What are the four stages of anesthesia in rodents?

Stage one involves an increasing pain threshold with minimal behavioral changes. Stage two is characterized by disorientation and irregular breathing. Stage three, the surgical stage, has four planes where the animal progresses from loss of righting reflex to complete anesthesia suitable for surgery. Stage four represents overdose with complete paralysis, potentially leading to respiratory arrest and death.

How should you prepare equipment before inducing anesthesia with an inhalant anesthetic?

First, fill the precision vaporizer with appropriate liquid anesthetic. Check the waste gas scavenging system canister by weighing it; replace if it has increased fifty grams above starting weight. Assemble the induction chamber ensuring input connects from the vaporizer and output connects to the scavenging system. Verify all connections are secure before placing the animal in the chamber.

What is the preferred method for inducing anesthesia in rodents?

The preferred method is induction in a precision vaporizer-connected chamber at 3-5% isoflurane with 1 liter per minute oxygen flow. After the animal is fully anesthetized, flush the chamber with oxygen by turning off isoflurane before gently removing the animal. This reduces personnel exposure to anesthetic gases compared to using a nose cone or facemask, which animals may resist.

How do you assess anesthetic depth during a surgical procedure?

Assess anesthetic depth every 10-15 minutes using physical methods like toe pinch, tail pinch, or pinna pinch to check for withdrawal reflexes. Also evaluate the palpebral reflex by touching the medial canthus and the corneal reflex by touching the cornea. Monitor physiological indicators including heart rate, respiratory rate, blood pressure, mucous membrane color, and capillary refill time, which should not exceed 1-2 seconds.

What factors determine which anesthetic to use for a rodent procedure?

The choice of anesthetic depends on the extent and duration of the procedure, the species and strain, the animal's age, and its physiological status. Accurate body weight measurement is essential before anesthesia to ensure appropriate dose calculation, minimize overdose risk, and support animal welfare. Injectable anesthetics like ketamine combined with sedatives or muscle relaxers offer alternatives to inhalant compounds like isoflurane.

Why is thermal support necessary during rodent anesthesia?

Rodents are prone to hypothermia during anesthesia lasting longer than five minutes. Controlled thermal support is required to maintain body temperature and prevent overheating. Hypothermia can complicate recovery and compromise animal welfare. Temperature monitoring and appropriate heating devices should be used throughout the anesthetic procedure to maintain normal body temperature.

What should you do after anesthesia to ensure proper animal recovery?

Animals should recover in a controlled environment with thermal support and appropriate analgesia. Monitor animals continuously until they regain sternal recumbency, normal respiratory function, and appropriate responsiveness. Only fully recovered animals should be returned to their housing. Animals showing anesthetic complications like respiratory depression or delayed recovery require immediate humane intervention and veterinary consultation.

Induction et maintien de l’anesthésie

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du choix approprié des anesthésiques pour la chirurgie et autres procédures potentiellement douloureux doit être déterminé par un vétérinaire. Ceci est basé sur nombreux aspects, y compris l’étendue et la durée de la procédure, les espèces et variétés, l’âge et l’état physiologique de l’animal.

anesthésiques sont disponibles comme substances inhalées ou injectables. L’anesthésie chirurgicale peut être accompli en utilisant une combinaison d’anesthésiques injectables et inhalants. ²

1. Induction de l’anesthésie inhalant

Inhalant anesthésie comprend l’isoflurane, sevoflurane et desflurane, avec l’isoflurane utilisé plus couramment. Ces anesthésiques sont utilisés plus souvent parce que, avec eux, c’est plus facile de contrôler la profondeur de l’anesthésie. Induction de l’anesthésie à l’aide d’anesthésiques par inhalation peut être accomplie avec une cloche de verre ou une chambre à induction qui est munie d’un vaporisateur précision.

