Les expériences sur les animaux ont été approuvées par le comité d'éthique sur l'expérimentation animale de l'Université de médecine chinoise du Henan (numéro d'approbation : DWLLGZR202200023). Toutes les procédures ont été réalisées conformément aux lignes directrices institutionnelles et nationales relatives au bien-être animal et se sont conformées aux lignes directrices ARRIVE. Des rats mâles Sprague–Dawley (SD) ont été obtenus auprès d'un fournisseur agréé d'animaux de laboratoire. Les animaux ont été logés dans un environnement à température et humidité contrôlées, avec un cycle lumineux de 12 heures de lumière et 12 heures d'obscurité, et ont reçu une alimentation standard et de l'eau ad libitum.
Identification des composants présents dans le tissu cérébral contenus dans le MXYS
Préparation de la poudre de MXYS lyophilisée :
Les 11 herbes composant le MXYS ont été macérées dans 10 volumes d'eau distillée pendant 2 h, puis portées à ébullition pendant 40 min. La menthe poivrée a été ajoutée durant les 5 min finales de la décoction. Une seconde décoction a été préparée de la même manière en utilisant 8 volumes d'eau distillée. Les deux décoctions ont été combinées, filtrées à travers un tampon de gaze, concentrées sous pression réduite jusqu'à une concentration de 1 g/mL (équivalent en drogue brute), puis lyophilisées sous vide pendant 48 h afin d'obtenir la poudre de MXYS lyophilisée. Le rendement d'extraction était de 21,7 % (p/p)25,29,31.
Animaux et administration de MXYS :
Douze rats mâles SD ont été répartis aléatoirement en deux groupes et ont reçu soit MXYS, soit de l'eau purifiée deux fois par jour par gavage oral. Les deux administrations quotidiennes ont été effectuées à 8h00 et 20h00 (intervalle de 12 heures). La poudre de MXYS a été dissoute dans de l'eau purifiée et administrée à une dose de 24,4 g/kg (environ deux fois la dose clinique pour les rats)25. Le groupe témoin a reçu de l'eau purifiée en volume équivalent (10 mL/kg).
Préparation du tissu cérébral contenant MXYS :
Après 14 jours, tous les rats ont été anesthésiés avec du pentobarbital sodique (40 mg/kg, par voie intrapéritonéale) 2 h après la dernière administration de MXYS. Les tissus cérébraux ont été recueillis après une perfusion transcardiaque avec une solution saline normale. Les cerveaux entiers ont été immédiatement excisés et placés sur de la glace afin d'obtenir des échantillons de tissu cérébral témoin et de tissu cérébral traité au MXYS.
Conditions chromatographiques et de spectrométrie de masse et base de données :
La poudre de MXYS lyophilisée, des tissus cérébraux témoins dopés avec de la poudre de MXYS, des tissus cérébraux témoins et des extraits de tissus cérébraux contenant du MXYS ont été analysés à l’aide d’un système de chromatographie liquide à ultra-haute performance équipé d’une colonne HSS-T3 (100 × 2,1 mm, 1,8 μm) maintenue à 35 °C. Les phases mobiles étaient constituées d’eau contenant 0,1 % d’acide formique (phase mobile A) et d’acétonitrile contenant 0,1 % d’acide formique (phase mobile B). Les échantillons ont été séparés à un débit de 0,3 mL/min selon un gradient commençant à 5 % de B pendant 1 min, augmentant jusqu’à 98 % de B en 16 min, revenant à 5 % de B en 0,5 min, puis maintenu à 5 % de B pendant 2,5 min.
Des spectres de masse ont été obtenus en modes d'ionisation électrospray positive et négative, en utilisant une acquisition dépendante des données sur une plage de m/z de 90–1 300. Les spectres MS/MS ont été générés à partir des 10 ions précurseurs les plus intenses, en appliquant des énergies de dissociation par collision à haute énergie progressives de 20, 40 et 60 eV. La température du capillaire a été maintenue à 320 °C et celle du chauffage de la sonde a été réglée à 350 °C.
L'annotation des composés a été effectuée en comparant la masse exacte, la distribution isotopique et les spectres de MS/MS avec une base de données interne de médecine traditionnelle chinoise ainsi qu'avec les bases de données publiques GNPS32, ReSpect33 et MassBank34. Les composés présentant une correspondance fiable des spectres MS/MS et des formes de pics chromatographiques cohérentes ont été retenus. La liste complète des composés identifiés de manière préliminaire est fournie dans le Tableau supplémentaire 1.
