Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

QuEChERS modifié pour l'analyse des pesticides organophosphorés dans les sols agricoles par chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse en tandem

114 vues

⸱

DOI :

10.3791/72745

⸱

18 septembre 2026

 ,  ,  ,  , 
1Departamento de Ciencias Básicas, Facultad de Ingeniería, Universidad EAN

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit une méthode modifiée Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) associée à une purification par extraction en phase solide dispersive utilisant un adsorbant à base de silicate de magnésium, pour la détermination multirésiduelle de pesticides organophosphorés dans les sols agricoles par chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse en tandem, améliorant l'élimination des co-extraits, minimisant les interférences analytiques liées à la matrice et permettant une quantification fiable à l'état de traces.

Résumé

La détermination précise des résidus de pesticides organophosphorés (OPP) dans les sols agricoles par chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse en tandem (GC-MS/MS) est souvent entravée par des effets de signal induits par la matrice, causés par la matière organique co-extraitée, les substances humiques et les interférents associés aux minéraux. Les stratégies classiques de purification Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) peuvent ne pas éliminer suffisamment les composants de la matrice présents dans les extraits complexes de sol, compromettant ainsi la performance analytique. Cette étude présente un protocole QuEChERS modifié qui intègre un adsorbant dans une purification par extraction en phase solide dispersible à sorbants mixtes (dSPE) pour la détermination simultanée de 12 OPP dans les sols agricoles par GC-MS/MS. Sept combinaisons de sorbants dSPE ont été évaluées sur six sols agricoles présentant des propriétés différentes. La suppression des co-extraits a été quantifiée par pesée, et la combinaison d’amine primaire-secondaire, d’octadécylsilane et d’un adsorbant à base de silicate de magnésium (50 mg chacun, avec 150 mg de sulfate de magnésium anhydre) a permis la plus forte réduction moyenne des co-extraits (88 %). Des protecteurs d’analytes composés d’éthylglycérol, de γ-lactone de l’acide L-gulonique, de D-sorbitol et d’acide shikimique ont été ajoutés aux extraits finaux afin de minimiser les effets de matrice, tandis qu’un étalonnage par matrice appariée a permis de compenser les variations de signal spécifiques à chaque sol. Le chlorpyrifos-méthyl-d10 et le phosphate de triphényle ont été utilisés respectivement comme étalons internes de procédure et d’injection. Les courbes d’étalonnage par matrice appariée (5–600 µg/kg) ont montré une excellente linéarité, avec des coefficients de détermination ≥0,9933 pour la plupart des combinaisons analyte-sol. La limite de détection (5 µg/kg) a été utilisée pour l’évaluation de la linéarité, tandis que la limite de quantification de la méthode a été fixée à 50 µg/kg, correspondant au niveau le plus bas validé. La justesse et la précision, évaluées à trois niveaux de récupération (50, 200 et 400 µg/kg, n = 5 par niveau), ont montré des taux de récupération compris entre 70 % et 120 %, avec des écarts-types relatifs ≤20 % pour la majorité des combinaisons analyte-sol, satisfaisant ainsi aux critères de performance de la norme SANTE/2020/12830 (Rev.2). Des rendements inférieurs ont été observés uniquement pour le fenamiphos, le pirimiphos-éthyl et l’éthion dans certaines matrices de sol. Les résultats démontrent que l’adsorbant à base de silicate de magnésium améliore la purification par dSPE en réduisant les co-extraits, et que son association à des protecteurs d’analytes et à un étalonnage par matrice appariée permet une détermination fiable de plusieurs résidus d’OPP dans des matrices de sol complexes par GC-MS/MS.

Introduction

Les pesticides organophosphorés (POP) font toujours partie des classes d'agrochimiques les plus largement utilisées dans le monde en raison de l'efficacité à large spectre et de la polyvalence de cette classe de pesticides dans la protection des cultures1. Bien que de nombreux POP se dégradent plus rapidement dans l'environnement que les pesticides organochlorés, leur application fréquente et répandue entraîne une persistance continue dans les sols agricoles2. Le sol constitue le principal compartiment environnemental recevant les apports de pesticides et peut agir comme un réservoir temporaire à partir duquel les résidus peuvent être transférés vers les cultures, les eaux de surface, les eaux souterraines et les écosystèmes environnants3. La présence de résidus de POP soulève des préoccupations, car ces composés sont associés à des effets neurotoxiques chez l'humain par inhibition de l'activité de l'acétylcholinestérase, ainsi qu'à des impacts négatifs sur les organismes non ciblés, les communautés microbiennes du sol et le fonctionnement des écosystèmes2. La présence de résidus de POP dans les sols agricoles peut donc contribuer à la perte de biodiversité, au déséquilibre écologique et à l'exposition environnementale par des voies trophiques et hydriques3. La détermination fiable des résidus de POP est par conséquent essentielle pour produire des données de présence de haute qualité, appuyer les évaluations de l'exposition environnementale et améliorer la compréhension du devenir environnemental des POP dans différentes conditions agricoles. De plus, les méthodes analytiques développées et optimisées à l'aide d'un seul type de sol peuvent ne pas offrir nécessairement des performances équivalentes lorsqu'elles sont appliquées à des sols présentant des caractéristiques physico-chimiques contrastées4,5, ce qui souligne l'importance d'évaluer l'applicabilité des méthodes dans divers environnements agricoles. Toutefois, la quantification à l'état de traces reste difficile, car les sols agricoles présentent une variabilité physico-chimique importante, qui influence l'efficacité d'extraction, les effets de matrice (EM) et la performance analytique globale6.

La chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse en tandem (GC-MS/MS) est largement reconnue comme une technique analytique de référence pour la détermination multirésidus d'OPP à l'état de traces dans des matrices complexes7,8. Cependant, une quantification précise dépend non seulement des performances instrumentales, mais aussi de l'efficacité de la préparation de l'échantillon. Les extraits de sol contiennent fréquemment des composants matriciels co-extraites qui atteignent le système chromatographique en même temps que les analytes cibles et peuvent modifier la réponse analytique par suppression ou amplification du signal4,5,6. L'ampleur de ces effets varie considérablement selon les sols et est influencée par des facteurs tels que la teneur en matière organique, la fraction argileuse, la composition minérale et le pH. Par conséquent, les effets de matrice restent l'une des principales sources d'incertitude analytique dans la détermination des pesticides par GC-MS/MS, soulignant ainsi la nécessité de stratégies de purification capables de réduire la charge de co-extraits tout en préservant le rendement analytique5,9,10. En outre, l'obtention de données résiduaires fiables exige le respect de critères de performance analytique acceptés internationalement afin d'assurer l'exactitude de la méthode, la comparabilité entre les études et l'adéquation aux applications de surveillance environnementale11.

La méthode Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) est devenue l'approche de préparation d'échantillons la plus largement utilisée pour l'analyse multirésidus de pesticides en raison de sa simplicité, de sa faible consommation de solvant et de son applicabilité étendue à travers diverses matrices agricoles4,12,13. Sa conception modulaire et flexible a permis une adaptation étendue à différents types d'échantillons et applications analytiques, contribuant à son adoption généralisée dans l'analyse multirésidus contemporaine et à son association fréquente avec la chimie analytique durable en raison de sa réduction de la consommation de solvants et de la simplification de la préparation des échantillons. Cette adaptabilité permet également d'ajuster la méthode en choisissant des conditions d'extraction et de purification en fonction des caractéristiques spécifiques de la matrice. Dans l'analyse des sols, l'efficacité de l'étape de purification par extraction en phase solide dispersive (dSPE) est cruciale, car une élimination insuffisante des composants matriciels co-extraits peut nuire à la performance analytique de la détermination ultérieure par GC-MS/MS4,14. Les combinaisons conventionnelles d'adsorbants basées sur l'amine primaire-secondaire (PSA) et l'octadécylsilane (C18) offrent souvent une élimination limitée des constituants humiques polaires, qui figurent parmi les principaux responsables des effets de signal induits par la matrice dans les extraits de sols agricoles14. La Florisil, un adsorbant à base de silicate de magnésium ayant une affinité pour des composés couvrant une large gamme de polarité, a démontré des performances prometteuses en matière de purification dans les matrices alimentaires et végétales15,16. Toutefois, sa contribution aux stratégies de purification dSPE à adsorbants mixtes pour les sols agricoles reste insuffisamment caractérisée, notamment dans les sols présentant des propriétés physico-chimiques variées17,18,19,20,21.

Cette étude présente un protocole QuEChERS modifié dans lequel sept combinaisons de sorbants dSPE ont été évaluées sur six sols agricoles présentant des niveaux variables de pH, de teneur en matière organique et de texture. L'étude s'appuie sur l'hypothèse que l'incorporation d'un sorbant à base de silicate de magnésium dans une purification par dSPE à sorbants mixtes améliorerait l'élimination des composants matriciels co-extraits des extraits de sols agricoles. Le choix du sorbant s'est fondé sur une évaluation gravimétrique de l'élimination des co-extraits, et la combinaison offrant le rendement moyen de purification le plus élevé a ensuite fait l'objet d'une validation analytique complète. La procédure optimisée a été validée pour la détermination simultanée de 12 OPP par normalisation interne, étalonnage compensé par matrice et GC-MS/MS. En outre, des protecteurs d'analytes (éthylglycérol, γ-lactone de l'acide L-gulonique, D-sorbitol et acide shikimique) ont été intégrés au protocole final comme stratégie complémentaire visant à réduire les effets résiduels de la matrice sur le signal. En combinant une optimisation systématique de la purification avec une validation analytique complète sur des sols aux propriétés physico-chimiques contrastées, ce protocole fournit un flux opératoire robuste et reproductible, susceptible de faciliter la détermination des résidus de pesticides dans des sols agricoles hétérogènes.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Les données brutes sous-jacentes à l'optimisation expérimentale de la procédure de purification par dSPE, au jeu de données sur l'effet de matrice et à la caractérisation physico-chimique des six sols agricoles ont été déposées sur Zenodo et sont accessibles publiquement via le DOI : 10.5281/zenodo.21644870. Les détails relatifs aux réactifs et aux équipements utilisés sont indiqués dans le Tableau des matériaux.

1. Échantillonnage et préparation du sol

REMARQUE : Pour assurer la sécurité personnelle, il est recommandé de porter une blouse de laboratoire, des lunettes de protection et des gants en nitrile tout au long de ce protocole.

