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Article de méthode

Système optique pour l'évaluation de la mécanique auriculaire et ventriculaire dans des cœurs de souris perfusés selon la méthode de Langendorff

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DOI :

10.3791/72264

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14 août 2026

 , 
1Centro de Investigación y de Estudios Avanzados del IPN, Unidad Monterrey

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit la procédure d'extraction et de canulation du cœur de souris, ainsi que la préparation et la configuration du système de perfusion rétrograde de Langendorff. Le dispositif expérimental est couplé à un système optique haute résolution conçu pour évaluer les réponses mécaniques des oreillettes et des ventricules tout en préservant leurs dynamiques naturelles.

Résumé

Le cœur de souris sert de modèle largement utilisé en recherche cardiovasculaire, grâce aux progrès réalisés dans les technologies de génie. Toutefois, l'évaluation de la contractilité auriculaire et ventriculaire reste difficile en raison des petites dimensions du cœur de souris. Cette étude présente une nouvelle méthodologie permettant d'évaluer la contractilité et la fréquence cardiaque dans un cœur isolé intact. L'utilisation d'un cœur de souris perfusé selon Langendorff combinée à un système optique haute résolution permet d'évaluer la contractilité auriculaire et ventriculaire. Le dispositif expérimental surmonte les difficultés liées aux petites dimensions du cœur et aux fréquences de contraction élevées, tout en enregistrant des signaux haute résolution. La synchronisation entre la fréquence de stimulation et la fréquence de contraction cardiaque, dans une plage allant de 420 à 660 battements par minute (bpm), est conforme aux résultats obtenus avec la méthode auxotonique. De plus, les mesures du raccourcissement ventriculaire et des signaux dynamiques auriculaires permettent de déterminer la contraction auriculo-ventriculaire. Cette méthode convient à l'évaluation de la contractilité et de la fréquence cardiaque dans un cœur isolé intact, sans influence pharmacologique ni systémique. Ces résultats démontrent que le système optique permet de mesurer les réponses de raccourcissement ventriculaire et auriculaire.

Introduction

Il reste beaucoup à découvrir en physiologie cardiaque ; des processus clés, tels que la génération du rythme cardiaque et le couplage excitation-contraction, constituent des principes fondamentaux faisant l'objet de recherches continues1. Bien que les effets du bruit biologique sur la contractilité cardiaque2 et l'activité de génération du rythme soient encore mal compris1, de nouvelles méthodes d'imagerie optique ont permis d'établir de nouveaux paradigmes3,4.

Deux méthodologies expérimentales utilisant le système de Langendorff ont apporté des contributions inestimables à la mesure de la fonction cardiaque. Premièrement, la méthode de contraction isovolumique, où un signal est obtenu à l’aide d’un petit ballonnet inséré dans le ventricule gauche5,6,7. Deuxièmement, la méthode d’enregistrement auxotonique, où un signal est obtenu en fixant par un point de suture une extrémité d’un fil à l’apex du cœur et l’autre extrémité à un dispositif mécanique d’enregistrement afin de mesurer les contractions auxotoniques selon l’axe du cœur2,8. Toutefois, l’évaluation de la contractilité auriculaire et ventriculaire dans le cœur de souris est difficile en raison de sa taille minuscule. En outre, la préparation exige un certain degré de délicatesse, car le cœur est sensible aux lésions9,10,11,12,13.

Le système optique permettant d'évaluer la dynamique mécanique des cœurs de souris présente plusieurs caractéristiques et avantages novateurs. Premièrement, cette méthode convient à l'évaluation de la contractilité et de la fréquence cardiaque dans un cœur isolé intact, en l'absence d'influences pharmacologiques ou systémiques. Le protocole pourrait également être utilisé efficacement dans des expériences évaluant les lésions d'ischémie-reperfusion lors de l'étude de traitements pharmacologiques, de régénération cellulaire ou basés sur l'oxygénothérapie.

