Ce protocole fournit une méthode normalisée pour réaliser une vésicostomie cutanée et la prise en charge postopératoire des plaies chez le rat, permettant un drainage urinaire continu à basse pression dans le cadre de recherches précliniques sur les lésions de la moelle épinière.
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Article de méthode
Vésicostomie dans le modèle rat pour le drainage urinaire à basse pression dans la recherche sur la vessie neurogène
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Dans cet article
Résumé
Résumé
Le rat est le modèle animal principal pour la recherche préclinique sur la dysfonction neurogène des voies urinaires inférieures (nLUTD) induite par une lésion médullaire (SCI). En raison de sa similarité anatomique et fonctionnelle avec l'humain, le rat reproduit fidèlement les principales conséquences pathologiques de la SCI. Toutefois, un fossé translationnel crucial subsiste : alors que la prise en charge vésicale standard chez l'humain repose généralement sur une cathétérisation continue ou intermittente, des approches comparables ne sont pas réalisables chez les rongeurs. La pratique courante de l'expression vésicale manuelle génère des pressions intravésicales exceptionnellement élevées, ce qui peut introduire un biais méthodologique en favorisant indépendamment le remodelage pathologique de la vessie après une SCI. Ce protocole décrit la vésicostomie cutanée chez le rat, ainsi que la prise en charge postopératoire de la plaie, afin d'établir un drainage urinaire continu à basse pression pour la recherche préclinique sur la SCI. La vésicostomie cutanée — création chirurgicale d'un stomat entre le dôme vésical et la paroi abdominale inférieure — permet un drainage urinaire continu, assurant ainsi une voie d'évacuation à faible résistance et contournant l'urètre. De cette manière, on peut éviter la rétention urinaire excessive et les pressions intravésicales élevées, se rapprochant ainsi du concept de décompression continue à basse pression utilisé cliniquement durant la phase post-traumatique précoce par diversion urinaire sus-pubienne ou transurétrale, tout en reconnaissant que les mécanismes normaux de stockage et de continence sont abolis. Les effets thérapeutiques qui pourraient autrement être masqués par des remplissages répétitifs et l'expression manuelle vésicale à haute pression peuvent ainsi être détectés plus facilement. Par ailleurs, la vésicostomie offre une stratégie conceptuelle pour atténuer les contraintes liées au sexe dans la recherche préclinique sur la SCI. La longueur urétrale nettement plus importante chez les rongeurs mâles entraîne une résistance à l'écoulement plus élevée, rendant l'expression vésicale manuelle nettement plus difficile et limitant effectivement la plupart des études précliniques aux animaux femelles, malgré la prédominance des patients masculins parmi les cas cliniques de SCI. En tant que stratégie alternative de drainage, la vésicostomie a le potentiel d'élargir les paradigmes expérimentaux de prise en charge vésicale et d'améliorer la pertinence translationnelle des futures études, bien que sa faisabilité et ses résultats chez le rat mâle devront être établis dans des travaux complémentaires spécifiques.
Introduction
Le fonctionnement sain de la vessie dépend de la fonction coordonnée du muscle vésical et du sphincter urétral, assurée par un réseau neuronal complexe impliquant le cerveau, le système nerveux central (CNS) et le système nerveux périphérique (PNS), ce qui permet un contrôle conscient du tractus urinaire inférieur (LUT)1,2. La complexité de ces mécanismes et leur circuit de type interrupteur3 rendent la fonction vésicale vulnérable à un large éventail de lésions et de maladies. En conséquence, après une lésion médullaire (SCI), presque tous les patients présentent une altération de la sensibilité et du contrôle vésical4,5. Le terme vessie neurogène englobe un large spectre de dysfonctionnements affectant le stockage et/ou l'élimination de l'urine, selon les caractéristiques de la lésion. En particulier, les lésions suprasacrées entraînent une hyperactivité du détrusor associée à une hyperactivité du sphincter, souvent accompagnée d'une perte de coordination entre les deux — appelée dyssynergie détrusor-sphinctérienne (DSD) — ce qui provoque une rétention urinaire excessive et des pressions intravésicales élevées6,7. Cela peut gravement endommager le LUT, compromettre l'intégrité du tractus urinaire supérieur (UUT) et, si elle n'est pas traitée, entraîner des complications mettant la vie en danger8. Le drainage urinaire intermittent ou continu par cathétérisme représente actuellement la norme en matière de gestion vésicale chez l'humain après une lésion médullaire, empêchant la surdistension vésicale par une procédure sûre et sans pression9,10,11,12.
