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Un modèle de plaie d'excision chez le rat pour l'étude de thérapies dans le cadre de plaies cutanées de taille critique

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DOI :

10.3791/72315

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25 septembre 2026

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1Department of Hand Surgery, Plastic Surgery and Burns, Linkoping University, 2Center for Biomedical Resources, Linkoping University, 3Basic Medical Sciences Department, College of Medicine, Ajman University, 4Medical Laboratory Science Department, College of Health Sciences, University of Sharjah

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit un modèle de plaie excisionnelle cutanée chez le rat intégrant une chambre humide. Ce système permet l'évaluation de formulations topiques liquides, de suspensions cellulaires, de biomatériaux et d'autres thérapeutiques destinés aux plaies.

Résumé

Les plaies cutanées représentent un défi majeur pour la santé publique mondiale, entraînant une morbidité importante et un fardeau économique considérable. Des modèles animaux fiables et cliniquement pertinents sont essentiels pour étudier les mécanismes de réparation tissulaire et évaluer de nouvelles stratégies thérapeutiques. Toutefois, les modèles conventionnels de plaies excisées chez les rongeurs sont limités par une contraction rapide de la plaie due au panniculus carnosus, un mécanisme très différent de la cicatrisation humaine. Chez l’humain , la cicatrisation se produit principalement par formation de tissu de granulation et réépithélialisation. Cette étude décrit un modèle de plaie excisée chez le rat conçu pour limiter la contraction de la plaie tout en offrant un environnement protégé permettant de tester des interventions thérapeutiques sensibles. Des plaies excisées dorsales de 10 mm d'épaisseur totale ont été réalisées chez des rats Sprague Dawley et stabilisées à l’aide d’un anneau en caoutchouc nitrile butadiène (NBR) fixé par des points séparés. Afin de maintenir un environnement humide, un pansement adhésif cohésif Eakin et un film adhésif transparent ont été appliqués pour former une chambre adaptée à l’administration topique de cellules, biomatériaux ou composés pharmaceutiques. Des couches de protection supplémentaires, comprenant un pansement en mousse, du ruban adhésif, un bandage tubulaire et un système de fixation double-épaule, ont été utilisés pour empêcher les animaux d’arracher le pansement. La cicatrisation a été suivie pendant 14 jours par planimétrie numérique et évaluation histologique à l’aide de coloration à l’hématoxyline-éosine. La procédure a nécessité environ 30 minutes par animal et a permis d’obtenir des résultats reproductibles en matière de cicatrisation. L’anneau en NBR a été utilisé comme attelle pour limiter la contraction de la plaie. La cicatrisation s’est déroulée principalement par formation de tissu de granulation et réépithélialisation. Les pansements sont restés intacts jusqu’à sept jours sans signe d’infection. L’analyse histologique a révélé une réparation tissulaire active caractérisée par une régénération épidermique et une infiltration de cellules inflammatoires. Ce modèle fournit une plateforme pour l’évaluation préclinique de thérapeutiques pour plaies et de traitements régénératifs avancés.

Introduction

Les plaies cutanées, y compris les plaies difficiles à cicatriser, touchent plus de 40 millions de patients dans le monde et pèsent lourdement sur les systèmes de santé, avec des coûts annuels atteignant 22 milliards de dollars d'ici 2024. En Europe seulement, 4 millions de patients souffrent chaque année de plaies difficiles à cicatriser, occupant jusqu'à la moitié des admissions aiguës disponibles1. Malgré les progrès réalisés en technique chirurgicale, en pratique peropératoire et en disponibilité de pansements avancés, certaines plaies restent réfractaires, et des complications finiront par survenir. Il est donc essentiel de développer de nouvelles approches thérapeutiques nécessitant un modèle expérimental animal de plaies cutanées afin de tester un large éventail de matériaux topiques.

Parmi les modèles animaux expérimentaux de plaies cutanées, l'excision cutanée est la technique la plus appropriée pour créer un modèle de cicatrisation2. Un tel modèle permet d'étudier l'hémorragie, les réactions inflammatoires, la formation de tissu de granulation, la réépithélialisation, l'angiogenèse et le remodelage tissulaire3. Les plaies excisées sont principalement réalisées sur le dos de l'animal par ablation chirurgicale d'une zone cutanée définie. La plaie doit présenter une taille critique afin d'éviter une cicatrisation spontanée. Cette plaie excisionnelle de taille critique offre un accès direct à l'étude de l'application topique de divers produits chimiques, cellules ou biomatériaux, ainsi que de leur rôle dans le processus de cicatrisation4,5.