Bioinformatique
Sélection et prétraitement des jeux de données à partir de la base de données GEO :
L'implication potentielle de la nécroptose dans la pathologie de la dépression a été étudiée en interrogeant la base de données GEO à l'aide du mot-clé « dépression ». Selon les critères de sélection, trois jeux de données (GSE54566, GSE54565 et GSE54568) ont été retenus pour une analyse approfondie. Ces jeux de données provenaient de différentes régions cérébrales : GSE54565 (cortex cingulaire antérieur), GSE54566 (amygdale) et GSE54568 (cortex préfrontal dorsolatéral, BA9). Tous les jeux de données ont été générés à l'aide de la plateforme Affymetrix Human Genome U133 Plus 2.0 Array (GPL570) et comprenaient des échantillons de tissu cérébral post-mortem provenant de patients atteints de trouble dépressif majeur (TDM) et de témoins non psychiatriques. Les caractéristiques détaillées des échantillons pour chaque jeu de données sont résumées dans le Tableau supplémentaire 2. Ces jeux de données comprenaient des données transcriptomiques provenant de trois régions cérébrales impliquées dans la dépression. Une analyse différentielle de l'expression génique a été réalisée entre les groupes TDM et témoins pour chaque jeu de données, et les gènes régulés à la hausse et à la baisse de manière cohérente ont été intégrés à l'aide du package R Robust Rank Aggregation (RRA).
Tous les jeux de données ont été prétraités à l'aide de l'algorithme robust multi-array average (RMA) pour la correction du fond et la normalisation. Après la normalisation RMA, l'algorithme ComBat implémenté dans le package R sva a été appliqué pour ajuster les effets de lot entre les jeux de données, l'origine des jeux de données étant considérée comme la covariable de lot. Cette procédure a réduit la variation technique entre les jeux de données et amélioré leur comparabilité pour les analyses ultérieures.
Les analyses bioinformatiques ont été réalisées à l'aide du logiciel R (version 4.2.1). Les principaux packages R utilisés comprenaient ClusterProfiler (version 4.8.2) pour les analyses d'enrichissement en ontologie génique (GO) et dans l'Encyclopédie de Kyoto des gènes et des génomes (KEGG), WGCNA (version 1.72) pour l'analyse de réseau de coexpression génique pondérée, RRA pour l'intégration des gènes différentiellement exprimés, et sva (version 3.48.0) pour la correction de biais par méthode ComBat. Le flux de travail analytique comprenait l'acquisition des données, la normalisation RMA, la correction de biais ComBat, l'analyse d'expression différentielle avec intégration RRA, la construction de modules WGCNA, les analyses d'enrichissement GO et KEGG avec un taux de fausses découvertes (FDR) < 0,05, et la prédiction de cibles par analyse du réseau d'interactions protéine-protéine (PPI).
Utilisation de WGCNA pour construire des réseaux de gènes de co-expression et identification des modules significativement associés à la dépression et à la nécroptose :
WGCNA construit des réseaux de co-expression génique pondérés en appliquant une puissance de seuil doux (valeur β) afin d'approcher une topologie sans échelle. La valeur β a été choisie lorsque le coefficient de corrélation entre log(k) et log(p(k)) atteignait au moins 0,9. Après sélection de la valeur β, les modules de gènes ont été identifiés à l'aide de la méthode de découpage dynamique de l'arbre. Les paramètres supplémentaires ont été définis comme suit : minModuleSize = 30, cutHeight = 0,25 et deepSplit = 2. La valeur β a été choisie lorsque le coefficient de corrélation entre log(k) et log(p(k)) atteignait au moins 0,9. Une puissance de seuil doux de β = 7 a été utilisée pour la construction du réseau. L'Eigenmodule (ME) a été calculé pour chaque module afin de résumer les profils d'expression génique et d'évaluer les associations avec les caractères biologiques. La Significativité des Gènes (GS) et l'Appartenance au Module (MM) ont ensuite été calculées, et les relations entre modules et caractères ont été évaluées à l'aide du coefficient de corrélation (cor) et de la valeur p correspondante. Des coefficients de corrélation plus élevés et des valeurs p plus faibles indiquaient des associations plus fortes entre les modules de gènes et les caractères biologiques.
Analyse d'enrichissement fonctionnel et construction du réseau PPI :
ClusterProfiler a été utilisé pour effectuer une analyse d'enrichissement des voies KEGG. La méthode FDR de Benjamini–Hochberg a été appliquée pour la correction des tests multiples, et une valeur p ajustée (FDR) < 0,05 a été considérée comme statistiquement significative. Après identification du module cible, les gènes clés de ce module ont été croisés avec les gènes associés à MXYS et à la nécroptose. Un réseau PPI a ensuite été construit à l'aide de la base de données STRING.
