Une approche modifiée de l'extraction dentaire pour améliorer l'efficacité et la cohérence procédurales dans un modèle de cicatrisation d'alvéole dentaire mandibulaire chez la souris

Résumé

Une approche modifiée pour l'extraction de la première molaire mandibulaire chez la souris est décrite et comparée à l'approche conventionnelle afin d'évaluer l'efficacité et la reproductibilité de la procédure. L'approche modifiée améliore la cohérence de la procédure et réduit les difficultés techniques dans la mise en place d'un modèle de cicatrisation de l'alvéole dentaire mandibulaire chez la souris.

Résumé

Le modèle de cicatrisation du logement alvéolaire (TSHM) est un modèle animal largement utilisé pour étudier les mécanismes moléculaires sous-jacents à la régénération osseuse. Bien que le TSHM mandibulaire chez la souris soit précieux pour l'étude de processus pathologiques spécifiques à la mandibule, la mise en place de ce modèle reste techniquement difficile en raison des caractéristiques anatomiques et biomécaniques de la région des molaires mandibulaires. Ce protocole décrit une approche modifiée pour l'extraction de la première molaire mandibulaire chez la souris et compare ses performances à celles de la technique conventionnelle afin d'améliorer l'efficacité et la reproductibilité de la procédure. Dans des conditions expérimentales contrôlées, l'approche modifiée a réduit significativement le temps moyen d'extraction, passant de 29 à 10 minutes. De plus, le groupe modifié a présenté moins de complications liées à l'extraction, notamment des fractures radiculaires et de l'os alvéolaire, indiquant une meilleure cohérence de la procédure. Une analyse par micro-tomodensitométrie (μCT) a en outre démontré une meilleure préservation de l'architecture du logement alvéolaire au cours des premières phases de cicatrisation. Ces résultats indiquent que l'approche d'extraction modifiée améliore l'efficacité et la reproductibilité de la procédure tout en réduisant les difficultés techniques associées à l'extraction dentaire mandibulaire chez la souris. Ce protocole pourrait faciliter une mise en place plus reproductible des modèles de cicatrisation du logement alvéolaire mandibulaire chez la souris, en particulier pour les chercheurs possédant une expérience limitée en microchirurgie.

Introduction

Le modèle de cicatrisation du logement alvéolaire (TSHM) est un modèle classique pour l'étude de la régénération osseuse¹. Ce modèle crée une lésion difficile mais subcritique au sein de l'os alvéolaire, permettant une cicatrisation naturelle favorable sans intervention supplémentaire¹. Les souris sont largement utilisées comme organismes modèles en raison de leur fond génétique, de leurs similitudes avec le métabolisme osseux humain, de leurs coûts d'élevage relativement faibles et de leur facilité de maintenance². Au cours des dernières décennies, les progrès rapides de la technologie d'édition génique ont rendu les souris indispensables à l'investigation des mécanismes moléculaires sous-jacents à la régénération osseuse³. Par conséquent, l'extraction des molaires chez des souris transgéniques a été largement utilisée pour établir le TSHM afin d'étudier les mécanismes régulateurs de la régénération osseuse^4,5,6.

La plupart des études antérieures ont établi des modèles murins de TSHM en utilisant la maxillaire^4,5,6, car la mandibule est mécaniquement plus rigide et moins souple que la maxillaire⁷, ce qui augmente la difficulté technique de l'extraction dentaire. De plus, le champ opératoire pour l'extraction des molaires maxillaires est relativement plus accessible, et la maxillaire est plus facile à stabiliser que la mandibule, rendant la procédure moins exigeante sur le plan technique. Malgré ces difficultés, la morphologie courbée et élargie de la racine apicale de la première molaire mandibulaire chez la souris augmente la rétention mécanique dans l'os alvéolaire environnant^8,9, ce qui complique davantage l'extraction (Figure 1). Néanmoins, les modèles d'extraction mandibulaire restent indispensables pour étudier des processus pathologiques spécifiques à la mandibule, notamment l'ostéomyélite, la nécrose osseuse médicamenteuse de la mâchoire, l'ostéointégration des implants et la régénération osseuse à l'aide de biomatériaux^10,11,12. Par conséquent, une méthode reproductible et fiable pour l'extraction des molaires mandibulaires chez la souris est essentielle pour les études nécessitant des modèles de cicatrisation alvéolaire spécifiques à la mandibule.

Figure 1. Comparaison schématique de la morphologie dentaire chez l'humain et la souris. 
(A) Représentation schématique d'une dent humaine adulte. (B) Représentation schématique d'une première molaire mandibulaire de souris adolescente. (C) Représentation schématique d'une première molaire mandibulaire de souris adulte. Les schémas mettent en évidence les différences de morphologie radiculaire et de distribution du cément qui contribuent à une rétention mécanique accrue des premières molaires mandibulaires adultes de souris au sein de l'os alvéolaire. L'émail, la dentine et le cément sont indiqués par les couleurs correspondantes indiquées dans la légende. Les caractéristiques anatomiques sont basées sur des descriptions publiées^8,9,15. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Une technique d'extraction dentaire précédemment développée par notre groupe de recherche utilise des seringues modifiées en élévateurs dentaires¹³. Bien que cette méthode permette une extraction réussie de la première molaire mandibulaire droite chez la souris, elle exige un haut degré de précision technique et présente une courbe d'apprentissage abrupte nécessitant une pratique intensive. Les opérateurs peu expérimentés peuvent involontairement endommager les structures anatomiques adjacentes. De plus, l'extraction de la première molaire mandibulaire gauche nécessite une formation supplémentaire en « image miroir » afin d'atteindre une maîtrise du geste. Ces difficultés peuvent compromettre l'intégrité du site d'extraction, réduire la reproductibilité des résultats de cicatrisation entre les animaux et limiter l'accessibilité du modèle pour les chercheurs possédant une expérience limitée en microchirurgie.