Dans cet article, nous présentons un protocole permettant l'enregistrement de paramètres biophysiques de la fonction contractile du cœur de souris à l'aide d'un système optique haute résolution. Cette méthode permet d'évaluer la contractilité et la fréquence cardiaque dans un cœur isolé intact. De plus, elle autorise l'évaluation de la contractilité auriculaire et ventriculaire. La préparation du cœur de souris selon Langendorff présente une amélioration incluant une légère modification visant à minimiser la perte de température du perfusat et les artefacts de mouvement, sans toutefois inhiber les contractions musculaires.

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Protocole

Toutes les procédures animales ont été réalisées conformément aux réglementations fédérales en matière d'expérimentation et de soins aux animaux et ont été approuvées par le Comité de soins aux animaux du CINVESTAV (CINVESTAV Zacatenco, D.F., Mexique). Dans cette étude, des souris mâles C57BL/6J sont utilisées, pesant entre 28 et 34 g et âgées de 8 à 14 semaines. Tous les matériaux et équipements utilisés dans le protocole sont répertoriés dans le Tableau des matériaux. Les fichiers supplémentaires 1 à 11 fournissent des schémas explicatifs, des guides logiciels, des programmes d'analyse, des données de stimulation cardiaque et des fichiers d'application pour le protocole.

1. Préparation des solutions mères

  1. Préparer deux solutions mères à l'avance et les conserver au réfrigérateur à 4 °C : (1) Solution mère I, 1 L (dans de l'eau déionisée ; en g/L : 76,13 NaCl, 4,02 KCl, 1 MgCl2(6H2O), 0,4 NaH2PO4) et (2) Solution mère II, 0,1 L (dans de l'eau déionisée ; en g/L : 73,5 CaCl2(2H2O)).
    REMARQUE : Les solutions peuvent être utilisées jusqu'à 30 jours après leur préparation. Les conserver à 4 °C.

2. Connexion au système Langendorff et nettoyage

  1. Connectez le réservoir (1), le bain thermique du réservoir (2), la pompe de perfusion (3), le serpentin (4), le recirculateur de serpentin (5), le système de surveillance (6) et le système de drainage (8), comme indiqué dans la Figure 1A.
    REMARQUE : La connexion entre le système de surveillance et le système de drainage est illustrée plus en détail dans le Fichier Supplémentaire 1.
  2. Remplissez le système Langendorff avec 1 L d'eau déionisée à 50 °C, puis démarrez les pompes de perfusion et de drainage (Fichier Supplémentaire 1, système de drainage). Après environ 20 à 30 minutes, retirez le liquide du système, puis passez à l'étape suivante.
    REMARQUE : Vérifiez qu'il n'y a ni fuite ni chute de pression dans le système. Si tel est le cas, ne poursuivez pas l'expérience.
  3. Remplissez le système avec 1 L d'acide acétique à 1 % (dissous dans de l'eau déionisée), puis arrêtez les pompes de perfusion et de drainage et attendez 60 minutes, puis remettez les pompes en marche pour évacuer le liquide.
  4. Répétez deux fois l'étape 2.2.
  5. Remplissez le système avec de l'éthanol à 70 % (dissous dans de l'eau déionisée) afin d'éviter l'adhésion des composants de la solution.
    REMARQUE : Le système de perfusion Langendorff doit être nettoyé tous les dix expériences ou une fois par mois. Le protocole de nettoyage avant l'expérience est expliqué dans la section 4. Le protocole de nettoyage après l'expérience est détaillé dans la section 8.

3. Préparation de la solution de Tyrode pendant l'expérience

  1. Préparer 1 L de solution en mM : 130,25 NaCl, 5,4 KCl, 0,53 MgCl2(6H2O), 0,33 NaH2PO4, 1,8 CaCl2(2H2O), 10 D-glucose, 10 HEPES, ajusté à un pH de 7,35 ± 0,05 à l’aide de NaOH.
    1. Mélanger 100 mL du Stock I avec 700 mL d’eau déionisée sous agitation constante, puis élever la température de la solution à 37 °C ; maintenir l’oxygénation de la solution en raccordant le réservoir d’O2 à la pierre à air comme indiqué dans Figure 1A (1).
    2. Ajouter 3,6 mL du Stock II et 96,4 mL d’eau déionisée pour obtenir 1,8 mM de CaCl2(2H2O), puis ajouter de la NaOH pour ajuster le pH à 7,35 ± 0,05.
    3. Compléter avec de l’eau déionisée afin d’obtenir 1 L de solution de Tyrode.
      NOTE : Il est recommandé de conserver 100 mL de la solution au réfrigérateur à 4 °C ; ce volume sera nécessaire ultérieurement à l’étape 6.

