Ce protocole décrit une méthode modifiée Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) associée à une purification par extraction en phase solide dispersive utilisant un adsorbant à base de silicate de magnésium, pour la détermination multirésiduelle de pesticides organophosphorés dans les sols agricoles par chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse en tandem, améliorant l'élimination des co-extraits, minimisant les interférences analytiques liées à la matrice et permettant une quantification fiable à l'état de traces.
Article de méthode
QuEChERS modifié pour l'analyse des pesticides organophosphorés dans les sols agricoles par chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse en tandem
Dans cet article
Résumé
Résumé
La détermination précise des résidus de pesticides organophosphorés (OPP) dans les sols agricoles par chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse en tandem (GC-MS/MS) est souvent entravée par des effets de signal induits par la matrice, causés par la matière organique co-extraitée, les substances humiques et les interférents associés aux minéraux. Les stratégies classiques de purification Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) peuvent ne pas éliminer suffisamment les composants de la matrice présents dans les extraits complexes de sol, compromettant ainsi la performance analytique. Cette étude présente un protocole QuEChERS modifié qui intègre un adsorbant dans une purification par extraction en phase solide dispersible à sorbants mixtes (dSPE) pour la détermination simultanée de 12 OPP dans les sols agricoles par GC-MS/MS. Sept combinaisons de sorbants dSPE ont été évaluées sur six sols agricoles présentant des propriétés différentes. La suppression des co-extraits a été quantifiée par pesée, et la combinaison d’amine primaire-secondaire, d’octadécylsilane et d’un adsorbant à base de silicate de magnésium (50 mg chacun, avec 150 mg de sulfate de magnésium anhydre) a permis la plus forte réduction moyenne des co-extraits (88 %). Des protecteurs d’analytes composés d’éthylglycérol, de γ-lactone de l’acide L-gulonique, de D-sorbitol et d’acide shikimique ont été ajoutés aux extraits finaux afin de minimiser les effets de matrice, tandis qu’un étalonnage par matrice appariée a permis de compenser les variations de signal spécifiques à chaque sol. Le chlorpyrifos-méthyl-d10 et le phosphate de triphényle ont été utilisés respectivement comme étalons internes de procédure et d’injection. Les courbes d’étalonnage par matrice appariée (5–600 µg/kg) ont montré une excellente linéarité, avec des coefficients de détermination ≥0,9933 pour la plupart des combinaisons analyte-sol. La limite de détection (5 µg/kg) a été utilisée pour l’évaluation de la linéarité, tandis que la limite de quantification de la méthode a été fixée à 50 µg/kg, correspondant au niveau le plus bas validé. La justesse et la précision, évaluées à trois niveaux de récupération (50, 200 et 400 µg/kg, n = 5 par niveau), ont montré des taux de récupération compris entre 70 % et 120 %, avec des écarts-types relatifs ≤20 % pour la majorité des combinaisons analyte-sol, satisfaisant ainsi aux critères de performance de la norme SANTE/2020/12830 (Rev.2). Des rendements inférieurs ont été observés uniquement pour le fenamiphos, le pirimiphos-éthyl et l’éthion dans certaines matrices de sol. Les résultats démontrent que l’adsorbant à base de silicate de magnésium améliore la purification par dSPE en réduisant les co-extraits, et que son association à des protecteurs d’analytes et à un étalonnage par matrice appariée permet une détermination fiable de plusieurs résidus d’OPP dans des matrices de sol complexes par GC-MS/MS.
Introduction
Les pesticides organophosphorés (POP) font toujours partie des classes d'agrochimiques les plus largement utilisées dans le monde en raison de l'efficacité à large spectre et de la polyvalence de cette classe de pesticides dans la protection des cultures1. Bien que de nombreux POP se dégradent plus rapidement dans l'environnement que les pesticides organochlorés, leur application fréquente et répandue entraîne une persistance continue dans les sols agricoles2. Le sol constitue le principal compartiment environnemental recevant les apports de pesticides et peut agir comme un réservoir temporaire à partir duquel les résidus peuvent être transférés vers les cultures, les eaux de surface, les eaux souterraines et les écosystèmes environnants3. La présence de résidus de POP soulève des préoccupations, car ces composés sont associés à des effets neurotoxiques chez l'humain par inhibition de l'activité de l'acétylcholinestérase, ainsi qu'à des impacts négatifs sur les organismes non ciblés, les communautés microbiennes du sol et le fonctionnement des écosystèmes2. La présence de résidus de POP dans les sols agricoles peut donc contribuer à la perte de biodiversité, au déséquilibre écologique et à l'exposition environnementale par des voies trophiques et hydriques3. La détermination fiable des résidus de POP est par conséquent essentielle pour produire des données de présence de haute qualité, appuyer les évaluations de l'exposition environnementale et améliorer la compréhension du devenir environnemental des POP dans différentes conditions agricoles. De plus, les méthodes analytiques développées et optimisées à l'aide d'un seul type de sol peuvent ne pas offrir nécessairement des performances équivalentes lorsqu'elles sont appliquées à des sols présentant des caractéristiques physico-chimiques contrastées4,5, ce qui souligne l'importance d'évaluer l'applicabilité des méthodes dans divers environnements agricoles. Toutefois, la quantification à l'état de traces reste difficile, car les sols agricoles présentent une variabilité physico-chimique importante, qui influence l'efficacité d'extraction, les effets de matrice (EM) et la performance analytique globale6.
La chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse en tandem (GC-MS/MS) est largement reconnue comme une technique analytique de référence pour la détermination multirésidus d'OPP à l'état de traces dans des matrices complexes7,8. Cependant, une quantification précise dépend non seulement des performances instrumentales, mais aussi de l'efficacité de la préparation de l'échantillon. Les extraits de sol contiennent fréquemment des composants matriciels co-extraites qui atteignent le système chromatographique en même temps que les analytes cibles et peuvent modifier la réponse analytique par suppression ou amplification du signal4,5,6. L'ampleur de ces effets varie considérablement selon les sols et est influencée par des facteurs tels que la teneur en matière organique, la fraction argileuse, la composition minérale et le pH. Par conséquent, les effets de matrice restent l'une des principales sources d'incertitude analytique dans la détermination des pesticides par GC-MS/MS, soulignant ainsi la nécessité de stratégies de purification capables de réduire la charge de co-extraits tout en préservant le rendement analytique5,9,10. En outre, l'obtention de données résiduaires fiables exige le respect de critères de performance analytique acceptés internationalement afin d'assurer l'exactitude de la méthode, la comparabilité entre les études et l'adéquation aux applications de surveillance environnementale11.
La méthode Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) est devenue l'approche de préparation d'échantillons la plus largement utilisée pour l'analyse multirésidus de pesticides en raison de sa simplicité, de sa faible consommation de solvant et de son applicabilité étendue à travers diverses matrices agricoles4,12,13. Sa conception modulaire et flexible a permis une adaptation étendue à différents types d'échantillons et applications analytiques, contribuant à son adoption généralisée dans l'analyse multirésidus contemporaine et à son association fréquente avec la chimie analytique durable en raison de sa réduction de la consommation de solvants et de la simplification de la préparation des échantillons. Cette adaptabilité permet également d'ajuster la méthode en choisissant des conditions d'extraction et de purification en fonction des caractéristiques spécifiques de la matrice. Dans l'analyse des sols, l'efficacité de l'étape de purification par extraction en phase solide dispersive (dSPE) est cruciale, car une élimination insuffisante des composants matriciels co-extraits peut nuire à la performance analytique de la détermination ultérieure par GC-MS/MS4,14. Les combinaisons conventionnelles d'adsorbants basées sur l'amine primaire-secondaire (PSA) et l'octadécylsilane (C18) offrent souvent une élimination limitée des constituants humiques polaires, qui figurent parmi les principaux responsables des effets de signal induits par la matrice dans les extraits de sols agricoles14. La Florisil, un adsorbant à base de silicate de magnésium ayant une affinité pour des composés couvrant une large gamme de polarité, a démontré des performances prometteuses en matière de purification dans les matrices alimentaires et végétales15,16. Toutefois, sa contribution aux stratégies de purification dSPE à adsorbants mixtes pour les sols agricoles reste insuffisamment caractérisée, notamment dans les sols présentant des propriétés physico-chimiques variées17,18,19,20,21.
Cette étude présente un protocole QuEChERS modifié dans lequel sept combinaisons de sorbants dSPE ont été évaluées sur six sols agricoles présentant des niveaux variables de pH, de teneur en matière organique et de texture. L'étude s'appuie sur l'hypothèse que l'incorporation d'un sorbant à base de silicate de magnésium dans une purification par dSPE à sorbants mixtes améliorerait l'élimination des composants matriciels co-extraits des extraits de sols agricoles. Le choix du sorbant s'est fondé sur une évaluation gravimétrique de l'élimination des co-extraits, et la combinaison offrant le rendement moyen de purification le plus élevé a ensuite fait l'objet d'une validation analytique complète. La procédure optimisée a été validée pour la détermination simultanée de 12 OPP par normalisation interne, étalonnage compensé par matrice et GC-MS/MS. En outre, des protecteurs d'analytes (éthylglycérol, γ-lactone de l'acide L-gulonique, D-sorbitol et acide shikimique) ont été intégrés au protocole final comme stratégie complémentaire visant à réduire les effets résiduels de la matrice sur le signal. En combinant une optimisation systématique de la purification avec une validation analytique complète sur des sols aux propriétés physico-chimiques contrastées, ce protocole fournit un flux opératoire robuste et reproductible, susceptible de faciliter la détermination des résidus de pesticides dans des sols agricoles hétérogènes.
Protocole
Les données brutes sous-jacentes à l'optimisation expérimentale de la procédure de purification par dSPE, au jeu de données sur l'effet de matrice et à la caractérisation physico-chimique des six sols agricoles ont été déposées sur Zenodo et sont accessibles publiquement via le DOI : 10.5281/zenodo.21644870. Les détails relatifs aux réactifs et aux équipements utilisés sont indiqués dans le Tableau des matériaux.
1. Échantillonnage et préparation du sol
REMARQUE : Pour assurer la sécurité personnelle, il est recommandé de porter une blouse de laboratoire, des lunettes de protection et des gants en nitrile tout au long de ce protocole.
- Prélèver un échantillon composite global de sol à partir de la couche superficielle (0–10 cm) à chaque site agricole sélectionné en combinant 8 sous-échantillons individuels collectés via un plan d'échantillonnage systématique à grille carrée22.