Ce protocole décrit une approche modifiée pour l'extraction de la première molaire mandibulaire chez la souris afin d'améliorer l'accessibilité et la reproductibilité de la procédure. Le protocole a été validé chez des souris mâles C57BL/6 âgées de 8 semaines pour établir un TSHM (modèle de greffe de première molaire mandibulaire). L'approche modifiée a été comparée systématiquement à la technique conventionnelle afin d'évaluer l'efficacité de la procédure, le taux de réussite de l'extraction et les complications liées à la procédure. En outre, les modes fréquents d'échec technique rencontrés lors de l'acquisition de la méthode ont été analysés afin de fournir des recommandations pratiques aux chercheurs mettant en place un modèle murin de TSHM mandibulaire.

Protocole

Toutes les procédures ont été approuvées par le Comité d'éthique de l'École de stomatologie de West China, Université du Sichuan (WCHSIRB-D-2025-188), et ont été réalisées conformément aux lignes directrices institutionnelles sur les soins aux animaux.

REMARQUE : Utiliser des souris mâles C57BL/6 âgées de 8 semaines et pesant entre 22 et 29 g. Maintenir les animaux avec un régime alimentaire standard et un accès libre à l'eau, dans des conditions d'hébergement standard (21 °C–24 °C, humidité de 40 %–60 %, et cycle lumière-obscurité de 12 h). Utiliser les matériaux et instruments énumérés dans le tableau des matériaux. Utiliser 24 souris pour l'évaluation comparative et la présentation des cas ayant échoué. Utiliser des souris supplémentaires pour la formation de l'opérateur avant l'expérience comparative.

1. Préparation préopératoire

1. Préparation de l'instrumentation
   1. Préparer des aiguilles de seringue de 25 G à utiliser comme élévateurs (facultatif). Courber l'extrémité biseautée de chaque aiguille à environ 20°–40°¹³.
   2. Préparer des pinces ophtalmiques dentées à utiliser comme forceps dentaires. Examiner l'extrémité dentée sous grossissement afin de confirmer que les dents sont correctement alignées et exemptes de déformation.
   3. Assembler un écarteur buccal à l’aide d’un élastique et de quatre aiguilles de seringue de 25 G. Préparer une plaque de mousse ou un carton comme plateforme opératoire, du ruban adhésif pour fixer les membres de la souris, et une lampe frontale pour éclairer le champ chirurgical.
   4. Préparer un tapis chauffant pour la récupération postopératoire et le préchauffer à environ 38°C avant la chirurgie. Préparer des boules de coton pour l’hémostase et une quantité appropriée de solution saline pour nettoyer la cavité buccale.
   5. Préparer un manchon digital pour recouvrir le pouce et protéger l’opérateur pendant la procédure d’extraction.
   6. Placer un tissu non tissé stérile sur la surface opératoire et le tapis chauffant afin de maintenir un champ stérile.
2. Préparation de l’anesthésie
   1. Désinfecter l’abdomen de la souris à l’aide d’une boule de coton imbibée de solution antiseptique à la povidone–iode. Administrer du pentobarbital sodique à 1 % (50 mg/kg) par voie intrapéritonéale¹⁴. Évaluer la profondeur de l’anesthésie à l’aide du test de pincement des orteils et administrer une anesthésie supplémentaire si nécessaire.
      NOTE : Si le réflexe de pincement des orteils revient ou si la durée prévue de l’anesthésie est bientôt atteinte, interrompre la procédure et administrer une anesthésie supplémentaire conformément au protocole vétérinaire institutionnel approuvé.
   2. Appliquer immédiatement après l’anesthésie un onguent ophtalmique vétérinaire sur les deux yeux afin de prévenir le dessèchement cornéen.
3. Préparation de la désinfection et de la stérilisation
   1. Désinfecter la plateforme chirurgicale, le tapis chauffant, le ruban adhésif, le manchon digital et la zone environnante de travail avec de l’éthanol à 75 %. Utiliser des cotons-tiges stériles, du tissu non tissé, des élastiques et des aiguilles neufs pour chaque souris. Stériliser les pinces dentées et la solution saline selon le protocole institutionnel standard de stérilisation à la vapeur avant utilisation.
      PRÉCAUTION : L’éthanol à 75 % est inflammable. L’utiliser dans un endroit bien ventilé, éloigné de la chaleur, des étincelles, des flammes nues et d’autres sources d’ignition. Porter des équipements de protection individuelle appropriés. Laisser sécher complètement les instruments et surfaces traités à l’éthanol avant de commencer la procédure.
   2. Réaliser l’hygiène des mains avant de commencer la procédure. Porter une tenue chirurgicale propre, un bonnet chirurgical stérile, un masque chirurgical et des gants stériles.