Étant donné qu'aucun traitement efficace n'est actuellement disponible pour les lésions médullaires (SCI) et que la prise en charge de la dysfonction vésicale neurogène (nLUTD) associée repose principalement sur un traitement symptomatique, le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques demeure une priorité majeure de la recherche. Les modèles animaux permettent d'étudier les mécanismes de la maladie à un niveau de complexité comparable à celui observé chez l'humain, tout en offrant une homogénéité intra-groupe exceptionnelle dans des conditions expérimentales standardisées13. Parmi ceux-ci, le rat constitue le modèle préclinique principal, la majorité des études sur les SCI étant menées chez cette espèce14,15. Ce choix s'explique par sa similarité anatomique et fonctionnelle avec l'humain, sa réponse pathologique reproductible et sa disponibilité généralisée. Néanmoins, un fossé translationnel important subsiste, ce qui pourrait limiter l'interprétation et la pertinence clinique des résultats relatifs à la vessie obtenus à partir de modèles rongeurs.
Bien que les rats développent une DVS neurogène après une lésion médullaire présentant des caractéristiques clés observées chez l'humain, la prise en charge vésicale diffère sensiblement entre les espèces. Étant donné que la cathétérisation intermittente et d'autres méthodes de drainage urinaire permanent ne sont généralement pas réalisables chez le rat, l'évacuation urinaire est couramment effectuée par expression manuelle de la vessie16. Cette technique, analogue à la manœuvre de Credé17, qui n'est généralement pas recommandée en pratique clinique, génère des pressions intravésicales nettement élevées. Par conséquent, elle peut introduire un biais méthodologique en favorisant indépendamment le remodelage pathologique de la vessie après une lésion médullaire, réduisant ainsi la pertinence translationnelle des résultats expérimentaux ou masquant des effets thérapeutiques réels. Une limitation supplémentaire découle des différences anatomiques liées au sexe. La longueur considérablement plus grande de l'urètre chez les rongeurs mâles entraîne une résistance au flux plus élevée, rendant l'expression manuelle de la vessie nettement plus difficile et limitant effectivement la plupart des études précliniques sur la lésion médullaire aux animaux femelles14. Étant donné que la majorité des cas cliniques de lésion médullaire surviennent chez les hommes18,19, cette divergence souligne davantage la nécessité de stratégies alternatives de prise en charge vésicale dans les modèles précliniques de lésion médullaire chez le rat.
La vésicostomie cutanée consiste en la création chirurgicale d’un stomate entre la vessie et la paroi abdominale inférieure, en avançant le dôme vésical jusqu’à la peau et en le fixant à l’aide de points de suture. Cela permet un drainage urinaire continu tout en maintenant une voie de drainage à basse pression et en contournant l’urètre. Principalement utilisée chez les enfants présentant des affections médicales complexes ou lorsque les options de drainage conventionnelles ne sont pas adaptées, la vésicostomie cutanée assure une dérivation urinaire fiable, nécessitant peu d’entretien et associée à un faible taux de complications20,21,22. Au-delà de son application clinique, la vésicostomie a également été réalisée avec succès chez des modèles rongeurs23,24,25,26, bien que pas dans le contexte d’une lésion médullaire (SCI).
Dans une étude récente16, nous avons abordé les limites translationnelles associées à l'expression vésicale manuelle dans les modèles précliniques de lésion médullaire (SCI) et introduit la vésicostomie chez le rat, associée à un protocole de prise en charge postopératoire des plaies permettant un suivi prolongé. Une comparaison directe des deux approches de gestion vésicale a révélé des altérations vésicales structurelles plus importantes après expression vésicale manuelle, tandis que les animaux soumis à une vésicostomie présentaient des valeurs proches de celles des témoins sains pour plusieurs paramètres. De manière particulièrement notable, l'épaisseur de la paroi vésicale est passée d'une moyenne de 768,26 µm (écart-type 28,05) chez les rats sains à 1181,94 µm (écart-type 289,56) deux mois après la lésion médullaire avec expression vésicale manuelle, certains animaux atteignant des valeurs allant jusqu'à 1485 µm. En revanche, les rats pris en charge par vésicostomie présentaient une épaisseur moyenne de la paroi vésicale de 963,08 µm (écart-type 68,82), et un seul animal a dépassé 1000 µm.