4. Préparation du système de Langendorff

REMARQUE : Si le système de Langendorff n'est pas rempli avec de l'éthanol le jour de l'expérience, il n'est pas recommandé de poursuivre la procédure ; dans ce cas, recommencer section 2.

  1. Allumez les pompes de perfusion et de drainage. Réglez le débit de la pompe de perfusion à 3 mL/min et celui de la pompe de drainage à 10 mL/min. Videz le système.
  2. Remplir le système avec 1 L d'eau déionisée à 37 °C, puis éliminer l'eau.
  3. Remplir le système avec la solution de Tyrode préparée dans étape 3 et maintenir la solution à une température physiologique et sous oxygénation constante.
  4. Allumez les bains thermaux du réservoir et le recirculateur en serpentin. Réglez la température du réservoir (Figure 1A (2)) à 38 °C pour maintenir la solution dans des conditions physiologiques. Régler la température du serpentin (Figure 1A (5)) à 40 °CCela compense la perte de température dans la solution du système de Langendorff.
    REMARQUE : Si la température de la solution de Tyrode à la sortie du système n'est pas physiologique (37 ± 0.5 °C), ajustez la température du recirculateur sinueux. Il n'est pas recommandé de passer à l'étape 6 tant que la température n'a pas atteint une valeur stable appropriée.
  5. Allumez le moniteur de pression (Fichier supplémentaire 1, système de surveillance) et étalonner dans la plage de 0 à 200 mmHg. L'application de surveillance et de stimulation est disponible pour aider à l'étalonnage du système (Fichier supplémentaire 3 et Fichier supplémentaire 11).
    REMARQUE : Il est essentiel de vérifier qu’il n’y a pas de perte de pression ni de bulles dans le système. Si des bulles sont présentes, bloquer temporairement la sortie inférieure du serpentin et ouvrir la vanne supérieure ; cela provoquera le remplissage de la colonne, permettant ainsi l’évacuation des bulles à l’extérieur. Il n’est pas recommandé de poursuivre l’expérience tant que cette condition n’a pas été vérifiée.

5. Système optique14

  1. Assemblez la caméra CMOS (Figure 1A, 10), l'objectif de caméra réglable (LC) et le système d'éclairage.
    NOTE : Le système d'éclairage est composé de deux DEL (Figure 1A, 9), de deux lentilles d'éclairage plan-convexes (LI), d'un contrôle d'éclairage (Figure 1A, 11), d'une carte d'acquisition (Supplementary File 1, système de surveillance) et de pièces de support conçues en 3D (Supplementary File 1).
  2. Placez un objet de référence ayant un volume d'environ 1 000 mm3 à une distance de 100–200 mm de l'objectif de la caméra (centre de la Figure 1A).
    NOTE : L'objet doit être positionné à l'emplacement du cœur dans le système Langendorff. Cette position peut être observée sur la Figure 1B, spécifiquement au centre de l'image où les faisceaux lumineux convergent.
  3. Démarrez le logiciel d'acquisition de la caméra, puis configurez la caméra avec un sous-échantillonnage de 4x (4 pixels = 1 sous-pixel). Définissez une région d'intérêt (ROI) de 200 x 200 sous-pixels (Supplementary File 2).
    NOTE : Avec cette configuration, une résolution temporelle de 750 images par seconde (fps) est possible.
  4. Activez le système d'éclairage (Supplementary File 1), ajustez les faisceaux lumineux pour les focaliser sur l'objet de référence et obtenez un éclairage homogène (Figure 1B).
  5. Réglez l'intensité lumineuse sur l'objet de référence afin d'éviter une surexposition de l'image.
    NOTE : L'image doit ressembler à la Figure 2A (ou à la Figure 1C, PC contrôleur). Les reflets à la surface de l'objet (cœur) doivent être réduits au maximum sans perdre la définition de son contour. Cela peut être réalisé en ajustant la puissance du contrôle d'éclairage ou en réduisant le temps d'exposition dans les paramètres de la caméra.
  6. Focalisez l'objectif de la caméra pour obtenir une image nette de l'objet de référence (Figure 1C, PC contrôleur). Assurez-vous que l'objet de référence occupe 80 % du champ de vision (Figure 2A) afin d'obtenir une échelle de conversion d'environ 61 µm par sous-pixel.
    NOTE : Le système optique active automatiquement le système d'éclairage lorsque la caméra est mise en mode acquisition (Figure 1A et Supplementary File 2). Il est recommandé de maintenir la caméra en mode veille afin que le système d'éclairage reste éteint, ne s'activant qu'au cours des périodes de collecte de données expérimentales pour éviter toute surchauffe.

