Culture cellulaire, traitement et transfection
La lignée cellulaire de carcinome nasopharyngé humain, C666-1 (RRID : CVCL_M597), et la lignée cellulaire épithéliale nasopharyngée humaine non maligne, NP69 (RRID : CVCL_F755), ont été achetées auprès d'un fournisseur commercial. Les deux lignées cellulaires ont été authentifiées par profilage des répétitions courtes en tandem (STR) et ont été confirmées exemptes de contamination par les mycoplasmes avant utilisation. Pour la culture courante, les cellules C666-1 ont été cultivées dans un milieu RPMI 1640 complété avec 10 % de sérum bovin fœtal (FBS) et 1 % de pénicilline-streptomycine. Les cellules NP69 ont été cultivées dans un milieu sans sérum pour kératinocytes complété avec 10 % de FBS, 10 ng/mL de facteur de croissance épidermique recombinant et 1 % de pénicilline-streptomycine. La ruscogénine (Rus ; pureté ≥ 98 %) a été achetée auprès d'un fournisseur commercial. Les deux lignées cellulaires ont été maintenues dans un incubateur humidifié à 37 °C sous 5 % de CO₂. Pour les traitements, les cellules ont été exposées à la ruscogénine (Rus) à des concentrations variables (10, 20, 50 µM) pendant 24 h22. Pour la transfection, des plasmides codant pour la lysine-déméthylase spécifique 1A en sur-expression (oe-KDM1A) et un vecteur vide contrôle négatif correspondant (oe-NC), obtenus auprès d'un fournisseur commercial, ont été transférés dans les cellules C666-1 lorsque la confluence cellulaire a atteint 70–80 %. Plus précisément, 2,5 µg d'ADN plasmidique et 5 µL d'un réactif de transfection à base de lipides ont été chacun dilués dans 150 µL d'un milieu à faible teneur en sérum, doucement mélangés, incubés pendant 20 min à température ambiante, puis ajoutés à chaque puits d'une plaque de 6 puits selon le protocole du fabricant. Les cellules ont été incubées pendant 48 h à 37 °C, et l'efficacité de la transfection a ensuite été confirmée.
Dosage au kit de comptage cellulaire-8 (CCK-8)
La viabilité cellulaire après traitement par Rus a été quantifiée à l'aide du test CCK-8. Pour cette procédure, les cellules ont d'abord été semées dans des plaques de 96 puits et cultivées pendant une nuit. Le test a été amorcé par l'ajout de 10 µL de solution CCK-8, et après 2 h d'incubation, le changement colorimétrique obtenu a été mesuré sous forme de densité optique (OD) à 450 nm à l'aide d'un lecteur de plaques.
Essai de formation de colonies
Pour évaluer la survie clonogène, les cellules C666-1 ont été ensemencées dans des plaques de 6 puits et cultivées pendant 14 jours. Après la période d'incubation, les colonies obtenues ont été fixées avec du méthanol à 100 % pendant 10 minutes, puis visualisées avec du violet de crésyl à 0,5 % pendant 30 minutes. Le nombre de colonies colorées a ensuite été quantifié par imagerie microscopique et décompte.
Immunotransfert
Pour l'analyse par immunoblot, les protéines totales ont d'abord été extraites des cellules à l'aide d'un tampon RIPA, puis les lysats obtenus ont été centrifugés (12 000 × g) afin de récupérer le surnageant. Un dosage BCA a été utilisé pour quantifier les concentrations en protéines. Des quantités équivalentes de protéines totales (30 µg par piste) ont été chargées et séparées par électrophorèse sur gel de polyacrylamide en présence de dodécylsulfate de sodium à 10 % (SDS-PAGE). Après séparation, les protéines ont été transférées sur des membranes de fluorure de polyvinylidène (PVDF) sous une tension constante de 100 V pendant 90 min sur glace. Les membranes ont ensuite été bloquées pendant 2 h à température ambiante avec de l'albumine sérique de bovin (BSA) à 5 % préparée dans une solution saline tamponnée au Tris contenant 0,1 % de Tween 20 (TBST). Par la suite, les membranes ont été incubées toute la nuit à 4 °C avec les anticorps primaires suivants dilués dans le tampon de blocage (tous à 1/1000) : Ki67, PCNA, MMP2, MMP9, Bcl-2, Bax, KDM1A, SLC7A11, GPX4, ACSL4, TFR1 et β-actin. Enfin, après une incubation de 2 h avec des anticorps secondaires marqués à la peroxydase de raifort (HRP), les bandes immunoréactives ont été révélées à l'aide d'un réactif de détection par chimiluminescence amplifiée (ECL), et une analyse densitométrique a été réalisée à l'aide d'un logiciel d'analyse d'images.
Dosage par rayure de plaie
Pour le test de cicatrisation des plaies, les cellules C666-1 ont été cultivées jusqu'à une confluence de 80 % dans des plaques de 6 puits. Une blessure uniforme a été créée dans la monocouche en raclant avec une pointe de pipette de 200 µL. Les cellules détachées ont été éliminées par un lavage au PBS, puis le milieu de culture a été remplacé par un milieu sans sérum pour une incubation de 24 h. Des images de la zone de la plaie ont été prises à 0 h et 24 h à l'aide d'un microscope optique afin d'évaluer la migration cellulaire.