Cette étude fournit un protocole standardisé pour la réalisation d'une vésicostomie chez le rat, incluant les soins périopératoires et la gestion postopératoire des plaies, afin de permettre un drainage urinaire continu à basse pression reproductible dans la recherche préclinique sur les lésions médullaires (SCI). Ce protocole vise à faciliter la reproduction de la technique et à aider les chercheurs à évaluer son adéquation pour des études dans lesquelles l'expression vésicale manuelle à haute pression pourrait introduire un biais méthodologique, ou pour lesquelles l'inclusion d'animaux mâles serait souhaitable. L'objectif de ce projet était d'établir un protocole standardisé de vésicostomie chez le rat présentant une SCI et d'en évaluer la faisabilité et la sécurité sur une période de suivi de deux mois. En outre, un régime standardisé de soins postopératoires des plaies a été appliqué afin de minimiser les complications cutanées et de maintenir la perméabilité stomiale par un calibrage régulier.
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Protocole
Des rats femelles Lewis âgés de trois mois ont été utilisés pour cette étude. Bien que ce protocole ait été principalement conçu pour éviter l'expression manuelle de la vessie après une lésion médullaire contusive (SCI), les détails de la procédure de lésion médullaire contusive ne sont pas fournis ici, mais ont déjà été décrits précédemment. Toutes les procédures ont été approuvées par l'entité légale autrichienne compétente en matière de recherche animale (BMWFW-2022-0.062.928 et BMWFW-2023-0.848.340) et ont été réalisées conformément aux directives locales relatives à l'utilisation des animaux et aux recommandations ARRIVE. Globalement, la procédure de vésicostomie nécessite environ 15 min.
1. Préparation préopératoire
- Préparer un espace de travail stérile, comprenant un microscope ou des lunettes de grossissement (grossissement de 2,5 à 3,5×), tous les instruments chirurgicaux nécessaires et un tapis chauffant.
- Préchauffer le tapis chauffant à une température de 30°C à 35°C (température tiède au toucher) et maintenir cette température tout au long de l'intervention chirurgicale. Remplacer le tapis chauffant si sa température descend en dessous de 30°C pendant des interventions prolongées.
2. Préparation des animaux
- Anesthésie
- Utiliser un protocole anesthésique général adapté à l'intervention chirurgicale.
- Préparer un mélange anesthésique frais contenant de la médétomidine (0,15 mg/kg), du midazolam (2 mg/kg) et du fentanyl (0,005 mg/kg) selon le tableau de calcul fourni (Tableau 1). Choisir la dose anesthésique et le volume final d'injection correspondant en fonction du poids corporel le plus proche du poids exact de l'animal, puis administrer le mélange par voie intramusculaire à l’aide d’une seringue de 1 mL équipée d’une aiguille de 27G.
- Préparation chirurgicale
- Une fois que le rat est anesthésié, raser l’abdomen inférieur jusqu’à la région vaginale.
- Laver deux fois le champ opératoire avec de l’eau chaude savonneuse.
- Laver deux fois le champ opératoire avec de l’eau chaude propre.
- Assainir deux fois le champ opératoire avec un mélange d’iodure de povidone à 7,5 % et d’alcool à 70 %, y compris la région vaginale.
- Administrer par voie sous-cutanée 1,5 mg d’énrofloxacine et 0,2 mg de méloxicam à action prolongée, dissous dans 0,2 mL de chlorure de sodium (NaCl) à 0,9 % préalablement réchauffé.
- Administrer par voie sous-cutanée 3 mL de NaCl à 0,9 % préalablement réchauffé afin de compenser les pertes hydriques.
- Appliquer une pommade ophtalmique à la dexpantenol à 2 % sur les deux yeux afin d’éviter le dessèchement cornéen.
- Placer l’animal en position dorsale sur le tapis chauffant préalablement réchauffé et régler le microscope ou les lunettes de grossissement.
- Confirmer un niveau chirurgical d’anesthésie adéquat en réalisant un test de retrait nociceptif sur les deux membres postérieurs avant de commencer l’intervention.