6. Procédures chirurgicales et de cannulation

  1. Héparinisation et anesthésie
    1. Préparer un mélange anesthésique contenant de la tiletamine-zolazépam (40 mg/kg de poids corporel de la souris) et du xylazine (10 mg/kg de poids corporel de la souris), puis diluer à 200 µL avec une solution saline.
    2. Injecter le mélange anesthésique par voie intrapéritonéale à l’aide d’une aiguille de 27 G. Laisser la souris entrer en anesthésie profonde.
      NOTE : Vérifier l’absence de réflexe en réponse à un stimulus appliqué aux membres ou à la queue (généralement, 10 min suffisent).
    3. Injecter 200 UI d’héparine non fractionnée par voie intrapéritonéale à l’aide d’une aiguille de 27 G et attendre environ 5 min avant de poursuivre l’expérience.
  2. Extraction et canulation
    1. Placer la souris en position dorsale, retirer les poils et la peau de la région thoracique à l’aide de ciseaux chirurgicaux.
    2. Faire une incision abdominale sous le diaphragme, en veillant à préserver son intégrité.
    3. Procéder à une incision transversale du diaphragme, puis réaliser rapidement une thoracotomie bilatérale ascendante à travers les côtes, puis retirer la paroi costale.
      NOTE : Prendre soin de ne pas endommager le cœur. Si le cœur est compromis ou lésé pendant l’intervention, il est recommandé de ne pas poursuivre l’expérience.
    4. Saisir délicatement les structures supérieures du cœur à l’aide de pinces fines, l’arc aortique et les vaisseaux adjacents. Soulever doucement pour effectuer une incision vers le haut et en dessous, puis retirer ensemble le cœur et les poumons.
    5. Transférer rapidement le cœur dans une boîte de Pétri contenant 50 mL de solution de Tyrode à 4 °C pour un lavage initial.
      NOTE : À partir du moment où le diaphragme est incisé, l’animal commence à éprouver une détresse respiratoire ; à partir de ce moment, il y a une fenêtre de 60 s pour réaliser les étapes 6.2.3 à 6.2.6. Dépasser ce délai peut induire des lésions ischémiques.
    6. Retirer les poumons et les tissus adipeux excédentaires afin d’exposer l’arc aortique à l’aide d’un microscope stéréoscopique et de ciseaux fins.
      NOTE : Lors du nettoyage du tissu, veiller à ne pas endommager l’arc aortique. Si l’aorte est sectionnée en dessous de l’artère brachio-céphalique, la canulation sera difficile et pourra entraîner des fuites de pression.
    7. Transférer le cœur dans la base de canulation sur mesure contenant 50 mL de tampon de Tyrode à 4 °C et insérer l’extrémité aortique dans la canule fabriquée à partir d’une aiguille de 20 G (Supplementary File 1).
      NOTE : Faire attention à ne pas endommager la valve aortique. Si la valve est compromise, le cœur gonfle et la circulation coronaire ne sera pas correctement lavée.
    8. Faire deux nœuds de canulation à l’aide d’un fil de suture en soie 4/0 : le premier dans l’indentation distale par rapport à l’extrémité de la canule et le second avant le tronc brachio-céphalique (Supplementary File 1).
    9. Appliquer lentement la solution de Tyrode à l’aide d’une seringue de 1 mL remplie de tampon à température ambiante. Vérifier que le tissu coronaire devient clair pour confirmer une bonne canulation.
    10. Retirer le tissu adipeux afin de permettre l’accès aux ventricules et aux oreillettes.
      NOTE : Éviter de dépasser 5 min de canulation afin de préserver la viabilité du cœur.
    11. Transférer le cœur dans un système de Langendorff et laisser stabiliser pendant 30 min.
      NOTE : Le cœur est placé au centre du système (Figure 1A,B), suspendu verticalement. Lors de la suspension du cœur, prendre une extrême précaution pour éviter la formation de bulles d’air. Si cela se produit, la pression augmentera au-dessus de 140 mmHg, le cœur commencera à gonfler et ne sera plus viable.
      NOTE : Le montage de Langendorff est terminé lorsque le cœur présente une réponse mécaniquement stable, une fréquence d’oscillation naturelle d’environ 360 battements par minute (BPM) et une pression de perfusion comprise entre 60 et 110 mmHg.

