Une approche modifiée pour l'extraction de la première molaire mandibulaire chez la souris est décrite et comparée à l'approche conventionnelle afin d'évaluer l'efficacité et la reproductibilité de la procédure. L'approche modifiée améliore la cohérence de la procédure et réduit les difficultés techniques dans la mise en place d'un modèle de cicatrisation de l'alvéole dentaire mandibulaire chez la souris.
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Article de méthode
Une approche modifiée de l'extraction dentaire pour améliorer l'efficacité et la cohérence procédurales dans un modèle de cicatrisation d'alvéole dentaire mandibulaire chez la souris
Dans cet article
Résumé
Résumé
Le modèle de cicatrisation du logement alvéolaire (TSHM) est un modèle animal largement utilisé pour étudier les mécanismes moléculaires sous-jacents à la régénération osseuse. Bien que le TSHM mandibulaire chez la souris soit précieux pour l'étude de processus pathologiques spécifiques à la mandibule, la mise en place de ce modèle reste techniquement difficile en raison des caractéristiques anatomiques et biomécaniques de la région des molaires mandibulaires. Ce protocole décrit une approche modifiée pour l'extraction de la première molaire mandibulaire chez la souris et compare ses performances à celles de la technique conventionnelle afin d'améliorer l'efficacité et la reproductibilité de la procédure. Dans des conditions expérimentales contrôlées, l'approche modifiée a réduit significativement le temps moyen d'extraction, passant de 29 à 10 minutes. De plus, le groupe modifié a présenté moins de complications liées à l'extraction, notamment des fractures radiculaires et de l'os alvéolaire, indiquant une meilleure cohérence de la procédure. Une analyse par micro-tomodensitométrie (μCT) a en outre démontré une meilleure préservation de l'architecture du logement alvéolaire au cours des premières phases de cicatrisation. Ces résultats indiquent que l'approche d'extraction modifiée améliore l'efficacité et la reproductibilité de la procédure tout en réduisant les difficultés techniques associées à l'extraction dentaire mandibulaire chez la souris. Ce protocole pourrait faciliter une mise en place plus reproductible des modèles de cicatrisation du logement alvéolaire mandibulaire chez la souris, en particulier pour les chercheurs possédant une expérience limitée en microchirurgie.
Introduction
Le modèle de cicatrisation du logement alvéolaire (TSHM) est un modèle classique pour l'étude de la régénération osseuse1. Ce modèle crée une lésion difficile mais subcritique au sein de l'os alvéolaire, permettant une cicatrisation naturelle favorable sans intervention supplémentaire1. Les souris sont largement utilisées comme organismes modèles en raison de leur fond génétique, de leurs similitudes avec le métabolisme osseux humain, de leurs coûts d'élevage relativement faibles et de leur facilité de maintenance2. Au cours des dernières décennies, les progrès rapides de la technologie d'édition génique ont rendu les souris indispensables à l'investigation des mécanismes moléculaires sous-jacents à la régénération osseuse3. Par conséquent, l'extraction des molaires chez des souris transgéniques a été largement utilisée pour établir le TSHM afin d'étudier les mécanismes régulateurs de la régénération osseuse4,5,6.
La plupart des études antérieures ont établi des modèles murins de TSHM en utilisant la maxillaire4,5,6, car la mandibule est mécaniquement plus rigide et moins souple que la maxillaire7, ce qui augmente la difficulté technique de l'extraction dentaire. De plus, le champ opératoire pour l'extraction des molaires maxillaires est relativement plus accessible, et la maxillaire est plus facile à stabiliser que la mandibule, rendant la procédure moins exigeante sur le plan technique. Malgré ces difficultés, la morphologie courbée et élargie de la racine apicale de la première molaire mandibulaire chez la souris augmente la rétention mécanique dans l'os alvéolaire environnant8,9, ce qui complique davantage l'extraction (Figure 1). Néanmoins, les modèles d'extraction mandibulaire restent indispensables pour étudier des processus pathologiques spécifiques à la mandibule, notamment l'ostéomyélite, la nécrose osseuse médicamenteuse de la mâchoire, l'ostéointégration des implants et la régénération osseuse à l'aide de biomatériaux10,11,12. Par conséquent, une méthode reproductible et fiable pour l'extraction des molaires mandibulaires chez la souris est essentielle pour les études nécessitant des modèles de cicatrisation alvéolaire spécifiques à la mandibule.