REMARQUE : Le motif quadrillé de 8 points est conforme aux recommandations de l'Office de protection de l'environnement de la Nouvelle-Galles du Sud (NSW EPA) pour les sites d'environ 1000 m2 (0,1 ha)22. - Combiner et mélanger soigneusement ces sous-échantillons sur le terrain afin d'obtenir un échantillon composite représentatif unique (≥500 g) par site, établissant ainsi une matrice homogène servant de référence pour l'évaluation des performances de la méthode.
REMARQUE : L'échantillonnage composite est utilisé ici uniquement afin de normaliser les effets du milieu matriciel pour l'optimisation et la validation de la méthode. Dans le cadre de cadres réglementaires applicables à l'évaluation de sites contaminés inconnus ou réels, l'échantillonnage composite est strictement limité par l'EPA de la Nouvelle-Galles du Sud en raison des risques de dilution chimique.22Pour la caractérisation réelle du site ou la détection de points chauds, les échantillons provenant des nœuds de la grille doivent être conservés séparément et analysés individuellement afin d'éviter les faux négatifs et de préserver les données de variance spatiale. - Transporter les échantillons de sol au laboratoire dans des récipients en verre ambré hermétiques, à l'abri de la lumière.
REMARQUE : Les récipients en verre sont préférés aux sachets en polyéthylène afin de minimiser les pertes par adsorption des OPP hydrophobes ou semi-volatils sur les surfaces plastiques et de réduire le risque de migration de contaminants ou d'interactions polymère-analyte. Des conditions sombres minimisent la photodégradation des composés sensibles à la lumière pendant le transport. - Sécher les échantillons à l'air à température ambiante, à l'abri de la lumière directe, jusqu'à obtention d'un poids constant.
REMARQUE : Le séchage à l'air est appliqué pour standardiser la teneur en humidité du sol et garantir que les résultats sont exprimés sur la base de la masse sèche, ce qui améliore la comparabilité entre les échantillons présentant des teneurs naturelles en eau différentes. Le séchage forcé en étuve est évité afin de prévenir d'éventuelles pertes de PPO thermolabiles ou semi-volatils, ainsi que des modifications de la structure de la matière organique du sol et de ses propriétés de sorption. - Casser manuellement les agrégats du sol et tamiser à l’aide d’un tamis en acier inoxydable de 2 mm. Conserver les sols homogénéisés dans des récipients en verre brun hermétiques, à l’abri de la lumière et en conditions réfrigérées à 4 °C jusqu'à l'extraction.
REMARQUE : Les caractéristiques physico-chimiques des six sols utilisés dans cette étude étaient disponibles à partir d'analyses courantes du sol réalisées précédemment. Ces données ont été utilisées uniquement pour sélectionner des sols agricoles couvrant une large gamme de pH (sol:eau, 1:5) allant de 4,4 à 7,8.2O, 1:223, teneur en matière organique (méthode de Walkey Black)24, et texture (méthode de Bouyoucos)25 pour l'évaluation de la méthode.
2. Préparation des réactifs, des étalons et des solutions d'étalon interne
REMARQUE : Sauf indication contraire, les solutions mères individuelles de pesticides, les solutions mixtes étalons de travail, les solutions de standard interne de procédure (P-IS) et de standard interne d'injection (I-IS), les solutions de récupération et les solutions étalons de calibration sont préparées dans des fioles jaugées de 10 mL, transférées dans des flacons en verre ambré et conservées à −20 °C jusqu'à utilisation. La calibration appariée à la matrice, les protecteurs d'analytes, le P-IS et l'I-IS ont été inclus car chacun d'eux corrige une source différente de variabilité analytique, améliorant ainsi la robustesse de l'analyse quantitative dans des matrices de sol complexes.
- Préparer des solutions mères individuelles de chacun des 12 étalons commerciaux d'OPP (voir Tableau des matériaux) à 1000 mg/L dans le toluène.
- Combiner des volumes appropriés des solutions mères individuelles pour préparer une solution étalon de travail mixte dans l'acétonitrile (ACN) à 400 mg/L.
NOTE : Cette solution étalon de travail mixte est ensuite utilisée pour la préparation des solutions de récupération et d'étalonnage. - Préparer le chlorpyrifos-méthyl-d10 comme étalon interne de procédure (P-IS) dans l'ACN à 750 mg/L. Ajouter lors de l'extraction (étape 3.2) afin de surveiller et corriger les variations liées à la procédure.
NOTE : Le chlorpyrifos-méthyl-d10 a été choisi comme P-IS car, en tant qu'OPP marqué isotopiquement, il présente un comportement physico-chimique similaire à celui des analytes ciblés tout en restant facilement distinguable par spectrométrie de masse en tandem (MS/MS). - Préparer le phosphate de phényle comme étalon interne d'injection (I-IS) dans l'ACN à 1050 mg/L. Ajouter immédiatement avant l'analyse instrumentale (étape 4.2.4) afin de corriger les variations d'injection.
- Préparer des solutions de récupération mères dans l'ACN acidifié avec 0,05 % (v/v) d'acide formique afin d'obtenir des concentrations finales équivalentes au sol de 50 µg/kg, 200 µg/kg et 400 µg/kg pour les OPP lorsque 300 µL sont ajoutés à 5 g de sol noir avant l'extraction. Préparer une solution P-IS séparée correspondant à un équivalent d'échantillon de 200 µg/kg.
NOTE : L'acidification avec l'acide formique améliore la stabilité des OPP pendant le stockage. - Préparer des solutions d'étalonnage contenant les 12 OPP et le chlorpyrifos-méthyl-d10 dans l'ACN avec 0,05 % (v/v) d'acide formique, correspondant à des concentrations finales équivalentes au sol de 5, 10, 25, 75, 200, 400 et 600 µg/kg pour les analytes et de 200 µg/kg pour le P-IS.
NOTE : Ces solutions sont ensuite utilisées pour établir des courbes d'étalonnage appariées à la matrice pour chaque matrice de sol, ajustées par régression linéaire non pondérée. La limite de détection (LOD) et la limite de quantification (LOQ) ont été définies conformément au document d'orientation SANTE/2020/12830 (Rev.2). La LOD a été considérée comme le niveau d'étalonnage le plus bas dans la matrice, tandis que la LOQ correspondait au niveau de concentration le plus bas validé, démontrant une récupération et une précision acceptables. - Préparer un mélange de protecteur d'analyte composé d'éthylglycérol (100 g/L), d'acide L-gulonique γ-lactone (10 g/L), de D-sorbitol (10 g/L) et d'acide shikimique (5 g/L) dans un mélange ACN:eau (1:1, v/v) acidifié avec 0,1 % d'acide formique. Conserver à −20 °C. Ajouter immédiatement avant l'analyse instrumentale (étape 4.2.4) pour atténuer les effets de la matrice (ME).
3. Extraction QuEChERS
- Peser 5,00 g ± 0,01 g de sol séché à l'air et tamisé dans un tube à centrifugation en polypropylène de 50 mL.
- Pour les expériences de récupération, ajouter la solution P-IS (préparée à l'étape 2.3) et la solution de récupération appropriée (préparée à l'étape 2.5) afin d'obtenir des concentrations finales de 200 µg/kg pour le chlorpyrifos-méthyl-d10 et 50, 200 ou 400 µg/kg pour les OPP cibles (n = 5 par niveau de récupération pour chaque sol).
REMARQUE : Pour les expériences de récupération, les solutions de P-IS et de récupération des pesticides sont ajoutées avant l'extraction, comme décrit à l'étape 3.2. Pour l'analyse courante des échantillons de sol, seul le P-IS est ajouté avant l'extraction afin de compenser les variations liées aux procédures lors de la préparation et de l'analyse des échantillons. Pour la préparation des extraits de calibration appariés à la matrice, ni le P-IS ni les étalons de pesticides ne sont ajoutés durant l'extraction ; des extraits de sol blancs sont préparés, puis les étalons de calibration contenant à la fois les analytes et le P-IS (préparés à l'étape 2.6) sont ajoutés après le nettoyage (voir étape 4.2.4). - Vortexer pendant 30 s et laisser les échantillons enrichis équilibrer pendant 10 min à température ambiante.
REMARQUE : La période d'équilibration favorise l'interaction entre les analytes enrichis et la matrice du sol avant l'extraction, améliorant ainsi la représentativité des expériences de récupération. - Ajouter 10 mL d'eau déionisée et agiter manuellement pendant 30 s pour assurer un mouillage complet de la matrice du sol.
REMARQUE : La réhydratation améliore la désorption des analytes à partir des particules du sol et facilite une partition efficace durant l'extraction. - Ajouter 10 mL d'ACN contenant 1 % (v/v) d'acide acétique. Boucher immédiatement le tube et agiter vigoureusement pendant 2 min.
- Ajouter 6,0 g de sulfate de magnésium anhydre (MgSO₄).4) et 1,5 g d'acétate de sodium, puis agiter vigoureusement le tube pendant 1 min.
REMARQUE : Une agitation immédiate après l'ajout du sel est essentielle pour assurer une partition efficace des phases et empêcher la formation d'agrégats de sel. - Centrifuger à 1800 × g pendant 5 min.
- Transférez la phase supérieure d'ACN dans un tube propre pour le nettoyage par dSPE ultérieur.
4. Nettoyage par extraction en phase solide dispersible
REMARQUE : Cette section comprend deux approches. Premièrement, sept combinaisons de sorbants dSPE ont été évaluées afin d'identifier la composition de purification offrant la plus forte réduction moyenne des co-extraits dans six sols agricoles. Ensuite, la combinaison de sorbants sélectionnée a été appliquée comme procédure de purification optimisée pour la validation de la méthode, conformément au document d'orientation de la Direction générale de la Santé et de la Sécurité alimentaire (DG SANTE) de la Commission européenne, SANTE/2020/12830 (Rév. 2)11.