Cloche
1. matériel : une cloche de verre ou un bocal de dessiccation avec une plate-forme perforée en céramique ou en plastique, une boule de coton, un liquide anesthésique (isoflurane, sevoflurane ou desflurane) et une hotte vers l’extérieur.
2. Préparation
  1. utiliser la cloche sous un capot et pas sur le banc, pour éviter l’exposition du personnel aux gaz anesthésiques.
  2. Monter la cloche avec la plate-forme en bas, créant un espace entre le fond du bocal et la plate-forme. Cela est nécessaire pour empêcher l’animal d’entrer en contact avec liquide anesthésique.
  3. Gants nitrile Wearing ou autres gants imperméables, saturer le tampon d’ouate avec un anesthésique.
  4. Placer la boule de coton sous la plate-forme dans la cloche de verre.
  5. Fixer le couvercle de la cloche de verre pour éviter l’échappement de la vapeur anesthésique.
3. Induction
  1. Placer l’animal dans la cloche en poussant le couvercle sur le côté.
  2. Une fois que l’animal est dans le pot, il sera nécessaire d’observer son activité et la respiration pour déterminer la profondeur de l’anesthésie.
  3. L’animal est exposé à l’anesthésie, à effet.
  4. Une fois que l’animal est complètement anesthésié, glissez le couvercle d’un côté, laissant un espace suffisant pour permettre l’introduction d’une main. Saisir la queue, peau du cou ou corps de l’animal anesthésié et retirer doucement de la cloche de verre.
Vaporisateurs de précision
vaporisateurs de précision peuvent être utilisés avec une chambre à induction ou un masque facial. La machine d’anesthésie doit être inspectée avant chaque intervention. L’anesthésie correcte devrait être ajoutée si les niveaux sont faibles. Le système de nettoyage doit être vérifié pour s’assurer que les gaz résiduaires sont entièrement retirés. Pour les systèmes d’anesthésie passive effluents gazeux, la cartouche de nettoyage doit être pesée pour déterminer si elle est toujours en vigueur. En règle générale, une augmentation de poids de 50 grammes au-dessus du poids de départ est le point où la cuve est passée.
1. Matériel
  1. une chambre à induction, un vaporisateur de précision, un gaz résiduaires d’unité (passive ou active) et un liquid anesthésique (isoflurane, sevoflurane ou desflurane, tel que déterminé par le type de vaporisateur en cours d’utilisation).
2. Préparation
  1. assembler la chambre induction telle que l’entrée n’est le vaporisateur et la sortie est pour le gaz résiduel nettoyage système.
3. Induction
  1. Placer l’animal dans la chambre de l’induction. Certaines chambres ont un couvercle coulissant, et d’autres ont un couvercle à charnière qui s’enclenche.
  2. Une fois l’animal est dans la chambre, le débit d’oxygène est démarré et le vaporisateur de précision est mis en marche à un niveau d’induction de 3-4 pour l’isoflurane. Des niveaux inférieurs de livraison anesthésique seront traduira par un plus long temps d’induction.
  3. L’animal est exposé à l’anesthésie, à effet.
  4. Une fois que l’animal est complètement anesthésié, rincer la chambre avec de l’oxygène avant d’enlever l’animal pour éviter l’exposition du personnel aux gaz anesthésiques. Si la chambre d’induction est placée dans une hotte aspirante, un rinçage avec de l’oxygène n’est pas nécessaire de purger l’anesthésie de la chambre avant ouverture.
  5. Saisir la queue, peau du cou ou corps de l’animal anesthésié et retirer doucement de la chambre de.
Masque
1. l’équipement comprend un cône de nez rongeur ou masque, un vaporisateur de précision, un gaz résiduaires d’unité (passive ou active) et un liquide anesthésique (isoflurane, sevoflurane ou desflurane, tel que déterminé par le type vaporisateur en usage).
2. Préparation
  1. assembler la coiffe ou masquer telle que l’entrée n’est le vaporisateur, et la sortie est pour le gaz résiduel nettoyage système.
  2. Rongeur machines anesthésiques ont souvent un toggle pour basculer la livraison vapeur anesthésique de la chambre de l’induction au masque ou rongeur coiffe. Assurez-vous que c’est correctement définie pour coiffe anesthésique.
3. Induction
  1. comme les gaz anesthésiques ont une odeur désagréable, beaucoup d’animaux s’opposera à être masqué pour l’induction. La méthode recommandée consiste à utiliser la boîte de l’induction suivie d’entretien avec le cône de nez. Une fois l’animal ' nez s ou le visage est solidement dans le masque, le débit d’oxygène est démarré et le vaporisateur de précision est mis en marche à un niveau d’induction de 5 pour l’isoflurane. Des niveaux inférieurs de livraison anesthésique seront traduira par un plus long temps d’induction et une augmentation du mal par l’animal.
  2. Il est impératif que l’animal soit contrôlé pour la respiration, car trop ferme une connaissance durant l’induction peut entraîner une asphyxie.
  3. Dès que l’animal commence à se détendre, le nez ou le visage peut être ajustée dans le cône de nez ou le masque et la livraison anesthésique est réduite à un niveau de maintenance de 1,5 à 0,5 pour l’isoflurane lorsqu’on atteint une relaxation complète.

