol à 70 % (dissous dans de l'eau déionisée) afin d'éviter l'adhésion des composants de la solution.
    REMARQUE : Le système de perfusion Langendorff doit être nettoyé tous les dix expériences ou une fois par mois. Le protocole de nettoyage avant l'expérience est expliqué dans la section 4. Le protocole de nettoyage après l'expérience est détaillé dans la section 8.

3. Préparation de la solution de Tyrode pendant l'expérience

  1. Préparer 1 L de solution en mM : 130,25 NaCl, 5,4 KCl, 0,53 MgCl2(6H2O), 0,33 NaH2PO4, 1,8 CaCl2(2H2O), 10 D-glucose, 10 HEPES, ajusté à un pH de 7,35 ± 0,05 à l’aide de NaOH.
    1. Mélanger 100 mL du Stock I avec 700 mL d’eau déionisée sous agitation constante, puis élever la température de la solution à 37 °C ; maintenir l’oxygénation de la solution en raccordant le réservoir d’O2 à la pierre poreuse comme indiqué dans Figure 1A (1).
    2. Ajouter 3,6 mL du Stock II et 96,4 mL d’eau déionisée pour obtenir une concentration de 1,8 mM de CaCl2(2H2O), puis ajouter de la NaOH pour ajuster le pH à 7,35 ± 0,05.
    3. Compléter avec de l’eau déionisée jusqu’à un volume final de 1 L de solution de Tyrode.
      NOTE : Il est recommandé de conserver 100 mL de la solution au réfrigérateur à 4 °C ; ce volume sera nécessaire ultérieurement à l’étape 6.

4. Préparation du système de Langendorff

REMARQUE : Si le système Langendorff n'est pas rempli avec de l'éthanol le jour de l'expérience, il n'est pas recommandé de poursuivre la procédure ; dans ce cas, recommencer section 2.

  1. Allumez les pompes de perfusion et de drainage. Réglez le débit de la pompe de perfusion à 3 mL/min et celui de la pompe de drainage à 10 mL/min. Videz le système.
  2. Remplir le système avec 1 L d'eau déionisée à 37 °C, puis éliminer l'eau.
  3. Remplir le système avec la solution de Tyrode préparée dans étape 3 et maintenir la solution à une température physiologique et sous oxygénation constante.
  4. Allumez les bains thermaux du réservoir et le recirculateur en serpentin. Réglez la température du réservoir (Figure 1A (2)) à 38 °C pour maintenir la solution dans des conditions physiologiques. Régler la température du serpentin (Figure 1A (5)) à 40 °CCela compense la perte de température dans la solution du système de Langendorff.
    REMARQUE : Si la température de la solution de Tyrode à la sortie du système n'est pas physiologique (37 °C) ± 0.5 °C), ajustez la température du recirculateur sinueux. Il n'est pas recommandé de passer à l'étape 6 tant que la température n'a pas atteint une valeur stable appropriée.
  5. Allumez le moniteur de pression (Fichier supplémentaire 1, système de surveillance) et étalonner dans la plage de 0 à 200 mmHg. Une application de surveillance et de stimulation est disponible pour aider à l'étalonnage du système (Fichier supplémentaire 3 et Fichier supplémentaire 11).
    REMARQUE : Il est essentiel de vérifier qu’il n’y a ni perte de pression ni bulles dans le système. Si des bulles sont présentes dans le système, bloquer temporairement la sortie inférieure du serpentin et ouvrir la vanne supérieure ; cela provoquera le remplissage de la colonne, permettant ainsi l’évacuation des bulles à l’extérieur. Il n’est pas recommandé de poursuivre l’expérience tant que cette condition n’a pas été vérifiée.

5. Système optique14

  1. Assemblez la caméra CMOS (Figure 1A, 10), l'objectif de caméra réglable (LC) et le système d'éclairage.
    NOTE : Le système d'éclairage comprend deux DEL (Figure 1A, 9), deux lentilles d'éclairage plan-convexes (LI), un contrôle d'éclairage (Figure 1A, 11), une carte d'acquisition (Supplementary File 1, système de surveillance) et des pièces de support conçues en 3D (Supplementary File 1).
  2. Placez un objet de référence ayant un volume d'environ 1 000 mm3 à une distance de 100–200 mm de l'objectif de la caméra (centre de la Figure 1A).
    NOTE : L'objet doit être positionné à l'emplacement du cœur dans le système Langendorff. Cette position peut être observée sur la Figure 1B, spécifiquement au centre de l'image où les faisceaux lumineux convergent.
  3. Démarrez le logiciel d'acquisition de la caméra, puis configurez la caméra avec un sous-échantillonnage de 4x (4 pixels = 1 sous-pixel). Définissez une région d'intérêt (ROI) de 200 x 200 sous-pixels (Supplementary File 2).
    NOTE : Avec cette configuration, une résolution temporelle de 750 images par seconde (fps) est possible.
  4. Allumez le système d'éclairage (Supplementary File 1), ajustez les faisceaux lumineux pour les focaliser sur l'objet de référence et obtenez un éclairage homogène (Figure 1B).
  5. Réglez l'intensité lumineuse sur l'objet de référence afin d'éviter une surexposition de l'image.
    NOTE : L'image doit ressembler à la Figure 2A (ou à la Figure 1C, PC contrôleur). Les reflets à la surface de l'objet (cœur) doivent être réduits au maximum sans perdre la définition de son contour. Cela peut être réalisé en ajustant la puissance du contrôle d'éclairage ou en réduisant le temps d'exposition dans les paramètres de la caméra.
  6. Focalisez l'objectif de la caméra pour obtenir une image nette de l'objet de référence (Figure 1C, PC contrôleur). Assurez-vous que l'objet de référence occupe 80 % du champ de vision (Figure 2A) afin d'obtenir une échelle de conversion d'environ 61 µm par sous-pixel.
    NOTE : Le système optique active automatiquement le système d'éclairage lorsque la caméra est mise en mode acquisition (Figure 1A et Supplementary File 2). Il est recommandé de maintenir la caméra en mode veille afin que le système d'éclairage reste éteint, ne s'activant qu'au cours des périodes de collecte de données expérimentales pour éviter toute surchauffe.