- Si le réflexe de retrait est encore présent, attendre 2 minutes puis répéter le test de retrait nociceptif. Poursuivre cette procédure toutes les 2 minutes jusqu’à disparition du réflexe.
| Poids corporel (g) | Médétomidine (1 mg/mL), mL | Midazolam (5 mg/mL), mL | Fentanyl (0,05 mg/mL), mL | Volume total (mL) |
| 100 | 0,015 | 0,04 | 0,010 | 0,065 |
| 125 | 0,019 | 0,05 | 0,013 | 0,082 |
| 150 | 0,023 | 0,06 | 0,015 | 0,098 |
| 175 | 0,026 | 0,07 | 0,018 | 0,114 |
| 200 | 0,030 | 0,08 | 0,020 | 0,130 |
| 225 | 0,034 | 0,09 | 0,023 | 0,147 |
| 250 | 0,037 | 0,10 | 0,025 | 0,163 |
| 275 | 0,041 | 0,11 | 0,028 | 0,179 |
| 300 | 0,045 | 0,12 | 0,030 | 0,195 |
| 325 | 0,049 | 0,13 | 0,033 | 0,212 |
| 350 | 0,052 | 0,14 | 0,035 | 0,227 |
| 375 | 0,056 | 0,15 | 0,038 | 0,244 |
| 400 | 0,060 | 0,16 | 0,040 | 0,260 |
| 425 | 0,063 | 0,17 | 0,043 | 0,276 |
| 450 | 0,067 | 0,18 | 0,045 | 0,292 |
| 475 | 0,071 | 0,19 | 0,048 | 0,309 |
| 500 | 0,074 | 0,20 | 0,051 | 0,325 |
| 525 | 0,078 | 0,21 | 0,053 | 0,341 |
| 550 | 0,082 | 0,22 | 0,055 | 0,357 |
| 575 | 0,086 | 0,23 | 0,058 | 0,374 |
| 600 | 0,089 | 0,24 | 0,060 | 0,389 |
Tableau 1 : Posologie de l'anesthésie intramusculaire chez le rat. Volumes de médétomidine (1 mg/mL), de midazolam (5 mg/mL) et de fentanyl (0,05 mg/mL) nécessaires pour préparer le mélange anesthésique intramusculaire pour des rats pesant entre 100 et 600 g. Le volume total d'injection correspond à la somme des volumes individuels des médicaments.
3. Préparation de la vessie
- Pour permettre une vésicostomie sans tension, réalisez une incision cutanée médiane longitudinale de 3 mm à l’aide d’une lame de bistouri n°11 en stabilisant la peau avec une pince crochue (Adson), à environ deux tiers de la distance entre la deuxième et la troisième paire de mamelons (comptés de la queue vers la tête). Cette incision correspond au niveau du dôme vésical.
- Repérez les muscles abdominaux sous-cutanés et la ligne blanche. Incisez la fascia externe avec le bistouri, disséquez en émoussant les couches musculaires abdominales à l’aide de ciseaux microchirurgicaux, puis incisez soigneusement le péritoine et ouvrez la cavité abdominale à l’aide de micro-pinces crochues.
- Pour repérer la vessie dans la cavité abdominale, soulevez délicatement les deux bords des couches musculaires abdominales au niveau de l’incision afin d’améliorer la visualisation et localiser la vessie sous le tissu adipeux. Si la vessie n’est pas identifiable, réalisez une cathétérisation transurétrale et répétez la localisation.
4. Mise en place d'un cathéter transurétral
- Remplir la vessie par un cathéter transurétral afin de faciliter l'identification de la vessie.
- Appliquer un gel lubrifiant sur un cathéter veineux périphérique 24G (sans stylet) et sur le méat urétral. Soulever la peau périurétrale à l’aide de petites pinces crantées et insérer le cathéter à un angle d’environ 110° pour faciliter une mise en place sans traumatisme.
- Faire progresser le cathéter sans traumatisme à travers l’urètre jusqu’au niveau du pubis. Abaisser le cathéter jusqu’à ce qu’il soit parallèle au corps de l’animal, puis continuer à le faire avancer doucement dans la vessie. Si une résistance est rencontrée à environ 1 cm dans l’urètre, retirer complètement le cathéter et répéter l’insertion. Si le cathéter progresse sans difficulté sur au moins 2 cm, passer au remplissage de la vessie.
- Confirmer le bon positionnement du cathéter en infusant lentement du chlorure de sodium dans la vessie sans résistance. Si le positionnement du cathéter échoue, la seringue se bloque, et un léger retrait du cathéter entraîne une fuite de chlorure de sodium par l’urètre.
