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Article de méthode

Une plateforme microfluidique pour étudier les rôles de la compression mécanique dans les interactions entre cellules tumorales et immunitaires au sein d'une matrice extracellulaire 3D

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DOI :

10.3791/72929

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28 août 2026

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1Department of Biomedical Engineering, Cornell University, 2Department of Biological and Environmental Engineering, Cornell University, 3Translational Science and Therapeutics Division, Fred Hutchinson Cancer Center, 4Department of Pathology, Albert Einstein College of Medicine

Dans cet article

Résumé

Nous présentons un protocole utilisant une plateforme microfluidique pour modéliser les interactions tumeur-immunité dans un environnement tridimensionnel (3D). Nos résultats ont révélé que les cellules Natural Killer (NK) conservaient leur activité anti-tumorale sous compression mécanique.

Résumé

Les forces mécaniques influencent fortement la capacité des cellules immunitaires à tuer les cellules tumorales dans le contexte de l'immunothérapie cellulaire. Pour détruire les cellules tumorales, les cellules immunitaires doivent exercer des forces sur la cellule cible et former une synapse immunitaire, par laquelle des molécules cytotoxiques — notamment la granzyme B — sont délivrées. Malgré leur importance, la manière dont les indices mécaniques peuvent être exploités pour renforcer la destruction médiée par le système immunitaire reste mal comprise. Ce manque de connaissances est en partie dû à l'absence d'outils capables d'appliquer un stress mécanique bien contrôlé aux cultures cellulaires dans un environnement physiologiquement réaliste. Ici, nous décrivons un dispositif de compression microfluidique permettant d'appliquer une compression statique ou dynamique à des sphéroïdes tumoraux intégrés dans une matrice extracellulaire (ECM), tout en permettant une imagerie en temps réel des interactions entre tumeur et système immunitaire par microscopie optique.

La plateforme microfluidique est composée de 12 compartiments (6 de contrôle et 6 fonctionnels). Chaque compartiment contient une chambre à cellules positionnée directement sous l'unité de contrôle de pression. Des sphéroïdes inclus dans une matrice extracellulaire sont placés dans la chambre à cellules. À l'aide de cette plateforme, nous avons étudié l'efficacité de destruction des cellules Natural Killer (NK) contre des sphéroïdes tumoraux du sein (MCF-7) soumis à une compression mécanique définie. Les résultats ont montré que les cellules NK restaient les principaux facteurs de mort des sphéroïdes tumoraux, indépendamment de la compression mécanique dans un collagène à 1,5 mg/mL. Par conséquent, cela suggère que les cellules NK peuvent conserver leur activité anti-tumorale sous contrainte compressive. Ces résultats démontrent l'utilité de cette plateforme pour étudier le rôle des forces mécaniques dans les interactions tumeur-immunité. Des études en cours visent à identifier les mécanismes moléculaires permettant aux cellules immunitaires de s'adapter à la contrainte compressive. Les connaissances acquises grâce à ces études pourraient révéler une voie thérapeutique prometteuse.

Introduction

L'immunothérapie anticancéreuse basée sur les cellules est une approche thérapeutique qui utilise des cellules immunitaires pour cibler les cellules cancéreuses1. Cette stratégie a démontré un succès remarquable dans le traitement des cancers sanguins2,3,4. Toutefois, le niveau de succès observé dans les cancers sanguins n'a pas encore été pleinement transposé au traitement des tumeurs solides5,6,7. L'une des principales raisons de cette limitation est le microenvironnement tumoral immunosuppresseur (TME), spécifique aux tumeurs solides.

Le microenvironnement tumoral (TME) est caractérisé par des signaux mécaniques spécifiques capables de réguler le comportement cellulaire. La destruction efficace des cellules tumorales par les cellules immunitaires nécessite qu'elles exercent des forces sur les cellules cibles et établissent une synapse immunitaire par laquelle des molécules cytotoxiques sont délivrées8. Par conséquent, comprendre comment les forces mécaniques influencent la fonction des cellules immunitaires pourrait révéler de nouvelles stratégies thérapeutiques permettant d'améliorer l'efficacité des immunothérapies cellulaires contre les tumeurs solides.