Les rongeurs et la peau humaine présentent des similitudes au niveau de la phases cellulaires et moléculaires du processus de cicatrisation, incluant l'hémostase, l'inflammation, la prolifération et le remodelage. Les rats et les souris sont les espèces les plus couramment utilisées dans les modèles de plaies en raison de leur disponibilité, de leur petite taille, de la facilité relative de manipulation génétique et de leur maniabilité. Les rats présentent plusieurs avantages pratiques par rapport aux souris, notamment une taille corporelle plus grande et une peau plus épaisse, composée de davantage de couches de kératinocytes que celle des souris. Les plaies chez la souris guérissent généralement en 7 jours, tandis que chez le rat, le processus de cicatrisation peut être évalué sur une période d'environ 12 à 14 jours.6.

Un défi majeur lié à l'utilisation de rongeurs à peau lâche est la contraction de la plaie3. La peau des rongeurs possède une couche de panniculus carnosus, qui se contracte après une lésion afin de réduire la surface exposée. En revanche, les plaies humaines ont une capacité limitée à se contracter et dépendent de la granulation et de la réépithélialisation pour cicatriser7. Une approche pour surmonter les limites des modèles animaux consiste à effectuer une fixation physique ou un éclissage de la peau entourant la zone lésée8. Des chambres de plaie en titane ont été parmi les dispositifs développés avec succès pour prévenir la contraction de la plaie9, mais présentaient des inconvénients tels qu'un stress élevé chez l'animal dû au poids de la chambre, une mise en place chirurgicale complexe, un risque de désinsertion du dispositif, un risque d'infection et un coût élevé. Le concept du modèle de plaie éclissée a été introduit par Galiano et al.10 en 2004 en suturant un anneau rigide en silicone autour du bord de la plaie. Cette méthode réduit considérablement la contraction de la plaie11, mais présente plusieurs inconvénients et limites, principalement liés à la possibilité de lésions des tissus mous, à un taux élevé de déplacement de l'éclisse et à une cicatrisation inhomogène. Les éclisses (telles que les anneaux rigides en silicone) peuvent exercer une pression excessive sur la peau environnante, entraînant une ischémie, une irritation et une nécrose, particulièrement si elles sont mal appliquées. Les éclisses en silicone sont fréquemment mutilées, cassées ou délogées en raison des mouvements ou du toilettage des animaux8,11. Des points de suture irréguliers créent souvent une tension inégale autour de la plaie, conduisant à une cicatrisation incohérente. Dans le modèle présenté ici, un joint torique en caoutchouc nitrile butadiène (NBR) est suturé au bord de la plaie cutanée en plaçant 8 à 12 points simples interrompus en polyamide répartis uniformément autour de l'anneau. Cette méthode devrait minimiser les risques susmentionnés et limiter suffisamment la contraction de la plaie, permettant ainsi à celle-ci de cicatriser par formation de tissu de granulation et réépithélialisation, de manière similaire au processus de cicatrisation humain. Ce mécanisme de cicatrisation faciliterait la traduction des résultats obtenus sur des modèles animaux vers des applications cliniques.

La théorie de la cicatrisation humide des plaies a été introduite par George D. Winter en 1962 comme concept pour la conception de produits de soins des plaies12. Sur la base de cette théorie, divers pansements ont été développés au cours des dernières décennies, tels que les compresses, les films transparents, les mousses et les hydrogels13. Par ailleurs, un anneau d'étanchéité moldable en hydrocolloïde pour stomie a été conçu et mis au point en 1974 afin de prévenir et de protéger contre les fuites. Ils peuvent être facilement façonnés et modelés pour s'ajuster au contour de la plaie, en particulier dans les applications de soins des stomies. Dans ce modèle, un joint cohésif est appliqué à l'extérieur de la plaie et, associé à des films stériles transparents, il crée une chambre humide qui imite la situation clinique des patients présentant des plaies cutanées en cours de traitement, favorisant l'épithélialisation de la plaie et protégeant les agents topiques (par exemple, cellules, biomatériaux, composés) des fuites.