5. Positionnement de la vessie
- Remplir la vessie avec un maximum de 400 µL de NaCl 0,9 % préalablement réchauffé. Veiller à ce que le remplissage s'effectue sans augmentation de la pression d'infusion. Surveiller visuellement le remplissage de la vessie et confirmer qu'elle reste centrée dans la cavité abdominale. Noter que le volume physiologique de la vessie dépend de l'âge, du poids corporel et de la souche de l'animal et peut varier. Chez les rats Lewis de 12 semaines (LEW/Crl) pesant entre 200 et 230 g, le volume maximal physiologique de la vessie est d'environ 500 µL. Laisser le cathéter transurétral en place et remplir à nouveau la vessie si nécessaire.
- Examiner la vessie et identifier le site prévu pour la vésicostomie, situé sous le dôme vésical sur la paroi vésicale ventrale.
- Placer deux fils de rétention superficiels en Vicryl 6-0 aux positions 3 et 9 heures, de part et d'autre du site d'incision prévu. Fixer les extrémités des fils avec des pinces afin de maintenir la position de la vessie.
6. Vésicostomie vésicale
- Saisir délicatement le dôme de la vessie avec des pinces micro-chirurgicales crochues et pratiquer une incision longitudinale de 3 mm à l’aide d’une lame de bistouri n°11. Veiller à ce que l’incision traverse toutes les couches de la paroi vésicale afin de permettre un drainage immédiat de l’urine.
- Examiner l’incision et, si nécessaire, l’agrandir avec des ciseaux micro-chirurgicaux jusqu’à environ 3 mm.
- Utiliser les fils de fixation pour positionner la vessie en vue de la suture. Retirer le cathéter transurétral.
- Commencer la suture avec du Vicryl enduit 6-0 à la position correspondant à 12 heures, en passant le fil depuis la face luminaire de la paroi vésicale jusqu’à travers la peau, en excluant la couche musculaire. Placer les sutures suivantes aux positions 6, 8, 10, 2 et 4 heures, jusqu’à ce que l’ouverture vésicale soit entièrement rapprochée de la peau. Retirer les fils de fixation une fois la vessie solidement fixée.
- Considérer la vésicostomie comme terminée lorsque la muqueuse vésicale est complètement appliquée contre la peau abdominale sans espaces visibles et que l’ouverture de la vésicostomie de 3–5 mm peut être facilement canulée à l’aide d’un bâtonnet calibré.
- Placer quatre fils de suture en acier inoxydable à environ 4–5 mm du bord stomal afin d’empêcher l’animal de lécher ou de mâcher le site chirurgical. Faire passer chaque fil à travers la peau à l’aide d’une aiguille de 20G, les fixer avec deux nœuds simples et couper les extrémités du fil à environ 2 mm.
7. Étalonnage et pansement des plaies
- Nettoyer la peau environnante avec de l’eau propre, puis incuber pendant 10 min avec un agent antiseptique compatible avec la muqueuse, tel qu’une solution de 0,2 % d’hypochlorite de sodium.
- Insérer une tige de calibrage stérile d’environ 6 à 11 Charrière (1 Charrière = environ 0,33 mm de diamètre) dans la vésicostomie afin d’évaluer le diamètre stomal.
- Utiliser une tige de calibrage qui passe aisément tout en remplissant la lumière stomale sans provoquer d’invagination interne des bords de la plaie.
- Appliquer généreusement un adhésif cutané topique sur la peau abdominale rasée, les tissus entourant la vésicostomie et l’orifice stomal.
- Faire tourner continuellement la tige de calibrage à l’intérieur de la vésicostomie jusqu’à ce que l’adhésif soit sec (environ 10 s), de préférence avec l’aide d’une deuxième personne, afin d’éviter la fermeture de la vésicostomie. Des images représentatives de la vésicostomie immédiatement après la chirurgie et après cicatrisation sont présentées dans Figure 1.
Figure 1. Apparence représentative de la vésicostomie immédiatement après la chirurgie et après cicatrisation. Images représentatives du site de vésicostomie immédiatement après l'intervention chirurgicale et après le pansement de la plaie au jour post-lésion (JPC) 0 (à gauche) et après cicatrisation au JPC 53, peu avant la fin de la période de suivi de 56 jours (2 mois) (à droite). L'encart montre une vue à plus forte grossissement de la vésicostomie immédiatement après la chirurgie. Les barres d'échelle correspondent à 1 cm (images d'ensemble) et 2 mm (encart). Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
8. Antagonisme
- Antagoniser l'anesthésie générale (pas plus tôt que 1 h après l'administration de l'anesthésique) en administrant par voie sous-cutanée un mélange d'atipamézole (0,76 mg/kg) et de flumazénil (0,2 mg/kg) à l’aide d’une seringue de 1 mL munie d’une aiguille de 27G, conformément au Tableau 2.