Figure 1. Comparaison schématique de la morphologie dentaire chez l'humain et la souris.
(A) Représentation schématique d'une dent humaine adulte. (B) Représentation schématique d'une première molaire mandibulaire de souris adolescente. (C) Représentation schématique d'une première molaire mandibulaire de souris adulte. Les schémas mettent en évidence les différences de morphologie radiculaire et de distribution du cément qui contribuent à une rétention mécanique accrue des premières molaires mandibulaires adultes de souris au sein de l'os alvéolaire. L'émail, la dentine et le cément sont indiqués par les couleurs correspondantes indiquées dans la légende. Les caractéristiques anatomiques sont basées sur des descriptions publiées8,9,15. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
Une technique d'extraction dentaire précédemment développée par notre groupe de recherche utilise des seringues modifiées en élévateurs dentaires13. Bien que cette méthode permette une extraction réussie de la première molaire mandibulaire droite chez la souris, elle exige un haut degré de précision technique et présente une courbe d'apprentissage abrupte nécessitant une pratique intensive. Les opérateurs peu expérimentés peuvent involontairement endommager les structures anatomiques adjacentes. De plus, l'extraction de la première molaire mandibulaire gauche nécessite une formation supplémentaire en « image miroir » afin d'atteindre une maîtrise du geste. Ces difficultés peuvent compromettre l'intégrité du site d'extraction, réduire la reproductibilité des résultats de cicatrisation entre les animaux et limiter l'accessibilité du modèle pour les chercheurs possédant une expérience limitée en microchirurgie.
Ce protocole décrit une approche modifiée pour l'extraction de la première molaire mandibulaire chez la souris afin d'améliorer l'accessibilité et la reproductibilité de la procédure. Le protocole a été validé chez des souris mâles C57BL/6 âgées de 8 semaines pour établir un TSHM (modèle de greffe de première molaire mandibulaire). L'approche modifiée a été comparée systématiquement à la technique conventionnelle afin d'évaluer l'efficacité de la procédure, le taux de réussite de l'extraction et les complications liées à la procédure. En outre, les modes fréquents d'échec technique rencontrés lors de l'acquisition de la méthode ont été analysés afin de fournir des recommandations pratiques aux chercheurs mettant en place un modèle murin de TSHM mandibulaire.
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Protocole
Toutes les procédures ont été approuvées par le Comité d'éthique de l'École de stomatologie de West China, Université du Sichuan (WCHSIRB-D-2025-188), et ont été réalisées conformément aux lignes directrices institutionnelles sur les soins aux animaux.
REMARQUE : Utiliser des souris mâles C57BL/6 âgées de 8 semaines et pesant entre 22 et 29 g. Maintenir les animaux avec un régime alimentaire standard et un accès libre à l'eau, dans des conditions d'hébergement standard (21 °C–24 °C, humidité de 40 %–60 %, et cycle lumière-obscurité de 12 h). Utiliser les matériaux et instruments énumérés dans le tableau des matériaux. Utiliser 24 souris pour l'évaluation comparative et la présentation des cas ayant échoué. Utiliser des souris supplémentaires pour la formation de l'opérateur avant l'expérience comparative.
1. Préparation préopératoire
- Préparation de l'instrumentation
- Préparer des aiguilles de seringue de 25 G à utiliser comme élévateurs (facultatif). Courber l'extrémité biseautée de chaque aiguille à environ 20°–40°13.
- Préparer des pinces ophtalmiques dentées à utiliser comme forceps dentaires. Examiner l'extrémité dentée sous grossissement afin de confirmer que les dents sont correctement alignées et exemptes de déformation.
- Assembler un écarteur buccal à l’aide d’un élastique et de quatre aiguilles de seringue de 25 G. Préparer une plaque de mousse ou un carton comme plateforme opératoire, du ruban adhésif pour fixer les membres de la souris, et une lampe frontale pour éclairer le champ chirurgical.
- Préparer un tapis chauffant pour la récupération postopératoire et le préchauffer à environ 38°C avant la chirurgie. Préparer des boules de coton pour l’hémostase et une quantité appropriée de solution saline pour nettoyer la cavité buccale.
- Préparer un manchon digital pour recouvrir le pouce et protéger l’opérateur pendant la procédure d’extraction.