  1. Prélèver un échantillon composite global de sol à partir de la couche superficielle (0–10 cm) à chaque site agricole sélectionné en combinant 8 sous-échantillons individuels collectés via un plan d'échantillonnage systématique à grille carrée22.
    REMARQUE : Le motif quadrillé de 8 points est conforme aux recommandations de l'Office de protection de l'environnement de la Nouvelle-Galles du Sud (NSW EPA) pour les sites d'environ 1000 m2 (0,1 ha)22.
  2. Combiner et mélanger soigneusement ces sous-échantillons sur le terrain afin d'obtenir un échantillon composite représentatif unique (≥500 g) par site, établissant ainsi une matrice homogène servant de référence pour l'évaluation des performances de la méthode.
    REMARQUE : L'échantillonnage composite est utilisé ici uniquement afin de normaliser les effets du milieu matriciel pour l'optimisation et la validation de la méthode. Dans le cadre de cadres réglementaires applicables à l'évaluation de sites contaminés inconnus ou réels, l'échantillonnage composite est strictement limité par l'EPA de la Nouvelle-Galles du Sud en raison des risques de dilution chimique.22Pour la caractérisation réelle du site ou la détection de points chauds, les échantillons provenant des nœuds de la grille doivent être conservés séparément et analysés individuellement afin d'éviter les faux négatifs et de préserver les données de variance spatiale.
  3. Transporter les échantillons de sol au laboratoire dans des récipients en verre ambré hermétiques, à l'abri de la lumière.
    REMARQUE : Les récipients en verre sont préférés aux sachets en polyéthylène afin de minimiser les pertes par adsorption des OPP hydrophobes ou semi-volatils sur les surfaces plastiques et de réduire le risque de migration de contaminants ou d'interactions polymère-analyte. Des conditions sombres minimisent la photodégradation des composés sensibles à la lumière pendant le transport.
  4. Sécher les échantillons à l'air à température ambiante, à l'abri de la lumière directe, jusqu'à obtention d'un poids constant.
    REMARQUE : Le séchage à l'air est appliqué pour standardiser la teneur en humidité du sol et garantir que les résultats sont exprimés sur la base de la masse sèche, ce qui améliore la comparabilité entre les échantillons présentant des teneurs naturelles en eau différentes. Le séchage forcé en étuve est évité afin de prévenir d'éventuelles pertes de PPO thermolabiles ou semi-volatils, ainsi que des modifications de la structure de la matière organique du sol et de ses propriétés de sorption.
  5. Casser manuellement les agrégats du sol et tamiser à l’aide d’un tamis en acier inoxydable de 2 mm. Conserver les sols homogénéisés dans des récipients en verre brun hermétiques, à l’abri de la lumière et en conditions réfrigérées à 4 °C jusqu'à l'extraction.
    REMARQUE : Les caractéristiques physico-chimiques des six sols utilisés dans cette étude étaient disponibles à partir d'analyses courantes du sol réalisées précédemment. Ces données ont été utilisées uniquement pour sélectionner des sols agricoles couvrant une large gamme de pH (sol:eau, 1:5) allant de 4,4 à 7,8.2O, 1:223, teneur en matière organique (méthode de Walkey Black)24, et texture (méthode de Bouyoucos)25 pour l'évaluation de la méthode.

2. Préparation des réactifs, des étalons et des solutions d'étalon interne

REMARQUE : Sauf indication contraire, les solutions mères individuelles de pesticides, les solutions mixtes étalons de travail, les solutions de standard interne de procédure (P-IS) et de standard interne d'injection (I-IS), les solutions de récupération et les solutions étalons de calibration sont préparées dans des fioles jaugées de 10 mL, transférées dans des flacons en verre ambré et conservées à −20 °C jusqu'à utilisation. La calibration appariée à la matrice, les protecteurs d'analytes, le P-IS et l'I-IS ont été inclus car chacun d'eux corrige une source différente de variabilité analytique, améliorant ainsi la robustesse de l'analyse quantitative dans des matrices de sol complexes.

  1. Préparer des solutions mères individuelles de chacun des 12 étalons commerciaux d'OPP (voir Tableau des matériaux) à 1000 mg/L dans le toluène.
  2. Combiner des volumes appropriés des solutions mères individuelles pour préparer une solution étalon de travail mixte dans l'acétonitrile (ACN) à 400 mg/L.
    NOTE : Cette solution étalon de travail mixte est ensuite utilisée pour la préparation des solutions de récupération et d'étalonnage.
  3. Préparer le chlorpyrifos-méthyl-d10 comme étalon interne de procédure (P-IS) dans l'ACN à 750 mg/L. Ajouter lors de l'extraction (étape 3.2) afin de surveiller et corriger les variations liées à la procédure.
    NOTE : Le chlorpyrifos-méthyl-d10 a été choisi comme P-IS car, en tant qu'OPP marqué isotopiquement, il présente un comportement physico-chimique similaire à celui des analytes ciblés tout en restant facilement distinguable par spectrométrie de masse en tandem (MS/MS).
  4. Préparer le phosphate de phényle comme étalon interne d'injection (I-IS) dans l'ACN à 1050 mg/L. Ajouter immédiatement avant l'analyse instrumentale (étape 4.2.4) afin de corriger les variations d'injection.
  5. Préparer des solutions de récupération mères dans l'ACN acidifié avec 0,05 % (v/v) d'acide formique afin d'obtenir des concentrations finales équivalentes au sol de 50 µg/kg, 200 µg/kg et 400 µg/kg pour les OPP lorsque 300 µL sont ajoutés à 5 g de sol noir avant l'extraction. Préparer une solution P-IS séparée correspondant à un équivalent d'échantillon de 200 µg/kg.
    NOTE : L'acidification avec l'acide formique améliore la stabilité des OPP pendant le stockage.
  6. Préparer des solutions d'étalonnage contenant les 12 OPP et le chlorpyrifos-méthyl-d10 dans l'ACN avec 0,05 % (v/v) d'acide formique, correspondant à des concentrations finales équivalentes au sol de 5, 10, 25, 75, 200, 400 et 600 µg/kg pour les analytes et de 200 µg/kg pour le P-IS.
    NOTE : Ces solutions sont ensuite utilisées pour établir des courbes d'étalonnage appariées à la matrice pour chaque matrice de sol, ajustées par régression linéaire non pondérée. La limite de détection (LOD) et la limite de quantification (LOQ) ont été définies conformément au document d'orientation SANTE/2020/12830 (Rev.2). La LOD a été considérée comme le niveau d'étalonnage le plus bas dans la matrice, tandis que la LOQ correspondait au niveau de concentration le plus bas validé, démontrant une récupération et une précision acceptables.
  7. Préparer un mélange de protecteur d'analyte composé d'éthylglycérol (100 g/L), d'acide L-gulonique γ-lactone (10 g/L), de D-sorbitol (10 g/L) et d'acide shikimique (5 g/L) dans un mélange ACN:eau (1:1, v/v) acidifié avec 0,1 % d'acide formique. Conserver à −20 °C. Ajouter immédiatement avant l'analyse instrumentale (étape 4.2.4) pour atténuer les effets de la matrice (ME).