Une caractéristique mécanique fondamentale du microenvironnement tumoral (TME) solide est la contrainte de compression que ce microenvironnement impose à la tumeur en croissance9,10. Jusqu'à présent, la plupart des études sur la compression se sont concentrées sur ses effets sur le comportement des cellules tumorales10,11. Ce n'est que récemment que l'attention s'est tournée vers la compréhension de la manière dont la compression influence les cellules immunitaires présentes dans le TME12. En conséquence, les mécanismes par lesquels la contrainte de compression affecte la migration des cellules Natural Killer (NK), la formation de la synapse immunitaire et l'activité cytotoxique restent mal compris et insuffisamment quantifiés. Ce manque de connaissances constitue une limitation critique dans notre compréhension de la façon dont les signaux mécaniques présents dans le TME peuvent être exploités pour améliorer le ciblage immunitaire des tumeurs solides.

Un obstacle majeur à la résolution de cette question est l'absence de plates-formes expérimentales capables d'appliquer une compression contrôlée et quantifiable dans des microenvironnements tridimensionnels physiologiquement pertinents, tout en permettant une imagerie en temps réel des interactions tumeur-immunité. Les premières approches expérimentales pour étudier les contraintes de compression consistaient à incorporer des sphéroïdes dans des gels d'agarose13. Bien que cette méthode ait efficacement reproduit le confinement physique, elle supprimait les interactions natives entre la matrice extracellulaire (ECM) et les cellules. Dolega et al. ont appliqué une pression osmotique pour induire un stress compressif ; toutefois, les sphéroïdes étaient en suspension dans le milieu de culture et restaient donc dépourvus d'interactions avec la matrice extracellulaire9. Pandey et al. ont utilisé un insert de transwell et des poids pour comprimer des sphéroïdes incorporés dans du collagène, ce qui préservait les interactions matrice-cellule, mais limitait l'imagerie haute résolution nécessaire pour quantifier la motilité des cellules immunitaires et leur activité cytotoxique14. Prises ensemble, ces limitations soulignent le besoin de plates-formes expérimentales permettant l'imagerie en temps réel des réponses morphologiques des cellules à la compression au sein du microenvironnement tumoral (TME).

Ici, nous présentons un protocole pour un dispositif de compression microfluidique15 qui permet d'appliquer de manière contrôlée une contrainte de compression tout en préservant les interactions physiologiquement pertinentes entre la matrice extracellulaire et les cellules, et en permettant une imagerie en temps réel à haute résolution des dynamiques entre cellules immunitaires et tumeur. Le protocole comprend la préparation des composants du dispositif (section 1), l'assemblage du dispositif (section 2) et l'imagerie des interactions entre tumeur et système immunitaire (section 3). Nous illustrons le déroulement du protocole à l’aide d’un test de lyse par cellules Natural Killer (NK) dirigé contre des sphéroïdes tumoraux marqués par la protéine verte fluorescente (GFP). Au-delà de cette application, la plateforme peut être facilement adaptée pour étudier les effets des forces mécaniques sur un large éventail de types cellulaires et d’interactions cellulaires dans des microenvironnements tridimensionnels.