2. Procédure chirurgicale

1. Fixation et nettoyage de la souris
   1. Placer la souris en position dorsale sur la plaque de fixation et immobiliser les membres à l’aide de ruban adhésif. Insérer deux aiguilles de 25 G dans la plaque de mousse au niveau du plan orbito-auriculaire et deux autres aiguilles de 25 G sous la mandibule.
   2. Placer l’élastique par-dessus les aiguilles et à travers les incisives afin de maintenir la bouche ouverte. Retracter doucement la langue et la positionner du côté opposé au site d’extraction pour éviter d’obstruer le champ opératoire. Utiliser la première molaire mandibulaire droite comme exemple représentatif tout au long de ce protocole.
   3. Éliminer les débris alimentaires et autres matières étrangères de la cavité buccale à l’aide d’un petit coton-tige humidifié avec une solution saline.
      NOTE : Presser soigneusement le coton-tige pour enlever l’excès de solution saline et éviter que du liquide pénètre dans la cavité buccale, ce qui pourrait provoquer une asphyxie.
2. Élimination de la résistance distale et mésiale (optionnel)
   1. Utiliser une pince avec la main gauche pour rétracter l’angle droit de la bouche et exposer complètement la première molaire mandibulaire droite ainsi que les tissus mous buccaux et linguaux environnants.
   2. Tenir la pince de la main droite. Puis, tenir une aiguille de 25 G de la main gauche et insérer délicatement l’aiguille dans le ligament parodontal buccal adjacent à la racine distale afin de créer un espace dans le ligament parodontal.
   3. Faire progresser lentement l’aiguille vers la région péri-apicale tout en la faisant pivoter vers le mésial et vers le linguale, en direction de la molaire, afin de desserrer la racine du logement alvéolaire.
   4. Insérer une aiguille de 25 G dans la fourchette radiculaire par le côté buccal et la soulever en direction occlusale avec la main gauche. Insérer une deuxième aiguille de 25 G dans le ligament parodontal linguale adjacent à la racine mésiale avec la main droite afin de créer un espace dans le ligament parodontal, puis faire pivoter l’aiguille vers le distal et vers le buccal.
   5. Retirer les deux aiguilles du champ opératoire après avoir terminé le desserrage préalable du ligament parodontal.
      NOTE : Réaliser le desserrage préalable du ligament parodontal uniquement lorsque la dent présente une mobilité minimale et une résistance marquée après les premiers mouvements de balancement avec la pince.
3. Balancement et extraction
   1. Stabiliser la tête de la souris à l’aide des doigts index et médian de la main gauche. Placer le pouce, recouvert d’un manchon digital, contre les incisives mandibulaires pour assurer un soutien tout en tenant la pince de la main droite.
   2. Tenir les extrémités de la pince perpendiculairement au plan occlusal et parallèlement à l’axe long de la dent. Positionner les extrémités cannelées dans la fourchette radiculaire afin d’obtenir une traction stable.
      NOTE : Ne pas saisir directement la racine dentaire avec la pince, car cela pourrait provoquer une fracture radiculaire.
   3. Saisir la couronne avec la pince et appliquer des mouvements de balancement buccolinguaux doux. Limiter l’angle de balancement buccal à 30° et l’angle de balancement linguale à 50°. Effectuer un mouvement de balancement toutes les 1 à 1,5 secondes.
   4. Conserver une traction le long de l’axe long de la molaire, de l’apex vers la couronne, tout en appliquant un contre-appui stable contre les incisives mandibulaires à l’aide du tampon du pouce gauche afin de stabiliser la mandibule.
      NOTE : Maintenir un contre-appui continu et stable tout en évitant une compression excessive ou un déplacement des incisives et des tissus mous adjacents.
   5. Poursuivre les mouvements de balancement jusqu’à ce que la dent devienne progressivement mobile et que sa surface occlusale s’élève visiblement au-dessus des molaires adjacentes. Garder les extrémités de la pince parallèles à l’axe long de la dent tout au long de la procédure, puis extraire la dent une fois qu’une mobilité suffisante a été atteinte.
      NOTE : Avant d’appliquer la force d’extraction finale, évaluer la mobilité dentaire en effectuant doucement des mouvements de balancement de la couronne dans le sens buccolingual. Procéder à l’extraction uniquement lorsque la couronne peut être déplacée avec une résistance minimale et que l’amplitude du mouvement buccolingual atteint environ la moitié de la largeur de la couronne. Réévaluer immédiatement la profondeur de l’anesthésie avant l’extraction complète. Administrer une anesthésie supplémentaire si nécessaire (Figure 2).

Figure 2. Comparaison des méthodes d'extraction conventionnelle et modifiée du premier molaire mandibulaire chez la souris. 
(A) Illustration schématique de la méthode d'extraction conventionnelle, dans laquelle une aiguille courbée de 25 G est insérée dans le ligament parodontal et utilisée comme levier pour désaxer la dent. (B) Illustration schématique de la méthode d'extraction modifiée, dans laquelle des pinces ophtalmiques dentées saisissent la couronne et exercent une traction parallèlement à l'axe long de la dent. (C) Image représentative de l'extrémité courbée de l'aiguille de 25 G utilisée comme élévateur. (D) Image représentative des pinces ophtalmiques dentées utilisées comme forceps microchirurgicaux d'extraction. (E) Image peropératoire représentative montrant l'alvéole d'extraction immédiatement après l'extraction du premier molaire mandibulaire ; les contours en pointillés indiquent les alvéoles d'extraction. (F) Vue vestibulaire d'un premier molaire mandibulaire extrait avec succès. (G) Vue linguale du même premier molaire mandibulaire extrait. Échelles = 2 mm (C,D) et 400 µm (E–G). Veuillez cliquer ici pour consulter une version agrandie de cette figure.