Dosage en chambre de Transwell
L'invasion cellulaire a été évaluée à l'aide de chambres de type transwell (pore de 8 µm) prérecouvertes de 50 µL de matrice de membrane basale. La capacité invasive des cellules C666-1 a été évaluée à l'aide de chambres Transwell. Les inserts supérieurs ont été ensemencés avec des cellules en suspension dans un milieu dépourvu de sérum, tandis que les puits inférieurs contenaient du DMEM complété avec 10 % de FBS. Après une incubation de 24 h, les cellules restantes sur la face apicale de la membrane ont été soigneusement éliminées. Pour la quantification, les cellules situées sur la surface basolatérale ont été fixées dans du méthanol, colorées avec du violet de crésyl à 0,1 %, puis dénombrées à partir d'images capturées par microscopie optique.
Cytométrie en flux
L'apoptose a été quantifiée par cytométrie en flux. Pour préparer les échantillons, les cellules C666-1 ont été recueillies, rincées avec du PBS glacé, puis resuspendues dans 100 µL de tampon de liaison. Les cellules ont ensuite été doublement marquées avec l'Annexine-V-FITC (20 µg/mL) et l'iodure de propidium (PI). Cette coloration a été effectuée pendant 15 min sur de la glace, à l'abri de la lumière. Les données ont été acquises immédiatement sur un cytomètre en flux afin de déterminer le pourcentage de cellules apoptotiques.
Détection de l'activité de la caspase-3
L'activité de la caspase-3 a été mesurée à l'aide d'un kit d'essai commercial, conformément aux instructions du fabricant. Brièvement, les cellules C666-1 ont été lysées et les surnageants ont été recueillis après une centrifugation à 14 000 × g. Après une incubation de 2 h avec le réactif fourni, l'absorbance de chaque surnageant a été quantifiée à 405 nm.
RT-qPCR
L'ARN total a été purifié à partir de cellules C666-1 à l'aide d'un réactif commercial d'extraction d'ARN. L'ARN obtenu a été transcrit en ADN complémentaire de premier brin à l'aide d'un kit commercial, selon le protocole du fabricant. Une analyse de l'expression génique a ensuite été réalisée par PCR quantitative (qPCR) sur un système de PCR en temps réel, en utilisant un mélange maître à base de SYBR Green. La méthode comparative du seuil de cycle (Ct) (2⁻△△Ct) a été utilisée pour déterminer les niveaux relatifs de transcrits. Les séquences des amorces utilisées pour l'amplification étaient : β-actin (Sens : 5'-CATGTACGTTGCTATCCAGGC-3' ; Antisens : 5'-CTCCTTAATGTCACGCACGAT-3') et KDM1A (Sens : 5'-TGACCGGATGACTTCTCAAGA-3' ; Antisens : 5'-GTTGGAGAGTAGCCTC AAATGTC-3').
Dosage des substances réactives à l'acide thiobarbiturique (TBARS)
Pour mesurer la peroxydation lipidique, des surnageants ont d'abord été préparés à partir de cellules C666-1 par précipitation (15 % d'acide trichloroacétique, 500 mM de BHA) et centrifugation pendant 10 min à 10 000 × g. Ces surnageants ont ensuite été mis à réagir avec de l'acide thiobarbiturique à 0,375 %, puis chauffés à 100 °C pendant 10 min afin de générer l'adduit MDA-TBA. Le niveau de cet adduit, indicateur de la peroxydation lipidique, a été déterminé en mesurant l'absorbance à 532 nm à l'aide d'un lecteur de microplaques23.
Détection des espèces réactives de l'oxygène lipidiques (ROS)
La peroxydation lipidique a été détectée à l'aide d'une sonde fluorescente de peroxydation lipidique. Les cellules C666-1 ont été semées dans des plaques de 6 puits, cultivées pendant une nuit, puis exposées à la sonde fluorescente (2 µM). Cette sonde présente un décalage de fluorescence du rouge au vert lors de l'oxydation. Le rapport de fluorescence vert/rouge a été analysé à l'aide d'un microscope confocal à balayage laser et d'un logiciel d'analyse d'images. Le rapport de fluorescence vert/rouge tracé était clairement défini et a été utilisé comme indicateur quantitatif des niveaux de peroxydation lipidique24.
Détection du Fe2+
Le taux intracellulaire de fer ferreux (Fe2⁺) a été mesuré à l'aide d'une sonde fluorescente intracellulaire pour le fer. Les cellules C666-1 ont été incubées avec une sonde fluorescente à 10 µM pendant 10 min. Après un lavage au PBS pour éliminer l'excès de sonde, les cellules ont été analysées par microscopie de fluorescence.
Analyse de docking moléculaire
La modélisation moléculaire par docking est une méthode computationnelle essentielle qui facilite la conception de nouveaux médicaments en prédisant l'affinité de liaison et les interactions entre un ligand et sa protéine cible, grâce à l'évaluation de leurs modes de liaison25. À partir de la page web RCSB PDB (https://www.rcsb.org/), la structure tridimensionnelle de la KDM1A (ID PDB : 6NQU) a été obtenue. Pour la préparation de la structure protéique de la KDM1A, l'eau a été supprimée et les petits ligands non pertinents ont été éliminés. La simulation de docking moléculaire a été réalisée à l'aide d'un logiciel de docking moléculaire utilisant l'algorithme génétique lamarkien, et la visualisation a été effectuée à l'aide d'un logiciel de visualisation moléculaire26.
Analyse statistique
Toutes les expériences ont été réalisées en utilisant au moins trois réplicats biologiques indépendants, et les résultats sont présentés sous forme de moyenne ± écart type (SD). L'analyse statistique a été effectuée à l'aide d'un logiciel d'analyse statistique. Les différences entre plusieurs groupes ont été évaluées par une analyse de la variance à un facteur (ANOVA) suivie du test a posteriori de comparaisons multiples de Tukey. Une valeur P inférieure à 0,05 a été considérée comme indiquant une différence statistiquement significative.