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Protocole

1. Préparation des composants du dispositif

  1. Activation de la surface de la chambre de chargement de l'échantillon
    1. Placer un masque sur la chambre de chargement de l'échantillon (couche 1, L1) de sorte que seuls les puits soient exposés.
    2. Exposer la couche 1 masquée au plasma d'oxygène pendant 15 s en utilisant le réglage de haute puissance (45 W).
    3. Placer la couche 1 dans une boîte de Pétri, puis poursuivre les étapes suivantes dans une cabine de sécurité biologique.
    4. Traiter chaque puits avec 10 µL de 1 % de polyéthylèneimine (PEI) pendant 10 min.
    5. Retirer le PEI des puits par aspiration sous vide à partir des quatre coins de chaque puits afin d'éviter de rayer la surface en verre.
    6. Laver les puits avec 10 µL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS), puis éliminer le lavage par aspiration sous vide sur le côté.
    7. Traiter les puits avec 10 µL de glutaraldéhyde à 0,1 % pendant 30 min, puis éliminer le glutaraldéhyde par aspiration sous vide en partant des coins.
    8. Laver les puits avec du PBS trois fois, en éliminant la solution de lavage des coins après chaque lavage.
    9. Envelopper la boîte de Pétri contenant la couche 1 dans du papier d'aluminium et la laisser toute la nuit dans l'enceinte de sécurité biologique.
  2. Stérilisation du cadre métallique
    1. Immerger le 38 mm × Cadre métallique de 88 mm et les douze vis à tête cylindrique M2,5 dans de l'éthanol à 70 % pendant toute la nuit.
  3. Amorçage de l'unité de contrôle de pression
    1. Exposer l'unité de contrôle de pression au plasma d'oxygène pendant 30 s en utilisant le réglage de haute puissance (45 W).
    2. Plonger l'unité de contrôle de pression, avec les caractéristiques orientées vers le bas, dans de l'eau déionisée (DI) pendant toute une nuit afin de remplir les canaux et les chambres de l'unité de contrôle de pression.
    3. Le lendemain, retirer l'unité de contrôle de pression de l'eau distillée dans laquelle elle était immergée.
    4. Remplir un réservoir microfluidique avec 50 mL d'eau désionisée.
      REMARQUE : Le réservoir microfluidique est constitué d'un tube conique de 50 mL équipé d'un bouchon personnalisé comportant deux raccords pour tubulures : une ligne de tubulure pneumatique et une ligne de tubulure pour l'acheminement du fluide.
    5. Connecter une seringue remplie d'air à la ligne de tubulure pneumatique.
    6. Appuyez lentement sur le piston de la seringue pour pressuriser le réservoir et faire circuler de l'eau désionisée à travers le tube d'acheminement du fluide jusqu'à ce que le tube soit rempli et que l'eau commence à goutter du tube.
    7. Connecter le tube de distribution de fluide pré-rempli et gouttant à travers le collecteur en polycarbonate, puis à l'orifice d'entrée de 1,5 mm situé à l'arrière de l'unité de contrôle de pression.
    8. Laisser sécher à l'air l'unité de contrôle de pression et l'ensemble du collecteur pendant 2 h. Une fois complètement secs, l'unité de contrôle de pression et l'ensemble du collecteur sont prêts pour l'étape suivante.