3. Examen des dents extraites et des alvéoles d'extraction

1. Examiner la dent extraite afin de confirmer son retrait complet et son intégrité structurelle. Vérifier que la morphologie radiculaire est préservée, avec une racine mésiale plus longue, une racine distale plus courte et un élargissement apical¹⁵. S'assurer qu'aucun fragment osseux alvéolaire ne reste attaché à la dent extraite.
2. Examiner l'alvéole post-extractionnelle pour s'assurer qu'elle est propre et dépourvue de fragments radiculaires résiduels (Figure 2).
   REMARQUE : Si l'on soupçonne la présence d'une racine retenue ou fracturée pendant l'extraction, éviter toute manipulation répétée, car des tentatives excessives pourraient aggraver les défauts alvéolaires. Examiner le site d'extraction sous grossissement afin de confirmer la présence de fragments radiculaires résiduels. Considérer les cas présentant une racine retenue ou fracturée comme des extractions ayant échoué et les exclure de l'évaluation ultérieure du modèle. Prendre en charge ces animaux conformément au protocole animal approuvé.

4. Soins postopératoires

1. Appliquer du coton sec pour obtenir une hémostase. Nettoyer la cavité buccale à l’aide d’un petit coton imbibé de solution saline, puis rétablir la langue en position normale.
   NOTE : Imbiber le coton d’un volume minimal de solution saline stérile, juste suffisant pour humidifier sa surface sans produire de liquide libre.
2. Administrer du carprofène (5 mg/kg, par voie sous-cutanée) après l’intervention chirurgicale pour assurer une analgésie postopératoire.
3. Placer l’animal sur un tapis chauffant et le surveiller en continu jusqu’à son retour à la conscience.
4. Après le réveil de l’anesthésie, fournir une alimentation standard ramollie ou un régime en gel sur le fond de la cage pendant 3 jours, avec de l’eau disponible ad libitum. Revenir à l’alimentation standard une fois le comportement alimentaire normal confirmé.
5. Surveiller l’ingestion alimentaire, le poids corporel, l’activité, le comportement de toilette, les gonflements faciaux, les saignements buccaux, ainsi que les signes de douleur ou de détresse à des intervalles prédéfinis.

5. Formation des opérateurs

1. Attribuer aléatoirement deux opérateurs, aucun n'ayant d'expérience préalable avec les modèles de régénération des tissus durs chez la souris, soit au groupe d'extraction conventionnel, soit au groupe d'extraction modifié. Former les opérateurs séparément sous la supervision d'un même instructeur, compétent dans les deux approches d'extraction, conventionnelle et modifiée.
2. Pendant la première semaine, demander à chaque opérateur de s'exercer à la procédure d'extraction attribuée sur des cadavres de souris afin de se familiariser avec le déroulement chirurgical.
3. Pendant la deuxième semaine, superviser la formation sur des souris vivantes afin d'évaluer et d'ajuster l'application pratique de chaque technique. Surveiller chaque intervention pour garantir une anesthésie adéquate et prévenir les complications chirurgicales involontaires, notamment les lésions accidentelles des tissus mous environnants dues à une manipulation inappropriée des instruments ou des dommages aux structures alvéolaires. Confirmer la compétence de l'opérateur lorsque celui-ci est capable d'effectuer indépendamment trois extractions réussies consécutives. Après avoir terminé la formation supervisée, passer aux expériences comparatives d'extraction.

6. Préparation des échantillons

1. Pratiquer l’euthanasie des souris par dislocation cervicale. Disséquer les mandibules de la tête et retirer les tissus mous adhérents.
2. Fixer les mandibules dans une solution de paraformaldéhyde à 4 % pendant 48 h. Conserver les échantillons dans du PBS avant l’analyse par micro-tomographie (µCT).