6. Procédures chirurgicales et de cannulation

  1. Héparinisation et anesthésie
    1. Préparer un mélange anesthésique contenant de la tiletamine-zolazépam (40 mg/kg de poids corporel de la souris) et du xylazine (10 mg/kg de poids corporel de la souris), puis diluer à 200 µL avec une solution saline.
    2. Injecter le mélange anesthésique par voie intrapéritonéale à l’aide d’une aiguille de 27 G. Laisser la souris entrer en anesthésie profonde.
      NOTA : Vérifier l’absence de réflexe en réponse à un stimulus appliqué aux membres ou à la queue (généralement, 10 min suffisent).
    3. Injecter 200 UI d’héparine non fractionnée par voie intrapéritonéale à l’aide d’une aiguille de 27 G et attendre environ 5 min avant de poursuivre l’expérience.
  2. Extraction et canulation
    1. Placer la souris en position dorsale, retirer les poils et la peau de la région thoracique à l’aide de ciseaux chirurgicaux.
    2. Faire une incision abdominale sous le diaphragme, en veillant à préserver son intégrité.
    3. Procéder à une incision transversale du diaphragme, puis réaliser rapidement une thoracotomie ascendante bilatérale à travers les côtes, puis retirer la paroi costale.
      NOTA : Prendre soin de ne pas endommager le cœur. Si le cœur est compromis ou lésé pendant la procédure, il est recommandé de ne pas poursuivre l’expérience.
    4. Saisir délicatement les structures supérieures du cœur à l’aide de pinces fines, l’arc aortique et les vaisseaux adjacents. Soulever doucement pour effectuer une coupe vers le bas et vers le haut, puis retirer ensemble le cœur et les poumons.
    5. Transférer rapidement le cœur dans une boîte de Pétri contenant 50 mL de solution de Tyrode à 4 °C pour un lavage initial.
      NOTA : À partir du moment où le diaphragme est incisé, l’animal commence à éprouver une détresse respiratoire ; à partir de ce moment, il existe une fenêtre de 60 s pour réaliser les étapes 6.2.3 à 6.2.6. Dépasser ce délai peut induire des lésions ischémiques.
    6. Retirer les poumons et les tissus adipeux excédentaires afin d’exposer l’arc aortique à l’aide d’un microscope stéréoscopique et de ciseaux fins.
      NOTA : Lors du nettoyage du tissu, s’assurer que l’arc aortique n’est pas endommagé. Si l’aorte est sectionnée en dessous de l’artère brachio-céphalique, la canulation sera difficile, pouvant entraîner des fuites de pression.
    7. Transférer le cœur dans la base de canulation sur mesure contenant 50 mL de tampon de Tyrode à 4 °C et insérer l’extrémité aortique dans la canule fabriquée à partir d’une aiguille de 20 G (Supplementary File 1).
      NOTA : Faire attention à ne pas endommager la valve aortique. Si la valve est compromise, le cœur gonfle et la circulation coronaire ne sera pas correctement lavée.
    8. Faire deux nœuds de canulation à l’aide d’un fil de suture en soie 4/0 : le premier dans l’indentation distale par rapport à l’extrémité de la canule et le second avant le tronc brachio-céphalique (Supplementary File 1).
    9. Appliquer lentement la solution de Tyrode à l’aide d’une seringue de 1 mL remplie de tampon à température ambiante. Vérifier que le tissu coronaire devient clair pour confirmer une bonne canulation.
    10. Retirer le tissu adipeux afin de permettre l’accès aux ventricules et aux oreillettes.
      NOTA : Éviter de dépasser 5 min de canulation afin de préserver la viabilité du cœur.
    11. Transférer le cœur dans un système Langendorff et laisser stabiliser pendant 30 min.
      NOTA : Le cœur est placé au centre du système (Figure 1A,B), suspendu verticalement. Lors de la suspension du cœur, prendre une extrême précaution pour éviter la formation de bulles d’air. Si cela se produit, la pression augmentera au-dessus de 140 mmHg, le cœur commencera à gonfler et ne sera plus viable.
      NOTA : Le montage Langendorff est terminé lorsque le cœur présente une réponse mécaniquement stable, une fréquence d’oscillation naturelle d’environ 360 battements par minute (BPM) et une pression de perfusion comprise entre 60 et 110 mmHg.