2. Assemblage du dispositif

  1. Préparation de collagène avec cellules incluses
    1. Retirer et sécher le cadre métallique et les vis de l'éthanol à 70 %.
    2. Dans la cabine de sécurité biologique, placer trois 600 µL microtubes sur de la glace. Étiqueter les tubes comme suit : "N" (neutralisation) "sp" (Microagrégats MCF-7), et "sp+NK" (Sphéroïdes MCF-7 avec cellules NK)
    3. Préparer le mélange de neutralisation en ajoutant 10× le volume requis de milieu 199 (M199) et d'hydroxyde de sodium (NaOH) au "N" tube
    4. Transférer le volume approprié du mélange M199:NaOH vers le "sp" et "sp+NK" tubes pour obtenir un final 1× concentration
    5. Récolter les sphéroïdes tumoraux et centrifuger à 141 × g pendant 3 min afin de permettre aux sphéroïdes de se déposer au fond du tube.
      REMARQUE : Les sphéroïdes tumoraux d'environ 200 µm de diamètre ont été générés à l'aide d'une plateforme de micropuits en agarose décrite précédemment16. Brièvement, 3 × 106 Les cellules MCF-7 ont été semées dans une 36 × 36 micropuits en agarose disposés en réseau composé de puits 200 µm de diamètre et 200 µm en profondeur, puis cultivées pendant 7 jours afin de produire les sphéroïdes tumoraux utilisés dans les expériences.
    6. Retirer soigneusement le surnageant et resuspendre les sphéroïdes dans 200 µL de milieu complet MCF-7/NK 50:50 (Tableau 1 et Tableau 2).
    7. Recueillir les cellules NK dans un tube conique de 50 mL, centrifuger à 141 × g pendant 4 min, puis compter les cellules.
      REMARQUE : La viabilité des cellules NK doit être >85 % le jour de l'expérience.
    8. Resuspendre le culot obtenu dans 200 µL de milieu NK complet.
    9. Ajouter le volume approprié de solution mère de collagène dans chaque tube de microcentrifugation.
    10. Ajouter le volume approprié de suspension cellulaire à chaque tube afin d'obtenir un volume final de 200 µL contenant 1,5 mg/mL de collagène.
      REMARQUE : Le "sp" la suspension contient uniquement des sphéroïdes tumoraux, tandis que le "sp+NK" la suspension contient des sphéroïdes tumoraux et 1,5 × 106 Cellules NK.
    11. Mélanger délicatement par pipetage afin d'assurer une répartition homogène des cellules et du collagène tout en minimisant la formation de bulles.
  2. Assemblage du dispositif et chargement des cellules
    1. Placer la couche 1 à l'intérieur du cadre métallique sec.
    2. Charger 9 µL du mélange de collagène dans chaque puits.
    3. Aligner l'unité de contrôle de pression et l'ensemble de collecteur avec les chambres cellulaires sur la couche 1 à l'aide d'un microscope.
    4. Insérez les vis sèches à travers le collecteur et dans le cadre métallique, en fixant ainsi l'unité de contrôle de pression et la couche 1 entre le collecteur et le cadre métallique.
    5. Placer le dispositif assemblé dans un 37 °C, 5 % CO₂₂ incuber pendant 45 min pour permettre la polymérisation du collagène.
    6. Ajouter 50:50 de milieu de culture cellulaire complet MCF-7/NK par les quatre orifices d'entrée du milieu.

3. Imagerie des interactions tumeur-immunité

  1. Placer le dispositif assemblé à l'intérieur de l'incubateur de plateau monté sur un microscope épifluorescent inversé pour l'imagerie de cellules vivantes.
    NOTE : L'incubateur de plateau maintient une température de 37 °C et une humidité d'environ 50 % pendant toute la durée de l'imagerie.
  2. Placer une boîte d'enveloppe secondaire au-dessus du dispositif assemblé afin de maintenir l'environnement interne à 37 °C, 100 % d'humidité et 5 % de CO₂ pendant toute la période d'imagerie.
  3. Connecter le dispositif au contrôleur de pression à l'aide du tube pneumatique.
  4. Acquérir des images en champ clair et en GFP des sphéroïdes tumoraux avant d'appliquer une compression, afin d'évaluer la déformation des sphéroïdes après compression.
  5. Appliquer une pression constante de 120 mbar pendant toute la durée de l'imagerie.
    NOTE : Le logiciel du contrôleur de pression permet à l'utilisateur de définir le profil et l'intensité de la pression appliquée durant l'expérience. La figure supplémentaire 1 présente un schéma du système de contrôle de pression.
  6. Commencer l'imagerie en laps de temps en acquérant des images en champ clair et en GFP toutes les 10 minutes pendant 18 heures.
    NOTE : Les images ont été acquises au plan Z central de chaque sphéroïde tumoral à l'aide d'un objectif 20× sur un microscope épifluorescent inversé. Les images en champ clair et en fluorescence GFP ont été capturées avec des temps d'exposition respectifs de 200,1 ms et 298,9 ms.