- Placer un tissu non tissé stérile sur la surface opératoire et le tapis chauffant afin de maintenir un champ stérile.
- Préparation de l’anesthésie
- Désinfecter l’abdomen de la souris à l’aide d’une boule de coton imbibée de solution antiseptique à la povidone–iode. Administrer du pentobarbital sodique à 1 % (50 mg/kg) par voie intrapéritonéale14. Évaluer la profondeur de l’anesthésie à l’aide du test de pincement des orteils et administrer une anesthésie supplémentaire si nécessaire.
NOTE : Si le réflexe de pincement des orteils revient ou si la durée prévue de l’anesthésie est bientôt atteinte, interrompre la procédure et administrer une anesthésie supplémentaire conformément au protocole vétérinaire institutionnel approuvé. - Appliquer immédiatement après l’anesthésie un onguent ophtalmique vétérinaire sur les deux yeux afin de prévenir le dessèchement cornéen.
- Désinfecter l’abdomen de la souris à l’aide d’une boule de coton imbibée de solution antiseptique à la povidone–iode. Administrer du pentobarbital sodique à 1 % (50 mg/kg) par voie intrapéritonéale14. Évaluer la profondeur de l’anesthésie à l’aide du test de pincement des orteils et administrer une anesthésie supplémentaire si nécessaire.
- Préparation de la désinfection et de la stérilisation
- Désinfecter la plateforme chirurgicale, le tapis chauffant, le ruban adhésif, le manchon digital et la zone environnante de travail avec de l’éthanol à 75 %. Utiliser des cotons-tiges stériles, du tissu non tissé, des élastiques et des aiguilles neufs pour chaque souris. Stériliser les pinces dentées et la solution saline selon le protocole institutionnel standard de stérilisation à la vapeur avant utilisation.
PRÉCAUTION : L’éthanol à 75 % est inflammable. L’utiliser dans un endroit bien ventilé, éloigné de la chaleur, des étincelles, des flammes nues et d’autres sources d’ignition. Porter des équipements de protection individuelle appropriés. Laisser sécher complètement les instruments et surfaces traités à l’éthanol avant de commencer la procédure. - Réaliser l’hygiène des mains avant de commencer la procédure. Porter une tenue chirurgicale propre, un bonnet chirurgical stérile, un masque chirurgical et des gants stériles.
- Désinfecter la plateforme chirurgicale, le tapis chauffant, le ruban adhésif, le manchon digital et la zone environnante de travail avec de l’éthanol à 75 %. Utiliser des cotons-tiges stériles, du tissu non tissé, des élastiques et des aiguilles neufs pour chaque souris. Stériliser les pinces dentées et la solution saline selon le protocole institutionnel standard de stérilisation à la vapeur avant utilisation.
2. Procédure chirurgicale
- Fixation et nettoyage de la souris
- Placer la souris en position dorsale sur la plaque de fixation et immobiliser les membres à l’aide de ruban adhésif. Insérer deux aiguilles de 25 G dans la plaque de mousse au niveau du plan orbito-auriculaire et deux autres aiguilles de 25 G sous la mandibule.
- Placer l’élastique par-dessus les aiguilles et à travers les incisives afin de maintenir la bouche ouverte. Retracter doucement la langue et la positionner du côté opposé au site d’extraction pour éviter d’obstruer le champ opératoire. Utiliser la première molaire mandibulaire droite comme exemple représentatif tout au long de ce protocole.
- Éliminer les débris alimentaires et autres matières étrangères de la cavité buccale à l’aide d’un petit coton-tige humidifié avec une solution saline.
NOTE : Presser soigneusement le coton-tige pour enlever l’excès de solution saline et éviter que du liquide pénètre dans la cavité buccale, ce qui pourrait provoquer une asphyxie.
- Élimination de la résistance distale et mésiale (optionnel)
- Utiliser une pince avec la main gauche pour rétracter l’angle droit de la bouche et exposer complètement la première molaire mandibulaire droite ainsi que les tissus mous buccaux et linguaux environnants.
- Tenir la pince de la main droite. Puis, tenir une aiguille de 25 G de la main gauche et insérer délicatement l’aiguille dans le ligament parodontal buccal adjacent à la racine distale afin de créer un espace dans le ligament parodontal.