2. Induction de l’anesthésie à l’aide d’anesthésiques injectables

anesthésiques injectables sont principalement un mélange de kétamine et de sédatifs ou de muscle relaxers.

les combinaisons courantes sont : 1) rongeur Cocktail, qui se compose de kétamine (100 mg/ml), la xylazine (20 mg/ml), acépromazine (10 mg/ml) et du sérum physiologique stérile (0,9 % NaCl) ; 2) kétamine/xylazine 2:1, qui se compose de kétamine (100 mg/ml) et de xylazine (20 mg/ml) solution saline stérile (0,9 % NaCl) ; et 3) kétamine/xylazine souris Mix, qui se compose de kétamine (100 mg/ml) et de xylazine (20 mg/ml) solution saline stérile (0,9 % NaCl). Lorsque vous utilisez la liste déroulante kétamine/xylazine, stimuler ne doit se faire avec la kétamine uniquement, pas de xylazine, en raison de la demi-vie de ces drogues.

la combinaison de la kétamine avec des sédatifs et/ou des myorelaxants doit être préparé comme une solution-mère d'où on peuvent tirer des doses individuelles. Les agents doivent être précisément mesurés et diluées avec du sérum physiologique stérile pour s’assurer que des doses appropriées sont administrées aux animaux. Parce que la kétamine est une substance réglementée, le montant utilisé des bouteilles doit être remarqué sur un " journal de drogue contrôlée, " et les mélanges doivent avoir individuels " Substance contrôlée journaux. " lors de la préparation de mélanges, ajouter la kétamine lentement au bouteille, car il a tendance à mousser s’il est injecté avec force. Une bouteille stérile bouché 20 ml est utilisée pour le mélange. Les bouteilles doivent être correctement étiquetés avec le nom de ces composés, la date mixé, la date d’expiration, le numéro de lot de kétamine (comme c’est une substance contrôlée) et le dosage suggéré. La date d’expiration peut être déterminée par la date de l’ingrédient plus tôt à l’expiration (selon les règles et lignes directrices de l’installation/État). Pour la tenue de registres exact de la kétamine, la bouteille vide et la bouteille remplie doivent être pesés. Ensuite, les poids doivent figurer sur l’étiquette du mélange et sur la fiche individuelle de Substance contrôlée Log qui est établie pour chaque bouteille. Stocker des mélanges de kétamine dans une zone sombre, à température contrôlée pour maintenir la puissance.