3. Extraction QuEChERS

  1. Peser 5,00 g ± 0,01 g de sol séché à l'air et tamisé dans un tube à centrifugation en polypropylène de 50 mL.
  2. Pour les expériences de récupération, ajouter la solution P-IS (préparée à l'étape 2.3) et la solution de récupération appropriée (préparée à l'étape 2.5) afin d'obtenir des concentrations finales de 200 µg/kg pour le chlorpyrifos-méthyl-d10 et 50, 200 ou 400 µg/kg pour les OPP cibles (n = 5 par niveau de récupération pour chaque sol).
    REMARQUE : Pour les expériences de récupération, les solutions de P-IS et de récupération des pesticides sont ajoutées avant l'extraction, comme décrit à l'étape 3.2. Pour l'analyse courante des échantillons de sol, seul le P-IS est ajouté avant l'extraction afin de compenser les variations liées aux procédures lors de la préparation et de l'analyse des échantillons. Pour la préparation des extraits de calibration appariés à la matrice, ni le P-IS ni les étalons de pesticides ne sont ajoutés durant l'extraction ; des extraits de sol blancs sont préparés, puis les étalons de calibration contenant à la fois les analytes et le P-IS (préparés à l'étape 2.6) sont ajoutés après le nettoyage (voir étape 4.2.4).
  3. Vortexer pendant 30 s et laisser les échantillons enrichis équilibrer pendant 10 min à température ambiante.
    REMARQUE : La période d'équilibration favorise l'interaction entre les analytes enrichis et la matrice du sol avant l'extraction, améliorant ainsi la représentativité des expériences de récupération.
  4. Ajouter 10 mL d'eau déionisée et agiter manuellement pendant 30 s pour assurer un mouillage complet de la matrice du sol.
    REMARQUE : La réhydratation améliore la désorption des analytes à partir des particules du sol et facilite une partition efficace durant l'extraction.
  5. Ajouter 10 mL d'ACN contenant 1 % (v/v) d'acide acétique. Boucher immédiatement le tube et agiter vigoureusement pendant 2 min.
  6. Ajouter 6,0 g de sulfate de magnésium anhydre (MgSO₄).4) et 1,5 g d'acétate de sodium, puis agiter vigoureusement le tube pendant 1 min.
    REMARQUE : Une agitation immédiate après l'ajout du sel est essentielle pour assurer une partition efficace des phases et empêcher la formation d'agrégats de sel.
  7. Centrifuger à 1800 × g pendant 5 min.
  8. Transférez la phase supérieure d'ACN dans un tube propre pour le nettoyage par dSPE ultérieur.

4. Nettoyage par extraction en phase solide dispersible

REMARQUE : Cette section comprend deux approches. Premièrement, sept combinaisons de sorbants dSPE ont été évaluées afin d'identifier la composition de purification offrant la plus forte réduction moyenne des co-extraits dans six sols agricoles. Ensuite, la combinaison de sorbants sélectionnée a été appliquée comme procédure de purification optimisée pour la validation de la méthode, conformément au document d'orientation de la Direction générale de la Santé et de la Sécurité alimentaire (DG SANTE) de la Commission européenne, SANTE/2020/12830 (Rév. 2)11.