- Faire progresser lentement l’aiguille vers la région péri-apicale tout en la faisant pivoter vers le mésial et vers le linguale, en direction de la molaire, afin de desserrer la racine du logement alvéolaire.
- Insérer une aiguille de 25 G dans la fourchette radiculaire par le côté buccal et la soulever en direction occlusale avec la main gauche. Insérer une deuxième aiguille de 25 G dans le ligament parodontal linguale adjacent à la racine mésiale avec la main droite afin de créer un espace dans le ligament parodontal, puis faire pivoter l’aiguille vers le distal et vers le buccal.
- Retirer les deux aiguilles du champ opératoire après avoir terminé le desserrage préalable du ligament parodontal.
NOTE : Réaliser le desserrage préalable du ligament parodontal uniquement lorsque la dent présente une mobilité minimale et une résistance marquée après les premiers mouvements de balancement avec la pince.
- Balancement et extraction
- Stabiliser la tête de la souris à l’aide des doigts index et médian de la main gauche. Placer le pouce, recouvert d’un manchon digital, contre les incisives mandibulaires pour assurer un soutien tout en tenant la pince de la main droite.
- Tenir les extrémités de la pince perpendiculairement au plan occlusal et parallèlement à l’axe long de la dent. Positionner les extrémités cannelées dans la fourchette radiculaire afin d’obtenir une traction stable.
NOTE : Ne pas saisir directement la racine dentaire avec la pince, car cela pourrait provoquer une fracture radiculaire. - Saisir la couronne avec la pince et appliquer des mouvements de balancement buccolinguaux doux. Limiter l’angle de balancement buccal à 30° et l’angle de balancement linguale à 50°. Effectuer un mouvement de balancement toutes les 1 à 1,5 secondes.
- Conserver une traction le long de l’axe long de la molaire, de l’apex vers la couronne, tout en appliquant un contre-appui stable contre les incisives mandibulaires à l’aide du tampon du pouce gauche afin de stabiliser la mandibule.
NOTE : Maintenir un contre-appui continu et stable tout en évitant une compression excessive ou un déplacement des incisives et des tissus mous adjacents. - Poursuivre les mouvements de balancement jusqu’à ce que la dent devienne progressivement mobile et que sa surface occlusale s’élève visiblement au-dessus des molaires adjacentes. Garder les extrémités de la pince parallèles à l’axe long de la dent tout au long de la procédure, puis extraire la dent une fois qu’une mobilité suffisante a été atteinte.
NOTE : Avant d’appliquer la force d’extraction finale, évaluer la mobilité dentaire en effectuant doucement des mouvements de balancement de la couronne dans le sens buccolingual. Procéder à l’extraction uniquement lorsque la couronne peut être déplacée avec une résistance minimale et que l’amplitude du mouvement buccolingual atteint environ la moitié de la largeur de la couronne. Réévaluer immédiatement la profondeur de l’anesthésie avant l’extraction complète. Administrer une anesthésie supplémentaire si nécessaire (Figure 2).
Figure 2. Comparaison des méthodes d'extraction conventionnelle et modifiée du premier molaire mandibulaire chez la souris.
(A) Illustration schématique de la méthode d'extraction conventionnelle, dans laquelle une aiguille courbée de 25 G est insérée dans le ligament parodontal et utilisée comme levier pour désaxer la dent. (B) Illustration schématique de la méthode d'extraction modifiée, dans laquelle des pinces ophtalmiques dentées saisissent la couronne et exercent une traction parallèlement à l'axe long de la dent. (C) Image représentative de l'extrémité courbée de l'aiguille de 25 G utilisée comme élévateur. (D) Image représentative des pinces ophtalmiques dentées utilisées comme forceps microchirurgicaux d'extraction. (E) Image peropératoire représentative montrant l'alvéole d'extraction immédiatement après l'extraction du premier molaire mandibulaire ; les contours en pointillés indiquent les alvéoles d'extraction. (F) Vue vestibulaire d'un premier molaire mandibulaire extrait avec succès. (G) Vue linguale du même premier molaire mandibulaire extrait. Échelles = 2 mm (C,D) et 400 µm (E–G). Veuillez cliquer ici pour consulter une version agrandie de cette figure.