Prédiction des cibles pour les composés détectés dans le tissu cérébral :
Les 143 composés identifiés de manière préliminaire dans le tissu cérébral de rat après l'administration de MXYS ont été utilisés pour la prédiction des cibles. Pour chaque composé, les cibles potentielles ont été extraites de la base de données GeneCards à l'aide de la fonction « Cibles associées » avec un score de pertinence > 5. Les cibles en double ont été fusionnées, et seuls les gènes humains dotés de symboles génétiques officiels ont été conservés, ce qui a donné 3 164 cibles uniques. Ces cibles ont fait l'objet d'analyses d'enrichissement GO et KEGG à l'aide du package R ClusterProfiler, un FDR < 0,05 étant considéré comme statistiquement significatif. L'ensemble génique de référence comprenait tous les gènes humains codant des protéines et annotés dans la base de données KEGG.
Vérification expérimentale
Culture cellulaire :
Les cellules HT-22 ont été obtenues auprès de Procell Life Science & Technology Co., Ltd. (CL-0697, RRID : CVCL_0321) et cultivées dans un milieu de croissance supplémenté avec 10 % de sérum bovin fœtal (FBS) et 100 U/mL de pénicilline/streptomycine. Les cellules ont été maintenues à 37 °C dans un incubateur humidifié contenant 5 % de CO₂.
Activité anti-nécroptose du MXYS :
La poudre lyophilisée de MXYS a été reconstituée dans un milieu de croissance cellulaire à une concentration de 1,0 g/mL, stérilisée à l’aide d’un filtre membranaire de 0,22 μm et conservée à −20 °C jusqu’à utilisation. Les cellules HT-22 ont été ensemencées à une densité de 8 000 cellules par puits dans des plaques de 96 puits, avec trois puits par groupe. Le MXYS a été dilué dans le milieu de croissance à des concentrations finales de 2, 4 et 6 mg/mL. Après une incubation de 12 h, les cellules ont été traitées avec du chlorhydrate de SM-164 (10 nM) et de l’inhibiteur de caspase z-VAD-fmk (20 μM) pendant 30 min, puis stimulées avec du facteur de nécrose tumorale-α humain (h-TNF-α ; 20 ng/mL) pendant 12 h supplémentaires. La viabilité cellulaire a été évaluée à l’aide d’un test de viabilité cellulaire luminescent selon les instructions du fabricant. La luminescence a été mesurée à l’aide d’un lecteur de microplaques. La morphologie cellulaire a été examinée au microscope inversé, et des images représentatives ont été acquises pour analyse.
Animaux :
Les expériences sur les animaux ont été approuvées par le comité d'éthique pour l'expérimentation animale de l'Université de médecine chinoise du Henan (numéro d'approbation : DWLLGZR202200023). Toutes les procédures ont été réalisées conformément aux lignes directrices institutionnelles et nationales relatives au bien-être animal et se sont conformées aux recommandations ARRIVE. Seuls des souris mâles BALB/c âgées de 6 à 8 semaines ont été utilisées pour la mise en place du modèle CUMS. Les animaux ont été logés dans un environnement à température et humidité contrôlées, avec un cycle lumineux de 12 heures de lumière et 12 heures d'obscurité, et ont reçu de la nourriture standard et de l'eau ad libitum.
Modèle de dépression induite par CUMS :
Les souris ont été réparties aléatoirement en un groupe témoin ou un groupe CUMS. Après une semaine d'acclimatation, les souris du groupe CUMS ont été soumises à des stress modérés intermittents et imprévisibles, tandis que les souris témoins n'ont pas été perturbées. Le protocole de stress comprenait 13 stress différents, notamment l'inclinaison de la cage, l'agitation de la cage, le changement de cage, la litière humide, la privation d'eau, l'illumination stroboscopique, l'exposition au bruit, la lumière continue, l'obscurité continue, l'éclairage intermittent, la natation en eau froide (4 °C), la natation en eau chaude (40 °C), le stress de contention et d'autres stress modérés. Chaque stress était appliqué pendant 2 à 6 heures par séance, selon une séquence aléatoire afin de maintenir l'imprévisibilité. Les souris étaient exposées chaque jour à un ou deux stress différents selon un planning aléatoire.