Le pansement des plaies est essentiel pour protéger le lit de la plaie contre les traumatismes physiques et les infections microbiennes. Le pansement chez le rat s'est toujours révélé difficile en raison de leur faible tolérance. Les rats retirent ou détruisent fréquemment les pansements en les mordant et en les arrachant dès qu'ils sortent de l'anesthésie. Cela rend très difficile le maintien d'agents topiques tels que les cellules ou les produits pharmaceutiques, et rend impossible la protection des plaies contre les agents pathogènes et contaminants externes. Il s'agit d'un défi supplémentaire à relever dans les modèles rongeurs, en particulier dans les études nécessitant un environnement stérile, telles que les essais de produits biologiques, les thérapies cellulaires et les médicaments de thérapie innovante. Dans le modèle présenté ici, un pansement en mousse et un ruban adhésif ont été utilisés pour recouvrir la chambre humide. Un bandage tubulaire élastique, un bandage de fixation et un ruban chirurgical micropore ont ensuite été utilisés pour appliquer un pansement croisé double sur les épaules afin d'empêcher les rats de retirer ou d'endommager les bandages.

Le modèle décrit ici combine plusieurs éléments provenant de différents protocoles et a été développé au cours de plusieurs années. L'objectif était d'établir un modèle de plaie excisionnelle chez le rat en utilisant une chambre humide bien tolérée par l'animal, afin de faciliter les tests de matériaux topiques sensibles, notamment sous forme liquide.

Protocole

Toutes les procédures animales décrites ci-dessous ont été approuvées par le Comité éthique de Linköping (Dnr 5163-2023), Suède. Les réactifs et l'équipement utilisés sont listés dans le Tableau des matériaux.

1. Expérience​animaux mentaux

  1. Utiliser des rats mâles adultes de souche Sprague Dawley âgés de 8 à 14 semaines.
  2. Avant l'expérience, habituer les rats pendant au moins 1 semaine dans un cycle lumière/obscurité de 12 heures avec une alimentation standard.

2. Préparation préopératoire

  1. Anesthésiez l'animal à l'aide d'isoflurane à 1,5 %–2,5 % (4,5 % pour l'induction) mélangé avec 1,0–1,5 L/min d'oxygène. Placez l'animal en position ventrale sur un tapis chauffant afin de le maintenir au chaud. Appliquez un lubrifiant ophtalmique pour protéger les yeux et administrez 0,05 mg/kg de poids corporel de buprénorphine diluée dans une solution saline par voie sous-cutanée sur le dos de l'animal pour le soulagement de la douleur postopératoire.
    NOTE : Il est important de disposer d'une fine couche isolante jetable entre l'animal et le tapis.
    ATTENTION : L'isoflurane est un dépresseur du système nerveux central et un irritant respiratoire. Utilisez un vaporisateur étalonné muni d'un système actif d'évacuation des gaz résiduaires afin d'éviter toute exposition aux vapeurs.
  2. Rasez la région dorsale à l'aide d'un rasoir électrique, depuis la base du cou sur environ 10 cm. Nettoyez soigneusement la zone rasée deux fois avec de la chlorhexidine et de l'éthanol à 70 %, puis recouvrez l'animal d'un champ opératoire fenêtré qui ne laisse exposée que la zone nettoyée.