3. Examen des dents extraites et des alvéoles d'extraction
- Examiner la dent extraite afin de confirmer son retrait complet et son intégrité structurelle. Vérifier que la morphologie radiculaire est préservée, avec une racine mésiale plus longue, une racine distale plus courte et un élargissement apical15. S'assurer qu'aucun fragment osseux alvéolaire ne reste attaché à la dent extraite.
- Examiner l'alvéole post-extractionnelle pour s'assurer qu'elle est propre et dépourvue de fragments radiculaires résiduels (Figure 2).
REMARQUE : Si l'on soupçonne la présence d'une racine retenue ou fracturée pendant l'extraction, éviter toute manipulation répétée, car des tentatives excessives pourraient aggraver les défauts alvéolaires. Examiner le site d'extraction sous grossissement afin de confirmer la présence de fragments radiculaires résiduels. Considérer les cas présentant une racine retenue ou fracturée comme des extractions ayant échoué et les exclure de l'évaluation ultérieure du modèle. Prendre en charge ces animaux conformément au protocole animal approuvé.
4. Soins postopératoires
- Appliquer du coton sec pour obtenir une hémostase. Nettoyer la cavité buccale à l’aide d’un petit coton imbibé de solution saline, puis rétablir la langue en position normale.
NOTE : Imbiber le coton d’un volume minimal de solution saline stérile, juste suffisant pour humidifier sa surface sans produire de liquide libre. - Administrer du carprofène (5 mg/kg, par voie sous-cutanée) après l’intervention chirurgicale pour assurer une analgésie postopératoire.
- Placer l’animal sur un tapis chauffant et le surveiller en continu jusqu’à son retour à la conscience.
- Après le réveil de l’anesthésie, fournir une alimentation standard ramollie ou un régime en gel sur le fond de la cage pendant 3 jours, avec de l’eau disponible ad libitum. Revenir à l’alimentation standard une fois le comportement alimentaire normal confirmé.
- Surveiller l’ingestion alimentaire, le poids corporel, l’activité, le comportement de toilette, les gonflements faciaux, les saignements buccaux, ainsi que les signes de douleur ou de détresse à des intervalles prédéfinis.
5. Formation des opérateurs
- Attribuer aléatoirement deux opérateurs, aucun n'ayant d'expérience préalable avec les modèles de régénération des tissus durs chez la souris, soit au groupe d'extraction conventionnel, soit au groupe d'extraction modifié. Former les opérateurs séparément sous la supervision d'un même instructeur, compétent dans les deux approches d'extraction, conventionnelle et modifiée.
- Pendant la première semaine, demander à chaque opérateur de s'exercer à la procédure d'extraction attribuée sur des cadavres de souris afin de se familiariser avec le déroulement chirurgical.
- Pendant la deuxième semaine, superviser la formation sur des souris vivantes afin d'évaluer et d'ajuster l'application pratique de chaque technique. Surveiller chaque intervention pour garantir une anesthésie adéquate et prévenir les complications chirurgicales involontaires, notamment les lésions accidentelles des tissus mous environnants dues à une manipulation inappropriée des instruments ou des dommages aux structures alvéolaires. Confirmer la compétence de l'opérateur lorsque celui-ci est capable d'effectuer indépendamment trois extractions réussies consécutives. Après avoir terminé la formation supervisée, passer aux expériences comparatives d'extraction.
6. Préparation des échantillons
- Pratiquer l’euthanasie des souris par dislocation cervicale. Disséquer les mandibules de la tête et retirer les tissus mous adhérents.
- Fixer les mandibules dans une solution de paraformaldéhyde à 4 % pendant 48 h. Conserver les échantillons dans du PBS avant l’analyse par micro-tomographie (µCT).
7. µCT et analyses
- Scanner les mandibules à l'aide d'un µCT scanner. Régler les paramètres de numérisation sur 80 kV, 500 µA, 10 µm résolution en voxels et balayage couche par couche.
- Étalonner le µCT système utilisant un fantôme d'hydroxyapatite. Scanner le fantôme et exporter les images reconstruites à l'aide de DataViewer.
- Analyser les images du fantôme à l'aide de CTAn. Établir une courbe de calibration en corrélant les valeurs mesurées d'atténuation CT des inserts du fantôme à leurs densités minéérales connues afin de convertir les valeurs d'atténuation en DMO.
- Appliquer des paramètres de numérisation et de reconstruction identiques à tous les échantillons.