7. Protocole de stimulation cardiaque et enregistrement vidéo

  1. Viabilité cardiaque
    1. Vérifiez que la pression coronaire se situe dans la plage de 60 à 110 mmHg avec une pompe de perfusion de 3 mL/min. Si la pression de perfusion coronaire chute en dessous de 60 mmHg, augmentez légèrement le débit de la pompe (une pression trop basse rendra le cœur pâle et flasque). Inversement, si la pression dépasse 110 mmHg, diminuez légèrement le débit de la pompe (une pression excessive induira un œdème tissulaire et une augmentation progressive de la pression jusqu'à l'arrêt cardiaque).}
      NOTE : Maintenir la pression de perfusion en dehors de la plage optimale susmentionnée pendant une période prolongée compromettra irréversiblement la viabilité cardiaque.
    2. Placez le cœur en position frontale afin d'obtenir une vue pleine face sur la caméra. Ajustez la position pour que les deux oreillettes soient visibles sur l'image (Figure 2A).
    3. Placez délicatement les électrodes en platine superficiellement sur le dessus de l'oreillette droite, au niveau du nœud du stimulateur cardiaque. Utilisez l'aperçu de la caméra comme guide pour amener les électrodes dans le champ de vision. Positionnez l'électrode de manière à ne pas obstruer l'oreillette droite. Tout en surveillant l'image en direct, avancez lentement l'électrode jusqu'au contact avec le tissu auriculaire, en prenant soin de ne pas exercer une compression excessive (ce qui aplatirait l'oreillette droite sur l'image).
      NOTE : Si l'opération est correctement réalisée, la vue de la caméra ressemblera à Figure 2A.
    4. Lancez l'application de surveillance et de stimulation (Supplementary File 11) et allumez la carte d'acquisition (Figure 1A (6)). Réglez les paramètres du stimulus : amplitude à 2 V, fréquence à 420, 540 et 720 impulsions par minute (PPM), avec une impulsion carrée de cycle actif de 7 ms (inset de Figure 2A).
    5. Appliquez les stimulations de viabilité en commençant par la fréquence la plus basse, avec une durée de stimulation de 20 s suivie d'une période de récupération de 20 s (temps de repos) entre chaque événement.
      NOTE : Évaluez la viabilité cardiaque par surveillance via la caméra. Si l'organe est fonctionnel sur le plan physiologique, une synchronisation entre le stimulus appliqué et la réponse cardiaque sera observée, accompagnée d'une coordination adéquate entre les cavités cardiaques. À l'inverse, une absence de viabilité se manifestera par une perte de coordination des cavités ou par la présence exclusive de contractions auriculaires isolées.
    6. Fermez la porte de la chambre, car l'expérience est sensible à la lumière ambiante et aux fluctuations thermiques (Figure 1C).
      NOTE : La porte de la chambre doit rester fermée pendant toute la durée de l'expérience. Surveillez la viabilité cardiaque à l'aide de la caméra et de la pression de perfusion.
  2. Enregistrement des données
    1. Appliquez le protocole de stimulation, constitué de trains d'impulsions carrées de 30 s de durée, suivis de 30 s sans signal. Réglez les paramètres du stimulus pour chaque train de stimulation : amplitude à 2 V, cycle actif de 7 ms, et fréquence comprise entre 360 et 720 PPM.
      NOTE : Le protocole de stimulation commence à 360 PPM et augmente de 60 PPM à chaque point temporel (inset de Figure 2A).
    2. Enregistrez en continu les vidéos de la dynamique de la vue frontale du cœur au format .avi à l'aide du logiciel d'acquisition de la caméra (Supplementary File 2). Réalisez un enregistrement vidéo de 20 s pour chaque train de stimulation. Commencez l'enregistrement du segment de 20 s cinq secondes après le début de la stimulation. Un enregistrement brut représentatif est fourni dans Supplementary Movie 1.
      NOTE : Un ordinateur enregistre simultanément le train de stimulation appliqué (.xls, Supplementary File 9) pour chaque vidéo enregistrée (.avi), générés respectivement par l'application de surveillance et de stimulation et par le logiciel d'acquisition de la caméra (Supplementary File 2 et Supplementary File 3).
    3. Vérifiez la viabilité cardiaque en comparant la première vidéo, enregistrée avant le début du protocole de stimulation, avec la deuxième vidéo, enregistrée après l'application du protocole (Figure 2B).

8. Nettoyage du système de perfusion de Langendorff après l'expérience

  1. Retirer les électrodes de stimulation et les électrodes ECG en platine. Retirer le cœur du système et éliminer toutes les solutions de Tyrode résiduelles.
  2. Éteindre le système optique et fermer la vanne d'O2.
  3. Rincer le système avec 1 L d'eau déionisée à 37 °C, puis vider le système.
  4. Répéter les étapes 2.4 et 2.5.
  5. Éteindre tous les systèmes et équipements.