3. Création d'une plaie excisée

  1. Utiliser des instruments chirurgicaux stérilisés appropriés, tels que des ciseaux et une pince.
  2. Tracer un cercle de 10 mm de diamètre à l’aide d’un gabarit et d’un marqueur chirurgical permanent, environ 4 cm en direction caudale par rapport à la base du cou.
  3. Saisir le centre de la peau marquée avec une pince et exciser le tissu cutané marqué avec des ciseaux. La profondeur de la plaie doit atteindre la fascia superficielle. Celle-ci peut être identifiée par la libération de l’intégralité de l’épaisseur de la peau et la visualisation de la fascia semi-transparente recouvrant le muscle.
  4. Appliquer une bague en caoutchouc nitrile-butadiène (NBR) sur le bord de la plaie cutanée et la fixer en place à l’aide de 8 à 12 points de suture. L’objectif de la fixation de la bague est d’empêcher la contraction cutanée. Veiller à placer les points primaires à la position 12 heures, suivis des positions 6 heures, 3 heures, puis 9 heures. Dans le cas de 8 points, placer chaque point au milieu de l’espace entre deux points primaires (Figure 1A).
  5. Appliquer un joint cohésif à l’extérieur de la bague en NBR, en exploitant ses propriétés adhésives, afin de former une chambre humide conjointement avec un film stérile, transparent et adhésif (Figure 1B). À ce stade, la plaie est immobilisée par la bague en NBR, les parois latérales de la chambre d’application sont constituées par le bord cutané et le joint cohésif ; le plancher est formé par la surface nue de la plaie, tandis que le toit est constitué par le film transparent.
  6. Couvrir la plaie d’une couche de film, puis administrer la solution thérapeutique (solution cellulaire ou solution de composé) à travers le film sur la surface de la plaie. La chambre de cette taille décrite peut facilement contenir 100 µL.
  7. Couvrir le site d’injection d’une autre couche de film afin d’éviter toute fuite du traitement (Figure 1C).
  8. Couvrir le film avec un pansement en silicone souple afin de le protéger (Figure 1D).
  9. Appliquer des bandes adhésives (Figure 1E), puis un bandage tubulaire élastique, en configuration double-épaule autour du rat, avec un bandage de fixation et des rubans chirurgicaux micropore (Figure 1F–H).
  10. Couper les griffes des rats afin d’empêcher que les animaux n’arrachent le pansement.
  11. Administrer du carprofène (5 mg/kg de poids corporel), dilué dans du sérum physiologique, par voie sous-cutanée à l’animal avant de le déconnecter de l’anesthésie.

4. Procédures postopératoires

  1. Garder l'animal sur le tapis chauffant, recouvert d'une couverture, jusqu'à son réveil de l'anesthésie. Placer les animaux dans des cages séparées ou dans une seule cage avec un séparateur afin d'empêcher qu'ils se mordent ou retirent le pansement.
  2. Administrer du carprofène, 5 mg/kg de poids corporel dilué dans du sérum physiologique, par voie sous-cutanée le lendemain matin pour soulager la douleur postopératoire. Les rats doivent être surveillés quotidiennement pour détecter toute douleur postopératoire ou perte de poids, et une dose supplémentaire d'analgésique peut être administrée si nécessaire.

5. Mesures des plaies et changements de pansement

  1. Examiner chaque animal quotidiennement durant la première semaine suivant la chirurgie de la plaie. Le pansement doit être inspecté et corrigé si les animaux ont des difficultés à se déplacer ou manifestent un malaise.
  2. Changer le pansement au jour 7 pendant que l'animal est sous anesthésie, comme décrit à l'étape 2.1.
  3. Retirer délicatement le couvercle du pansement de la peau. Prendre des photographies de la plaie avec une règle pour l'échelle. Les images ont été analysées à l'aide du logiciel Fiji/ImageJ afin d'évaluer la surface de la plaie.
  4. Effectuer les mesures ou autres procédures selon les besoins de l'expérimentateur.
  5. Appliquer un pansement propre comme indiqué aux étapes 3.8–3.11 et laisser l'animal se rétablir comme décrit à l'étape 4.1.

6. Prélèvement des plaies et euthanasie

  1. Appliquer l'anesthésie comme indiqué au point 2.1 le jour 14, ou selon le plan expérimental spécifique. Retirer le pansement et prendre des photos des sites de la plaie.
  2. Retirer le pansement et prendre des photos des sites de la plaie.
  3. Prélever le tissu cutané de la plaie. À l’aide d’un scalpel, exciser la peau autour de la plaie, en incluant un peu de tissu sain.
  4. Placer l’excision dans un tube de 2 mL et la congeler rapidement dans l’azote liquide pour une analyse moléculaire ultérieure, ou la conserver dans du formaldéhyde tamponné à 4 % à température ambiante pour l’histologie. En alternative, couper l’excision en deux morceaux afin de réaliser les deux types d’analyses.
  5. Après le prélèvement du tissu de la plaie, euthanasier l’animal par inhalation de CO2 ou par une méthode alternative conformément à l’approbation éthique.
    ATTENTION : Le CO2 provoque de la douleur, du stress et une acidification rapide des muqueuses avant la perte de conscience. Utiliser un débitmètre régulé pour remplacer progressivement l’air de la chambre.