Préparation de rongeur Cocktail
1. équipement pour la préparation de la solution anesthésique inclut 3 seringues de cc, 12 cc seringue, 22 g x 1 " aiguilles, 1.8 cc de kétamine injectable 100 mg/ml, 1.8 cc de xylazine injectable 20 mg/ml, 0,6 cc d’acépromazine injectable 10 mg/ml, 15,8 cc de sérum physiologique stérile pour injection et d’une étiquette anesthésique.
2. Tirage jusqu'à 15,8 cc de sérum physiologique stérile et l’injecte dans la bouteille. Utilisez la seringue cc 12 et une seringue cc 3 et éliminer les bulles d’air pour des mesures précises.
3. Ajoute la bouteille de la kétamine, xylazine et acepromazine.
Induction de rongeur Cocktail
1. en général, Cocktail rongeur est utilisé pour l’anesthésie de la souris. En raison de la variation en réponse aux rongeurs Cocktail chez des rats adultes, il est mieux utilisé chez les rats âgés de moins de 5 semaines. Cocktail de rongeur peut être utilisé en conjonction avec l’anesthésie par inhalation, surtout chez les rats.
2. Cocktail rongeur est généralement administré à des souris selon leur poids, selon le calcul suivant : (BW x 10) - 50 = microlitres Cocktail rongeur à donner. Cela variera selon le statut de souche, âge et santé.
3. Cette solution est donnée uniquement par voie intrapéritonéale. S’il est injecté par voie intramusculaire, il peut y avoir une réaction sévère dans les tissus.
Préparation de kétamine/xylazine 2:1
1. Equipements pour la preparation de la solution anesthésique inclut 3 seringues de cc, 22 g x 1 " aiguilles, 10 cc de kétamine injectable 100 mg/ml, 5 cc de xylazine injectable 20 mg/ml, un stérile 20 bouché bouteille ml et une étiquette anesthésique.
2. Ajoute la bouteille de la kétamine et xylazine.
Induction
1. kétamine/xylazine 2:1 est utilisé pour l’anesthésie pour les rats et peut être utilisé en conjonction avec l’anesthésie par inhalation.
2. 2:1 de kétamine/xylazine est généralement donné commençant par une dose de 0,3 cc et a augmenté de 0,02 cc avec les événements subséquents anesthésiques. Cela variera selon le statut de souche, âge et santé.
3. Kétamine/xylazine 2:1 est administré uniquement par voie intramusculaire.
Préparation de kétamine/xylazine souris Mix
1. équipement de kétamine/xylazine souris Mix requis pour la préparation de la solution anesthésique comprend 3 seringues de cc, 22 g x 1 " aiguilles, 3.6 cc de kétamine injectable 100 mg/ml, 0,4 cm xylazine injectable 20 mg/ml, 16 cc physiologique (0,9 % NaCl), une bouteille stérile bouché 20 ml et une étiquette anesthésique.
2. Ajouter la kétamine et xylazine dans le flacon, qui en fait une solution 9:1 de la kétamine à xylazine.
3. Ajouter la solution saline dans le flacon, résultant dans un mélange de 1:4 de kétamine/xylazine 9:1 à saline.
Induction de kétamine/xylazine souris Mix
1. mélange de kétamine/xylazine souris peut également être utilisé en conjonction avec l’anesthésie par inhalation.
2. Mélange de kétamine/xylazine souris est généralement administré à des souris selon leur poids, selon le calcul suivant : (BW x 10) - 50 = microlitres kétamine/xylazine Mix souris à donner. Cela variera selon le statut de souche, âge et santé.
3. Mélange de kétamine/xylazine souris peut être administré par voie intrapéritonéale.

3. Évaluation de l’anesthésie

profondeur anesthésique peut être évaluée par des essais de la réponse à divers stimuli. Mouvement volontaire entraînera des stimuli physiques du corps. Voir le tableau 1 pour une liste de méthodes physiques utilisés pour l’évaluation de la profondeur anesthésique.