7. µCT et analyses

1. Scanner les mandibules à l'aide d'un µCT scanner. Régler les paramètres de numérisation sur 80 kV, 500 µA, 10 µm résolution en voxels et balayage couche par couche.
2. Étalonner le µCT système utilisant un fantôme d'hydroxyapatite. Scanner le fantôme et exporter les images reconstruites à l'aide de DataViewer.
   1. Analyser les images du fantôme à l'aide de CTAn. Établir une courbe de calibration en corrélant les valeurs mesurées d'atténuation CT des inserts du fantôme à leurs densités minéérales connues afin de convertir les valeurs d'atténuation en DMO.
   2. Appliquer des paramètres de numérisation et de reconstruction identiques à tous les échantillons.
   3. Reconstruire tous les jeux de données à l'aide du flux de travail standardisé de reconstruction dans CTAn associé au µCT Système. Appliquez des paramètres de reconstruction, une définition de la région d'intérêt (ROI) et des critères d'analyse quantitative identiques à tous les échantillons. Effectuez la reconstruction tridimensionnelle séparément à l'aide de Mimics Research pour une visualisation représentative, en suivant la même définition de la ROI utilisée pour l'analyse quantitative avec CTAn.
3. Définir la région d'intérêt (ROI) en sélectionnant la région radiculaire distale de la première molaire mandibulaire extraite. Acquérir 100 coupes transversales consécutives s'étendant de façon apicale à partir de la jonction émail-cément de la deuxième molaire adjacente.
   1. Délimiter manuellement la région d'intérêt (ROI) sur chaque coupe le long de la limite du tissu osseux alvéolaire nouvellement formé entourant le site d'extraction. Effectuer le traitement d'image et l'analyse quantitative ultérieurs à l'aide de CTAn, en utilisant des paramètres d'analyse identiques pour tous les échantillons.
4. Effectuer une reconstruction tridimensionnelle à l'aide de Mimics Research. Calculer l'incidence de la fracture radiculaire et des défauts de la paroi alvéolaire en tant que proportion d'échantillons mandibulaires présentant chaque condition par rapport au nombre total d'échantillons mandibulaires.
5. Effectuer toutes les analyses statistiques et générer les graphiques à l'aide de GraphPad Prism v10.1.2. Évaluer la normalité des variables continues à l'aide du test de Shapiro–Wilk.
   1. Définir la souris individuelle et son alvéole d'extraction correspondant comme unité expérimentale pour toutes les analyses.
   2. Comparer le temps d'extraction, la densité minérale osseuse (BMD) et le rapport BV/TV entre les groupes à l'aide d'un test t de Student non apparié bilatéral t Tester. Comparer l'incidence des fractures radiculaires et des défauts de la paroi alvéolaire à l'aide du test exact de Fisher.
   3. Indiquer la signification statistique comme suit : *, p < 0.05; **, p < 0,01 ; et ***, p < 0,001. Utiliser « ns » pour indiquer qu'il n'existe aucune différence statistiquement significative entre les deux groupes.

Résultats

Les caractéristiques anatomiques pertinentes à l'extraction de la première molaire mandibulaire sont illustrées dans la Figure 1, et les approches conventionnelles et modifiées d'extraction sont représentées schématiquement dans la Figure 2A,B. Des images représentatives de l'aiguille préparée et de la pince ophtalmique dentée, des alvéoles d'extraction frais, ainsi que de la première molaire mandibulaire extraite sont présentées dans la Figure 2C–G. L'ensemble du flux opérationnel est résumé dans la Figure 3. Afin de comparer l'efficacité et la reproductibilité des deux méthodes, deux opérateurs ayant une expérience équivalente dans la manipulation des souris ont été assignés aléatoirement pour réaliser l'extraction de la première molaire mandibulaire selon la méthode conventionnelle ou modifiée. Toutes les souris étaient des C57BL/6 mâles âgées de 8 semaines. La durée d'extraction et les complications liées à la procédure ont été enregistrées immédiatement après l'extraction, tandis que les alvéoles d'extraction ont été évalués par tomodensitométrie µCT après 2 semaines de cicatrisation. La durée d'extraction a été enregistrée pendant la procédure et n'a donc pas pu être évaluée de manière aveugle ; les dents extraites et les jeux de données µCT ont été codés avant l'évaluation afin que l'évaluateur soit aveugle quant à la méthode d'extraction utilisée.

Figure 3. Déroulement des procédures conventionnelle et modifiée d'extraction de la première molaire mandibulaire chez la souris. 
Le déroulement commence par la préparation du matériel, l'anesthésie, la désinfection et la stérilisation, ainsi que la fixation de la souris. Le protocole se divise ensuite en deux approches : l'extraction conventionnelle et l'extraction modifiée. L'approche conventionnelle comprend l'élimination séquentielle des résistances distale et mésiale avant l'extraction dentaire, tandis que l'approche modifiée inclut un desserrement préalable facultatif du ligament parodontal, suivi de mouvements de balancement et d'une extraction à l'aide de pinces ophtalmiques dentées. Les deux approches se terminent par l'examen de la dent extraite et du site alvéolaire, puis par les soins postopératoires. Veuillez cliquer ici pour afficher une version agrandie de cette figure.

Des images représentatives de µCT obtenues immédiatement après l'extraction et après 2 semaines de cicatrisation sont présentées dans la Figure 4A–D. L'approche modifiée a réduit de manière significative le temps moyen d'extraction par rapport à l'approche conventionnelle (10 min contre 29 min, p = 0,0006 ; Figure 4E). Une fracture radiculaire est survenue chez 2/6 souris (33,3 %) dans le groupe modifié et chez 4/6 souris (66,7 %) dans le groupe conventionnel, sans différence statistiquement significative entre les groupes (p = 0,5455 ; Figure 4F). Des défauts de la paroi alvéolaire ont été observés chez 0/6 souris dans le groupe modifié et chez 4/6 souris (66,7 %) dans le groupe conventionnel ; cette différence n'était pas statistiquement significative (p = 0,0606 ; Figure 4G). Après 2 semaines de cicatrisation, l'analyse par µCT a montré des valeurs de DMO et de TV/TV significativement plus élevées dans le groupe modifié que dans le groupe conventionnel (p = 0,0188 et p = 0,0253, respectivement ; Figure 4H,I). Ces résultats démontrent des durées d'extraction plus courtes avec l'approche modifiée et suggèrent une meilleure reproductibilité de l'extraction dans les conditions expérimentales testées.