  1. Optimisation des combinaisons de sorbants pour la dSPE
    ​REMARQUE : La suppression gravimétrique des co-extraits a été choisie comme critère d'optimisation car elle fournit une mesure indépendante de l'analyte de l'efficacité de purification. Les quantités de sorbants évaluées correspondent aux proportions conventionnelles largement utilisées dans les procédures dSPE basées sur QuEChERS, facilitant ainsi l'adoption du protocole proposé dans les laboratoires analytiques courants.
    1. Préparer des tubes microcentrifuges de 2 mL contenant les combinaisons de sorbants suivantes : (i) 150 mg de MgSO4 anhydre + 50 mg de PSA ; (ii) 150 mg de MgSO4 anhydre + 50 mg de C18 ; (iii) 150 mg de MgSO4 anhydre + 50 mg d'adsorbant silicate de magnésium ; (iv) 150 mg de MgSO4 anhydre + 50 mg de PSA + 50 mg de C18 ; (v) 150 mg de MgSO4 anhydre + 50 mg de PSA + 50 mg d'adsorbant silicate de magnésium ; (vi) 150 mg de MgSO4 anhydre + 50 mg de C18 + 50 mg d'adsorbant silicate de magnésium ; (vii) 150 mg de MgSO4 anhydre + 50 mg de PSA + 50 mg de C18 + 50 mg d'adsorbant silicate de magnésium.
    2. Transférer des aliquotes de 1,0 mL de l'extrait obtenu à l'étape 3.8 dans chaque tube dSPE.
      REMARQUE : Effectuer toutes les évaluations de sorbants en triplicata pour chaque sol. Les aliquotes utilisées pour la comparaison doivent provenir du même extrait afin de garantir que les différences de suppression des co-extraits soient attribuables exclusivement à la composition de purification.
    3. Vortexer pendant 1 min et centrifuger à 1800 × g pendant 5 min.
    4. Transférer 1,0 mL de chaque extrait purifié dans un tube à essai en verre préalablement séché et pesé. Évaporer le solvant à secité sous un courant doux d'azote à 40 °C.
    5. Laisser refroidir le tube à essai dans un dessiccateur jusqu'à température ambiante et déterminer la masse du résidu restant. Calculer la masse des co-extraits en soustrayant le poids initial du tube vide du poids final après évaporation du solvant.
    6. Déterminer la quantité de co-extraits présents dans les extraits non purifiés par dSPE en évaporant des aliquotes équivalentes d'extrait non traité dans des conditions identiques.
    7. Calculer le pourcentage de suppression des co-extraits selon l'équation 126 :
      Formule d'équilibre statique pour le pourcentage de suppression des co-extraits ; schéma d'équation chimique.
    8. Calculer la suppression moyenne des co-extraits à partir des déterminations en triplicata pour chaque combinaison de sorbants et chaque sol. Ensuite, calculer la suppression moyenne sur les six sols agricoles pour chaque combinaison de sorbants.
    9. Évaluer les différences entre les combinaisons de sorbants à l'aide d'une analyse de variance (ANOVA) selon un plan en blocs complets randomisés (RCBD), en considérant la combinaison de sorbants comme facteur de traitement et la matrice du sol comme facteur de blocage. Avant l'ANOVA, évaluer la normalité des résidus et l'homogénéité des variances à l'aide des tests de Shapiro-Wilk et de Levene, respectivement. Effectuer des comparaisons par paires à l'aide du test HSD de Tukey au seuil de signification α = 0,05.
    10. Sélectionner la composition de purification sur la base de l'évaluation combinée de l'analyse statistique et du pourcentage moyen de suppression des co-extraits.
      REMARQUE : Réduire la charge en co-extraits minimise l'introduction de composants de matrice dans le système chromatographique, améliorant ainsi la performance chromatographique, réduisant la contamination du système GC-MS/MS et abaissant les besoins de maintenance de l'instrument.
      REMARQUE : La combinaison contenant le PSA, le C18 et l'adsorbant silicate de magnésium (50 mg chacun, avec 150 mg de MgSO4 anhydre) a permis la suppression moyenne la plus élevée des co-extraits et a donc été retenue comme procédure de purification optimisée pour toutes les analyses ultérieures.
  2. Application de la procédure de purification dSPE optimisée
    1. Transférer 1,0 mL de l'extrait obtenu à l'étape 3.8 dans un tube microcentrifuge de 2 mL contenant 150 mg de MgSO4 anhydre, 50 mg de PSA, 50 mg de C18 et 50 mg d'adsorbant silicate de magnésium.
    2. Vortexer pendant 1 min pour assurer une interaction complète entre l'extrait et les sorbants.
    3. Centrifuger à 1800 × g pendant 5 min.
    4. Transférer 200 µL du surnageant purifié dans un flacon d'autoéchantillonneur et ajouter 20 µL du mélange protecteur d'analytes préparé à l'étape 2.7 et 50 µL de la solution de triphényl phosphate préparée à l'étape 2.4. Mélanger soigneusement avant l'analyse instrumentale.
      REMARQUE : Pour l'étalonnage par matrice appariée, préparer des extraits témoins à partir de chaque sol en suivant les procédures d'extraction et de purification décrites aux étapes 3 et 4.2, sans ajout de pesticides ni de P-IS. Après purification, transférer 200 µL de l'extrait témoin purifié dans sept flacons d'autoéchantillonneur distincts et ajouter les solutions d'étalonnage préparées à l'étape 2.6 pour obtenir des concentrations finales de 5, 10, 25, 75, 200, 400 et 600 µg/kg pour les analytes et 200 µg/kg pour le P-IS. Ajouter 20 µL du mélange protecteur d'analytes et 50 µL de triphényl phosphate à chaque flacon comme décrit à l'étape 4.2.4, ce qui donne un volume final de 270 µL par flacon. Élaborer des courbes d'étalonnage indépendantes par matrice appariée pour chaque matrice de sol. Les concentrations équivalentes en sol sont basées sur l'aliquote de 200 µL d'extrait purifié, qui représente l'extrait obtenu à partir de l'échantillon initial de 5 g de sol. L'ajout ultérieur de protecteurs d'analytes et du I-IS augmente le volume final du flacon mais ne modifie pas la quantité de sol représentée par l'aliquote d'extrait. Pour l'étalonnage en milieu solvant, remplacer l'aliquote de 200 µL d'extrait de sol purifié par 200 µL d'ACN et préparer les flacons d'étalonnage avec les mêmes concentrations d'analytes, concentration de P-IS, concentration de I-IS et mélange protecteur d'analytes utilisés pour l'étalonnage par matrice appariée. Ces courbes d'étalonnage en milieu solvant sont ensuite utilisées pour l'évaluation des effets de matrice (ME).
    5. Effectuer l'analyse instrumentale à l'aide d'un système GC-MS/MS.