7. Coloration histochimique : Fixation des plaies, inclusion et coupe histologique

  1. Fixer les biopsies de tissu lésé dans une solution de formaldéhyde à 4 % pendant 3 h à température ambiante, puis les conserver à 4 °C pendant la nuit.
    ATTENTION : Le formaldéhyde est toxique, un sensibilisant puissant et un cancérogène humain avéré. Manipuler la solution sous hotte chimique en portant des équipements de protection individuelle.
  2. Laver les biopsies deux fois avec du PBS pendant 30 min chacun.
  3. Remplacer le PBS par de l'éthanol (70 %) et conserver à 4 °C.
  4. Conserver les biopsies au maximum 24 à 48 h avant le traitement afin d'éviter la perte d'antigènes, ou 1 à 2 semaines pour une caractérisation histologique simple.
  5. Laver soigneusement les biopsies à l'eau courante du robinet pour éliminer le formaldéhyde résiduel.
  6. Déshydrater le tissu dans des bains d'éthanol selon l'ordre suivant : éthanol à 70 % pendant 20 min ; deux changements d'éthanol à 95 % pendant 20 min chacun ; deux changements d'éthanol à 100 % pendant 20 min chacun.
  7. Conserver les biopsies à 65 °C dans le bain de paraffine.
  8. Verser la paraffine fondue dans le moule désigné, placer les biopsies au centre, puis laisser refroidir et durcir. Les biopsies doivent être orientées perpendiculairement à la surface du moule afin de permettre la visualisation de toutes les couches cutanées lors de la coupe.
  9. Couper le bloc de tissu inclus en paraffine à une épaisseur de 5 μm à l'aide d'un microtome et faire flotter les sections dans un bain d'eau déionisée à 39 °C.
  10. Transférer les sections sur les lames et les faire sécher, afin que le tissu adhère à la surface de la lame. Les lames peuvent être conservées à 4 °C pour une utilisation ultérieure ou traitées immédiatement pour une coloration histochimique.

8. Coloration à l'hématoxyline et à l'éosine (HE)

  1. Déparaffinez les lames sur plaque chauffante à 60 °C pendant 30 min, puis dans 3 bains de xylène (ou tout substitut) de 5 min chacun, suivis d'un bain de PBS de 2 min.
    ATTENTION : Le xylène est toxique et hautement inflammable. Manipulez la solution sous hotte aspirante en appliquant les mesures de protection individuelle habituelles.
  2. Réhydratez dans de l'éthanol à 100 %, puis dans de l'éthanol à 96 %, et enfin dans de l'eau dH2O, 5 min chacun.
  3. Appliquez la coloration à l'hématoxyline pendant 5 min, puis rincez à l'eau courante pendant 5 min.
  4. Différenciez à l'alcool acide 0,3 % (acide chlorhydrique 0,3 % dans de l'éthanol 70 %) pendant quelques plongées, puis rincez à l'eau courante pendant 5 min.
  5. Colorez à l'éosine Y (0,2 %) pendant 30 s, puis rincez à l'eau courante pendant 5 min.
  6. Déshydratez dans de l'éthanol à 96 % pendant 1 min, puis dans de l'éthanol à 100 % pendant 1 min.
  7. Appliquez quelques gouttes de milieu de montage, puis posez la lamelle.
  8. Observez les lames au microscope optique et capturez des photographies numériques.

Résultats

La chirurgie du modèle de plaie excisionnelle chez le rat a pris environ 30 min par animal lorsqu'elle a été réalisée de manière efficace. Les différentes étapes de création du modèle, de fixation de l'anneau O et de pansement sont illustrées dans la Figure 1.

Figure 2 montre l'évolution de la cicatrisation des plaies aux jours 7 et 14. Le rayon de la plaie a été mesuré en mm, et la surface a été calculée à l'aide de la formule (surface = πr2), où r = 5 mm au jour 0. L'évolution de la fermeture de la plaie a été exprimée en pourcentage de la surface non recouverte par rapport à la surface de la plaie induite au jour 14. À l'aide du logiciel Fiji/ImageJ, une image numérique de la zone de la plaie a été analysée, l'échelle étant calibrée à 10 mm à l'aide d'une règle incluse dans l'image (Figure 2D). Une fois la zone de la plaie délimitée et mesurée, la surface a été exprimée en mm2. La surface résiduelle de la plaie au jour 14 (29,4 % ± 10,1 % ; n = 7) est présentée dans la Figure 3.