9. Traitement vidéo

  1. Commencez par importer chaque vidéo dans un logiciel informatique et appliquez une fonction de normalisation vidéo15.
  2. Sélectionnez une région d’intérêt (ROI) incluant la zone cardiaque. Effectuez une segmentation d’image pour éliminer le bruit de fond, les électrodes et la canule (Supplementary File 4).
    REMARQUE : Pour sélectionner correctement la zone d’image à supprimer, veuillez vous référer au Supplementary File 10.
  3. Réalisez une analyse globale de la dynamique mécanique (Supplementary File 5). Des exemples illustrant la variabilité et les signaux sont présentés dans la Supplementary Figure S1, la Supplementary Figure S2 et la Supplementary Figure S3.
    1. Appliquez des opérateurs morphologiques à chaque image de la vidéo afin de détecter le périmètre cardiaque, puis appliquez un algorithme de remplissage d’image pour générer un masque15.
    2. Comptez les pixels situés dans la zone segmentée de chaque image, puis normalisez ce nombre par le nombre total de pixels de l’image afin d’obtenir un signal dynamique (inset in Figure 2B et Supplementary Figure S3).
    3. Appliquez un filtre de Butterworth bidirectionnel d’ordre 5 entre 3 et 100 Hz au signal obtenu afin de supprimer le bruit à haute fréquence et les artefacts dus aux gouttes de perfusion15.
    4. Normalisez les signaux sur l’ensemble des vidéos à l’aide des valeurs maximales et minimales enregistrées.
    5. Déterminez la fréquence cardiaque en calculant l’intervalle entre deux valeurs d’amplitude maximale (IAA (s)) pour chaque signal dynamique et chaque signal de stimulation.
    6. Obtenez la fréquence en BPM à l’aide de la formule suivante :
      figure-protocol-1
    7. Générez des cartes de Poincaré à partir des données IAA afin d’illustrer la variabilité à court et à long terme16,17,18 (Supplementary Figure S1 et Supplementary Figure S2).
      NOTE : Pour des informations plus détaillées, veuillez consulter le Supplementary File 10.
  4. Réalisez une analyse segmentaire de la dynamique mécanique ventriculaire (Supplementary File 6).
    1. Appliquez une binarisation d’image. Utilisez des opérateurs morphologiques pour délimiter la zone ventriculaire, en l’ajustant à une géométrie elliptique sans compromettre la ROI15.
    2. Ajustez une ellipse minimale à la zone ventriculaire dans chaque image. Extrayez les coordonnées d’un ensemble de points distaux dans une image. Utilisez un ensemble de 10 à 20 points à chaque extrémité le long de l’axe Y (Figure 3A). Un exemple représentatif de sortie d’estimation d’ellipse est fourni dans Supplementary Movie 2.
    3. Calculez le raccourcissement ventriculaire comme la distance moyenne entre les points extrêmes le long de l’axe Y dans chaque vidéo19.
    4. Appliquez un filtre de Butterworth bidirectionnel d’ordre 5 entre 3 et 100 Hz au signal obtenu afin de supprimer le bruit à haute fréquence et les artefacts dus aux gouttes de perfusion15.
    5. Normalisez le signal de raccourcissement ventriculaire par rapport à toutes les vidéos obtenues pour chaque rythme, et calculez la fréquence cardiaque et le délai comme aux étapes 9.3.5–9.3.6.
      NOTE : Des paramètres tels que la durée du cycle ventriculaire (DVE), la durée de relaxation (DVW), l’intervalle interventriculaire (IVV) et l’amplitude ventriculaire (VA) sont obtenus (Figure 3A).
      NOTE : Pour des informations plus détaillées, veuillez consulter le Supplementary File 10.
  5. Réalisez une analyse segmentaire de la dynamique mécanique des oreillettes (Supplementary File 7).
    1. Utilisez deux ROI pour délimiter les oreillettes (Figure 3C).
    2. Analysez chaque oreillette individuellement.
      1. Utilisez des opérateurs morphologiques pour délimiter les oreillettes tout en les ajustant sans compromettre la ROI15. Appliquez un algorithme d’augmentation du contraste pour délimiter chaque oreillette20,21.
      2. Appliquez une binarisation d’image et quantifiez le nombre de pixels différents de zéro par image afin d’obtenir un signal dynamique auriculaire.
      3. Appliquez un filtre de Butterworth bidirectionnel d’ordre 5 entre 3 et 100 Hz aux signaux obtenus afin de supprimer le bruit à haute fréquence et les artefacts dus aux gouttes de perfusion15.
      4. Calculez la moyenne des deux signaux auriculaires (Figure 3D).
    3. Normalisez le signal de raccourcissement auriculaire par rapport à toutes les vidéos obtenues pour chaque rythme et calculez la fréquence cardiaque et le délai comme aux étapes 9.3.5–9.3.6.
      NOTE : Des paramètres tels que la durée du cycle auriculaire (DAE), l’intervalle auriculo-auriculaire (IAT) et l’amplitude auriculaire (AA) sont obtenus (Figure 3D). Pour des informations plus détaillées, veuillez consulter le Supplementary File 10.
  6. Réalisez une analyse électromécanique13,22 (Supplementary File 8).
    1. Comparez les données de stimulation avec les signaux auriculaires et ventriculaires (Figure 3D).
    2. Calculez le temps de propagation dans le système de conduction cardiaque, en déterminant le délai entre les événements auriculaires et ventriculaires (AVD), en prenant l’impulsion appliquée comme référence.

Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les expériences sur la fonction mécanique cardiaque sont réalisées à l'aide de l'appareil de Langendorff, comme illustré dans la Figure 1A (haut). Les systèmes de surveillance et optique permettent l'enregistrement vidéo lorsque le contrôle de l'illumination est déclenché, comme montré dans la Figure 1A (bas). La Figure 1C illustre la vue externe de l'enceinte thermostatée, conçue pour maintenir le cœur isolé des fluctuations thermiques ambiante et de la lumière. Tel qu'illustré dans la Figure 1B, le cœur isolé est positionné comme objet de référence dans le dispositif expérimental comprenant les systèmes de Langendorff, optique et de stimulation.

Comme illustré dans Figure 2A, le cœur isolé a été positionné afin d'obtenir une vue frontale claire des oreillettes et des ventricules sous perfusion rétrograde. L'utilisation de la base de drainage (Supplementary File 1, système de drainage) s'est révélée essentielle pour atténuer les artefacts de mouvement provoqués par la goutte-à-goutte du liquide de perfusion et pour stabiliser les signaux enregistrés. Les protocoles de stimulation consistaient en des trains d'impulsions (2 V, 7 ms) à des fréquences variant de 360 à 720 bpm, chacun durant 30 s.

Le système optique enregistre les variations de la zone cardiaque (HA). Ce signal dynamique permet également d'obtenir l'intervalle de temps entre les pics (IAA) (inset de Figure 2B). La viabilité du modèle a été évaluée en comparant la fréquence cardiaque moyenne avant (Début) et après (Fin) le protocole de stimulation, sur un groupe de n = 6 cœurs. Aucune différence significative n'a été observée dans les fréquences cardiaques moyennes (Début : 385 ± 38 BPM contre Fin : 372 ± 18 BPM, test t de Student, P > 0,05), indiquant que la procédure expérimentale n'a pas affecté la fonction cardiaque (Figure 2B).

La figure 2C présente la réponse en fréquence du cœur à sept fréquences de stimulation différentes, mettant en évidence une relation linéaire nette.2 (R2 = 0,98 ± 0,01, mode 1:1). La valeur minimale de stimulation est limitée par les caractéristiques physiologiques de la souris (360 bpm)22,23Le cœur perfusé selon Langendorff présente un profil tachycardique. Des stimuli de stimulation représentatifs et les réponses correspondantes sont illustrés dans les encarts de Figure 2C.

Ensuite, afin d'évaluer la dynamique des cavités cardiaques, des techniques spécifiques de segmentation sont mises en œuvre. Les paramètres du raccourcissement ventriculaire ont été obtenus à partir d'enregistrements optiques (Figure 3A). L'encart de la Figure 3A montre le raccourcissement ventriculaire normalisé. À partir de ce signal dynamique, quatre paramètres sont déterminés : l'amplitude du raccourcissement ventriculaire (VA), l'intervalle de temps entre les contractions ventriculaires (IVV), la durée de la contraction ventriculaire (DVE) et la durée du relâchement ventriculaire (DVW).