Groupes et traitement médicamenteux :
Après six semaines d'exposition au CUMS, les souris ont été réparties aléatoirement en groupes traités par CUMS, MXYS, paroxétine ou Nec-1. Le groupe MXYS a reçu par gavage oral de la poudre de MXYS lyophilisée à raison de 35,2 g/kg/jour. Le groupe paroxétine a reçu de la paroxétine (20 mg/kg) par gavage oral, tandis que le groupe Nec-1 a reçu du Nec-1 (10 mg/kg) par injection intrapéritonéale pendant quatre semaines consécutives. Pendant la même période, les groupes témoin et CUMS ont reçu un volume équivalent de sérum physiologique par gavage oral.
Expériences comportementales :
Les souris ont été réparties aléatoirement dans les groupes expérimentaux à l'aide d'une séquence de nombres aléatoires générée par ordinateur avant le début de l'administration du médicament. La séquence de randomisation a été générée par un chercheur indépendant qui n'a pas participé aux expériences ultérieures ni à l'analyse des données.
Les tests comportementaux ont été réalisés par un investigateur aveugle aux groupes de traitement. Le même investigateur a effectué l'évaluation comportementale basée sur vidéo (temps d'immobilité, distance parcourue et temps passé au centre) à l'aide d'un logiciel de suivi automatisé afin de minimiser les biais subjectifs. L'investigateur en insu n'a eu accès aux codes d'affectation des groupes qu'une fois que toutes les données comportementales eurent été collectées et enregistrées.
Les analyses par immunofluorescence ont été réalisées par un chercheur distinct, également aveugle quant aux groupes expérimentaux. Les échantillons ont été étiquetés à l'aide d'identifiants codés, et l'affectation aux groupes n'a été révélée qu'après la fin des mesures densitométriques ou de l'intensité de fluorescence. Les analyses statistiques ont été effectuées par un troisième investigateur, qui était aveugle tant à l'affectation aux groupes qu'aux résultats expérimentaux correspondants, jusqu'à ce que toutes les données quantitatives aient été regroupées.
Test de préférence pour le saccharose (SPT) : Les tests comportementaux ont été réalisés après la dernière administration du médicament. Avant les tests, les souris ont été habituées à une solution de saccharose à 1 % en leur fournissant deux bouteilles contenant une solution de saccharose à 1 % pendant 12 h, suivies d'une bouteille contenant une solution de saccharose à 1 % et d'une bouteille contenant de l'eau potable pendant encore 12 h. Les souris ont ensuite été privées de nourriture et d'eau pendant 12 h avant le test formel. Pendant le test, chaque souris a reçu une bouteille contenant une solution de saccharose à 1 % et une bouteille contenant de l'eau potable. Après 12 h, le volume consommé à partir de chaque bouteille a été mesuré. La préférence pour le saccharose a été calculée comme suit :

Test de suspension par la queue (TST) : La queue de chaque souris a été fixée en haut de l'appareil d'essai à l'aide de ruban adhésif. Le comportement des souris a été enregistré pendant 6 min à l'aide d'un logiciel d'enregistrement et d'analyse vidéo du comportement. La durée d'immobilité au cours des 4 dernières minutes de l'essai a été quantifiée.
Test du champ ouvert (OFT) : Chaque souris a été placée individuellement au centre de l'appareil de champ ouvert. L'activité comportementale a été enregistrée et analysée pendant 5 min à l'aide d'un logiciel de suivi comportemental, incluant la distance parcourue et l'activité locomotrice. Après chaque test, l'appareil a été nettoyé avec de l'éthanol à 75 %.
Prélèvement des échantillons :
Les souris décédées pendant la procédure CUMS ou présentant des signes de maladie sévère (perte de poids corporel >20 %, infection visible ou incapacité à se déplacer) ont été exclues de l'étude. L'euthanasie a été réalisée par du personnel certifié à l'aide d'une surdose de pentobarbital sodique (150 mg/kg, par voie intrapéritonéale). Après perte de conscience, une dislocation cervicale a été effectuée comme méthode secondaire pour s'assurer du décès. Pour les analyses par coloration de Nissl et par immunofluorescence, trois souris ont été sélectionnées aléatoirement dans chaque groupe. Les tissus hippocampiques destinés à l'analyse par immunobuvardage ont été disséqués immédiatement sur glace et congelés rapidement dans l'azote liquide.