La coloration HE de la plaie cutanée au jour 14 est présentée dans la Figure 4. Les coupes ont montré que les biopsies suivaient la cicatrisation naturelle des plaies cutanées, depuis la périphérie vers le centre. La cicatrisation restait incomplète, le centre étant dépourvu de l'arrangement multilamellaire classique normal et présentant une couche épidermique fine. Le derme montrait une infiltration abondante de cellules inflammatoires, ce qui est important pour le processus de cicatrisation physiologique. Dans l'ensemble, le modèle a été bien toléré par les animaux, avec un entrave au rétrécissement cutané et une cicatrisation incomplète mais physiologique.

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Figure 1 : Création d'une plaie excisée et procédure de pansement. (A) Plaie excisée créée sur la face dorsale du rat, avec un anneau en O suturé autour de la marge de la plaie. (B) Anneau-barrière hydrocolloïde modelable appliqué autour de l'anneau en O. (C) Deux couches de pansement adhésif transparent appliquées par-dessus l'anneau-barrière hydrocolloïde. (D) Pansement en mousse placé par-dessus le pansement adhésif transparent. (E) Ruban adhésif élastique appliqué pour fixer le pansement. (F–H) Un bandage tubulaire de maintien appliqué autour du rat, suivi d'un bandage de fixation et d'un ruban chirurgical disposé en configuration double-épaule pour sécuriser le pansement. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Images représentatives de la cicatrisation des plaies. (A) Image représentative de la plaie obtenue au jour 7. (B–D) Images représentatives des plaies obtenues au jour 14, montrant la plaie avec l'anneau O en place (B) et après retrait de l'anneau O (C,D). Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

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Figure 3 : Quantification de la surface de la plaie au jour 14. Pourcentage de la surface de la plaie restante au jour 14, illustrant la réduction de la taille de la plaie. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± écart type (ET) (n = 7). Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

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Figure 4 : Évaluation histologique de la cicatrisation des plaies au jour 14. Sections représentatives de tissu de plaie colorées à l'hématoxyline et à l'éosine (HE) avec un grossissement de 10×, 20× et 40×. Le centre de la plaie présentait une réépithélialisation incomplète, tandis que les marges de la plaie montraient une cicatrisation épidermique physiologique. Le derme contenait de nombreuses cellules inflammatoires, compatibles avec la réponse normale de cicatrisation des plaies. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Discussion

Les plaies cutanées difficiles à cicatriser sont des plaies qui n'évoluent pas normalement à travers les stades classiques de cicatrisation dans le délai attendu, et peuvent résulter de procédures chirurgicales, de traumatismes ou de réactions allergiques, en plus d'être secondaires à de nombreux autres problèmes de santé, notamment l'insuffisance vasculaire, le diabète et l'obésité14. Malgré la disponibilité de plusieurs modalités de prise en charge, de nombreux patients ne cicatrisent pas correctement. L'exploration de nouvelles voies thérapeutiques, telles que les thérapies cellulaires, les produits chimiques, les extraits végétaux et les composés récemment découverts, est essentielle pour identifier de nouvelles stratégies de prise en charge. Ce modèle peut être appliqué à un large éventail d'études sur la cicatrisation des plaies. La mise en place d'un protocole standardisé pour tester les médicaments, les cellules et les traitements biologiques pourrait faciliter la recherche préclinique en matière de cicatrisation des plaies. Le modèle de plaie excisionnelle et le protocole décrit ici permettent de surmonter les principaux inconvénients du modèle de plaie cutanée chez le rat en recherche : à savoir, la contraction cutanée et le pansement de la plaie.

Les attelles en titane sont couramment utilisées pour réduire la contraction de la plaie dans les modèles murins de plaies excisées ; leur utilisation comporte toutefois certaines limites. La rigidité de l'attelle modifie l'environnement mécanique de la plaie et des tissus environnants, ce qui peut affecter les réponses cellulaires, l'inflammation et le remodelage de la matrice. En conséquence, la cicatrisation se produit dans des conditions différentes de celles observées dans la peau non traitée des rongeurs. Bien que la limitation de la contraction améliore la comparabilité avec la fermeture des plaies humaines, les contraintes mécaniques imposées par l'attelle peuvent également introduire des artefacts influant sur le processus de cicatrisation et doivent être prises en compte lors de l'interprétation des résultats expérimentaux15.