Figure 3B montre l'amplitude du raccourcissement ventriculaire pour sept valeurs de stimulation. Les barres bleues représentent cette étude. Les barres oranges correspondent aux données obtenues avec la méthode d'enregistrement auxotonique2. Une analyse statistique réalisée par ANOVA à deux facteurs suivie du test de Sidak a été appliquée. L'amplitude du raccourcissement ventriculaire (VA) augmente de manière significative pour les valeurs plus élevées de stimulation, 600 PPM et 660 PPM (P < 0,05*, P < 0,005**), respectivement. VA (réf. 15 contre 360 P > 0,05, réf. 15 contre 420 P > 0,05, réf. 15 contre 480 P > 0,05, réf. 15 contre 540 P > 0,05, réf. 15 contre 600 P < 0,005, réf. 15 contre 660 P < 0,05, réf. 15 contre 720 P > 0,05).

Pour obtenir la surface atriale, des techniques de segmentation particulières sont mises en œuvre (Figure 3C). Une région d'intérêt (ROI) est définie dans chaque oreillette. Figure 3D montre le signal moyen atrial et le raccourcissement ventriculaire. À partir de ce signal dynamique, deux paramètres sont obtenus : l'amplitude atriale (AA) et l'intervalle de temps entre les contractions atriales (IAT). En comparant les signaux ventriculaire et atrial, on détermine le délai entre les événements atriaux et ventriculaires (AVD).

figure-results-1
Figure 1. Dispositif expérimental du cœur isolé selon Langendorff et système optique monté dans une enceinte. (A) Schéma du système de perfusion rétrograde à débit constant selon Langendorff couplé à un système optique. Le système Langendorff (haut) comprend : (1) un réservoir contenant une solution de Tyrode continuellement oxygénée. La température du perfusat est maintenue à 37 °C par un bain thermique (2) et un recirculateur serpentin (5). (3) Une pompe de perfusion péristaltique assure un débit constant de 3 mL/min. (8) Un système de drainage élimine la solution. (4) La bobine de refroidissement sert à la fois d'échangeur de chaleur et de piège à bulles. La surveillance de la pression et les applications de stimulation électrique sont contrôlées par (6) le système de surveillance. Le système optique (bas) comprend la synchronisation entre (11) le contrôle de l'éclairage, (10) la caméra haute vitesse équipée d'un objectif télécentrique, et deux sources lumineuses (LED). L'objectif de la caméra permet une mise au point manuelle sur une plage de 100 à 200 mm. (9) Deux LED, couplées à une lentille plan-convexe (LI), éclairent le cœur de manière homogène. Les données de stimulation sont enregistrées à l'aide de l'application de surveillance et de stimulation (Fichier supplémentaire 11). (7) L'ordinateur de contrôle est connecté à la caméra ainsi qu'à l'application de surveillance et de stimulation pour enregistrer simultanément les données (vidéo et stimulation électrique). (B) Vue intérieure de l'enceinte. La position verticale du cœur est indiquée par l'objet de référence. D'autres éléments de l'appareil Langendorff sont visibles. (C) Vue extérieure de l'enceinte. L'enceinte est thermiquement isolée, et les parois intérieures et extérieures noires minimisent les réflexions et la lumière ambiante. L'ordinateur exécutant les applications de surveillance et d'acquisition vidéo est visible. Abréviations : LC = objectif télécentrique ; LEDs = diodes électroluminescentes ; LI = lentille d'éclairage ; PC = ordinateur personnel. Veuillez cliquer ici pour consulter une version agrandie de cette figure.

figure-results-2
Figure 2. Montage du cœur de souris et validation du système optique. (A) Vue frontale du cœur montrant les oreillettes, les ventricules, les électrodes de stimulation et celles de l'ECG. L'image correspond à une image prise à une fréquence de stimulation de 420 bpm (Film supplémentaire 1). L'encart montre la stimulation appliquée. La vidéo a été enregistrée entre 5 et 25 s du protocole de stimulation. (B) Test de viabilité cardiaque. Deux vidéos sont enregistrées pour déterminer la fréquence d'oscillation, une avant et une après l'application du protocole de stimulation. La fréquence de réponse est calculée. Un test t de Student a été appliqué (P > 0,05). La différence entre les groupes n'est pas significative. Les données sont présentées comme des valeurs moyennes ± écart-type (n = 6). L'encart montre la surface cardiaque (HA) obtenue à l'étape 9.3 du protocole et la stimulation appliquée. (C) Réponse de la fréquence cardiaque à la stimulation appliquée. Les barres bleues indiquent la réponse cardiaque à sept valeurs de stimulation (R2 = 0,98 ± 0,01). Les barres oranges correspondent aux données rapportées par Peña-Romo2. L'encart montre des tracés typiques de réponse. Une analyse statistique a été réalisée par ANOVA à deux facteurs suivie du test de Sidak. La différence entre les groupes n'est pas significative (P > 0,05). Les données sont présentées comme des valeurs moyennes ± écart-type (n = 6). Abréviations : ANOVA = analyse de la variance ; BPM = battements par minute ; ECG = électrocardiogramme ; HA = surface cardiaque ; PPM = impulsions par minute. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