Figure 4. Comparaison des approches conventionnelle et modifiée pour l'extraction de la première molaire mandibulaire chez la souris et l'évolution ultérieure de la cicatrisation de l'alvéole dentaire. 
(A–D) Tomographies computérisées microscopiques représentatives (µCT) images des alvéoles post-extraction immédiatement après l'extraction (A, B) et 2 semaines après l'extraction (C, D), obtenues selon l'approche conventionnelle (A, C) ou modifiée (B, D). Les panneaux 1 à 3 montrent respectivement les vues sagittale, coronaire et transversale, tandis que le panneau 4 présente la reconstruction tridimensionnelle correspondante. Les lignes pointillées rouges délimitent les contours initiaux des racines. Les lignes pointillées blanches et les flèches rouges indiquent les défauts des parois alvéolaires. Les lignes pleines oranges dans A1, B1, C1 et D1 indiquent les positions correspondantes des vues en coupe transversale. Les lignes pointillées bleues dans C1, C2, D1 et D2 indiquent l'étendue de l'os nouvellement formé à l'intérieur de l'alvéole post-extraction. L'os nouvellement formé est mis en évidence en rouge sur les reconstructions tridimensionnelles (C4, D4). (E–I) Comparaison quantitative des performances d'extraction et de la cicatrisation précoce de l'alvéole, incluant la durée d'extraction (E), l'incidence de fracture radiculaire (F), l'incidence de défauts des parois alvéolaires (G), la densité minérale osseuse (DMO ; H) et le rapport volume osseux/volume tissulaire (VO/VT ; I). Pour les résultats procéduraux (E–G), n = 6 souris par groupe ; pour µCT analyse de la cicatrisation de l'alvéole (H,I), n = 3 souris par groupe. La souris individuelle et l’alvéole dentaire correspondante ont été considérées comme unité expérimentale. Les variables continues dans E, H et I sont exprimées en moyenne ± écart-type et ont été comparées à l’aide d’un test t de Student non apparié bilatéral. t test. Les résultats catégoriels présentés en F et G sont indiqués sous forme de nombres bruts et de pourcentages, et ont été comparés à l'aide du test exact de Fisher. Une fracture radiculaire a été observée chez 4/6 souris (66,7 %) dans le groupe conventionnel et chez 2/6 souris (33,3 %) dans le groupe modifié. Des défauts de la paroi alvéolaire sont survenus chez 4/6 souris (66,7 %) dans le groupe conventionnel et chez 0/6 souris dans le groupe modifié. Signification statistique : *, p < 0.05; ***, p < 0.001. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Une extraction réussie a été définie comme le retrait complet de la première molaire mandibulaire sans fragments radiculaires résiduels, tout en préservant l'architecture du socket alvéolaire en vue de l'évaluation ultérieure de la cicatrisation, comme illustré dans la Figure 4A–D. Une extraction a été considérée comme un échec lorsque le retrait incomplet de la dent ou des lésions liées à la procédure compromettaient l'évaluation ultérieure de la cicatrisation du socket. Des exemples représentatifs d'échecs sont présentés dans la Figure 5A–F. Une fracture de la couronne est illustrée dans la Figure 5A, une fracture de la racine distale dans la Figure 5B, et un défaut de la racine mésiale dans la Figure 5C. Des fragments radiculaires résiduels et une fracture de l'apex radiculaire sont montrés respectivement dans les Figure 5D,E. Des lésions structurelles au niveau de la région du canal du nerf alvéolaire inférieur sont illustrées dans la Figure 5F. Ces résultats infructueux étaient associés à un contrôle inadéquat de l'angle ou de la profondeur d'insertion de l'aiguille, à des trajectoires d'extraction inappropriées, à l'application d'une force excessive ou à une manipulation trop importante. L'inclusion de résultats à la fois réussis et sous-optimaux illustre la variété des issues pouvant survenir lors de la mise en œuvre du protocole et fournit des critères pour interpréter le succès ou l'échec de l'extraction.

Figure 5. Exemples représentatifs d'extractions ratées du premier molaire mandibulaire chez la souris. 
(A–F) Images de micro-tomodensitométrie (µCT) et reconstructions tridimensionnelles représentatives illustrant les complications fréquentes liées à l'extraction. (A) Fracture de la couronne. (B) Fracture de la racine distale. (C) Défaut de la racine mésiale. (D) Fragment radiculaire résiduel. (E) Fracture de l'apex radiculaire. (F) Dommages aux structures anatomiques environnantes. Les lignes pointillées rouges délimitent les contours originaux de la racine. Les lignes pointillées blanches délimitent les défauts osseux ou les structures anatomiques adjacentes. Les flèches rouges indiquent les sites de lésion ou de fragments radiculaires retenus. Les racines fracturées et les dents adjacentes sont mises en évidence en rouge dans les reconstructions tridimensionnelles des panneaux A, B, D et E. Les panneaux C et F incluent des vues transversales représentatives des reconstructions tridimensionnelles. Tous les échantillons ont été prélevés deux semaines après l'extraction dentaire. Échelles = 200 µm. Abréviation : µCT, micro-tomodensitométrie. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