- Reconstruire tous les jeux de données à l'aide du flux de travail standardisé de reconstruction dans CTAn associé au µCT Système. Appliquez des paramètres de reconstruction, une définition de la région d'intérêt (ROI) et des critères d'analyse quantitative identiques à tous les échantillons. Effectuez la reconstruction tridimensionnelle séparément à l'aide de Mimics Research pour une visualisation représentative, en suivant la même définition de la ROI utilisée pour l'analyse quantitative avec CTAn.
- Définir la région d'intérêt (ROI) en sélectionnant la région radiculaire distale de la première molaire mandibulaire extraite. Acquérir 100 coupes transversales consécutives s'étendant de façon apicale à partir de la jonction émail-cément de la deuxième molaire adjacente.
- Délimiter manuellement la région d'intérêt (ROI) sur chaque coupe le long de la limite du tissu osseux alvéolaire nouvellement formé entourant le site d'extraction. Effectuer le traitement d'image et l'analyse quantitative ultérieurs à l'aide de CTAn, en utilisant des paramètres d'analyse identiques pour tous les échantillons.
- Effectuer une reconstruction tridimensionnelle à l'aide de Mimics Research. Calculer l'incidence de la fracture radiculaire et des défauts de la paroi alvéolaire en tant que proportion d'échantillons mandibulaires présentant chaque condition par rapport au nombre total d'échantillons mandibulaires.
- Effectuer toutes les analyses statistiques et générer les graphiques à l'aide de GraphPad Prism v10.1.2. Évaluer la normalité des variables continues à l'aide du test de Shapiro–Wilk.
- Définir la souris individuelle et son alvéole d'extraction correspondant comme unité expérimentale pour toutes les analyses.
- Comparer le temps d'extraction, la densité minérale osseuse (BMD) et le rapport BV/TV entre les groupes à l'aide d'un test t de Student non apparié bilatéral t Tester. Comparer l'incidence des fractures radiculaires et des défauts de la paroi alvéolaire à l'aide du test exact de Fisher.
- Indiquer la signification statistique comme suit : *, p < 0.05; **, p < 0,01 ; et ***, p < 0,001. Utiliser « ns » pour indiquer qu'il n'existe aucune différence statistiquement significative entre les deux groupes.
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Résultats
Les caractéristiques anatomiques pertinentes à l'extraction de la première molaire mandibulaire sont illustrées dans la Figure 1, et les approches conventionnelles et modifiées d'extraction sont représentées schématiquement dans la Figure 2A,B. Des images représentatives de l'aiguille préparée et de la pince ophtalmique dentée, des alvéoles d'extraction frais, ainsi que de la première molaire mandibulaire extraite sont présentées dans la
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Discussion
La mise en place réussie du TSHM nécessite l'extraction complète de la dent tout en préservant l'architecture alvéolaire environnante, car les lésions liées à l'extraction peuvent compromettre la régénération osseuse ultérieure16. Par conséquent, la reproductibilité de la procédure d'extraction constitue un facteur déterminant essentiel de la fiabilité du modèle17. Dans cette étude, une approche modifiée d'extraction du premier molaire mandibulaire par forceps a été comparé...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs déclarent qu'ils n'ont aucun conflit d'intérêts.
Remerciements
Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (subvention no 82571084) et le programme scientifique et technologique de la province du Sichuan (subvention no 2024JDKXJ0001).