figure-results-3
Figure 3. Analyse de la réponse mécanique auriculaire et ventriculaire. (A) Raccourcissement ventriculaire. L'image correspond à une image à une fréquence de stimulation de 420 bpm (Film supplémentaire 1). Une ellipse rouge permet d'estimer le raccourcissement ventriculaire (VS) (Film supplémentaire 2). Le VS est calculé en faisant la moyenne des valeurs maximales et minimales sur un ensemble de 10 à 20 lignes le long de l'axe majeur (NV ; lignes oranges). Le raccourcissement ventriculaire normalisé est représenté dans l'encart. Un ensemble de paramètres peut être obtenu : la durée du raccourcissement (DVE), la durée de relaxation (DVW), l'intervalle de temps entre les contractions ventriculaires (IVV) et l'amplitude du raccourcissement ventriculaire (VA). (B) L'amplitude de la réponse cardiaque, VA en fonction de la fréquence de stimulation, est représentée. Les barres bleues représentent cette étude. Les barres oranges correspondent aux données obtenues avec la méthode d'enregistrement auxotonique2. Une analyse statistique réalisée par ANOVA à deux facteurs suivie du test de Sidak a été appliquée. L'amplitude du raccourcissement ventriculaire (VA) augmente significativement pour des fréquences de stimulation plus élevées, 600 PPM et 660 PPM (P < 0,05*, P < 0,005**), respectivement. VA (réf. 15 vs. 360 P > 0,05, réf. 15 vs. 420 P > 0,05, réf. 15 vs. 480 P > 0,05, réf. 15 vs. 540 P > 0,05, réf. 15 vs. 600 P < 0,005, réf. 15 vs. 660 P < 0,05, réf. 15 vs. 720 P > 0,05). Les données sont présentées comme des valeurs moyennes ± écart-type (n = 6). (C) Segmentation auriculaire. L'image correspond à une image à une fréquence de stimulation de 420 bpm (Film supplémentaire 1). L'image illustre les régions d'intérêt appliquées à l'oreillette droite (cercle jaune) et à l'oreillette gauche (cercle bleu). Le signal mécanique auriculaire est obtenu en faisant la moyenne des deux ROI. (D) Dynamique auriculaire et ventriculaire. La surface auriculaire moyenne (ligne noire), les réponses normalisées de raccourcissement ventriculaire (ligne bleue) et la stimulation (ligne rouge) à 420 bpm sont représentées. Un ensemble de paramètres peut être obtenu : l'intervalle de temps entre les contractions auriculaires (IAT), l'amplitude auriculaire moyenne (AA) et le délai auriculo-ventriculaire (AVD). Abréviations : AA = amplitude auriculaire ; ANOVA = analyse de la variance ; AVD = délai auriculo-ventriculaire ; DVE = durée du raccourcissement ventriculaire ; DVW = durée de relaxation ventriculaire ; IAT = intervalle auriculo-auriculaire ; IVV = intervalle interventriculaire ; NV = nombre de lignes ventriculaires ; PPM = impulsions par minute ; ROI = région d'intérêt ; VA = amplitude du raccourcissement ventriculaire ; VS = raccourcissement ventriculaire. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Film supplémentaire 1. Vidéo sous stimulation à 420 PPM. Enregistrement d'un cœur de souris isolé, capturé avec une résolution spatiale de 200 x 200 sous-pixels et une résolution temporelle de 750 images par seconde. Abréviations : fps = images par seconde ; PPM = impulsions par minute.Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Film supplémentaire 2. Vidéo représentative de l'estimation de l'ellipse pour le raccourcissement ventriculaire. Démonstration de l'algorithme de segmentation utilisant l'enregistrement du film supplémentaire 1, rééchantillonné à 75 images par seconde. Abréviation : fps = images par seconde.Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Figure supplémentaire S1. Analyse de la variabilité des intervalles de surface cardiaque. (A) État basal sans stimulation, (B) 360 PPM, (C) 420 PPM et (D) 480 PPM. La variabilité à court terme et à long terme a été calculée comme la dispersion par rapport à la moyenne des données, indiquée par l'ellipse rouge. Abréviations : IAA = intervalle de surface cardiaque ; PPM = impulsions par minute ; SD1 = variabilité à court terme ; SD2 = variabilité à long terme.Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Figure supplémentaire S2. Analyse de la variabilité des intervalles de surface cardiaque. (A) 540 PPM, (B) 600 PPM, (C) 660 PPM et (D) 720 PPM. La variabilité à court terme et à long terme a été calculée comme la dispersion par rapport à la moyenne des données, indiquée par l'ellipse rouge. Abréviations : IAA = intervalle de surface cardiaque ; PPM = pulsations par minute ; SD1 = variabilité à court terme ; SD2 = variabilité à long terme.Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Figure supplémentaire S3. Graphique temporel des signaux normalisés obtenus à partir de la dynamique contractile. Le stimulus appliqué était de 420 PPM (en rouge), et les réponses comprennent la surface cardiaque globale (en noir), le raccourcissement ventriculaire (en bleu) et la dynamique de la surface atriale (en jaune). Abréviation : PPM = impulsions par minute.Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Fichiers supplémentaires 1–11. Algorithmes et documentation technique. Dossier compressé contenant : 1) Images et spécifications des pièces imprimées en 3D. 2) Guides détaillés pour le logiciel d'acquisition des images de la caméra. 3) Guides détaillés pour les applications de surveillance et de stimulation. 4) Programme informatique pour la normalisation et la segmentation des vidéos (étapes 9.1–9.2). 5) Programme informatique pour calculer la mécanique cardiaque globale (étape 9.3). 6) Programme informatique pour le calcul segmenté de la mécanique ventriculaire (étape 9.4). 7) Programme informatique pour la segmentation de la mécanique des oreillettes (étape 9.5). 8) Programme informatique pour le calcul du délai atrioventriculaire (étape 9.6). 9) Stimulation électrique appliquée au film supplémentaire 1. 10) Guide détaillé sur le fonctionnement des programmes informatiques (fichiers 4–7). 11) L'application de surveillance et de stimulation. En outre, cinq fonctions externes (AumCont, filterPeaks, FucCordenada, FucMaskIm, FucPoincare) sont nécessaires au fonctionnement des programmes informatiques.Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le cœur de souris est très sensible aux variations de température2,9,10,11,22. Dans cette expérience, le cœur perfusé était positionné verticalement. Nous avons inclus une légère modification afin de minimiser la perte de température du perfusat et les artefacts de mouvement dans la méthode de perfusion Langendorff. Une pompe de recirculation a été ajoutée au serpentin afin de maintenir la température du perfusat à 37 ± 0,5 °C, et une base de drainage a été ajoutée pour réduire les artefacts de mouvement. De plus, un caisson thermiquement isolé équipé d'un système optique et de deux sources lumineuses LED à intensité réglable, positionnées de manière bilatérale pour irradier uniformément le tissu cardiaque, a été utilisé, comme illustré dans Figure 1.