Coloration de Nissl :
Pour les analyses histologiques de coloration de Nissl et d'immunofluorescence, les souris ont été profondément anesthésiées au pentobarbital sodique (150 mg/kg, par voie intrapéritonéale) puis décapitées sans perfusion transcardiaque. Les cerveaux ont été rapidement extraits et fixés dans du paraformaldéhyde à 4 % pendant 24 à 48 heures avant l'inclusion en paraffine. Des coupes en paraffine d'une épaisseur de 3 μm ont été réalisées. Les sections en paraffine ont été déparaffinisées par incubation successive dans une solution de déparaffinage, de l'éthanol absolu et de l'éthanol à 75 %, puis rincées à l'eau courante. Lorsque cela s'appliquait, les sections congelées ont été portées à température ambiante, fixées avec un fixateur tissulaire pendant 15 minutes, puis rincées à l'eau courante. Les sections tissulaires ont été colorées avec la solution de coloration de Nissl pendant 2 à 5 minutes, rincées à l'eau, différenciées à l'acide acétique glacé à 0,1 %, lavées pour arrêter la réaction, examinées au microscope afin de contrôler la différenciation, séchées, clarifiées dans le xylène pendant 10 minutes, puis montées avec un milieu de montage neutre.
Immunofluorescence :
Les procédures d'immunofluorescence ont été réalisées selon des méthodes standard. Le tissu cérébral a été fixé dans du paraformaldéhyde à 4 % et inclus dans de la paraffine pour la coloration par immunofluorescence. Les coupes de tissu ont été incubées toute la nuit à 4 °C avec des anticorps primaires dirigés contre NeuN (1:200), MLKL (1:300), ATF4 (1:5000) et CREB (1:1000). Après incubation avec les anticorps primaires, les coupes ont été lavées quatre fois au PBS puis incubées pendant 1 h à l'obscurité avec les anticorps secondaires fluorescents correspondants : immunoglobuline G de chèvre anti-souris conjuguée à CY3 (1:300, Servicebio, GB21301) pour l'anticorps anti-ATF4 de souris ; immunoglobuline G de chèvre anti-souris conjuguée à Alexa Fluor 488 (1:400, Servicebio, GB25301) pour l'anticorps anti-MLKL de souris ; immunoglobuline G de chèvre anti-lapin conjuguée à CY3 (1:300, Servicebio, GB21303) pour l'anticorps anti-NeuN de lapin ; et immunoglobuline G de chèvre anti-lapin conjuguée à Alexa Fluor 488 (1:400, Servicebio, GB25303) pour l'anticorps anti-CREB de lapin. Les coupes ont ensuite été colorées avec le DAPI pendant 10 min à température ambiante, lavées au PBS, montées avec un milieu de montage antifade, et les images de fluorescence ont été acquises par microscopie confocale.
Immunotransfert :
Les tissus cérébraux ont été homogénéisés dans un tampon de lyse RIPA (radioimmunoprécipitation assay). Les concentrations protéiques ont été déterminées, puis 20 μg de protéines totales par piste ont été séparés par électrophorèse sur gel de polyacrylamide en présence de dodécylsulfate de sodium à 10 % (SDS-PAGE), avant transfert sur membranes de fluorure de polyvinylidène (PVDF). Après blocage, les membranes ont été incubées toute la nuit à 4 °C avec des anticorps primaires (1:1000), puis avec des anticorps secondaires conjugués à la peroxydase de raifort (HRP) pendant 1 h. Les bandes protéiques ont été visualisées à l’aide d’un système d’imagerie chimiluminescent, et l’intensité des bandes a été quantifiée à l’aide du logiciel ImageJ. Pour l’analyse par immunotransfert de tissus hippocampiques, deux souris par groupe ont été analysées, et des immunoblots représentatifs sont présentés. Pour les expériences sur les cellules HT-22, l’analyse par immunotransfert a été réalisée une fois comme expérience représentative. Ces données sont présentées comme des observations qualitatives de tendance plutôt que comme des résultats quantifiés statistiquement.
Analyse statistique :
Les différences entre les groupes ont été analysées à l'aide d'une analyse de variance à un facteur (ANOVA) suivie du test de comparaison multiple de Tukey. Les données sont exprimées comme la moyenne ± l'écart type (SD). Une valeur de p < 0,05 a été considérée comme statistiquement significative.
Disponibilité des données :
Les jeux de données générés et analysés au cours de cette étude sont inclus dans cet article publié et ses matériaux supplémentaires. Les résultats d'identification des composés par UHPLC-HRMS sont fournis dans le Tableau Supplémentaire 1, et les caractéristiques des jeux de données GEO utilisés pour les analyses bioinformatiques sont résumées dans le Tableau Supplémentaire 2. D'autres données complémentaires, incluant l'immunofluorescence GFAP (Figure Supplémentaire 1), la coloration immunofluorescente de p-RIPK3 et de p-MLKL (Figure Supplémentaire 2), le schéma expérimental et la chronologie d'allocation des animaux (Figure Supplémentaire 3), ainsi que les images brutes non recadrées des immunotransferts (Figure Supplémentaire 4), sont disponibles dans les matériaux supplémentaires.