Discussion

La mise en place réussie du TSHM nécessite l'extraction complète de la dent tout en préservant l'architecture alvéolaire environnante, car les lésions liées à l'extraction peuvent compromettre la régénération osseuse ultérieure¹⁶. Par conséquent, la reproductibilité de la procédure d'extraction constitue un facteur déterminant essentiel de la fiabilité du modèle¹⁷. Dans cette étude, une approche modifiée d'extraction du premier molaire mandibulaire par forceps a été comparée de manière systématique à une technique conventionnelle basée sur un levier, dans des conditions standardisées de formation. La méthode modifiée a montré une efficacité et une reproductibilité procédurales améliorées, comme en témoigne un temps d'extraction significativement plus court et un nombre réduit de complications liées à l'extraction. Plus précisément, après une même période d'entraînement de deux semaines, le temps moyen d'extraction a été réduit de 29 min avec l'approche conventionnelle à 10 min avec l'approche modifiée. De plus, aucune lésion de la paroi de l'alvéole dentaire n'a été observée dans le groupe modifié, alors que cette complication survenait fréquemment dans le groupe conventionnel. Bien que l'incidence de la fracture radiculaire ne diffère pas de manière significative entre les groupes, la fréquence plus faible observée avec la méthode modifiée suggère une meilleure cohérence procédurale dans les conditions expérimentales actuelles. En outre, une préservation améliorée de l'architecture de l'alvéole d'extraction a été associée à une cicatrisation osseuse précoce renforcée après deux semaines. Dans leur ensemble, ces résultats indiquent que la technique modifiée pourrait réduire la variabilité dépendant de l'opérateur lors de l'établissement du modèle.

L'inspection directe de la dent extraite et de l'alvéole suffit pour identifier de façon routinière les fractures radiculaires évidentes et les défauts majeurs de l'alvéole. Dans cette étude comparative, la microtomographie à rayons X (µCT) a été utilisée comme outil objectif de validation afin de détecter les fragments radiculaires résiduels et les défauts subtils de la paroi alvéolaire, ainsi que pour quantifier les résultats précoces de la cicatrisation alvéolaire. La performance améliorée de l'approche modifiée pourrait être attribuée aux différences dans la stratégie mécanique utilisée pour l'extraction dentaire. Les techniques conventionnelles d'extraction des molaires mandibulaires chez la souris reposent généralement sur des procédures de luxation^13,18, au cours desquelles une force mécanique est appliquée par des instruments insérés autour de la molaire et progressivement exercée pour mobiliser la dent. Toutefois, en raison de la morphologie apicale élargie des premières molaires mandibulaires chez la souris et de leur accessibilité chirurgicale limitée⁹, ces procédures peuvent engendrer un stress mécanique localisé au niveau du site d'insertion et des structures alvéolaires environnantes. En revanche, l'approche modifiée déplace le point principal d'application de la force de la région radiculaire vers la couronne, plus stable. En appliquant une traction contrôlée parallèlement à l'axe long de la dent tout en stabilisant simultanément la mandibule, cette stratégie pourrait faciliter une expansion progressive de l'alvéole d'extraction et réduire la concentration de stress incontrôlée. Importamment, cette modification simplifie également l'étape principale de contrôle de la force durant l'extraction, abaissant potentiellement le seuil technique pour les chercheurs possédant une expérience limitée en microchirurgie.

Malgré ces avantages, plusieurs considérations techniques restent importantes pour une mise en œuvre réussie de ce protocole, car le résultat dépend encore de la technique de l'opérateur. Premièrement, maintenir la direction de la force appliquée parallèlement à l'axe long de la dent afin d'améliorer la prise sur la couronne et de minimiser la concentration inutile de contraintes ainsi que la fracture radiculaire associée à une application de force hors axe. Deuxièmement, éviter une profondeur d'insertion excessive des pinces dentées ou une manipulation excessive, car l'un ou l'autre pourrait compromettre l'intégrité du site d'extraction. Troisièmement, lors de l'étape facultative de relâchement préalable du ligament parodontal, insérer l'aiguille parallèlement à l'axe long de la racine dentaire afin de minimiser les lésions de l'os alvéolaire environnant, conformément au rapport précédent des auteurs¹³. Par conséquent, bien que l'approche modifiée améliore l'accessibilité de la procédure, une formation adéquate et une manipulation standardisée restent essentielles pour obtenir des résultats reproductibles.

Plusieurs limites doivent être prises en compte lors de l'interprétation de ces résultats. Premièrement, la taille de l'échantillon pour l'évaluation par µCT était relativement restreinte. Par conséquent, les différences observées dans la phase précoce de la cicatrisation osseuse doivent être interprétées comme une preuve complémentaire d'un meilleur établissement du modèle, plutôt que comme une preuve définitive d'une cicatrisation améliorée. Deuxièmement, seuls deux opérateurs ont été inclus dans cette étude. En conséquence, l'évaluation de la variabilité inter-opérateur était limitée et pourrait avoir introduit un biais lié à l'opérateur. Troisièmement, le protocole n'a été validé que sur les premières molaires mandibulaires droites de souris mâles âgées de 8 semaines. Des comparaisons quantitatives du taux de succès de l'extraction, des complications liées à la procédure et de la cicatrisation de l'alvéole chez des groupes d'animaux d'âges différents n'ont pas été réalisées. Ainsi, il reste à déterminer si les avantages observés peuvent être généralisés à des animaux d'autres âges ou sexes, ce qui nécessite des investigations supplémentaires.