Afin d'évaluer la faisabilité du montage expérimental, une série d'expériences a été menée afin de suivre les variations de la surface cardiaque sous différentes conditions de stimulation. Une plage de synchronisation entre la fréquence de stimulation et la réponse fréquentielle du cœur a été obtenue, en accord avec la région de synchronisation rapportée par Peña-Romo2, qui utilisait la méthode d'enregistrement auxotonique8. Nous pouvons conclure que le dispositif expérimental optique est suffisant pour permettre des études expérimentales ultérieures sur le raccourcissement ventriculaire (Figure 2).

Nous avons en outre étudié si les signaux de raccourcissement ventriculaire et de dynamique de la surface atriale permettent d'analyser le couplage électromécanique cardiaque. Les signaux ventriculaire et atrial permettent de déterminer la durée du délai de contraction atrioventriculaire (AVD). À une fréquence de stimulation de 420 PPM, une valeur de 53 ± 14 ms (moyenne ± écart-type) a été obtenue. Ce résultat est conforme à ceux de VanderBrink24, qui rapporte un intervalle PR de 44 ± 6 ms mesuré à l'aide d'un électrocardiogramme (ECG).

Cette méthode présente également certaines limites ; l'imprécision du délai atrioventriculaire par rapport aux techniques de l'ECG et de l'amplitude ventriculaire par rapport aux résultats obtenus par la méthode d'enregistrement auxotonique, comme illustré dans la Figure 3B, pourrait être due à des artefacts de mouvement externes.

Cette méthode contribue à l'évaluation de la contractilité et de la fréquence cardiaque sans influences pharmacologiques ou systémiques sur un cœur isolé intact. Ces résultats démontrent que le système optique permet de mesurer les réponses de raccourcissement ventriculaire et auriculaire du cœur, soulignant son utilité pour l'étude des arythmies compromettant la coordination auriculo-ventriculaire ou pour l'évaluation des effets pharmacologiques.

Cette méthode présente également certaines limites. Premièrement, étant donné qu'il s'agit d'une approximation en 2D, il n'est pas possible de mesurer la force de contraction comme dans la méthode auxotonique. Cette méthode est toutefois avantageuse pour réduire les artefacts de mouvement provenant des gouttes de solution et pour contrôler la température de la solution. Deuxièmement, les différences sexuelles dans les modèles murins influencent considérablement la validité, la reproductibilité et la sécurité des recherches biomédicales. Historiquement, les chercheurs privilégiaient fortement les souris mâles afin d'éviter les variations dans les données causées par les cycles œstraux des femelles, une hypothèse qui s'est depuis avérée largement incorrecte25,26. Selon le type d'étude, ce protocole peut être appliqué à des recherches impliquant des souris mâles ou femelles.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs déclarent ne pas avoir de conflits d'intérêts.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce travail a été soutenu par une subvention du Secrétariat à la Science, aux Lettres, à la Technologie et à l'Innovation (SECIHTI), n° LN-2025-C-23.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Seringue de 1 mLBD Plastipak302485Procédure chirurgicale
Aiguille 20 GNIPROAH-2032Cannule aortique
Objectif réglable de 25 mm avec grossissement 8x-100xGénériqueN/AObjectif d'appareil photo du système optique ; cité de manière générique comme objectif de caméra réglable
Aiguille 27 GBD PrecisionGlide302358Procédure chirurgicale
Pièces de support conçues en 3DCINVESTAVN/APièces de support personnalisées conçues en 3D
Filet de soie 4-0AMERICAN SUTURETGSN0901Cannule aortique
Alimentation électrique 40-ASTERENPRL-25Alimentation électrique pour LED
Pierre à airN/AN/AOxygénation de la solution de Tyrode
CaCl2 (2H2O)Sigma-AldrichC3306Solution de Tyrode
D-GlucoseJ.T. Baker1916-01Solution de Tyrode
Pompe de drainageCINVESTAVN/APompe de drainage personnalisée ; citée de manière générique comme pompe de drainage
Objectif plan-convexe, F = 25,4 mmTHORLABSLA1951-AObjectif d'illumination du système optique ; cité de manière générique comme objectif d'illumination plan-convexe
Acide acétique glacialSigma-Aldrich695092Nettoyage du système Langendorff
HéparinePiSA060M91Anticoagulant
HEPESSigma-AldrichH3375Solution de Tyrode
LED haute puissanceLuminiusCBT-90-G-L11-C12Source lumineuse LED
Système d'illuminationCINVESTAVN/ASystème d'illumination personnalisé ; cité de manière générique comme système d'illumination
KClCTR SCIENTIFICCTR02196Solution de Tyrode
Logiciel LabVIEW version 2018NATIONAL INSTRUMENTSN/ALogiciel utilisé pour exécuter l'application de surveillance et de stimulation ; cité de manière générique comme application de surveillance et de stimulation
Logiciel MATLABThe MathWorksN/ALogiciel informatique pour la normalisation, la segmentation et l'analyse vidéo ; cité de manière générique comme logiciel informatique
Oxygène médicalGRUPO INFRAN/AOxygénation de la solution de Tyrode
MgCl2 (6H2O)CTR SCIENTIFICCTR02104Solution de Tyrode
Pompe mini-pompe à débit variableCONTROL COMPANY3385Pompe de perfusion
Kits chirurgicaux pour sourisKent ScientificINSMOUSEKITProcédure chirurgicale
NaClSigma-AldrichS5886Solution de Tyrode
NaH2PO4DEQDEQF290400250Solution de Tyrode
NaOHCTR SCIENTIFICCTR03108Ajustement du pH
NI USB-6009NATIONAL INSTRUMENTS779026-01Carte d'acquisition
Électrodes en platine, diam. 0,25 mmSigma-Aldrich349402Électrodes de stimulation électrique
Alimentation électrique (12 V, 30 A)KarnickPTA-12V30AAlimentation du recirculateur
Moniteur de pressionCINVESTAVN/AMoniteur de pression personnalisé ; cité de manière générique comme moniteur de pression
Transducteur de pressionLA BOUVETB17295Moniteur de pression du système Langendorff
Alcool éthylique purSigma-Aldrich493511Éthanol pour le nettoyage du système
Bain thermique recirculant (LXC)PolyScienceL113A0412Recirculateur de réservoir
Solution salinePiSA111848Solution de chlorure de sodium (NaCl) à 0,9 %
Bain thermique serpentinCINVESTAVN/ARecirculateur/bain thermique serpentin personnalisé
StéréomicroscopeN/AN/AProcédure chirurgicale
Éclairage du stéréomicroscopeN/AN/AProcédure chirurgicale
Logiciel uEye CockpitIDS Imaging Development System GmBHN/ALogiciel d'acquisition de caméra ; cité de manière générique comme logiciel d'acquisition de caméra
UI-3360CP-NIR-GL Rev.2IDSAB00624Caméra CMOS haute vitesse ; citée de manière générique comme caméra CMOS
XylazinePiSA4001211Anesthésique
Zoletil 100Virbac83048907Mélange anesthésique à base de tiltamine-zolazépam ; cité de manière générique comme mélange anesthésique