7. Protocole de stimulation cardiaque et enregistrement vidéo

  1. Viabilité cardiaque
    1. Vérifiez que la pression coronaire se situe entre 60 et 110 mmHg avec une pompe de perfusion réglée à 3 mL/min. Si la pression de perfusion coronaire descend en dessous de 60 mmHg, augmentez légèrement le débit de la pompe (une pression trop basse rendra le cœur pâle et flasque). Inversement, si la pression dépasse 110 mmHg, diminuez légèrement le débit de la pompe (une pression excessive induira un œdème tissulaire et une augmentation progressive de la pression jusqu'à l'arrêt cardiaque).}
      NOTE : Maintenir la pression de perfusion en dehors de la plage optimale indiquée ci-dessus pendant une période prolongée compromettra irréversiblement la viabilité cardiaque.
    2. Placez le cœur en position frontale afin d'obtenir une vue complète en face dans la caméra. Ajustez la position pour que les deux oreillettes soient visibles sur l'image (Figure 2A).
    3. Placez délicatement les électrodes en platine superficiellement sur le dessus de l'oreillette droite, au niveau du nœud du stimulateur cardiaque. Utilisez l'image de la caméra comme guide pour amener les électrodes dans le champ de vision. Positionnez l'électrode de manière à ne pas obstruer l'oreillette droite. Tout en surveillant l'affichage en direct de la caméra, avancez lentement l'électrode jusqu'au contact avec le tissu auriculaire, en prenant soin de ne pas exercer une compression excessive (ce qui aplatirait l'oreillette droite sur l'image).
      NOTE : Si l'opération est correctement réalisée, la vue de la caméra ressemblera à Figure 2A.
    4. Lancez l'application de surveillance et de stimulation (Supplementary File 11) et allumez la carte d'acquisition (Figure 1A (6)). Réglez les paramètres du stimulus : amplitude à 2 V, fréquence à 420, 540 et 720 impulsions par minute (PPM), avec une impulsion carrée de cycle actif de 7 ms (inset de Figure 2A).
    5. Appliquez les stimulations de viabilité en commençant par la fréquence la plus basse, avec une durée de stimulation de 20 s suivie d'une période de récupération de 20 s (temps de repos) entre chaque stimulation.
      NOTE : Évaluez la viabilité cardiaque par surveillance à la caméra. Si l'organe est fonctionnel sur le plan physiologique, une synchronisation entre le stimulus appliqué et la réponse cardiaque sera observée, accompagnée d'une coordination adéquate entre les cavités cardiaques. À l'inverse, une absence de viabilité se manifestera par une perte de coordination des cavités ou par la présence exclusive de contractions auriculaires isolées.
    6. Fermez la porte de la chambre, car l'expérience est sensible à la lumière ambiante et aux fluctuations thermiques (Figure 1C).
      NOTE : La porte de la chambre doit rester fermée pendant toute la durée de l'expérience. Surveillez la viabilité cardiaque à l'aide de la caméra et de la pression de perfusion.
  2. Enregistrement des données
    1. Appliquez le protocole de stimulation, constitué de trains d'impulsions carrées de 30 s de durée, suivis de 30 s sans signal. Réglez les paramètres du stimulus pour chaque train de stimulation : amplitude à 2 V, cycle actif de 7 ms, et fréquence comprise entre 360 et 720 PPM.
      NOTE : Le protocole de stimulation commence à 360 PPM et augmente par paliers de 60 PPM à chaque point temporel (inset de Figure 2A).
    2. Enregistrez en continu les vidéos de la dynamique de la vue frontale du cœur au format .avi à l'aide du logiciel d'acquisition de la caméra (Supplementary File 2). Réalisez un enregistrement vidéo de 20 s pour chaque train de stimulation. Commencez l'enregistrement du segment de 20 s cinq secondes après le début de la stimulation. Un enregistrement brut représentatif est fourni dans Supplementary Movie 1.
      NOTE : Un ordinateur enregistre simultanément le train de stimulation appliqué (.xls, Supplementary File 9) pour chaque vidéo enregistrée (.avi), générés respectivement par l'application de surveillance et de stimulation et par le logiciel d'acquisition de la caméra (Supplementary File 2 et Supplementary File 3).
    3. Vérifiez la viabilité cardiaque en comparant la première vidéo, enregistrée avant le début du protocole de stimulation, avec la deuxième vidéo, enregistrée après l'application du protocole (Figure 2B).