- Pour permettre une récupération sans stress, placer l’animal dans sa cage d’origine avant d’administrer le mélange d’antagonistes. Surveiller l’animal en continu jusqu’à ce que la conscience soit entièrement retrouvée. Maintenir la cage d’origine sous une lampe chauffante dans une salle de récupération séparée pendant 3 h.
| Poids corporel (g) | Atipamézole (5 mg/mL), mL | Flumazénil (0,1 mg/mL), mL | Volume total (mL) |
| 100 | 0,015 | 0,20 | 0,215 |
| 125 | 0,019 | 0,25 | 0,269 |
| 150 | 0,023 | 0,30 | 0,323 |
| 175 | 0,026 | 0,35 | 0,376 |
| 200 | 0,030 | 0,40 | 0,430 |
| 225 | 0,034 | 0,45 | 0,484 |
| 250 | 0,037 | 0,50 | 0,537 |
| 275 | 0,041 | 0,55 | 0,591 |
| 300 | 0,045 | 0,60 | 0,645 |
| 325 | 0,049 | 0,65 | 0,699 |
| 350 | 0,052 | 0,70 | 0,752 |
| 375 | 0,056 | 0,75 | 0,806 |
| 400 | 0,060 | 0,80 | 0,860 |
| 425 | 0,063 | 0,85 | 0,913 |
| 450 | 0,067 | 0,90 | 0,967 |
| 475 | 0,071 | 0,95 | 1,021 |
| 500 | 0,074 | 1,00 | 1,074 |
| 525 | 0,078 | 1,05 | 1,128 |
| 550 | 0,082 | 1,10 | 1,182 |
| 575 | 0,086 | 1,15 | 1,236 |
| 600 | 0,089 | 1,20 | 1,289 |
Tableau 2 : Posologie de l'antagonisme anesthésique sous-cutané chez le rat. Volumes d'atipamézole (5 mg/mL) et de flumazénil (0,1 mg/mL) nécessaires pour préparer le mélange d'antagoniste anesthésique sous-cutané destiné aux rats pesant entre 100 et 600 g. Le volume total d'injection correspond à la somme des volumes individuels des médicaments.
9. Élimination des déchets
- Jetez les objets tranchants (par exemple, les aiguilles de seringue et les restes de fil en acier inoxydable) dans un conteneur pour objets tranchants homologué. Éliminez tous les déchets biologiques et chirurgicaux conformément aux réglementations institutionnelles de biosécurité.
10. Surveillance postopératoire
- Soins postopératoires
- Administrer de l’enrofloxacine (1,5 mg, une fois par jour, par voie sous-cutanée) et du méloxicam à action prolongée (0,2 mg, deux fois par jour, par voie sous-cutanée) pendant les 5 premiers jours suivant la chirurgie. Compléter par une supplémentation en NaCl 0,9 % préalablement réchauffé, administré par voie sous-cutanée selon les besoins, afin de compenser la perte hydrique.
- Poursuivre l’administration d’une faible dose d’enrofloxacine (0,5 mg, une fois par jour, par voie sous-cutanée) pendant toute la période de suivi.
- Reprendre ou intensifier le traitement antibiotique et/ou analgésique si des signes de douleur ou d’infection sont observés lors des examens quotidiens. Dans de tels cas, administrer les mêmes doses d’antibiotique et d’analgésique que celles utilisées durant les 5 premiers jours postopératoires.
- Initier un traitement antibiotique de 5 jours à la dose standard si les caractéristiques de l’urine changent (par exemple, hématurie ou urine trouble persistant pendant 3 jours) et/ou si l’état de la peau entourant la vésicostomie se modifie (par exemple, peau rouge persistant pendant 2 jours sans amélioration). Revenir au traitement analgésique pendant les périodes d’hématurie et/ou dès l’apparition de plaques cutanées, et poursuivre le traitement jusqu’à disparition des symptômes.
- Réaliser quotidiennement l’étalonnage de la vésicostomie. Commencer avec un stylet d’étalonnage d’au moins une taille inférieure au diamètre stomal précédemment enregistré, et appliquer un gel lubrifiant avant l’insertion. Si le stylet passe aisément, répéter la procédure avec la taille immédiatement supérieure et noter la plus grande taille passant sans résistance.