5. Analyse par GC-MS/MS et acquisition des données

REMARQUE : Des descriptions détaillées de la configuration du GC-MS/MS et des procédures d'acquisition des données sont disponibles chez Varela-Martínez et al.27. Les principaux paramètres chromatographiques et spectrométriques de masse sont résumés ci-dessous.

  1. Utiliser un système GC-MS/MS équipé d'un spectromètre de masse à triple quadripôle, d'une source à ionisation électronique (EI) fonctionnant à −70 eV et d'un autosampler.
  2. Installer une colonne capillaire en silice fondue de faible polarité (30 m × 0,25 mm i.d. × 0,25 µm d'épaisseur de film) et utiliser l'hélium comme gaz vecteur à un débit constant de 1,2 mL/min.
  3. Avant l'analyse, vérifier la prête-à-l'emploi de l'instrument, notamment l'alimentation en gaz vecteur, le fonctionnement du système sous vide, l'état de la seringue et les niveaux de solvant de rinçage de l'autosampler. Effectuer le réglage de l'instrument conformément aux recommandations du fabricant.
    NOTE : Vérifier que le vide de fonctionnement respecte les spécifications recommandées par le fabricant de l'instrument avant de démarrer toute séquence analytique.
  4. Régler le programme de température du four de la CG comme suit : température initiale de 50 °C pendant 1 min ; augmentation jusqu'à 180 °C à 25 °C/min ; puis jusqu'à 230 °C à 5 °C/min ; et enfin jusqu'à 290 °C à 25 °C/min. Maintenir la température finale pendant 6 min. La durée totale de l'analyse est de 24,6 min.
  5. Régler la température du port d'injection à 250 °C et effectuer des injections de 1 µL en mode sans division. Ouvrir la purge du diviseur 1 min après l'injection.
    NOTE : Pour minimiser le transfert croisé, rincer la seringue de l'autosampler successivement avec du méthanol, de l'acétate d'éthyle et du ACN entre chaque injection.
  6. Régler la température de la ligne de transfert MS à 250 °C et la température de la source d'ions à 300 °C.
  7. Acquérir les données en mode surveillance de réactions multiples (MRM) en utilisant les transitions ions précurseurs-produits indiquées dans Tableau 1.
  8. Quantifier les analytes à l'aide de courbes d'étalonnage appariées à la matrice, préparées pour chaque matrice de sol. Calculer les concentrations des analytes à partir du rapport entre la surface du pic de l'analyte et la surface du pic du chlorpyrifos-méthyl-d10.
  9. Utiliser le phosphate de triphényle comme I-IS afin de vérifier la reproductibilité des injections tout au long de la séquence analytique.
  10. Calculer les effets de matrice (ME) selon Équation 228:
    Formule de l'effet de matrice, ME(%)=[Pente_matrice/Pente_solvant-1]x100, formule de chimie analytique.
    où les valeurs négatives indiquent une suppression du signal et les valeurs positives une amplification du signal.
    NOTE : Une vue schématique de l'ensemble du flux analytique est présentée dans Figure 1.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Les six sols agricoles sélectionnés pour l'évaluation de la méthode représentaient une large gamme de propriétés du sol (voir le Tableau 2), incluant des valeurs de pH (sol:H2O, 1:2) comprises entre 4,67 et 7,31, des teneurs en matière organique allant de 0,18 % à 6,46 %, et des fractions argileuses variant de 22,9 % à 48,5 %. Cinq sols provenaient de régions agricoles de Colombie et un d'Espagne. Cette diversité a été délibérément intégrée afin d'évaluer la robustesse de la procédure de purif...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

La détermination des résidus de pesticides dans les sols reste un défi analytique en raison de la grande variabilité des propriétés physico-chimiques des sols et des différences qui en résultent dans la composition des co-extraits4,5,6,14,17,18,19,20,<...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Lors de la préparation de ce travail, les auteurs ont utilisé la version gratuite de Claude (Anthropic) pour les aider à concevoir la mise en page graphique de Figure 3 et la version gratuite de ChatGPT (GPT-5.5, OpenAI) pour les aider à corriger la grammaire et l'orthographe. Après avoir utilisé ces outils, les auteurs ont soigneusement relu et modifié l'ensemble du contenu selon les besoins. Tous les contenus scientifiques, données, analyses et conclusions ont été produits, vérifiés et approuvés par les auteurs, qui assument l'entière responsabilité de l'exactitude et de l'intégrité de l'article publié.