8. Nettoyage du système de perfusion de Langendorff après l'expérience

  1. Retirer les électrodes de stimulation et les électrodes ECG en platine. Retirer le cœur du système et éliminer toutes les solutions de Tyrode résiduelles.
  2. Éteindre le système optique et fermer la vanne d’O2.
  3. Rincer le système avec 1 L d’eau déionisée à 37 °C, puis vider le système.
  4. Répéter les étapes 2.4 et 2.5.
  5. Éteindre tous les systèmes et équipements.

9. Traitement de la vidéo

  1. Commencez par importer chaque vidéo dans un logiciel informatique et appliquez une fonction de normalisation vidéo15.
  2. Sélectionnez une région d’intérêt (ROI) incluant la zone cardiaque. Effectuez une segmentation d’image pour éliminer le bruit de fond, les électrodes et la canule (Fichier supplémentaire 4).
    REMARQUE : Pour sélectionner correctement la zone d’image à supprimer, veuillez vous référer au Fichier supplémentaire 10.
  3. Effectuez une analyse globale de la dynamique mécanique (Fichier supplémentaire 5). Des exemples de variabilité et de signaux sont présentés dans la Figure supplémentaire S1, la Figure supplémentaire S2 et la Figure supplémentaire S3.
    1. Appliquez des opérateurs morphologiques à chaque image de la vidéo pour détecter le périmètre cardiaque, puis appliquez un algorithme de remplissage d’image pour générer un masque15.
    2. Comptez les pixels situés dans la zone segmentée de chaque image, puis normalisez ce nombre par le nombre total de pixels de l’image afin d’obtenir un signal dynamique (inset dans Figure 2B et Figure supplémentaire S3).
    3. Appliquez un filtre de Butterworth bidirectionnel d’ordre 5 entre 3 et 100 Hz au signal obtenu afin de supprimer le bruit haute fréquence et les artefacts dus aux gouttes de perfusion15.
    4. Normalisez les signaux sur l’ensemble des vidéos à l’aide des valeurs maximales et minimales enregistrées.
    5. Déterminez la fréquence cardiaque en calculant l’intervalle entre deux valeurs d’amplitude maximale (IAA (s)) pour chaque signal dynamique et chaque signal de stimulation.
    6. Obtenez la fréquence en BPM à l’aide de la formule suivante :
      Équation de calcul de la fréquence montrant que la fréquence cardiaque en BPM est égale à 60 divisé par IAA.
    7. Générez des cartes de Poincaré à partir des données IAA afin d’illustrer la variabilité à court et à long terme16,17,18 (Figure supplémentaire S1 et Figure supplémentaire S2).
      NOTE : Pour des informations plus détaillées, veuillez consulter le Fichier supplémentaire 10.
  4. Effectuez une analyse segmentaire de la dynamique mécanique ventriculaire (Fichier supplémentaire 6).
    1. Appliquez une binarisation d’image. Utilisez des opérateurs morphologiques pour délimiter la zone ventriculaire, en l’ajustant à une géométrie elliptique sans compromettre la ROI15.
    2. Ajustez une ellipse minimale à la zone ventriculaire dans chaque image. Extrayez les coordonnées d’un ensemble de points distaux dans une image. Utilisez un ensemble de 10 à 20 points situés à chaque extrémité le long de l’axe Y (Figure 3A). Un exemple représentatif de sortie d’estimation d’ellipse est fourni dans le Film supplémentaire 2.