- Optimisation des combinaisons de sorbants pour la dSPE
REMARQUE : La suppression gravimétrique des co-extraits a été choisie comme critère d'optimisation car elle fournit une mesure indépendante de l'analyte de l'efficacité de purification. Les quantités de sorbants évaluées correspondent aux proportions conventionnelles largement utilisées dans les procédures dSPE basées sur QuEChERS, facilitant ainsi l'adoption du protocole proposé dans les laboratoires analytiques courants.- Préparer des tubes microcentrifuges de 2 mL contenant les combinaisons de sorbants suivantes : (i) 150 mg de MgSO4 anhydre + 50 mg de PSA ; (ii) 150 mg de MgSO4 anhydre + 50 mg de C18 ; (iii) 150 mg de MgSO4 anhydre + 50 mg d'adsorbant silicate de magnésium ; (iv) 150 mg de MgSO4 anhydre + 50 mg de PSA + 50 mg de C18 ; (v) 150 mg de MgSO4 anhydre + 50 mg de PSA + 50 mg d'adsorbant silicate de magnésium ; (vi) 150 mg de MgSO4 anhydre + 50 mg de C18 + 50 mg d'adsorbant silicate de magnésium ; (vii) 150 mg de MgSO4 anhydre + 50 mg de PSA + 50 mg de C18 + 50 mg d'adsorbant silicate de magnésium.
- Transférer des aliquotes de 1,0 mL de l'extrait obtenu à l'étape 3.8 dans chaque tube dSPE.
REMARQUE : Effectuer toutes les évaluations de sorbants en triplicata pour chaque sol. Les aliquotes utilisées pour la comparaison doivent provenir du même extrait afin de garantir que les différences de suppression des co-extraits soient attribuables exclusivement à la composition de purification. - Vortexer pendant 1 min et centrifuger à 1800 × g pendant 5 min.
- Transférer 1,0 mL de chaque extrait purifié dans un tube à essai en verre préalablement séché et pesé. Évaporer le solvant à secité sous un courant doux d'azote à 40 °C.
- Laisser refroidir le tube à essai dans un dessiccateur jusqu'à température ambiante et déterminer la masse du résidu restant. Calculer la masse des co-extraits en soustrayant le poids initial du tube vide du poids final après évaporation du solvant.
- Déterminer la quantité de co-extraits présents dans les extraits non purifiés par dSPE en évaporant des aliquotes équivalentes d'extrait non traité dans des conditions identiques.
- Calculer le pourcentage de suppression des co-extraits selon l'équation 126 :
- Calculer la suppression moyenne des co-extraits à partir des déterminations en triplicata pour chaque combinaison de sorbants et chaque sol. Ensuite, calculer la suppression moyenne sur les six sols agricoles pour chaque combinaison de sorbants.
- Évaluer les différences entre les combinaisons de sorbants à l'aide d'une analyse de variance (ANOVA) selon un plan en blocs complets randomisés (RCBD), en considérant la combinaison de sorbants comme facteur de traitement et la matrice du sol comme facteur de blocage. Avant l'ANOVA, évaluer la normalité des résidus et l'homogénéité des variances à l'aide des tests de Shapiro-Wilk et de Levene, respectivement. Effectuer des comparaisons par paires à l'aide du test HSD de Tukey au seuil de signification α = 0,05.
- Sélectionner la composition de purification sur la base de l'évaluation combinée de l'analyse statistique et du pourcentage moyen de suppression des co-extraits.
REMARQUE : Réduire la charge en co-extraits minimise l'introduction de composants de matrice dans le système chromatographique, améliorant ainsi la performance chromatographique, réduisant la contamination du système GC-MS/MS et abaissant les besoins de maintenance de l'instrument.
REMARQUE : La combinaison contenant le PSA, le C18 et l'adsorbant silicate de magnésium (50 mg chacun, avec 150 mg de MgSO4 anhydre) a permis la suppression moyenne la plus élevée des co-extraits et a donc été retenue comme procédure de purification optimisée pour toutes les analyses ultérieures.
- Application de la procédure de purification dSPE optimisée
- Transférer 1,0 mL de l'extrait obtenu à l'étape 3.8 dans un tube microcentrifuge de 2 mL contenant 150 mg de MgSO4 anhydre, 50 mg de PSA, 50 mg de C18 et 50 mg d'adsorbant silicate de magnésium.
- Vortexer pendant 1 min pour assurer une interaction complète entre l'extrait et les sorbants.
- Centrifuger à 1800 × g pendant 5 min.
- Transférer 200 µL du surnageant purifié dans un flacon d'autoéchantillonneur et ajouter 20 µL du mélange protecteur d'analytes préparé à l'étape 2.7 et 50 µL de la solution de triphényl phosphate préparée à l'étape 2.4. Mélanger soigneusement avant l'analyse instrumentale.
REMARQUE : Pour l'étalonnage par matrice appariée, préparer des extraits témoins à partir de chaque sol en suivant les procédures d'extraction et de purification décrites aux étapes 3 et 4.2, sans ajout de pesticides ni de P-IS. Après purification, transférer 200 µL de l'extrait témoin purifié dans sept flacons d'autoéchantillonneur distincts et ajouter les solutions d'étalonnage préparées à l'étape 2.6 pour obtenir des concentrations finales de 5, 10, 25, 75, 200, 400 et 600 µg/kg pour les analytes et 200 µg/kg pour le P-IS. Ajouter 20 µL du mélange protecteur d'analytes et 50 µL de triphényl phosphate à chaque flacon comme décrit à l'étape 4.2.4, ce qui donne un volume final de 270 µL par flacon. Élaborer des courbes d'étalonnage indépendantes par matrice appariée pour chaque matrice de sol. Les concentrations équivalentes en sol sont basées sur l'aliquote de 200 µL d'extrait purifié, qui représente l'extrait obtenu à partir de l'échantillon initial de 5 g de sol. L'ajout ultérieur de protecteurs d'analytes et du I-IS augmente le volume final du flacon mais ne modifie pas la quantité de sol représentée par l'aliquote d'extrait. Pour l'étalonnage en milieu solvant, remplacer l'aliquote de 200 µL d'extrait de sol purifié par 200 µL d'ACN et préparer les flacons d'étalonnage avec les mêmes concentrations d'analytes, concentration de P-IS, concentration de I-IS et mélange protecteur d'analytes utilisés pour l'étalonnage par matrice appariée. Ces courbes d'étalonnage en milieu solvant sont ensuite utilisées pour l'évaluation des effets de matrice (ME). - Effectuer l'analyse instrumentale à l'aide d'un système GC-MS/MS.
5. Analyse par GC-MS/MS et acquisition des données
REMARQUE : Des descriptions détaillées de la configuration du GC-MS/MS et des procédures d'acquisition des données sont disponibles chez Varela-Martínez et al.27. Les principaux paramètres chromatographiques et spectrométriques de masse sont résumés ci-dessous.
- Utiliser un système GC-MS/MS équipé d'un spectromètre de masse à triple quadripôle, d'une source à ionisation électronique (EI) fonctionnant à −70 eV et d'un autosampler.
- Installer une colonne capillaire en silice fondue de faible polarité (30 m × 0,25 mm i.d. × 0,25 µm d'épaisseur de film) et utiliser l'hélium comme gaz vecteur à un débit constant de 1,2 mL/min.
- Avant l'analyse, vérifier la prête-à-l'emploi de l'instrument, notamment l'alimentation en gaz vecteur, le fonctionnement du système sous vide, l'état de la seringue et les niveaux de solvant de rinçage de l'autosampler. Effectuer le réglage de l'instrument conformément aux recommandations du fabricant.
NOTE : Vérifier que le vide de fonctionnement respecte les spécifications recommandées par le fabricant de l'instrument avant de démarrer toute séquence analytique. - Régler le programme de température du four de la CG comme suit : température initiale de 50 °C pendant 1 min ; augmentation jusqu'à 180 °C à 25 °C/min ; puis jusqu'à 230 °C à 5 °C/min ; et enfin jusqu'à 290 °C à 25 °C/min. Maintenir la température finale pendant 6 min. La durée totale de l'analyse est de 24,6 min.
- Régler la température du port d'injection à 250 °C et effectuer des injections de 1 µL en mode sans division. Ouvrir la purge du diviseur 1 min après l'injection.
NOTE : Pour minimiser le transfert croisé, rincer la seringue de l'autosampler successivement avec du méthanol, de l'acétate d'éthyle et du ACN entre chaque injection. - Régler la température de la ligne de transfert MS à 250 °C et la température de la source d'ions à 300 °C.
- Acquérir les données en mode surveillance de réactions multiples (MRM) en utilisant les transitions ions précurseurs-produits indiquées dans Tableau 1.
- Quantifier les analytes à l'aide de courbes d'étalonnage appariées à la matrice, préparées pour chaque matrice de sol. Calculer les concentrations des analytes à partir du rapport entre la surface du pic de l'analyte et la surface du pic du chlorpyrifos-méthyl-d10.
- Utiliser le phosphate de triphényle comme I-IS afin de vérifier la reproductibilité des injections tout au long de la séquence analytique.
- Calculer les effets de matrice (ME) selon Équation 228:
![Formule de l'effet de matrice, ME(%)=[Pente_matrice/Pente_solvant-1]x100, formule de chimie analytique.](/files/ftp_upload/72745/72745eq2.jpg "figure-protocol-2")
où les valeurs négatives indiquent une suppression du signal et les valeurs positives une amplification du signal.
NOTE : Une vue schématique de l'ensemble du flux analytique est présentée dans Figure 1.
Résultats
Les six sols agricoles sélectionnés pour l'évaluation de la méthode représentaient une large gamme de propriétés du sol (voir le Tableau 2), incluant des valeurs de pH (sol:H2O, 1:2) comprises entre 4,67 et 7,31, des teneurs en matière organique allant de 0,18 % à 6,46 %, et des fractions argileuses variant de 22,9 % à 48,5 %. Cinq sols provenaient de régions agricoles de Colombie et un d'Espagne. Cette diversité a été délibérément intégrée afin d'évaluer la robustesse de la procédure de purification proposée dans des matrices de sol contrastées, étant donné que les propriétés du sol telles que le pH, la teneur en matière organique et la texture sont connues pour influencer la co-extraction, les effets de matrice (MEs) et le rendement analytique lors de l'analyse des résidus de pesticides.