- Réduire la fréquence de l’étalonnage à un jour sur deux au plus tôt 3 semaines après la chirurgie, et uniquement si la taille d’étalonnage est restée stable pendant au moins 3 jours consécutifs.
- Dès le début du détachement de l’adhésif cutané (généralement 3 à 5 jours après la chirurgie), nettoyer la peau environnante quotidiennement à l’aide d’un agent antiseptique compatible avec la muqueuse, tel que la solution de chlorure de sodium à 0,04 %, puis appliquer un film protecteur hydratant à base d’huile. Évaluer la cicatrisation selon le système de notation des plaies et les aspects représentatifs des plaies illustrés dans la Figure 2A,B.
- Retirer les fils en acier inoxydable 7 jours après la chirurgie.
- Surveillance postopératoire
- Surveiller attentivement tous les animaux pendant toute la période postopératoire.
- Examiner chaque animal au moins deux fois par jour pour détecter des signes de douleur ou de gêne selon l’échelle de grimace du rat27, des gonflements anormaux, des saignements, d’autres modifications au niveau du site chirurgical, ainsi qu’une sécrétion excessive de porphyrine. Évaluer la vésicostomie à l’aide du système de notation des plaies illustré dans la Figure 2A,B et noter la taille d’étalonnage comme indiquée dans la Figure 2C.
- Tenir des dossiers détaillés pour chaque animal et documenter régulièrement les paramètres suivants :
- Poids corporel (par rapport à la valeur préopératoire)
- État général (pelage, yeux, vibrisses, oreilles et respiration)
- Comportement locomoteur (par exemple, démarche raide ou instable)
- Caractéristiques de l’urine (par exemple, coloration anormale ou odeur forte)
- Taille d’étalonnage de la vésicostomie
- État de la peau entourant la vésicostomie
Figure 2. Cicatrisation postopératoire et calibrage de la vésicostomie au cours du suivi. (A) Score de la plaie au niveau du site de vésicostomie durant la période de suivi de 7 semaines. (B) Images représentatives des scores de plaie 1 à 4, illustrant l'évolution de l'aspect normal de la plaie jusqu'à la formation d'une ulcération. Les animaux présentant des lésions cutanées ouvertes ont été exclus conformément aux critères prédéfinis de l'étude. Les barres d'échelle = 5 mm. (C) Taille de calibrage de la vésicostomie mesurée en Charrière au cours de la période de suivi. Les données des panneaux A et C sont présentées sous forme de moyenne ± écart-type (SD). Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
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Résultats
Un total de 18 rats ont subi une vésicostomie. Pour établir la technique, l'intervention a d'abord été réalisée chez six animaux sans lésion de la moelle épinière (LME) afin de vérifier sa sécurité et sa faisabilité de base, ainsi que d'évaluer la prise en charge postopératoire chez des animaux sains. Par la suite, la vésicostomie a été pratiquée en association avec une lésion médullaire contusive thoracique au niveau vertébral T8/T9 chez 12 animaux. Parmi ceux-ci, six animaux ont été utilisés pour affiner davantage le p...
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Discussion
Ce protocole fournit la première description détaillée de la vésicostomie chez les rongeurs comme méthode de drainage urinaire continu à basse pression après une lésion médullaire (SCI). Outre la description de la technique opératoire, nous proposons un protocole complet de prise en charge postopératoire des plaies, qui s'est révélé essentiel pour assurer un suivi prolongé et réussi. Étant donné que le rat constitue un modèle animal de petite taille et que l'objectif est de créer une ouverture vésicale minimale afin de l...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs déclarent qu'ils n'ont aucun conflit d'intérêts.