Remerciements

Les auteurs remercient chaleureusement l'Université EAN et son Bureau de gestion de la recherche et du transfert pour avoir soutenu cette recherche. Les auteurs remercient également les laboratoires de l'Université EAN de leur avoir fourni les équipements analytiques et les ressources techniques nécessaires à la réalisation de ce travail, notamment l'accès à l'instrumentation GC-MS/MS utilisée tout au long de l'étude. Ce travail a été soutenu par la Direction de la gestion de la recherche et du transfert, Universidad EAN, Bogotá D.C., Colombie.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
3-Éthoxy-1,2-propanediol (éthylglycérol)Sigma Aldrich260428-1G
Acide acétiqueSigma Aldrich695092
AcétonitrileMerck1006652500
Échantillonneur automatique AOAC 20i/sShimadzu221-723115-58
BalanceOHAUSPA224
C18Sigma Aldrich52600-U
Tubes de centrifugation, 2 mLEppendorf4610-1815
Tubes de centrifugation, 50 mLNest602002
Centrifugeuse Z206AMERMLE6019500118
Colonne SH-Rxi-5sil MS, 30 m x 0,25 mm, 0,25 µmShimadzu221-75954-30
Récipient, avec bouchon, en verre ambré, 1000 mLSigma AldrichZ674176
ExsiccateurSimax415262302
Dispensette 5-50 mLBRAND4600361
D-SorbitolSigma Aldrich240850-5G
Acétate d'éthyleMerk1313181212
Florisil <200 mesh, poudre fineSigma Aldrich288705-50G
Acide formiqueMerck1002641000
GCMS-TQ8040Shimadzu211552
Seringue d'injectionShimadzuLC2213461800
Acide L-gulonique γ-lactoneSigma Aldrich310301-5G
Linner sans séparationShimadzu221-4887-02
Sulfate de magnésium (anhydre)Sigma AldrichM7506-2KG
MéthanolPanreac131091.12.12
Eau ultrapure Milli-Q (type 1)MilliporeF4H4783518
Pointes de pipette 10 - 100 µLBiologix200010
Pointes de pipette 100 - 1000 µLBrand541287
Pointes de pipette 20 - 200 µLBrand732028
Pipettes PasteurNORMAX5426023
Pipette Transferpette S variable 10 - 100 µLBRAND704774
Pipette Transferpette S variable 100 - 1000 µLBRAND704780
Pipette Transferpette S variable 20 - 200 µLSCILOGEX712111099999
Amine primaire-secondaire (PSA)Sigma Aldrich52738-U
Réfrigérateur/congélateurHacebNEV ALC 404
Acide shikimiqueSigma AldrichS5375-1G
Acétate de sodiumSigma Aldrich241245-1KG
Logiciel GCMSsolutionShimadzu223-18472-92
Maille en acier inoxydable, 2 mmPinzuarPS33N10
Tubes à essai, en verre, 10 mLSigma AldrichBR114508
ToluèneMerck1083252500
Phosphate de triphényle (I-IS)Sigma Aldrich241288-50G
Flacons avec insert soudé, 0,3 mLSigma Aldrich29398-U
Flacons, à vis, en verre ambré, 15 mLSigma Aldrich27088-U
Fiole jaugée, 10 mLSigma AldrichDWK28017-10
VortexScilogex82120004
Pesticides
ChlorpyrifosSigma Aldrich45395-100MG2921-88-2
Chlorpyrifos-méthyleSigma Aldrich45396-250MG5598-13-0
Chlorpyrifos-méthyle-d10 (P-IS)Sigma Aldrich90047-5MG285138-81-0
ÉthionSigma Aldrich45477-250MG563-12-2
FénamiphosSigma Aldrich45483-250MG22224-92-6
FénitrothionSigma Aldrich45487-250MG122-14-5
FenthionSigma Aldrich36552-250MG55-38-9
MalathionSigma Aldrich36143-100MG121-75-5
MéthidathionSigma Aldrich36158-100MG950-37-8
Parathion-méthyleSigma Aldrich36187-100MG298-00-0
Pirimiphos-éthyleSigma Aldrich45628-250MG23505-41-1
Pirimiphos-méthyleSigma Aldrich32058-250MG29232-93-7
Tolclofos-méthyleSigma Aldrich31209-250MG5701804-9