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Guarina L et al. Biological noise is a key determinant of the reproducibility and adaptability of cardiac pacemaking and EC coupling. J Gen Physiol. 2022;154(9):e202012613.
  2. Peña-Romo A et al. Noise enhanced the electrical stimulation-contractile response coupling in isolated mouse heart. Int J Cardiol. 2016;221:155-60.
  3. Bychkov R et al. Synchronized cardiac impulses emerge from heterogeneous local calcium signals within and among cells of pacemaker tissue. JACC Clin Electrophysiol. 2020;6(8):907-31.
  4. Clancy CE, Santana LF. Evolving discovery of the origin of the heartbeat: a new perspective on sinus rhythm. JACC Clin Electrophysiol. 2020;6(8):932-4.
  5. Asamudo EU, Ng YH, Bers DM. Langendorff isolated heart perfusion model for functional studies in mice. In: Chandrasekera DNK, Katare R, editors. Cardiomyocytes: Methods and Protocols. Springer Nature; New York; 2025. p. 111-24.
  6. Louradour J et al. Simultaneous assessment of mechanical and electrical function in Langendorff-perfused ex vivo mouse hearts. Front Cardiovasc Med. 2023;10:1293032.
  7. Noly PE et al. Assessment of ex vivo murine biventricular function in a Langendorff model. J Vis Exp. 2022;(190):e64384.
  8. Beckett PR. The isolated perfused heart preparation: two suggested improvements. J Pharm Pharmacol. 1970;22(11):818-22.
  9. Ihara K et al. Electrophysiological assessment of murine atria with high-resolution optical mapping. J Vis Exp. 2018;(132):e56478.
  10. King DR, Hardin KM, Hoeker GS, Poelzing S. Reevaluating methods reporting practices to improve reproducibility: an analysis of methodological rigor for the Langendorff whole heart technique. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2022;323(3):H363-77.
  11. Lang D, Sulkin M, Lou Q, Efimov IR. Optical mapping of action potentials and calcium transients in the mouse heart. J Vis Exp. 2011;(55):e3275.
  12. Liao R, Podesser BK, Lim CC. The continuing evolution of the Langendorff and ejecting murine heart: new advances in cardiac phenotyping. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2012;303(2):H156-67.
  13. Sung YL, Tsai YS, Chang CL, Hu YF. Protocol for high-resolution optical mapping of ex vivo rat heart for electrophysiological studies. STAR Protoc. 2025;6(2):103734.
  14. Lee P et al. Low-cost optical mapping systems for panoramic imaging of complex arrhythmias and drug-action in translational heart models. Sci Rep. 2017;7:43217.
  15. Laughner JI et al. Processing and analysis of cardiac optical mapping data obtained with potentiometric dyes. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2012;303(7):H753-65.
  16. Hao X et al. TGF-β1-mediated fibrosis and ion channel remodeling are key mechanisms in producing the sinus node dysfunction associated with SCN5A deficiency and aging. Circ Arrhythm Electrophysiol. 2011;4(3):398-406.
  17. Pizzo E et al. Heart rate variability reveals altered autonomic regulation in response to myocardial infarction in experimental animals. Front Cardiovasc Med. 2022;9:843144.
  18. Tayel MB, AlSaba EI. Poincaré plot for heart rate variability. Int J Biomed Biol Eng. 2015;9(9).
  19. Bazan C, Barba DT, Blomgren P, Paolini P. Image processing techniques for assessing contractility in isolated adult cardiac myocytes. Int J Biomed Imaging. 2009;2009:352954.
  20. Christoph J, Luther S. Marker-free tracking for motion artifact compensation and deformation measurements in optical mapping videos of contracting hearts. Front Physiol. 2018;9:1483.
  21. Lebert J, Ravi N, Kensah G, Christoph J. Real-time optical mapping of contracting cardiac tissues with GPU-accelerated numerical motion tracking. Front Cardiovasc Med. 2022;9:787627.
  22. Larsen TS et al. The isolated working mouse heart: methodological considerations. Pflugers Arch. 1999;437:979-85.
  23. Vornanen M. Basic functional properties of the cardiac muscle of the common shrew (Sorex araneus) and some other small mammals. J Exp Biol. 1989;145:339-51.
  24. VanderBrink BA et al. Assessment of atrioventricular nodal physiology in the mouse. J Interv Card Electrophysiol. 1999;3(3):207-12.
  25. Shansky RM, Murphy AZ. Considering sex as a biological variable will require a global shift in science culture. Nat Neurosci. 2021;24(4):457-64.
  26. Shansky RM. Are hormones a “female problem” for animal research? Science. 2019;364(6443):825-6.

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