Remerciements
Les auteurs remercient la spécialiste des soins des plaies Gerlinde Wiesinger pour sa contribution inestimable à l'optimisation du protocole de prise en charge des plaies.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Solution de chlorure de sodium à 0,9 % | Fresenius Kabi, Graz, Autriche | — | Soluté physiologique stérile |
| Aiguille hypodermique 20G | Servoprax, Wesel, Allemagne | REF L1 0201 | Utilisée pour le positionnement du fil en acier inoxydable |
| Cathéter veineux périphérique 24G | B. Braun, Sempach, Suisse | REF 4254074B | Utilisé comme cathéter transurétral (sans stylet) |
| Aiguille hypodermique 27G | B. Braun, Melsungen, Allemagne | REF 4657705 | Utilisée pour les injections |
| Filet de suture Vicryl enrobé 6-0 | Ethicon, Porto Rico, États-Unis | REF V134H | Utilisé pour la fixation de la vessie |
| Solution d'irrigation pour plaies Actimaris forte | ActiMaris, Appenzell, Suisse | REF 30350 | Solution de hypochlorite de sodium à 0,2 % |
| Solution d'irrigation pour plaies Actimaris sensitive | ActiMaris, Appenzell, Suisse | REF 30300 | Solution de hypochlorite de sodium à 0,04 % |
| Atipamézole (Antisedan 5 mg/mL) | Orion Pharma, Espoo, Finlande | Aucun numéro de catalogue disponible | Antagoniste anesthésique |
| Étiquettes de calibration de vessie (6–11 Charrière) | Aucun fabricant disponible | Aucun numéro de catalogue disponible | Utilisées pour la calibration de la vésicostomie |
| Lame de bistouri en acier au carbone n°11 | Aesculap, Tuttlingen, Allemagne | REF BB511 | Lame de bistouri |
| Pommade ophtalmique de dexpantenol (2 %) | Fresenius Kabi, Graz, Autriche | REF RA4302436 | Pommade pour les yeux |
| Enrofloxacine (Baytril 25 mg/mL) | Elanco, Monheim, Allemagne | Aucun numéro de catalogue disponible | Antibiotique |
| Rattes femelles Lewis (12 semaines) | Charles River Laboratories, Sulzfeld, Allemagne | — | Animaux expérimentaux |
| Fentanyl (50 µg/mL) | hameln pharma, Hameln, Allemagne | Aucun numéro de catalogue disponible | Anesthésique |
| Flumazénil (0,1 mg/mL) | Fresenius Kabi, Graz, Autriche | Aucun numéro de catalogue disponible | Antagoniste anesthésique |
| Plaque chauffante | Lenric, Littlehampton, Royaume-Uni | Aucun numéro de catalogue disponible | Utilisée pour maintenir la température corporelle |
| Pinces crochues (Adson) | Fine Science Tools, Heidelberg, Allemagne | 11019-12 | Manutention des tissus |
| Pinces micro-crochues | Medicon, Tuttlingen, Allemagne | 13.71.62 | Pinces microchirurgicales |
| Méloxicam à action prolongée (Metacam 5 mg/mL) | Boehringer Ingelheim, Ingelheim am Rhein, Allemagne | Aucun numéro de catalogue disponible | Analgésique |
| Gel lubrifiant (Cathejell C) | Montavit, Absam, Autriche | Aucun numéro de catalogue disponible | Utilisé pour la cathétérisation transurétrale et la calibration de la vésicostomie |
| Médétomidine (Sedator 1 mg/mL) | Dechra, Aulendorf, Allemagne | Aucun numéro de catalogue disponible | Anesthésique |
| Microscope ou lunettes chirurgicales de grossissement (2,5–3,5×) | Evident Europe GmbH, Vienne, Autriche | Olympus SZ61 | Utilisé pendant la microchirurgie |
| Ciseaux microchirurgicaux (ciseaux de Bonn) | Fine Science Tools, Heidelberg, Allemagne | 14084-08 | Ciseaux microchirurgicaux |
| Hémostat moustique | Fine Science Tools, Heidelberg, Allemagne | 13009-12 | Utilisé pour fixer les fils de contention |
| Film protecteur hydratant à base d'huile | Panin, Rovigo, Italie | Aucun numéro de catalogue disponible | Protection cutanée postopératoire |
| Solution de povidone-iodure (7,5 %) | B. Braun, Melsungen, Allemagne | Aucun numéro de catalogue disponible | Antiseptique cutané |
| Manche de bistouri n°3 | Fine Science Tools, Heidelberg, Allemagne | 10003-12 | Compatible avec la lame de bistouri n°11 |
| Petites pinces crantées | Fine Science Tools, Heidelberg, Allemagne | 11050-10 | Utilisées pour la manipulation de la peau périurétrale |
| Fil en acier inoxydable | Vömel, Kronberg, Allemagne | Aucun numéro de catalogue disponible | Utilisé pour les sutures protectrices en fil métallique |
| Seringue de 1 mL | Becton Dickinson, Vienne, Autriche | REF 303172 | Utilisée pour l'administration de l'anesthésique et de l'antagoniste |
| Adhésif topique pour la peau | Ethicon, Porto Rico, États-Unis | REF AHVM12 | Adhésif cutané |
Références
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