Références

  1. Saad H, Elfeky SA, El-Gamel NE, Dena ASA. Organophosphate pesticides: a review on classification, synthesis, toxicity, remediation and analysis. RSC Adv. 2025;15(48):40802-40822.
  2. Mali H, et al. Organophosphate pesticides an emerging environmental contaminant: Pollution, toxicity, bioremediation progress, and remaining challenges. J Environ Sci. 2023;127:234-250.
  3. Dhuldhaj UP, Singh R, Singh VK. Pesticide contamination in agro-ecosystems: toxicity, impacts, and bio-based management strategies. Environ Sci Pollut Res. 2023;30:9243-9270.
  4. González-Curbelo MÁ, Varela-Martínez DA, Riaño-Herrera DA. Pesticide-residue analysis in soils by the QuEChERS method: A review. Molecules. 2022;27(13):4323.
  5. Wang J, et al. Multiresidue analysis method for the determination of 477 pesticides in soil based on thorough method validation. J Agric Food Chem. 2025;73(27):17269-17286.
  6. Mohamed AH, et al. Sampling and sample preparation techniques for the analysis of organophosphorus pesticides in soil matrices. Crit Rev Anal Chem. 2023;53(4):906-927.
  7. Bhattu M, Kathuria D, Billing BK, Verma M. Chromatographic techniques for the analysis of organophosphate pesticides with their extraction approach: a review (2015–2020). Anal Methods. 2022;14(4):322-358.
  8. Wondimu KT, Geletu AK, Kedir WM. Recent developments in monitoring of organophosphorus pesticides in food samples. J Agric Food Res. 2025;19:101709.
  9. Bulaić Nevistić M, Kovač Tomas M. Matrix effect evaluation in GC/MS-MS analysis of multiple pesticide residues in selected food matrices. Foods. 2023;12(21):3991.
  10. Damale RD, et al. Multiresidue analysis of pesticides in four different pomegranate cultivars: Investigating matrix effect variability by GC-MS/MS and LC-MS/MS. Food Chem. 2023;407:135179.
  11. European Commission. Guidance document on pesticide analytical methods for risk assessment and post-approval control and monitoring purposes (SANTE/2020/12830, Rev. 2). 2023. Available from: https://food.ec.europa.eu/system/files/2021-03/pesticides_ppp_app-proc_guide_res_mrl-guidelines-2020-12830.pdf
  12. González-Curbelo MÁ, et al. Evolution and applications of the QuEChERS method. Trends Anal Chem. 2015;71:169-185.
  13. Varela-Martinez DA, Gonzalez-Salamo J, Gonzalez-Curbelo MÁ, Hernandez-Borges J. Quick, easy, cheap, effective, rugged, and safe (QuEChERS) extraction. In: Liquid-phase Extraction. Elsevier; 2020. p. 399-437.
  14. González-Curbelo MÁ. Analysis of organochlorine pesticides in a soil sample by a modified QuEChERS approach using ammonium formate. J Vis Exp. 2023;191:e64901.
  15. Jin Q, et al. Simultaneous determination of six acidic herbicides and metabolites in plant origin matrices by QuEChERS-UPLC-MS/MS. Molecules. 2025;30(4):852.
  16. Zhu L, et al. Establishment and validation of anticoagulant rodenticides in animal samples by HPLC-MS/MS, focusing on evaluating the effect of modified QuEChERS protocol on matrix effect reduction. ACS Omega. 2022;7(21):18146-18158.
  17. do Amaral B, Peralta-Zamora P, Nagata N. Simultaneous multi-residue pesticide analysis in southern Brazilian soil based on chemometric tools and QuEChERS-LC-DAD/FLD method. Environ Sci Pollut Res. 2022;29:39102-39115.
  18. Łozowicka B, et al. The fate of spirotetramat and dissipation metabolites in Apiaceae and Brassicaceae leaf-root and soil system under greenhouse conditions estimated by modified QuEChERS/LC-MS/MS. Sci Total Environ. 2017;603:178-184.
  19. Dong B, Shao X, Lin H, Hu J. Dissipation, residues and risk assessment of metaldehyde and niclosamide ethanolamine in pakchoi after field application. Food Chem. 2017;229:604-609.
  20. Guan J, Li D, Guo Y, Shi S, Yan F. Simultaneous determination of seven pesticide residues in soil samples using ultrasound-assisted dispersive solid-phase extraction combined with UHPLC-MS/MS. Sep Sci Plus. 2018;1(4):296-305.
  21. Kaczyński P, Łozowicka B, Jankowska M, Hrynko I. Rapid determination of acid herbicides in soil by liquid chromatography with tandem mass spectrometric detection based on dispersive solid phase extraction. Talanta. 2016;152:127-136.
  22. NSW Environment Protection Authority. Sampling design part 1 - application: Contaminated land guidelines (EPA 2022P3915). 2022. Available from: https://hdp-au-prod-app-nswepa-yoursay-files.s3.ap-southeast-2.amazonaws.com/9116/6027/3560/22p3915-sampling-design-guidelines-part1.pdf
  23. Eckert D, Sims JT. Recommended soil pH and lime requirement tests. In: Recommended Soil Test Procedures for the Northeastern United States. Cooperative Bulletin No. 493; 2009. p. 19-26.
  24. Schulte EE, Hoskins B. Recommended soil organic matter tests. In: Recommended Soil Test Procedures for the Northeastern United States. 2011. p. 52-60.
  25. Ashworth J, Keyes D, Kirk R, Lessard R. Standard procedure in the hydrometer method for particle size analysis. Commun Soil Sci Plant Anal. 2001;32(5-6):633-642.
  26. González-Curbelo MÁ, Hernández-Borges J, Borges-Miquel TM, Rodríguez-Delgado MÁ. Determination of pesticides and their metabolites in processed cereal samples. Food Addit Contam A. 2012;29(1):104-116.
  27. Varela-Martínez DA, González-Curbelo MÁ, González-Sálamo J, Hernández-Borges J. Determination of 45 pesticides in avocado varieties by the QuEChERS method and gas chromatography-tandem mass spectrometry. J Vis Exp. 2023;202:e66082.
  28. Varela-Martínez DA, González-Curbelo MÁ, González-Sálamo J, Hernández-Borges J. High-throughput analysis of pesticides in minor tropical fruits from Colombia. Food Chem. 2019;280:221-230.
  29. Varela-Martínez DA, González-Curbelo MÁ, González-Sálamo J, Hernández-Borges J. Analysis of pesticides in cherimoya and gulupa minor tropical fruits using AOAC 2007.1 and ammonium formate QuEChERS versions: A comparative study. Microchem J. 2020;157:104950.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Explorer plus d’articles

Pesticides organophosphorésextraction QuEChERSextraction sur phase solide dispersiveeffets de matriceélimination des co-extractiblesprotecteurs d'analytesétalonnage avec matrice assortie
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.