En résumé, cette étude présente une approche optimisée d'extraction du premier molaire mandibulaire chez la souris et valide ses performances par une comparaison directe avec la technique conventionnelle. La méthode modifiée permet d'établir de manière plus reproductible des modèles murins de cicatrisation alvéolaire mandibulaire tout en réduisant le niveau technique initial requis pour les débutants. Ces résultats offrent des orientations pratiques aux chercheurs mettant en place des modèles de cicatrisation des alvéoles dentaires mandibulaires.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Aiguilles de seringue 25 G	Beyotime	FS802-30pcs	Aiguilles de seringue jetables utilisées pour le rétracteur buccal et le relâchement facultatif du ligament parodontal
Solution de paraformaldéhyde à 4 %	Solarbio	P1110	Solution de paraformaldéhyde à 4 % utilisée pour la fixation des échantillons
Éthanol à 75 %	Ouse Medical Devices Store	N/A	Éthanol médical à 75 % utilisé pour la désinfection de surface
Souris C57BL/6	Charles River	213	Souris mâles C57BL/6 âgées de 8 semaines et pesant entre 22–29 g
Carprofène	Solarbio	C5350	Analgésique postopératoire administré par voie sous-cutanée à 5 mg/kg
Boules de coton	Ouning Medical Devices	N/A	Boules de coton stériles utilisées pour le nettoyage buccal et l’hémostase
CTAn v1.18.4.0+	SkyScan	N/A	Logiciel utilisé pour l’analyse d’images μCT
DataViewer v1.5.6.2	SkyScan	N/A	Logiciel utilisé pour visualiser et exporter les images μCT reconstruites
Protège-doigts	LeSu Office	MEKU-1/2/3B	Protège-doigts utilisés pour protéger le pouce pendant l’extraction
Plaque de mousse	Dongguan Lijianglong Industrial Co., Ltd.	N/A	Plaque de mousse utilisée comme plateforme opératoire et de fixation
Aliment gélatineux	ReadyDietech	J10001	Régime postopératoire fourni au fond de la cage pendant 3 jours, le cas échéant
GraphPad Prism v10.1.2	GraphPad	RRID: SCR_002798	Logiciel utilisé pour l’analyse statistique et la génération de graphiques
Lampe frontale	Bazhou Pengen Protective Equipment Factory	N/A	Lampe frontale utilisée pour éclairer le champ opératoire
Plaque chauffante	Shijiazhuang Jianuan Electrical Appliances Co., Ltd.	N/A	Plaque chauffante préchauffée à environ 38 °C pour la récupération postopératoire
Phantom d’hydroxyapatite	QRM	QRM-70127	Phantom de calibration utilisé pour convertir les valeurs d’atténuation CT en densité minérale osseuse
Dispositif de grossissement	Olympus Corporation	SZX10	Dispositif utilisé pour inspecter les pointes de pince dentée et le logement d’extraction sous grossissement
Masque	Senlun Medical Devices Specialty Store	N/A	Masque chirurgical
Scanner de micro-tomodensitométrie	Bruker SkyScan	SkyScan 1276	Scanner μCT utilisé à 80 kV, 500 μA et une résolution de voxel de 10 μm
Mimics Research v21.0	Materialise	RRID: SCR_015802	Logiciel utilisé pour la reconstruction tridimensionnelle
Phénobarbital sodique	Sigma-Aldrich	P3761	Sel sodique de phénobarbital utilisé comme solution anesthésique à 1 %
Solution tamponnée au phosphate (PBS)	Solarbio	P1010	Poudre de PBS 0,01 M, pH 7,2–7,4
Solution antiseptique à la povidone-iodée	Belkon Pharmacy Flagship Store	N/A	Solution à la povidone-iodée utilisée pour la désinfection abdominale
Élastiques	Foshan Puli Rubber Products Factory	N/A	Élastiques utilisés pour assembler le rétracteur buccal
Solution saline	Thermo Fisher	BR0053G	Comprimés salins utilisés pour préparer la solution de nettoyage buccal
Régime alimentaire standard	Jiangsu Xietong Pharmaceutical and Biotechnology Engineering Co., Ltd.	XTC01WC-001	Régime standard utilisé pour l’élevage courant et ramolli pour l’alimentation postopératoire
Stérilisateur à vapeur	Installation institutionnelle	N/A	Équipement utilisé pour stériliser les pinces dentées et la solution saline
Compresseurs de coton stériles	Kangbailai Medical Devices Store	N/A	Compresseurs de coton stériles à usage unique
Gants stériles	Senlun Medical Devices Specialty Store	N/A	Gants stériles en latex
Tissu non tissé stérile	Shandong Xinhua Infection Control Supplies Hangzhou Store	N/A	Tissu non tissé stérile utilisé pour recouvrir la surface opératoire et la plaque chauffante
Bonnet chirurgical stérile	Senlun Medical Devices Specialty Store	N/A	Bonnet chirurgical stérile
Tenue chirurgicale	Senlun Medical Devices Specialty Store	N/A	Tenue chirurgicale propre portée pendant l’intervention
Bandes adhésives	Thermo Fisher	15947	Bandes adhésives utilisées pour fixer les membres de la souris
Pinces ophtalmiques dentées	Beyotime	FS229	Pinces ophtalmiques dentées utilisées comme pinces dentaires
Pommade ophtalmique vétérinaire	Dechra Veterinary Products	143-16	Pommade ophtalmique appliquée après l’anesthésie pour prévenir le dessèchement cornéen