Sept combinaisons de sorbants dSPE ont été évaluées à l'aide d'une détermination gravimétrique de la réduction des co-extraits (voir Figure 2). Parmi les sorbants individuels, le Florisil a permis la réduction moyenne la plus élevée des co-extraits (71 %), suivi par le PSA (58 %) et le C18 (41 %). Le sorbant à base de silicate de magnésium a atteint une élimination complète des co-extraits dans S2 (100 %) et a montré des valeurs supérieures à 90 % dans S3 (91 %) et S4 (91 %). En revanche, le PSA a présenté une variabilité plus importante selon les sols, avec des efficacités d'élimination allant de 21 % dans S4 à une élimination complète dans S6. Le C18 a affiché la performance la plus faible et la plus variable, allant de 0 % dans S1 et S2 à 93 % dans S4. Parmi les combinaisons de sorbants mixtes, PSA+Adsorbant a permis une réduction moyenne des co-extraits de 80 %. Les combinaisons PSA+Adsorbant et C18+Adsorbant ont donné des réductions moyennes respectivement de 73 % et 74 %. L'ajout du sorbant à base de silicate de magnésium au mélange PSA+C18 a encore accru la réduction moyenne à 88 %, ce qui représente la valeur la plus élevée obtenue parmi toutes les configurations de purification évaluées. La combinaison PSA+C18+Adsorbant a permis des taux d'élimination supérieurs à 80 % dans cinq des six sols, atteignant une élimination complète des co-extraits dans S2 et S6. Une analyse statistique réalisée par ANOVA selon un plan en blocs aléatoires complets (RCBD) a révélé un effet significatif de la combinaison de sorbants sur la réduction des co-extraits (p = 0,0432). Les groupes statistiques obtenus à l'aide du test HSD de Tukey sont présentés dans Figure 2.
La sélectivité de la méthode a été démontrée par l'absence de pics chromatographiques interférents aux temps de rétention attendus des analytes ciblés. Des courbes de calibration appariées à la matrice ont été établies pour chaque analyte et chaque matrice de sol sur une gamme de concentration de 5 à 600 µg/kg, avec une limite de détection (LOD) de 5 µg/kg (voir Tableau 3). Aucun pic interférent n’a été observé aux temps de rétention correspondant aux analytes ciblés. Une excellente linéarité a été obtenue pour la grande majorité des combinaisons analyte-sol. Seules trois courbes de calibration ont présenté des coefficients de détermination (R2) inférieurs à 0,9933, toutes relatives au fénamiphos, dans S1 (R2 = 0,9888), S3 (R2 = 0,9606) et la calibration basée sur le solvant (R2 = 0,9871). En ce qui concerne les effets de matrice (ME), d’après les valeurs moyennes obtenues sur les six sols (voir Figure 3), une suppression du signal (ME < 0) a été observée pour 10 des 12 OPP ciblés, tandis qu’un renforcement du signal (ME > 0) a été observé uniquement pour le malathion (+3 %) et le fénamiphos (+25 %). La plupart des analytes ont présenté des effets de matrice modérés, avec des valeurs moyennes de ME variant de −25 % pour le méthidathion et −23 % pour le parathion-méthyl à −5 % pour l’éthion. Le fénamiphos a montré le renforcement moyen le plus élevé (+25 %), tandis que le malathion n’a présenté qu’un léger renforcement (+3 %). Au niveau individuel des sols, la suppression maximale du signal a été observée pour le pirimiphos-éthyle dans S5 (−60 %) et pour le parathion-méthyl dans S1 (−44 %). En revanche, le fénamiphos a montré un renforcement du signal dans cinq des six sols, atteignant une valeur maximale de ME de +58 % dans S2, tandis que le malathion a montré un renforcement dans quatre sols, avec une valeur maximale de +16 % dans S4.
Les résultats de récupération et de précision obtenus aux trois niveaux de fortification sont résumés dans le Tableau 4. Le niveau de fortification le plus bas correspondait à la limite de quantification (LOQ) cible de la méthode, soit 50 µg/kg. La plupart des combinaisons analyte-sol ont satisfait aux critères de performance du document SANTE/2020/12830 (Rev.2)11, avec des taux de récupération moyens compris entre 70 % et 120 % et des écarts-types relatifs (ETR) ≤ 20 %. Le fénamiphos a présenté des taux de récupération inférieurs à 70 % dans les échantillons S1, S2 et S4. Le pirimiphos-éthyle a montré des taux de récupération inférieurs à 70 % dans les échantillons S1 et S6, tandis que l'éthion a affiché des taux inférieurs à 70 % dans l'échantillon S1. Pour les autres analytes, les taux de récupération se situaient généralement dans la plage acceptable pour tous les sols et tous les niveaux de fortification. Les valeurs d'ETR sont restées en dessous du seuil d'acceptabilité de 20 % dans la majorité des cas, démontrant une précision satisfaisante de la méthode sur la gamme de concentrations évaluée.
Figure 1 : Schéma du protocole analytique pour la détermination des OPP dans les sols agricoles par extraction QuEChERS, purification dSPE optimisée et analyse en GC-MS/MS. Des échantillons composites de sol ont été préparés (homogénéisés, séchés à l’air et tamisés) avant l’extraction QuEChERS à l’aide d’ACN acidifié et d’une partition par saturation salée. Sept combinaisons de sorbants dSPE ont été évaluées gravimétriquement afin d’optimiser la purification, et le mélange retenu (150 mg de MgSO4 + 50 mg de PSA + 50 mg de C18 + 50 mg d’adsorbant à base de silicate de magnésium) a été utilisé pour la validation de la méthode. Les extraits finaux ont été analysés par GC-MS/MS en utilisant des protecteurs d’analytes et un étalon interne d’injection (I-IS). Les performances de la méthode pour 12 OPP ont été évaluées en termes de courbe d’étalonnage appariée à la matrice, d’effets de matrice (MEs), de taux de récupération et de précision à l’aide d’un étalon interne de procédure (P-IS). Abréviations : QuEChERS = Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe ; ACN = acétonitrile ; PSA = amine primaire-secondaire ; C18 = octadécylsilane ; dSPE = extraction en phase solide dispersée ; I-IS = étalon interne d’injection ; GC-MS/MS = chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse en tandem ; MRM = surveillance en mode réaction multiple ; OPP = pesticides organophosphorés ; P-IS = étalon interne de procédure. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Élimination des co-extraits obtenue par sept combinaisons de sorbants en SPE dispersive sur six sols agricoles (S1–S6). L’élimination des co-extraits a été déterminée par gravimétrie après extraction QuEChERS et purification par SPE dispersive. Sept combinaisons de sorbants ont été évaluées : PSA, C18, adsorbant au silicate de magnésium, PSA+C18, PSA+adsorbant, C18+adsorbant et PSA+C18+adsorbant (50 mg chacun, avec 150 mg de MgSO4 anhydre). Les pourcentages d’élimination ont été calculés par rapport aux extraits non traités selon l’équation 1. Les valeurs représentent la moyenne de trois déterminations pour chaque matrice de sol, et les barres d’erreur indiquent l’écart type. S1 : Villavicencio (Meta, Colombie) ; S2 : Sabana Bogotá (Cundinamarca, Colombie) ; S3 : Floresta (Boyacá, Colombie) ; S4 : Guasca (Cundinamarca, Colombie) ; S5 : Santa Rosa de Viterbo (Boyacá, Colombie) ; S6 : La Laguna (Canaries, Espagne). Des lettres minuscules différentes au-dessus de chaque combinaison de sorbants indiquent des différences statistiquement significatives entre les moyennes des traitements selon une ANOVA sous un plan en blocs aléatoires complets suivie du test HSD de Tukey (p < 0,05). Les comparaisons statistiques ont été effectuées à l’aide des moyennes des traitements sur les six matrices de sol. Abréviations : PSA = amine primaire-secondaire ; C18 = octadécylsilane. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Carte thermique des effets de matrice (ME %) pour 12 OPP dans six matrices de sol (S1–S6). Le ME a été calculé comme la différence relative entre les pentes d'étalonnage en matrice et en solvant, selon l'équation 2. Les valeurs positives indiquent une amplification du signal (rouge), tandis que les valeurs négatives indiquent une atténuation du signal (bleu). Abréviations : OPP = pesticides organophosphorés ; IS = étalon interne ; MO = matière organique. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