    3. Calculez le raccourcissement ventriculaire comme la distance moyenne entre les points extrêmes le long de l’axe Y dans chaque vidéo19.
    4. Appliquez un filtre de Butterworth bidirectionnel d’ordre 5 entre 3 et 100 Hz au signal obtenu afin de supprimer le bruit haute fréquence et les artefacts dus aux gouttes de perfusion15.
    5. Normalisez le signal de raccourcissement ventriculaire par rapport à l’ensemble des vidéos obtenues pour chaque rythme, et calculez la fréquence cardiaque et le délai comme aux étapes 9.3.5–9.3.6.
      NOTE : Des paramètres tels que la durée du cycle ventriculaire (DVE), la durée de relaxation (DVW), l’intervalle interventriculaire (IVV) et l’amplitude ventriculaire (VA) sont obtenus (Figure 3A).
      NOTE : Pour des informations plus détaillées, veuillez consulter le Fichier supplémentaire 10.
  5. Effectuez une analyse segmentaire de la dynamique mécanique des oreillettes (Fichier supplémentaire 7).
    1. Utilisez deux ROI pour délimiter les oreillettes (Figure 3C).
    2. Analysez chaque oreillette individuellement.
      1. Utilisez des opérateurs morphologiques pour délimiter les oreillettes tout en les ajustant sans compromettre la ROI15. Utilisez un algorithme d’augmentation du contraste pour délimiter chaque oreillette20,21.
      2. Appliquez une binarisation d’image et quantifiez le nombre de pixels différents de zéro par image afin d’obtenir un signal dynamique auriculaire.
      3. Appliquez un filtre de Butterworth bidirectionnel d’ordre 5 entre 3 et 100 Hz aux signaux obtenus afin de supprimer le bruit haute fréquence et les artefacts dus aux gouttes de perfusion15.
      4. Calculez la moyenne des deux signaux auriculaires (Figure 3D).
    3. Normalisez le signal de raccourcissement auriculaire par rapport à l’ensemble des vidéos obtenues pour chaque rythme et calculez la fréquence cardiaque et le délai comme aux étapes 9.3.5–9.3.6.
      NOTE : Des paramètres tels que la durée du cycle auriculaire (DAE), l’intervalle auriculo-auriculaire (IAT) et l’amplitude auriculaire (AA) sont obtenus (Figure 3D). Pour des informations plus détaillées, veuillez consulter le Fichier supplémentaire 10.
  6. Effectuez une analyse électromécanique13,22 (Fichier supplémentaire 8).
    1. Comparez les données de stimulation avec les signaux auriculaires et ventriculaires (Figure 3D).
    2. Calculez le temps de propagation dans le système de conduction cardiaque, en déterminant le délai entre les événements auriculaires et ventriculaires (AVD), en prenant l’impulsion appliquée comme référence.

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Résultats

Les expériences sur la fonction mécanique cardiaque sont réalisées à l'aide de l'appareil de Langendorff, comme illustré dans la Figure 1A (haut). Les systèmes de surveillance et optique permettent l'enregistrement vidéo lorsque le contrôle de l'illumination est déclenché, comme montré dans la Figure 1A (bas). La Figure 1C illustre la vue externe de l'enceinte thermostatée, conçue pour maintenir le ...