À cette fin, des joints toriques NBR ont été utilisés dans le modèle afin de limiter la contraction de la peau et ont été fixés au bord initial de la plaie. Les anneaux ont été bien tolérés par les animaux et maintenus en place pendant les 14 jours de l'expérience. Bien qu'aucune contraction notable de la plaie n'ait été observée qualitativement chez aucun animal, le tatouage du bord de la plaie ou d'autres méthodes quantitatives pourraient renforcer l'évaluation de la contraction de la plaie dans des études futures. Ainsi, le tatouage peut être considéré comme une étape facultative dans ce protocole.

L'application de pansements protège les plaies contre la contamination et l'infection tout en maintenant le traitement au niveau du site lésionnel, ce qui est crucial pour les modèles de cicatrisation cutanée. Toutefois, il n'est pas rare que certains animaux retirent différents types de pansements. Les rats se toilettent fréquemment et manipulent régulièrement la zone lésée, ce qui peut entraîner un déplacement ou un retrait complet du pansement, malgré l'utilisation de films adhésifs ou de méthodes de fixation secondaires. La perte de la couverture par le pansement peut modifier l'environnement de la plaie, perturber l'administration du traitement et augmenter la variabilité entre les animaux16. Dans le modèle présenté ici, le pansement est resté intact jusqu'à 7 jours, sans être retiré ni endommagé par les animaux. Aucun signe d'infection cutanée n'a été observé chez les animaux expérimentaux. Il est conseillé de remplacer les pansements chaque semaine, car l'ajustement devient plus serré à mesure que les animaux grandissent et prennent du poids. Il convient de veiller à concilier une fixation sûre avec la mobilité des animaux, tout en s'assurant que le pansement ne soit pas trop lâche et puisse être enlevé par les animaux.

Le protocole est souple et personnalisable. Bien que nous recommandions l'inhalation d'isoflurane en raison de sa récupération rapide et de sa grande sécurité, les chercheurs peuvent utiliser alternativement une anesthésie injectable, comme la kétamine/xylazine, si un vaporisateur d'isoflurane n'est pas disponible. Bien que seuls des rats mâles aient été utilisés dans cette étude, le protocole s'applique également aux rats femelles.