| Analyte | tR (min) | Quantificateur (m/z) | CE (V) | Qualificatif 1 (m/z) | CE (V) | Qualificatif 2 (m/z) | CE (V) | ||
| Chlorpyrifos-méthyl | 11,720 | 288 286 | 5 | 28693 | 25 | 286125 | 25 | ||
| Parathion-méthyl | 11,868 | 263109 | 15 | 10979 | 10 | 263125 | 10 | ||
| Tolclofos-méthyl | 11,915 | 265250 | 15 | 267265 | 5 | 265125 | 5 | ||
| Pirimiphos-méthyl | 12,431 | 290233 | 10 | 305290 | 10 | 290276 | 10 | ||
| Féniéthion | 12,526 | 277260 | 5 | 277109 | 20 | 125109 | 15 | ||
| Malathion | 12,727 | 12799 | 5 | 173127 | 5 | 12593 | 5 | ||
| Chlorpyrifos | 12,976 | 314258 | 15 | 199171 | 15 | 19797 | 15 | ||
| Fenthion | 13,083 | 278109 | 20 | 278169 | 20 | 278245 | 10 | ||
| Pirimiphos-éthyl | 13,571 | 333168 | 25 | 333318 | 10 | 318180 | 10 | ||
| Méthidathion | 14,856 | 14585 | 10 | 14558 | 15 | 14593 | 10 | ||
| Fénamiphos | 15,519 | 303288 | 10 | 303154 | 20 | 303217 | 10 | ||
| Éthion | 16,148 | 153125 | 10 | 153125 | 5 | 231153 | 5 | ||
| Chlorpyrifos-méthyl-d10 (P-IS) | 12,862 | 324260 | 25 | 324195 | 25 | 324292 | 10 | ||
| Phosphate de triphényle (I-IS) | 18,187 | 326325 | 5 | 326169 | 25 | 326215 | 25 | ||
Tableau 1 : Temps de rétention, transitions quantificatrices, transitions qualificatrices et énergies de collision en analyse GC-MS/MS pour les 12 OPP ciblés, le chlorpyrifos-méthyl-d10 (ÉIP), et le phosphate de triphényle (ÉII). Abréviations : GC-MS/MS = chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse en tandem ; OPP = pesticides organophosphorés ; ÉIP = étalon interne de procédure ; ÉII = étalon interne d'injection ; tR = temps de rétention ; CE (V) = énergie de collision (volts) ; m/z = rapport masse/charge. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
| Sol | Origine | pH sol:H2O (1:2) | Matière organique (%) | Argile (%) | Classe texturale |
| S1 | Villavicencio (Meta, Colombie) | 5.51 | 0.18 | 48.5 | Argile |
| S2 | Sabana Bogotá (Cundinamarca, Colombie) | 4.67 | 1.04 | 37.4 | Loam argileux |
| S3 | Floresta (Boyacá, Colombie) | 5.53 | 1.71 | 28.2 | Loam argileux |
| S4 | Guasca (Cundinamarca, Colombie) | 4.89 | 6.46 | 22.9 | Loam sablo-argileux |
| S5 | Santa Rosa de Viterbo (Boyacá, Colombie) | 4.76 | 2.74 | 27.5 | Loam sablo-argileux |
| S6 | La Laguna (Canaries, Espagne) | 7.31 | 1.27 | 39.6 | Loam argileux |
Tableau 2 : Origine et propriétés physico-chimiques des six sols agricoles (S1–S6) utilisés pour l'évaluation de la méthode. Les données comprennent le pH (sol:H2O, 1:2), la teneur en matière organique (méthode de Walkley-Black), la fraction argileuse (méthode de Bouyoucos) et la classe texturale. Ces sols variés ont été sélectionnés afin de couvrir un large éventail de conditions physico-chimiques pour l'évaluation de la méthode. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
| Analyte | Échantillon | Plage (µg/kg) | b ± sb·t(0,05;7) | a ± sa·t(0,05;7) | sy/x | R² | ME (%) | ||
| Chlorpyrifos-méthyl | Sol 1 | 5–600 | 1,50·10⁻² ± 1,75·10⁻⁴ | 2,39·10⁻² ± 5,02·10⁻² | 3,61·10⁻² | 0.9999 | -22 | ||
| Sol 2 | 5–600 | 1,68·10⁻² ± 3,21·10⁻⁴ | 8,31·10⁻³ ± 9,20·10⁻² | 6,62·10⁻² | 0.9997 | -13 | |||
| Sol 3 | 5–600 | 1,83·10⁻² ± 5,62·10⁻⁴ | −6,60·10⁻² ± 1,61·10⁻¹ | 1,26·10⁻¹ | 0.9991 | -5 | |||
| Sol 4 | 5–600 | 1,72·10⁻² ± 1,59·10⁻⁴ | −2,40·10⁻² ± 4,56·10⁻² | 3,54·10⁻² | 0.9999 | -11 | |||
| Sol 5 | 5–600 | 1,66·10⁻² ± 9,51·10⁻⁴ | −6,65·10⁻² ± 2,71·10⁻¹ | 2,09·10⁻¹ | 0.9975 | -14 | |||
| Sol 6 | 5–600 | 1,62·10⁻² ± 2,28·10⁻⁴ | 1,15·10⁻² ± 6,52·10⁻² | 4,99·10⁻² | 0.9998 | -16 | |||
| Solvant | 5–600 | 1,93·10⁻² ± 1,19·10⁻³ | −1,23·10⁻¹ ± 3,41·10⁻¹ | 2,46·10⁻¹ | 0.9971 | — | |||
| Parathion-méthyl | Sol 1 | 5–600 | 3,80·10⁻³ ± 1,42·10⁻⁴ | −3,10·10⁻² ± 4,05·10⁻² | 2,92·10⁻² | 0.9989 | -44 | ||
| Sol 2 | 5–600 | 5,16·10⁻³ ± 1,70·10⁻⁴ | −3,24·10⁻² ± 4,86·10⁻² | 3,50·10⁻² | 0.9992 | -24 | |||
| Sol 3 | 5–600 | 5,27·10⁻³ ± 1,76·10⁻⁴ | −1,93·10⁻² ± 5,02·10⁻² | 3,93·10⁻² | 0.9990 | -22 | |||
| Sol 4 | 5–600 | 5,77·10⁻³ ± 1,00·10⁻⁴ | −3,06·10⁻² ± 2,87·10⁻² | 2,23·10⁻² | 0.9997 | -15 | |||
| Sol 5 | 5–600 | 5,80·10⁻³ ± 3,16·10⁻⁴ | −5,68·10⁻² ± 9,00·10⁻² | 6,96·10⁻² | 0.9978 | -15 | |||
| Sol 6 | 5–600 | 5,45·10⁻³ ± 1,46·10⁻⁴ | −2,40·10⁻² ± 4,18·10⁻² | 3,20·10⁻² | 0.9994 | -20 | |||
| Solvant | 5–600 | 6,80·10⁻³ ± 4,74·10⁻⁴ | −7,73·10⁻² ± 1,36·10⁻¹ | 9,76·10⁻² | 0.9963 | — | |||
| Tolclofos-méthyl | Sol 1 | 5–600 | 1,78·10⁻² ± 2,78·10⁻⁴ | −4,35·10⁻⁴ ± 7,94·10⁻² | 5,72·10⁻² | 0.9998 | -17 | ||
| Sol 2 | 5–600 | 1,90·10⁻² ± 2,25·10⁻⁴ | 1,40·10⁻² ± 6,44·10⁻² | 4,64·10⁻² | 0.9999 | -12 | |||
| Sol 3 | 5–600 | 2,10·10⁻² ± 2,15·10⁻⁴ | −4,10·10⁻³ ± 6,15·10⁻² | 4,81·10⁻² | 0.9999 | -3 | |||
| Sol 4 | 5–600 | 1,97·10⁻² ± 3,08·10⁻⁴ | 3,68·10⁻² ± 8,82·10⁻² | 6,85·10⁻² | 0.9998 | -9 | |||
| Sol 5 | 5–600 | 1,97·10⁻² ± 1,01·10⁻³ | −1,08·10⁻¹ ± 2,88·10⁻¹ | 2,23·10⁻¹ | 0.9980 | -9 | |||
| Sol 6 | 5–600 | 1,95·10⁻² ± 1,68·10⁻⁴ | 7,35·10⁻³ ± 4,80·10⁻² | 3,67·10⁻² | 0.9999 | -10 | |||
| Solvant | 5–600 | 2,16·10⁻² ± 9,90·10⁻⁴ | −9,16·10⁻² ± 2,83·10⁻¹ | 2,04·10⁻¹ | 0.9984 | — | |||
| Pirimiphos-méthyl | Sol 1 | 5–600 | 6,48·10⁻³ ± 1,09·10⁻⁴ | −3,28·10⁻² ± 3,11·10⁻² | 2,24·10⁻² | 0.9998 | -19 | ||
| Sol 2 | 5–600 | 7,41·10⁻³ ± 6,28·10⁻⁵ | −2,13·10⁻² ± 1,80·10⁻² | 1,30·10⁻² | 0.9999 | -7 | |||
| Sol 3 | 5–600 | 8,00·10⁻³ ± 1,29·10⁻⁴ | −1,76·10⁻² ± 3,68·10⁻² | 2,88·10⁻² | 0.9998 | 1 | |||
| Sol 4 | 5–600 | 7,80·10⁻³ ± 1,52·10⁻⁴ | −5,27·10⁻³ ± 4,36·10⁻² | 3,38·10⁻² | 0.9997 | -2 | |||
| Sol 5 | 5–600 | 7,33·10⁻³ ± 3,71·10⁻⁴ | −6,17·10⁻² ± 1,06·10⁻¹ | 8,16·10⁻² | 0.9981 | -8 | |||
| Sol 6 | 5–600 | 7,42·10⁻³ ± 8,58·10⁻⁵ | −2,18·10⁻² ± 2,46·10⁻² | 1,88·10⁻² | 0.9999 | -7 | |||
| Solvant | 5–600 | 7,96·10⁻³ ± 4,79·10⁻⁴ | −6,77·10⁻² ± 1,37·10⁻¹ | 9,88·10⁻² | 0.9972 | — | |||
| Fenitrothion | Sol 1 | 5–600 | 4,65·10⁻³ ± 2,84·10⁻⁴ | −4,91·10⁻² ± 8,12·10⁻² | 5,85·10⁻² | 0.9971 | -40 | ||
| Sol 2 | 5–600 | 6,34·10⁻³ ± 2,12·10⁻⁴ | −5,64·10⁻² ± 6,06·10⁻² | 4,36·10⁻² | 0.9991 | -18 | |||
| Sol 3 | 5–600 | 6,43·10⁻³ ± 2,20·10⁻⁴ | −2,81·10⁻² ± 6,31·10⁻² | 4,94·10⁻² | 0.9989 | -17 | |||
| Sol 4 | 5–600 | 7,41·10⁻³ ± 1,83·10⁻⁴ | −5,38·10⁻² ± 5,23·10⁻² | 4,07·10⁻² | 0.9995 | -4 | |||
| Sol 5 | 5–600 | 6,84·10⁻³ ± 4,22·10⁻⁴ | −8,07·10⁻² ± 1,20·10⁻¹ | 9,28·10⁻² | 0.9971 | -11 | |||
| Sol 6 | 5–600 | 6,50·10⁻³ ± 1,48·10⁻⁴ | −5,02·10⁻² ± 4,24·10⁻² | 3,25·10⁻² | 0.9995 | -16 | |||
| Solvant | 5–600 | 7,71·10⁻³ ± 7,02·10⁻⁴ | −1,06·10⁻¹ ± 2,01·10⁻¹ | 1,45·10⁻¹ | 0.9937 | — | |||
| Malathion | Sol 1 | 5–600 | 1,20·10⁻² ± 4,06·10⁻⁴ | −4,45·10⁻² ± 1,16·10⁻¹ | 8,37·10⁻² | 0.9991 | -24 | ||
| Sol 2 | 5–600 | 1,78·10⁻² ± 2,03·10⁻⁴ | −4,55·10⁻² ± 5,81·10⁻² | 4,19·10⁻² | 0.9999 | 12 | |||
| Sol 3 | 5–600 | 1,67·10⁻² ± 1,44·10⁻³ | 1,00·10⁻¹ ± 4,11·10⁻¹ | 3,21·10⁻¹ | 0.9933 | 5 | |||