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Aiguilles de seringue 25 G | Beyotime | FS802-30pcs | Aiguilles de seringue jetables utilisées pour le rétracteur buccal et le relâchement facultatif du ligament parodontal |
| Solution de paraformaldéhyde à 4 % | Solarbio | P1110 | Solution de paraformaldéhyde à 4 % utilisée pour la fixation des échantillons |
| Éthanol à 75 % | Ouse Medical Devices Store | N/A | Éthanol médical à 75 % utilisé pour la désinfection de surface |
| Souris C57BL/6 | Charles River | 213 | Souris mâles C57BL/6 âgées de 8 semaines et pesant entre 22–29 g |
| Carprofène | Solarbio | C5350 | Analgésique postopératoire administré par voie sous-cutanée à 5 mg/kg |
| Boules de coton | Ouning Medical Devices | N/A | Boules de coton stériles utilisées pour le nettoyage buccal et l’hémostase |
| CTAn v1.18.4.0+ | SkyScan | N/A | Logiciel utilisé pour l’analyse d’images μCT |
| DataViewer v1.5.6.2 | SkyScan | N/A | Logiciel utilisé pour visualiser et exporter les images μCT reconstruites |
| Protège-doigts | LeSu Office | MEKU-1/2/3B | Protège-doigts utilisés pour protéger le pouce pendant l’extraction |
| Plaque de mousse | Dongguan Lijianglong Industrial Co., Ltd. | N/A | Plaque de mousse utilisée comme plateforme opératoire et de fixation |
| Aliment gélatineux | ReadyDietech | J10001 | Régime postopératoire fourni au fond de la cage pendant 3 jours, le cas échéant |
| GraphPad Prism v10.1.2 | GraphPad | RRID: SCR_002798 | Logiciel utilisé pour l’analyse statistique et la génération de graphiques |
| Lampe frontale | Bazhou Pengen Protective Equipment Factory | N/A | Lampe frontale utilisée pour éclairer le champ opératoire |
| Plaque chauffante | Shijiazhuang Jianuan Electrical Appliances Co., Ltd. | N/A | Plaque chauffante préchauffée à environ 38 °C pour la récupération postopératoire |
| Phantom d’hydroxyapatite | QRM | QRM-70127 | Phantom de calibration utilisé pour convertir les valeurs d’atténuation CT en densité minérale osseuse |
| Dispositif de grossissement | Olympus Corporation | SZX10 | Dispositif utilisé pour inspecter les pointes de pince dentée et le logement d’extraction sous grossissement |
| Masque | Senlun Medical Devices Specialty Store | N/A | Masque chirurgical |
| Scanner de micro-tomodensitométrie | Bruker SkyScan | SkyScan 1276 | Scanner μCT utilisé à 80 kV, 500 μA et une résolution de voxel de 10 μm |
| Mimics Research v21.0 | Materialise | RRID: SCR_015802 | Logiciel utilisé pour la reconstruction tridimensionnelle |
| Phénobarbital sodique | Sigma-Aldrich | P3761 | Sel sodique de phénobarbital utilisé comme solution anesthésique à 1 % |
| Solution tamponnée au phosphate (PBS) | Solarbio | P1010 | Poudre de PBS 0,01 M, pH 7,2–7,4 |
| Solution antiseptique à la povidone-iodée | Belkon Pharmacy Flagship Store | N/A | Solution à la povidone-iodée utilisée pour la désinfection abdominale |
| Élastiques | Foshan Puli Rubber Products Factory | N/A | Élastiques utilisés pour assembler le rétracteur buccal |
| Solution saline | Thermo Fisher | BR0053G | Comprimés salins utilisés pour préparer la solution de nettoyage buccal |
| Régime alimentaire standard | Jiangsu Xietong Pharmaceutical and Biotechnology Engineering Co., Ltd. | XTC01WC-001 | Régime standard utilisé pour l’élevage courant et ramolli pour l’alimentation postopératoire |
| Stérilisateur à vapeur | Installation institutionnelle | N/A | Équipement utilisé pour stériliser les pinces dentées et la solution saline |
| Compresseurs de coton stériles | Kangbailai Medical Devices Store | N/A | Compresseurs de coton stériles à usage unique |
| Gants stériles | Senlun Medical Devices Specialty Store | N/A | Gants stériles en latex |
| Tissu non tissé stérile | Shandong Xinhua Infection Control Supplies Hangzhou Store | N/A | Tissu non tissé stérile utilisé pour recouvrir la surface opératoire et la plaque chauffante |
| Bonnet chirurgical stérile | Senlun Medical Devices Specialty Store | N/A | Bonnet chirurgical stérile |
| Tenue chirurgicale | Senlun Medical Devices Specialty Store | N/A | Tenue chirurgicale propre portée pendant l’intervention |
| Bandes adhésives | Thermo Fisher | 15947 | Bandes adhésives utilisées pour fixer les membres de la souris |
| Pinces ophtalmiques dentées | Beyotime | FS229 | Pinces ophtalmiques dentées utilisées comme pinces dentaires |
| Pommade ophtalmique vétérinaire | Dechra Veterinary Products | 143-16 | Pommade ophtalmique appliquée après l’anesthésie pour prévenir le dessèchement cornéen |
Références
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