Nous recommandons l'administration d'un analgésique à base de buprénorphine en association avec du carprofène, ce qui améliore le soulagement de la douleur. La buprénorphine seule peut également assurer une analgésie postopératoire adéquate en raison de sa durée d'action relativement longue. Ce médicament a un effet minimal sur la fonction immunitaire par rapport aux autres opioïdes, ce qui constitue un avantage pour la cicatrisation des plaies en lien avec le processus inflammatoire17. Les anti-inflammatoires non stéroïdiens, qui suppriment l'inflammation et réduisent la douleur, doivent être évités lorsqu'on étudie l'inflammation. Bien qu'une seule plaie ait été créée par animal dans cette étude, les chercheurs pourraient créer des plaies supplémentaires en utilisant le même protocole, conformément à leur approbation éthique et à leur conception expérimentale. Les considérations relatives au bien-être animal et les principes des 3R doivent être soigneusement prises en compte. Les chercheurs doivent respecter les principes des 3R (remplacement, réduction et raffinement) et veiller au bien-être animal lors de l'utilisation de modèles animaux. Les interventions chirurgicales doivent être conformes aux directives et suivre strictement le protocole animal approuvé. Dans cette étude, la cicatrisation des plaies a été évaluée par des mesures de la surface de la plaie et une évaluation histologique, la réépithélialisation représentant un des aspects de la réponse cicatrisante. La présence des sutures par rapport à la fixation de l'anneau peut interférer avec la cicatrisation locale. Le nombre de sutures doit être identique chez tous les animaux. L'évaluation de la surface de la plaie doit inclure toutes les zones non cicatrisées, y compris les sites de suture18. Ce modèle peut être adapté pour inclure diverses conditions sous-jacentes associées aux plaies cutanées, telles que l'ischémie, le diabète et le vieillissement. Les principales limites de cette étude étaient l'absence d'un groupe témoin non immobilisé, le manque d'évaluation quantitative de la contraction de la plaie et le nombre limité de paramètres biologiques quantitatifs au-delà de la mesure de la surface de la plaie et de l'histologie descriptive. Divers défis techniques et problèmes ont été observés lors du développement de ce modèle. Un ajustement correct du vêtement protecteur ou du pansement est essentiel pour le bien-être animal et une cicatrisation efficace. Un pansement trop lâche peut être retiré par l'animal après le réveil de l'anesthésie, tandis qu'un pansement trop serré peut restreindre les mouvements, nuire à la circulation ou affecter la respiration. Le pansement doit laisser suffisamment d'espace pour qu'un doigt (ou un petit doigt chez les rats plus petits) puisse passer entre le pansement et la peau. Les animaux doivent être surveillés quotidiennement, et le pansement doit être ajusté si des signes de gêne, de mobilité réduite ou de posture anormale sont observés. La gestion de la douleur postopératoire peut varier d'un animal à l'autre en raison de différences de sensibilité aux analgésiques. Les animaux doivent être régulièrement évalués pour détecter des signes liés à la douleur, tels que le dos voûté, une activité réduite, une baisse d'appétit et une perte de poids. Un traitement analgésique supplémentaire doit être administré si nécessaire, conformément aux directives institutionnelles. Une fixation stable de l'anneau est essentielle pour prévenir la contraction de la plaie. Les 8 à 12 points de suture simples interrompus doivent être espacés régulièrement autour de l'anneau afin de répartir uniformément la tension et d'éviter tout soulèvement ou déformation. Chaque suture doit être fixée par un nœud chirurgical pour minimiser tout desserrage pendant la récupération. Enfin, nous recommandons d'utiliser des rats de la même souche, du même âge, du même poids corporel et du même sexe au sein d'une même étude afin de minimiser les variations. De plus, un même chercheur expérimenté peut réaliser toutes les interventions chirurgicales. Afin d'éviter les biais, nous recommandons d'utiliser une double-aveugle pour les analyses histologiques et moléculaires.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à divulguer.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier la région d'Östergötland pour le financement de cette recherche. Les auteurs remercient Monsieur Anders Delleskog du CBR, Université de Linköping, pour ses suggestions, son soutien et son aide à la mise en place du modèle animal. Les auteurs remercient également le Dr Maria Ntzouni de la plateforme technologique de l'Université de Linköping pour son soutien et ses conseils concernant l'inclusion, la coupe et la coloration HE des tissus cutanés. Un remerciement particulier à Sallam Abdallah au R&Unité 3D pour la peau et les cellules en culture, Université de Linköping, pour la préparation des échantillons de peau et la coloration à l'hématoxyline-éosine.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
BuprénorphineSalfarm Scandinavia451790              Conc. 0,3 mg/mL
CarprofèneZoetis Animal Health191380              Rimadyl 50 mg/mL
Eakin SealSwemed2076152              Épaisseur 3 mm
Poste d'encrage Leica BiosystemsEG1150 H&C              
Éosine Histolab1650              Solution colorante 0,2 %
Éthanol absoluSolveco1015              Qualité analytique
Bandage de fixationSwemed2048934              4 cm x 4 m PA/viscose
FormaldéhydeHistolab2176              4 % dans du PBS, pH 7,2-7,4
Tondeuse à poilsSwevetF95000              Longueur de coupe : 0,5 mm
HématoxylineHistolab1800              Harris HTX
Histolab-ClearHistolab14250              Substitut du xylène
IsofluraneVM Pharma448210              Attane vet 1000 mg/g
LekotapeSwemed2056774
MepilexSwemed2059125              7,5 x 8,5 cm 
Mepore filmSwemed2057753               6 x 7 cm avec cadre
Bandage chirurgical Micropore Swemed2063856               1,2 cm x 9,1 m 
MicrotomeThermo Fisher Scientific387861               Microm HM355S
Milieu de montage Histolab00840-05               Pertex
O RingRuilogodB0B1TRQBRT               D intérieure 11 mm, L 1 mm
Filet chirurgical (ethilon 4-0)Scandivet21274-A               Polyamide non absorbable     
Déshydratation des tissus Leica Biosystems Leica TP1020               
Tubifast à double élasticitéSwemed2069292               7,5 cm x 10 m PES/PA

Références

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