| Sol 4 | 5–600 | 1,83·10⁻² ± 1,44·10⁻⁴ | −2,48·10⁻² ± 4,12·10⁻² | 3,20·10⁻² | 0.9999 | 16 | |||
| Sol 5 | 5–600 | 1,58·10⁻² ± 8,21·10⁻⁴ | −9,07·10⁻² ± 2,33·10⁻¹ | 1,81·10⁻¹ | 0.9980 | 0 | |||
| Sol 6 | 5–600 | 1,69·10⁻² ± 2,54·10⁻⁴ | −2,97·10⁻² ± 7,28·10⁻² | 5,57·10⁻² | 0.9998 | 7 | |||
| Solvant | 5–600 | 1,58·10⁻² ± 7,45·10⁻⁴ | −8,76·10⁻² ± 2,13·10⁻¹ | 1,53·10⁻¹ | 0.9983 | — | |||
| Chlorpyrifos | Sol 1 | 5–600 | 1,03·10⁻² ± 1,59·10⁻⁴ | −1,62·10⁻² ± 4,54·10⁻² | 3,27·10⁻² | 0.9998 | -21 | ||
| Sol 2 | 5–600 | 1,15·10⁻² ± 1,96·10⁻⁴ | 4,71·10⁻¹ ± 5,62·10⁻² | 4,04·10⁻² | 0.9998 | -12 | |||
| Sol 3 | 5–600 | 1,26·10⁻² ± 9,94·10⁻⁵ | −1,12·10⁻² ± 2,84·10⁻² | 2,23·10⁻² | 0.9999 | -3 | |||
| Sol 4 | 5–600 | 1,24·10⁻² ± 1,76·10⁻⁴ | −1,44·10⁻⁴ ± 5,04·10⁻² | 3,92·10⁻² | 0.9998 | -5 | |||
| Sol 5 | 5–600 | 1,16·10⁻² ± 6,33·10⁻⁴ | −8,42·10⁻² ± 1,80·10⁻¹ | 1,39·10⁻¹ | 0.9977 | -11 | |||
| Sol 6 | 5–600 | 1,14·10⁻² ± 2,29·10⁻⁴ | 7,10·10⁻⁴ ± 6,57·10⁻² | 5,02·10⁻² | 0.9996 | -12 | |||
| Solvant | 5–600 | 1,30·10⁻² ± 5,48·10⁻⁴ | −7,41·10⁻² ± 1,57·10⁻¹ | 1,13·10⁻¹ | 0.9986 | — | |||
| Fenthion | Sol 1 | 5–600 | 1,71·10⁻² ± 3,38·10⁻⁴ | −3,26·10⁻² ± 9,68·10⁻² | 6,97·10⁻² | 0.9997 | -16 | ||
| Sol 2 | 5–600 | 1,88·10⁻² ± 1,89·10⁻⁴ | −2,84·10⁻² ± 5,40·10⁻² | 3,89·10⁻² | 0.9999 | -8 | |||
| Sol 3 | 5–600 | 2,01·10⁻² ± 4,45·10⁻⁴ | −1,38·10⁻² ± 1,27·10⁻¹ | 9,95·10⁻² | 0.9996 | -2 | |||
| Sol 4 | 5–600 | 1,96·10⁻² ± 2,89·10⁻⁴ | −8,63·10⁻⁴ ± 8,27·10⁻² | 6,42·10⁻² | 0.9998 | -4 | |||
| Sol 5 | 5–600 | 1,89·10⁻² ± 9,10·10⁻⁴ | −1,33·10⁻¹ ± 2,59·10⁻¹ | 2,00·10⁻¹ | 0.9983 | -7 | |||
| Sol 6 | 5–600 | 1,84·10⁻² ± 1,16·10⁻⁴ | −4,97·10⁻² ± 3,31·10⁻² | 2,54·10⁻² | 0.9999 | -10 | |||
| Solvant | 5–600 | 2,05·10⁻² ± 9,70·10⁻⁴ | −1,27·10⁻¹ ± 2,78·10⁻¹ | 2,00·10⁻¹ | 0.9983 | — | |||
| Pirimiphos-éthyle | Sol 1 | 5–600 | 3,30·10⁻³ ± 6,51·10⁻⁵ | −2,54·10⁻² ± 1,86·10⁻² | 1,34·10⁻² | 0.9997 | -3 | ||
| Sol 2 | 5–600 | 3,30·10⁻³ ± 3,66·10⁻⁵ | −5,05·10⁻³ ± 1,05·10⁻² | 7,55·10⁻³ | 0.9999 | -3 | |||
| Sol 3 | 5–600 | 2,80·10⁻³ ± 1,78·10⁻⁴ | 1,98·10⁻³ ± 5,10·10⁻² | 3,99·10⁻² | 0.9963 | -17 | |||
| Sol 4 | 5–600 | 2,64·10⁻³ ± 5,18·10⁻⁵ | 2,01·10⁻³ ± 1,48·10⁻² | 1,15·10⁻² | 0.9997 | -22 | |||
| Sol 5 | 5–600 | 1,36·10⁻³ ± 6,77·10⁻⁵ | 4,60·10⁻⁴ ± 1,93·10⁻² | 1,49·10⁻² | 0.9981 | -60 | |||
| Sol 6 | 5–600 | 2,92·10⁻³ ± 1,23·10⁻⁴ | −9,09·10⁻³ ± 3,51·10⁻² | 2,69·10⁻² | 0.9985 | -14 | |||
| Solvant | 5–600 | 3,39·10⁻³ ± 1,46·10⁻⁴ | −2,62·10⁻² ± 4,18·10⁻² | 3,01·10⁻² | 0.9986 | — | |||
| Méthidathion | Sol 1 | 5–600 | 2,12·10⁻² ± 7,46·10⁻⁴ | −9,50·10⁻² ± 2,13·10⁻¹ | 1,54·10⁻¹ | 0.9990 | -34 | ||
| Sol 2 | 5–600 | 2,59·10⁻² ± 5,46·10⁻⁴ | −1,20·10⁻¹ ± 1,56·10⁻¹ | 1,12·10⁻¹ | 0.9997 | -19 | |||
| Sol 3 | 5–600 | 2,33·10⁻² ± 1,54·10⁻³ | 6,34·10⁻² ± 4,41·10⁻¹ | 3,45·10⁻¹ | 0.9961 | -27 | |||
| Sol 4 | 5–600 | 2,51·10⁻² ± 3,38·10⁻⁴ | −5,47·10⁻² ± 9,66·10⁻² | 7,51·10⁻² | 0.9998 | -22 | |||
| Sol 5 | 5–600 | 2,59·10⁻² ± 1,32·10⁻³ | −2,06·10⁻¹ ± 3,75·10⁻¹ | 2,90·10⁻¹ | 0.9980 | -19 | |||
| Sol 6 | 5–600 | 2,27·10⁻² ± 3,71·10⁻⁴ | −6,62·10⁻² ± 1,06·10⁻¹ | 8,13·10⁻² | 0.9998 | -29 | |||
| Solvant | 5–600 | 3,21·10⁻² ± 1,75·10⁻³ | −2,83·10⁻¹ ± 5,00·10⁻¹ | 3,60·10⁻¹ | 0.9977 | — | |||
| Fenamiphos | Sol 1 | 5–600 | 2,36·10⁻³ ± 2,87·10⁻⁴ | −4,42·10⁻² ± 8,20·10⁻² | 5,91·10⁻² | 0.9888 | 8 | ||
| Sol 2 | 5–600 | 3,47·10⁻³ ± 1,21·10⁻⁴ | −2,82·10⁻² ± 3,46·10⁻² | 2,49·10⁻² | 0.9991 | 58 | |||
| Sol 3 | 5–600 | 1,89·10⁻³ ± 4,02·10⁻⁴ | 9,58·10⁻³ ± 1,15·10⁻¹ | 8,99·10⁻² | 0.9606 | -14 | |||
| Sol 4 | 5–600 | 2,63·10⁻³ ± 7,66·10⁻⁵ | −2,51·10⁻² ± 2,19·10⁻² | 1,70·10⁻² | 0.9992 | 20 | |||
| Sol 5 | 5–600 | 2,95·10⁻³ ± 1,91·10⁻⁴ | −3,58·10⁻² ± 5,43·10⁻² | 4,20·10⁻² | 0.9969 | 35 | |||
| Sol 6 | 5–600 | 3,09·10⁻³ ± 5,98·10⁻⁵ | −2,12·10⁻² ± 1,71·10⁻² | 1,31·10⁻² | 0.9997 | 41 | |||
| Solvant | 5–600 | 2,19·10⁻³ ± 2,87·10⁻⁴ | −4,33·10⁻² ± 8,20·10⁻² | 5,91·10⁻² | 0.9871 | — | |||
| Éthion | Sol 1 | 5–600 | 5,02·10⁻³ ± 1,00·10⁻⁴ | −1,16·10⁻² ± 2,87·10⁻² | 2,07·10⁻² | 0.9997 | -3 | ||
| Sol 2 | 5–600 | 5,07·10⁻³ ± 2,15·10⁻⁴ | −1,06·10⁻² ± 6,16·10⁻² | 4,43·10⁻² | 0.9986 | -2 | |||
| Sol 3 | 5–600 | 4,58·10⁻³ ± 2,21·10⁻⁴ | 9,11·10⁻⁴ ± 6,32·10⁻² | 4,95·10⁻² | 0.9979 | -12 | |||
| Sol 4 | 5–600 | 5,07·10⁻³ ± 7,18·10⁻⁵ | −1,21·10⁻² ± 2,05·10⁻² | 1,60·10⁻² | 0.9998 | -2 | |||
| Sol 5 | 5–600 | 5,00·10⁻³ ± 2,32·10⁻⁴ | −2,72·10⁻² ± 6,61·10⁻² | 5,11·10⁻² | 0.9984 | -3 | |||
| Sol 6 | 5–600 | 4,73·10⁻³ ± 8,29·10⁻⁵ | −6,89·10⁻³ ± 2,37·10⁻² | 1,81·10⁻² | 0.9997 | -9 | |||
| Solvant | 5–600 | 5,18·10⁻³ ± 2,24·10⁻⁴ | −2,80·10⁻² ± 6,40·10⁻² | 4,61·10⁻² | 0.9986 | — | |||
Tableau 3 : Paramètres d'étalonnage appariés à la matrice et effets de matrice (ME) pour les 12 OPP ciblés dans six sols agricoles. Abréviations : OPP = pesticides organophosphorés ; b = pente ; sb = écart-type de la pente ; a = ordonnée à l'origine ; sa = écart-type de l'ordonnée à l'origine ; R2 = coefficient de détermination ; sy/x = écart-type de l'estimation ; ME = effet de matrice. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
| Analyte | S1 | S2 | S3 | S4 | S5 | S6 | |||||||||||||
| 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | ||
| Chlorpyrifos-méthyle | 106 (4) | 102 (2) | 103 (1) | 110 (17) | 99 (2) | 101 (2) | 105 (5) | 104 (2) | 110 (10) | 105 (4) | 98 (3) | 100 (4) | 107 (4) | 107 (3) | 100 (4) | 114 (4) | 102 (3) | 114 (4) | |
| Parathion-méthyle | 96 (3) | 96 (0) | 99 (1) | 97 (17) | 92 (3) | 97 (2) | 116 (4) | 104 (6) | 121 (5) | 103 (6) | 87 (4) | 95 (6) | 117 (6) | 110 (4) | 107 (6) | 107 (6) | 100 (4) | 108 (6) | |
| Tolclofos-méthyle | 113 (3) | 107 (2) | 104 (1) | 110 (15) | 100 (2) | 105 (3) | 101 (6) | 97 (2) | 104 (10) | 100 (7) | 98 (3) | 102 (2) | 106 (7) | 104 (3) | 101 (2) | 110 (7) | 103 (3) | 108 (2) | |
| Pirimiphos-méthyle | 78 (12) | 79 (3) | 89 (2) | 106 (22) | 95 (1) | 99 (3) | 102 (7) | 97 (3) | 104 (9) | 101 (5) | 97 (2) | 100 (3) | 104 (5) | 101 (2) | 98 (3) | 113 (5) | 102 (2) | 104 (3) | |
| Féniéthion | 91 (4) | 90 (2) | 98 (2) | 104 (25) | 90 (3) | 95 (2) | 116 (5) | 105 (4) | 118 (5) | 101 (6) | 90 (3) | 96 (7) | 111 (6) | 107 (3) | 103 (7) | 118 (6) | 101 (3) | 103 (7) | |
| Malathion | 89 (3) | 81 (1) | 87 (4) | 108 (18) | 90 (2) | 92 (2) | 118 (7) | 110 (4) | 119 (5) | 106 (5) | 96 (4) | 97 (5) | 122 (5) | 110 (4) | 102 (5) | 122 (5) | 102 (4) | 103 (5) | |
| Chlorpyrifos | 97 (4) | 96 (2) | 97 (1) | 160 (13) | 117 (5) | 112 (4) | 97 (6) | 95 (3) | 103 (10) | 102 (6) | 95 (2) | 98 (4) | 105 (6) | 98 (2) | 96 (4) | 108 (6) | 97 (2) | 103 (4) | |
| Fenthion | 101 (2) | 99 (1) | 98 (2) | 99 (3) | 98 (2) | 103 (2) | 100 (7) | 101 (3) | 106 (8) | 102 (6) | 94 (2) | 97 (4) | 104 (6) | 100 (2) | 100 (4) | 110 (6) | 100 (2) | 104 (4) | |
| Pirimiphos-éthyle | 63 (14) | 66 (5) | 85 (2) | 100 (21) | 93 (3) | 101 (3) | 70 (12) | 78 (3) | 93 (8) | 105 (9) | 104 (8) | 108 (7) | 113 (9) | 103 (8) | 103 (7) | 55 (9) | 33 (8) | 34 (7) | |
| Méthidathion | 92 (3) | 80 (16) | 91 (3) | 103 (16) | 87 (2) | 90 (2) | 125 (8) | 113 (5) | 125 (5) | 90 (12) | 85 (5) | 92 (8) | 97 (12) | 97 (5) | 97 (8) | 113 (12) | 100 (5) | 104 (8) | |
| Fénamiphos | 5 (38) | 1 (38) | 3 (52) | 58 (18) | 58 (8) | 56 (6) | 140 (16) | 117 (3) | 126 (2) | 65 (15) | 50 (19) | 40 (20) | 82 (15) | 62 (19) | 69 (20) | 88 (15) | 70 (19) | 70 (20) | |
| Éthion | 59 (15) | 42 (11) | 59 (15) | 83 (12) | 82 (3) | 87 (3) | 93 (11) | 97 (4) | 103 (7) | 80 (10) | 78 (6) | 81 (4) | 83 (10) | 77 (6) | 87 (4) | 96 (10) | 87 (6) | 89 (4) | |