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Résultats

Pour les expériences suivantes, un dispositif microfluidique de compression15 a été utilisé afin de modéliser les interactions tumeur-immunité dans un microenvironnement tridimensionnel physiologiquement pertinent, tout en permettant d'appliquer des compressions statiques et dynamiques à des sphéroïdes tumoraux (Figure 1). Les composants du dispositif (Figure 1A1) ainsi que leur ordre d'assemblage (Fi...

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Discussion

Cette méthode décrit l'utilisation d'un dispositif microfluidique de compression pour étudier les effets du stress compressif sur les interactions tumeur-immunité. Ce système permet d'appliquer une compression mécanique contrôlée à des sphéroïdes tumoraux intégrés dans une matrice de collagène tridimensionnelle. Le substrat en verre qui constitue la base de la chambre à cellules (L1) permet une imagerie en temps réel à haute résolution, ce qui rend la plateforme particulièrement adaptée aux études visant à quantifier la ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail est soutenu par une subvention du National Cancer Institute (subvention R01CA221346), par la bourse Lance R. Collins décernée par le College of Engineering de l'Université Cornell à FM, et par le Fonds du recteur de Cornell pour la résilience de la recherche attribué à FM. Ce travail a été réalisé en partie à la Cornell NanoScale Facility, membre de la National Nanotechnology Coordinated Infrastructure (NNCI), qui est soutenue par la National Science Foundation (subvention NNCI-2025233).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1 N NaOHSigma-Aldrich797247 µL
Milieu M199 10×Sigma-AldrichM0650200 µL
2-mercaptoéthanolThermoFisher313500100
Compresseur d'airElveflowCompresseur Jun-Air modèle 3
Plateau microscope automatisé X-YApplied Scientific InstrumentationMS-2000
Caméra CCDHamamatsu PhotonicsORCA-R2
Sérum de veau fœtal (FBS)GeminiBioS11150
Tuyau de distribution de fluideEleveflowRouleau de rechange en tuyau PTFEDiamètre extérieur de 1/16 po
Source lumineuse à fluorescenceExcelitas Technologies Unité X-Cite série 120 PC
Acide foliqueSigmaF7876
GlutaraldéhydeEM Sciences 160190,10 %
Nettoyeur à plasma HarrickHarrick PlasmaPDC-001-HPRéglage haute puissance (45 W)
Sérum de cheval (HS)ThermoFisher16050-122
Microscope inversé à épifluorescenceOlympusIX81Objectif 20x (NA = 0,25), utilisé avec le logiciel Olympus CellSens
MasqueArtusFeuille d'aluminium de 10 feuillesÉpaisseur de 0,0125 po (0,75 mm)
Ligne cellulaire stable MCF-7/GFP (Purogénine)GenTarget IncSC050-G
Châssis métalliquePersonnalisé Personnalisé 
Réservoir microfluidiqueEleveflowRéservoir microfluidique de 50 mL 
Microscope OlympusCKX41Objectif 4x              (NA = 0,1)
Myo-inositolSigmaI7508
NK-92 MIATCCCRL-2407
Pénicilline/streptomycineGibco 15140122
Solution saline tamponnée au phosphate (PBS) ThermoFisher 10010072
Tuyau pneumatiqueEleveflowTuyau transparent en polyéther PUR, entréeDiamètre extérieur de 4 mm
Polyéthylènimine (PEI)Sigma-AldrichP31431 %
Contrôleur de pressionElveflowOB1 NK4Fonctionne avec le logiciel Elveflow Smart Interface
Collagène de type I de queue de rat Corning35424931,3 µL de collagène stock à 9,6 mg/mL
VisPhillipsTête plate M2,512 vis
Incubateur de plateauPrecision PlasticPersonnalisé
SeringueBecton Dickinson303134Associée à un raccord mâle Luer à verrouillage intégral de 3/32 po OD Barb d'Eleveflow
Milieu α-MEMThermoFisher12561056

Références

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