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Discussion

Le cœur de souris est très sensible aux variations de température2,9,10,11,22. Dans cette expérience, le cœur perfusé était positionné verticalement. Nous avons inclus une légère modification afin de minimiser la perte de température du perfusat et les artefacts de mouvement dans la méthode de perfusion Langendorff. Une pompe de recirculation a été ajoutée au ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent ne pas avoir de conflits d'intérêts.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par une subvention du Secrétariat à la Science, aux Lettres, à la Technologie et à l'Innovation (SECIHTI), n° LN-2025-C-23.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Seringue de 1 mLBD Plastipak302485Procédure chirurgicale
Aiguille 20 GNIPROAH-2032Cannule aortique
Objectif réglable de 25 mm avec grossissement 8x-100xGénériqueN/AObjectif d'appareil photo du système optique ; cité de manière générique comme objectif de caméra réglable
Aiguille 27 GBD PrecisionGlide302358Procédure chirurgicale
Pièces de support conçues en 3DCINVESTAVN/APièces de support personnalisées conçues en 3D
Filet de soie 4-0AMERICAN SUTURETGSN0901Cannule aortique
Alimentation électrique 40-ASTERENPRL-25Alimentation électrique pour LED
Pierre à airN/AN/AOxygénation de la solution de Tyrode
CaCl2 (2H2O)Sigma-AldrichC3306Solution de Tyrode
D-GlucoseJ.T. Baker1916-01Solution de Tyrode
Pompe de drainageCINVESTAVN/APompe de drainage personnalisée ; citée de manière générique comme pompe de drainage
Objectif plan-convexe, F = 25,4 mmTHORLABSLA1951-AObjectif d'illumination du système optique ; cité de manière générique comme objectif d'illumination plan-convexe
Acide acétique glacialSigma-Aldrich695092Nettoyage du système Langendorff
HéparinePiSA060M91Anticoagulant
HEPESSigma-AldrichH3375Solution de Tyrode
LED haute puissanceLuminiusCBT-90-G-L11-C12Source lumineuse LED
Système d'illuminationCINVESTAVN/ASystème d'illumination personnalisé ; cité de manière générique comme système d'illumination
KClCTR SCIENTIFICCTR02196Solution de Tyrode
Logiciel LabVIEW version 2018NATIONAL INSTRUMENTSN/ALogiciel utilisé pour exécuter l'application de surveillance et de stimulation ; cité de manière générique comme application de surveillance et de stimulation
Logiciel MATLABThe MathWorksN/ALogiciel informatique pour la normalisation, la segmentation et l'analyse vidéo ; cité de manière générique comme logiciel informatique
Oxygène médicalGRUPO INFRAN/AOxygénation de la solution de Tyrode
MgCl2 (6H2O)CTR SCIENTIFICCTR02104Solution de Tyrode
Pompe mini-pompe à débit variableCONTROL COMPANY3385Pompe de perfusion
Kits chirurgicaux pour sourisKent ScientificINSMOUSEKITProcédure chirurgicale
NaClSigma-AldrichS5886Solution de Tyrode
NaH2PO4DEQDEQF290400250Solution de Tyrode
NaOHCTR SCIENTIFICCTR03108Ajustement du pH
NI USB-6009NATIONAL INSTRUMENTS779026-01Carte d'acquisition
Électrodes en platine, diam. 0,25 mmSigma-Aldrich349402Électrodes de stimulation électrique
Alimentation électrique (12 V, 30 A)KarnickPTA-12V30AAlimentation du recirculateur
Moniteur de pressionCINVESTAVN/AMoniteur de pression personnalisé ; cité de manière générique comme moniteur de pression
Transducteur de pressionLA BOUVETB17295Moniteur de pression du système Langendorff
Alcool éthylique purSigma-Aldrich493511Éthanol pour le nettoyage du système
Bain thermique recirculant (LXC)PolyScienceL113A0412Recirculateur de réservoir
Solution salinePiSA111848Solution de chlorure de sodium (NaCl) à 0,9 %
Bain thermique serpentinCINVESTAVN/ARecirculateur/bain thermique serpentin personnalisé
StéréomicroscopeN/AN/AProcédure chirurgicale
Éclairage du stéréomicroscopeN/AN/AProcédure chirurgicale
Logiciel uEye CockpitIDS Imaging Development System GmBHN/ALogiciel d'acquisition de caméra ; cité de manière générique comme logiciel d'acquisition de caméra
UI-3360CP-NIR-GL Rev.2IDSAB00624Caméra CMOS haute vitesse ; citée de manière générique comme caméra CMOS
XylazinePiSA4001211Anesthésique
Zoletil 100Virbac83048907Mélange anesthésique à base de tiltamine-zolazépam ; cité de manière générique comme mélange anesthésique

Références

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