Tableau 4 : Rendements moyens (%) et RSD (%) (entre parenthèses) pour les 12 OPP ciblés dans six sols agricoles (S1–S6) à trois niveaux de fortification. Les essais de rendement ont été réalisés à 50, 200 et 400 µg/kg (n = 5 par niveau) avec le chlorpyrifos-méthyl-d10 comme étalon interne de procédure (P-IS). Les solutions de fortification en pesticides et celle du P-IS ont été ajoutées avant l'extraction. Selon les critères de performance de SANTE/2020/12830 (Rev.2), les rendements acceptables variaient entre 70 et 120 % avec des RSD ≤20 %. S1 : Villavicencio (Meta, Colombie) ; S2 : Sabana Bogotá (Cundinamarca, Colombie) ; S3 : Floresta (Boyacá, Colombie) ; S4 : Guasca (Cundinamarca, Colombie) ; S5 : Santa Rosa de Viterbo (Boyacá, Colombie) ; S6 : La Laguna (Canaries, Espagne). Abréviations : RSD = écart-type relatif ; OPP = pesticides organophosphorés ; P-IS = étalon interne de procédure. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
Discussion
La détermination des résidus de pesticides dans les sols reste un défi analytique en raison de la grande variabilité des propriétés physico-chimiques des sols et des différences qui en résultent dans la composition des co-extraits4,5,6,14,17,18,19,20,21. Bien que les méthodes fondées sur QuEChERS aient été largement appliquées aux matrices alimentaires et végétales, peu d'études ont systématiquement optimisé l'étape de purification par dSPE pour des sols agricoles présentant des propriétés variées4. Dans la présente étude, sept combinaisons de sorbants pour la dSPE ont été évaluées à l'aide de six sols agricoles choisis pour représenter une gamme distincte de conditions édaphiques. Les résultats ont montré que la composition de l'étape de purification influençait fortement l'élimination des composants matriciels co-extraits. Bien que l'élimination des co-extraits ait été utilisée comme critère indépendant de l'analyte pour sélectionner la configuration de dSPE la plus efficace, les performances analytiques de la procédure de purification optimisée ont ensuite été évaluées par l'analyse des effets de matrice (ME) et par la validation de la méthode. En identifiant une configuration de dSPE optimisée et en l'intégrant avec des protecteurs d'analytes, un étalon interne marqué au deutérium (P-IS), une étalonnage par matrice appariée, et en validant selon les recommandations du document SANTE/2020/12830 (Rev.2), ce protocole fournit un flux analytique complet, pratique et fiable pour la détermination simultanée des OPP dans des sols agricoles aux propriétés contrastées. Plutôt que de représenter une optimisation pour une seule matrice de sol, ce protocole a été conçu pour offrir une méthodologie robuste et facilement transférable, adaptée aux laboratoires environnementaux de routine.
Les performances supérieures de la combinaison PSA+C18+adsorbant peuvent être attribuées aux mécanismes de rétention complémentaires offerts par les trois sorbants. Le PSA contribue principalement à l'élimination des co-extractibles polaires acides par des interactions d'échange d'anions faibles, tandis que la C18 retient les composés non polaires par partage hydrophobe12,13. Le Florisil, un sorbant constitué de silicate de magnésium, assure une rétention supplémentaire des constituants matriciels polaires et modérément polaires par des interactions de liaison hydrogène, dipôle-dipôle et acide-base de Lewis15,16. Les résultats confirment ce comportement complémentaire. L'adsorbant seul a permis une élimination moyenne des co-extractibles supérieure à celle obtenue avec le PSA ou la C18 pris individuellement. De plus, l'ajout de l'adsorbant au PSA ou à la C18 seul n'a entraîné que des variations marginales de l'efficacité moyenne de purification, tandis que son incorporation à la combinaison PSA+C18 a conduit à l'élimination globale la plus élevée des co-extractibles parmi les sept configurations de dSPE évaluées. Ce profil est plus cohérent avec une contribution de l'adsorbant en tant que mécanisme de rétention complémentaire des constituants matriciels non efficacement éliminés par le PSA ou la C18, plutôt qu'en tant que masse sorbante supplémentaire. Une telle complémentarité est particulièrement pertinente pour les sols agricoles, où les variations de teneur en matière organique, de composition minérale et de texture entraînent des profils de co-extractibles très hétérogènes.
Étant donné que l'objectif de cette étude était d'établir un protocole de purification unique applicable aux sols agricoles présentant différentes caractéristiques physico-chimiques, le choix final du sorbant a pris en compte à la fois la comparaison statistique entre les configurations de purification évaluées et la justification analytique fournie par les mécanismes de rétention complémentaires des trois sorbants. La combinaison MgSO4+PSA+C18+Adsorbent a permis la plus forte réduction moyenne globale des co-extraits, tout en offrant la couverture physico-chimique la plus étendue des co-extraits matriciels parmi les configurations dSPE évaluées. En conséquence, cette combinaison a été retenue pour la validation ultérieure de la méthode.
Les effets de matrice (ME) restent l'une des principales sources d'incertitude dans la détermination par GC-MS/MS des résidus de pesticides, en particulier dans des matrices hétérogènes telles que les sols4,5. Bien que la suppression du signal ait été le phénomène prédominant observé dans cette étude, la plupart des analytes ont présenté des valeurs moyennes d'effet de matrice comprises dans la plage généralement considérée comme faible à modérée (−20 % à +20 % et −20 % à −50 %, respectivement)14,28. Ce résultat est compatible avec une réduction efficace de la charge de co-extraits atteignant le système chromatographique. Néanmoins, une variabilité dépendante de l'analyte a tout de même été observée. Par exemple, le méthidathion, le parathion-méthyl et le pirimiphos-éthyle ont montré la suppression de signal moyenne la plus marquée, tandis que le fénamiphos a présenté une amplification du signal. Les effets de matrice en GC-MS/MS sont intrinsèquement dépendants des composés et résultent des interactions entre les analytes, les constituants résiduels de la matrice et les sites actifs du système d'injection et du parcours chromatographique. Par conséquent, les composants résiduels de la matrice peuvent soit diminuer, soit augmenter la réponse du détecteur, selon les propriétés physico-chimiques de chaque analyte et sa sensibilité aux interactions de surface. Les réponses contrastées observées parmi les OPP évalués reflètent donc principalement un comportement dépendant de l'analyte, superposé aux différences de composition de la matrice du sol. En complément du nettoyage par dSPE, le protocole analytique a intégré un mélange de protecteurs d'analytes, précédemment décrit comme réduisant les interactions des analytes avec les sites actifs des systèmes de GC et améliorant la performance chromatographique en analyse de résidus de pesticides28,29. La persistance d'effets de matrice spécifiques à chaque analyte malgré ces mesures souligne la complexité des matrices de sol et justifie l'utilisation d'une étalonnage par matrice appariée pour une quantification fiable des OPP dans des sols présentant des compositions matricielles différentes.