Réflexe de positif A

méthode	procédure	réponse
Toe pincer	allonger la jambe et isoler la sangle entre le les orteils. Ce domaine est pincé fermement en utilisant soit les ongles ou une pince atraumatique.	est indiqué par la rétraction de la jambe ou le retrait du pied. L’animal n’est pas sur un plan chirurgical de l’anesthésie s’il y a mouvement de jambe ou de corps, vocalisation ou augmentation marquée des respirations.
Queue pincer	la pointe de la queue se coince en utilisant soit les doigts ou une pince atraumatique.	Une réaction positive est indiquée par les secousses ou mouvement de la queue. L’animal n’est pas sur un plan chirurgical de l’anesthésie s’il y a mouvement de la queue, vocalisation ou une augmentation marquée en respirations.
Oreille pincer	en utilisant les doigts ou une pince atraumatique, pincez l’extrémité de la Penne.	Une réaction positive secoue la tête ou le mouvement des moustaches vers l’avant. Si il y a mouvement de la tête, les moustaches, les vocalisation, ou marqué d’augmentation de la respiration, l’animal n’est pas sur un plan chirurgical de l’anesthésie.
Palpébrale réflexe	bout du doigt, toucher le canthus médial (coin interne) de le œil.	A réflexe positif est indiqué par un clignotement en réponse à toucher les paupières. Si il y a mouvement des paupières, moustaches, ou marqué d’augmentation de la respiration, l’animal n’est pas sur un plan chirurgical de l’anesthésie.
Réflexe cornéen	à l’aide d’un coton-tige, appuyer doucement sur la cornée (globe oculaire).	A réponse positive est indiquée par un clin d’oeil. Si il y a mouvement des paupières, moustaches, ou marqué d’augmentation de la respiration, l’animal n’est pas sur un plan suffisamment profond de l’anesthésie chirurgicale.

Table 1. Méthodes des stimuli physiques pour évaluer la profondeur de l’anesthésie. ²

indicateurs physiologiques tels que la fréquence cardiaque, fréquence respiratoire, la pression artérielle, couleur de la muqueuse et temps de remplissage capillaire devraient également être utilisés. Observations générales peuvent être utiles pour détecter des changements dans la fréquence respiratoire des animaux, afin d’utiliser la fréquence cardiaque ou la tension artérielle pour l’évaluation de la profondeur, un équipement spécialisé est nécessaire. Si un électrocardiographe est disponible, la vitesse et la force des battements de coeur peuvent être mesurées. Pour mesurer la tension artérielle, il existe une variété de dispositifs qui sont montés sur la queue ou même sur tout le corps. Des stimuli physiques tel que décrit dans le tableau 1 entraînera une hausse dans les trois de ces paramètres.

la couleur de la muqueuses, yeux, oreilles, bouche, nez, anus, et -dans une moindre mesure-les pattes et la queue sont observées pour des changements. Les domaines devraient être roses, indiquant la respiration adéquate et la fonction cardiaque. Lorsque l’animal se déplace à l’anesthésie de stade IV, la respiration cesse, résultant en une cyanose-indiquée par un bleu ou gris couleur-pour les muqueuses et la peau environnante.

temps de remplissage capillaire est défini comme la quantité de temps nécessaire pour la couleur revenir à l’utilisation d’une lit capillaire externe après elle a été blanchie par l’application d’une pression sur la zone. Un bâtonnet applicateur ou un doigt appuie sur les gencives, pinna ou lits d’ongle des animaux anesthésiés. Le nombre de secondes qu’il faut pour la zone blanchie revenir à une couleur rose ne soient pas plus thun 1-2 secondes. Un temps de recharge prolongée suggère une réduction de la fréquence cardiaque ou la force des contractions cardiaques, indiquant que l’animal peut être trop profondément anesthésié et proche de la mort.

il est important d’utiliser plusieurs paramètres différents pour évaluer la profondeur de l’anesthésie. En utilisant le même orteil ou oreille pour pincées répétées se désensibiliser la zone, et la réponse sera réprimée et ne donnent pas une évaluation précise de la profondeur de l’anesthésie. Utiliser des sites alternatifs pour orteil et oreille pincent les quotes-parts. Profondeur de l’anesthésie doit être réévaluée toutes les 10-30 minutes tout au long de la chirurgie. ²

ont démontré qu’il y a des changements cardiorespiratoires chez un animal anesthésié. Tandis qu’anesthésiés avec médicaments injectables, les animaux connaissent un taux respiratoire stable ; Cependant, ils démontrent la variabilité cardiaque. La réponse aux anesthésiques injectables a été signalée à varier considérablement entre les différentes souches, ainsi il est difficile de normaliser la posologie. ⁷ agents inhalants tendent à diminuer la fréquence respiratoire, mais ont un impact moindre sur le système cardiovasculaire. Comme le dosage de l’inhalant anesthésie est facilement réglable pendant toute la durée de la procédure, il est souvent préférable.