Les expériences de récupération ont démontré que la méthode optimisée permet une quantification exacte et précise de la plupart des OPP ciblés dans diverses conditions de sols agricoles. La majorité des combinaisons analyte-sol satisfaisaient aux critères d'acceptation du document SANTE/2020/12830 (Rev.2)11, avec des taux de récupération compris entre 70 % et 120 % et des RSD inférieurs à 20 %. Néanmoins, certaines déviations par rapport à la plage de récupération recommandée ont été observées pour un nombre limité de combinaisons analyte-sol. Les déviations les plus marquées concernaient le fenamiphos, le pirimiphos-éthyl et l’éthion, qui présentaient des taux de récupération faibles dans certaines matrices de sol. Des déviations isolées supplémentaires, principalement caractérisées par des récupérations légèrement supérieures à la limite d’acceptation supérieure à des niveaux de fortification spécifiques, ont été observées pour le chlorpyrifos, le parathion-méthyl, le malathion et le méthidathion. Étant donné que ces déviations n’ont pas été observées de manière constante dans toutes les matrices de sol, le comportement observé est probablement lié à des caractéristiques propres aux composés combinées à des effets de matrice (ME). Un plus grand nombre de déviations a été observé dans le sol S1, qui présentait la teneur en argile la plus élevée (48,5 %) parmi les matrices évaluées, suggérant que les caractéristiques physico-chimiques du sol ont pu contribuer à une efficacité d’extraction réduite pour certains analytes. Les minéraux argileux offrent de nombreux sites d’adsorption pouvant retenir les molécules de pesticides par des interactions de surface, réduisant ainsi leur désorption durant l’extraction. L’importance de ces interactions devrait également dépendre des propriétés physico-chimiques des analytes, notamment de leur affinité pour les surfaces minérales. Toutefois, l’absence d’un schéma similaire dans tous les sols riches en argile indique qu’aucun paramètre unique du sol n’explique entièrement les déviations observées. De plus, comme la même procédure de purification basée sur un adsorbant a fourni des performances satisfaisantes pour la majorité des combinaisons analyte-sol, aucune perte systématique liée à l’étape de purification n’a été observée. Bien que la contribution individuelle de l’adsorbant à la rétention des analytes n’ait pas été évaluée indépendamment lors de l’optimisation du sorbant, les performances satisfaisantes en termes de récupération obtenues avec la procédure optimisée suggèrent que l’inclusion de ce sorbant n’a pas compromis la détermination des analytes. Dans l’ensemble, ces résultats démontrent l’adéquation de la méthode proposée tout en mettant en évidence l’influence des interactions analyte-matrice sur la performance de certains composés.
Bien que la méthode ait montré des performances satisfaisantes sur les six sols agricoles évalués, son applicabilité à des sols aux propriétés extrêmes, tels que les sols salins, les sols tourbeux, les sols à teneur très élevée en matière organique, les sols fortement alcalins ou les matrices enrichies en matériaux carbonés, reste à confirmer. De plus, la présente validation a été réalisée à l’aide de sols agricoles fortifiés, et par conséquent, l’applicabilité de la méthode à des échantillons de terrain naturellement contaminés doit encore être confirmée. En outre, comme la méthode a été développée et validée exclusivement pour les pesticides organophosphorés (OPP), son adéquation à d'autres classes de pesticides ne peut être supposée. Malgré ces limitations, le protocole fournit une approche normalisée pour la détermination des résidus d’OPP dans les sols agricoles et peut être utilisé dans des programmes de surveillance environnementale, des études sur le devenir et le transfert des pesticides, des investigations en évaluation des risques et des activités de surveillance réglementaire. De futures recherches devraient évaluer la transférabilité de la stratégie de purification optimisée à d'autres types de sols et classes de pesticides, ainsi que explorer des améliorations visant à augmenter les rendements d’extraction pour les composés présentant une efficacité réduite dans les matrices riches en argile.
Dans l'ensemble, le protocole proposé combine un nettoyage par dSPE optimisé, une étalonnage apparié à la matrice, une standardisation interne et l'utilisation de protecteurs d'analytes en un protocole unique validé pour la détermination simultanée des OPP dans les sols agricoles. L'évaluation systématique de combinaisons d'adsorbants sur des sols présentant des propriétés physico-chimiques contrastées fournit des orientations pratiques pour sélectionner des conditions de purification capables de minimiser les effets de matrice tout en maintenant une performance analytique satisfaisante. Le protocole offre donc une méthode reproductible qui pourrait soutenir la surveillance environnementale, les études sur le devenir des pesticides et la détermination systématique des résidus dans des sols agricoles aux caractéristiques variées.
Déclarations de divulgation
Lors de la préparation de ce travail, les auteurs ont utilisé la version gratuite de Claude (Anthropic) pour les aider à concevoir la mise en page graphique de Figure 3 et la version gratuite de ChatGPT (GPT-5.5, OpenAI) pour les aider à corriger la grammaire et l'orthographe. Après avoir utilisé ces outils, les auteurs ont soigneusement relu et modifié l'ensemble du contenu selon les besoins. Tous les contenus scientifiques, données, analyses et conclusions ont été produits, vérifiés et approuvés par les auteurs, qui assument l'entière responsabilité de l'exactitude et de l'intégrité de l'article publié.
Remerciements
Les auteurs remercient chaleureusement l'Université EAN et son Bureau de gestion de la recherche et du transfert pour avoir soutenu cette recherche. Les auteurs remercient également les laboratoires de l'Université EAN de leur avoir fourni les équipements analytiques et les ressources techniques nécessaires à la réalisation de ce travail, notamment l'accès à l'instrumentation GC-MS/MS utilisée tout au long de l'étude. Ce travail a été soutenu par la Direction de la gestion de la recherche et du transfert, Universidad EAN, Bogotá D.C., Colombie.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| 3-Éthoxy-1,2-propanediol (éthylglycérol) | Sigma Aldrich | 260428-1G | |
| Acide acétique | Sigma Aldrich | 695092 | |
| Acétonitrile | Merck | 1006652500 | |
| Échantillonneur automatique AOAC 20i/s | Shimadzu | 221-723115-58 | |
| Balance | OHAUS | PA224 | |
| C18 | Sigma Aldrich | 52600-U | |
| Tubes de centrifugation, 2 mL | Eppendorf | 4610-1815 | |
| Tubes de centrifugation, 50 mL | Nest | 602002 | |
| Centrifugeuse Z206A | MERMLE | 6019500118 | |
| Colonne SH-Rxi-5sil MS, 30 m x 0,25 mm, 0,25 µm | Shimadzu | 221-75954-30 | |
| Récipient, avec bouchon, en verre ambré, 1000 mL | Sigma Aldrich | Z674176 | |
| Exsiccateur | Simax | 415262302 | |
| Dispensette 5-50 mL | BRAND | 4600361 | |
| D-Sorbitol | Sigma Aldrich | 240850-5G | |
| Acétate d'éthyle | Merk | 1313181212 | |
| Florisil <200 mesh, poudre fine | Sigma Aldrich | 288705-50G | |
| Acide formique | Merck | 1002641000 | |
| GCMS-TQ8040 | Shimadzu | 211552 | |
| Seringue d'injection | Shimadzu | LC2213461800 | |
| Acide L-gulonique γ-lactone | Sigma Aldrich | 310301-5G | |
| Linner sans séparation | Shimadzu | 221-4887-02 | |
| Sulfate de magnésium (anhydre) | Sigma Aldrich | M7506-2KG | |
| Méthanol | Panreac | 131091.12.12 | |
| Eau ultrapure Milli-Q (type 1) | Millipore | F4H4783518 | |
| Pointes de pipette 10 - 100 µL | Biologix | 200010 | |
| Pointes de pipette 100 - 1000 µL | Brand | 541287 | |
| Pointes de pipette 20 - 200 µL | Brand | 732028 | |
| Pipettes Pasteur | NORMAX | 5426023 | |
| Pipette Transferpette S variable 10 - 100 µL | BRAND | 704774 | |
| Pipette Transferpette S variable 100 - 1000 µL | BRAND | 704780 | |
| Pipette Transferpette S variable 20 - 200 µL | SCILOGEX | 712111099999 | |
| Amine primaire-secondaire (PSA) | Sigma Aldrich | 52738-U | |
| Réfrigérateur/congélateur | Haceb | NEV ALC 404 | |
| Acide shikimique | Sigma Aldrich | S5375-1G | |
| Acétate de sodium | Sigma Aldrich | 241245-1KG | |
| Logiciel GCMSsolution | Shimadzu | 223-18472-92 | |
| Maille en acier inoxydable, 2 mm | Pinzuar | PS33N10 | |
| Tubes à essai, en verre, 10 mL | Sigma Aldrich | BR114508 | |
| Toluène | Merck | 1083252500 | |
| Phosphate de triphényle (I-IS) | Sigma Aldrich | 241288-50G | |
| Flacons avec insert soudé, 0,3 mL | Sigma Aldrich | 29398-U | |
| Flacons, à vis, en verre ambré, 15 mL | Sigma Aldrich | 27088-U | |
| Fiole jaugée, 10 mL | Sigma Aldrich | DWK28017-10 | |
| Vortex | Scilogex | 82120004 | |
| Pesticides | |||
| Chlorpyrifos | Sigma Aldrich | 45395-100MG | 2921-88-2 |
| Chlorpyrifos-méthyle | Sigma Aldrich | 45396-250MG | 5598-13-0 |
| Chlorpyrifos-méthyle-d10 (P-IS) | Sigma Aldrich | 90047-5MG | 285138-81-0 |
| Éthion | Sigma Aldrich | 45477-250MG | 563-12-2 |
| Fénamiphos | Sigma Aldrich | 45483-250MG | 22224-92-6 |
| Fénitrothion | Sigma Aldrich | 45487-250MG | 122-14-5 |
| Fenthion | Sigma Aldrich | 36552-250MG | 55-38-9 |
| Malathion | Sigma Aldrich | 36143-100MG | 121-75-5 |
| Méthidathion | Sigma Aldrich | 36158-100MG | 950-37-8 |
| Parathion-méthyle | Sigma Aldrich | 36187-100MG | 298-00-0 |
| Pirimiphos-éthyle | Sigma Aldrich | 45628-250MG | 23505-41-1 |
| Pirimiphos-méthyle | Sigma Aldrich | 32058-250MG | 29232-93-7 |
| Tolclofos-méthyle | Sigma Aldrich | 31209-250MG | 5701804-9 |
Références
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