Name: Transfection dADN des mammifères muscles squelettiques à laide In Vivo Lélectroporation (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-10-19T14:00:00.000+00:00
Duration: 15 min 56 s
Description: Apprenez la transfection d'ADN plasmidique dans les muscles du pied de souris par électroporation in vivo. Cette méthode permet d'étudier l'expression génique et la localisation protéique en temps réel.

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Nous remercions le Dr T. Otis, département de neurobiologie, UCLA, pour le partage de l&#39;installation TPLSM avec nous, le Dr C. Fahlke, Institut de Physiologie, RWTH Aachen, en Allemagne, pour le don en nature du plasmide pEYFP-ClC1, et M. . R. Serrano pour le soutien technique. Ce travail a été soutenu par des subventions du NIH / NIAMS subventions et AR047664 AR54816.

Procédures expérimentales pour l&#39;électroporation in vivo de muscles FDB et IO <ol><li> Avant de commencer l&#39;électroporation in vivo dans des protocoles, des plasmides d&#39;expression mammifère doit être amplifié pour produire de concentration dans la gamme de à 2-5 mg Remarque plasmidique / ul de TE:. Nous utilisons régulièrement des kits d&#39;amplification commerciaux et suivre les procédures du fabricant. Plasmides d&#39;expression commerciaux transportant le travail promoteur CMV très bien dans le muscle squelettique de transfections in vivo. </li><li> Aliquoter le volume nécessaire (10-20 pi) de la solution de plasmide et l&#39;enregistrer dans deux tubes de 0,5 ml Eppendorf (une pour chaque pied de la souris). </li><li> Préparer une solution contenant 2 mg / ml de hyaluronidase dans le Tyrode stérile. </li><li> Utiliser une boîte anesthésier, profondément anesthésier une souris utilisant 4% d&#39;isoflurane en O2 avec une machine à gaz anesthésique approuvé. Placez l&#39;animal sur un coussin chauffant (37 ° C) et de maintenir l&#39;anesthésie avec un masque facial chez les rongeurs. Surveiller la profondeur de l&#39;anesthésie par réflexe pincement de l&#39;orteil. </li><li> Sous observation avec un microscope à dissection, injecter 10 ul de la solution de hyaluronidase sous les coussinets d&#39;un pied de la souris en utilisant une 1 &quot;de long aiguille de calibre 33 stérile. Pénètrent dans la peau à un point proche du talon du pied et de faire avancer l&#39;aiguille sous la peau vers la base des orteils pour ~ 1 / 4 &quot;. </li><li> Répétez la procédure avec l&#39;autre pied s&#39;il le désire. </li><li> Débranchez l&#39;anesthésie et le lieu de la souris dans une cage. Laissez-le se remettre complètement de l&#39;anesthésie. </li><li> Après une heure, anesthésier l&#39;animal pour une deuxième fois et le placer sur le coussin chauffant. Suivant la même procédure décrite pour la solution de hyaluronidase, injecter un total de 20-50 pg de l&#39;ADN plasmidique (selon la taille de la construction plasmidique). Le volume d&#39;injection totale devrait être inférieure à 20 pl / pied. Remarque: lorsque L μ 15-20 est nécessaire, il est conseillé de fermer la peau au point d&#39;entrée d&#39;aiguille avec le tissu de la colle. </li><li> Débranchez l&#39;anesthésie et le lieu de la souris dans une cage. Laissez-le se remettre complètement de l&#39;anesthésie et d&#39;attendre 10-15 minutes. </li><li> Anesthésier les animaux pour la troisième fois et le placer sur le coussin chauffant. </li><li> Sélectionnez un pied de l&#39;animal. Placez une aiguille d&#39;acupuncture plaqué or sous la peau au niveau du talon, et un second à la base des orteils. Les électrodes sont orientés parallèlement les uns aux autres et perpendiculaires à l&#39;axe longitudinal du pied. </li><li> Connectez la tête des aiguilles (électrodes) au stimulateur électrique à l&#39;aide de micro-clip connecteurs. Électroporation les muscles en appliquant des impulsions 20, 20 ms en durée / chacune, à 1Hz. Selon l&#39;espacement des électrodes, l&#39;amplitude de la tension des impulsions &#39;est ajustée (en surveillant avec un oscilloscope) pour donner un champ électrique de ~ 100 Note V / cm:. Pas de contractions en réponse à des stimuli doit être observée si le niveau de L&#39;anesthésie est adéquat. </li><li> Si désiré, répétez la procédure ci-dessus dans le pied controlatéral de l&#39;animal. </li><li> Retour à l&#39;animal de sa cage et une fois complètement récupéré de l&#39;anesthésie le maintenir sous observation. Note: si la procédure a normalement, l&#39;animal devrait retrouver une mobilité complète dans les 30 minutes et est ensuite prêt à être renvoyé à la salle des animaux à la vivarium. Les injections de hyaluronidase et de l&#39;ADN dans les coussinets plantaires n&#39;ont pas perceptibles des effets néfastes sur les animaux. Une fois remis de l&#39;anesthésie, les souris sont capables de déambuler normalement autour de la cage. Comme précaution supplémentaire, ajouter à l&#39;eau potable de l&#39;animal au carprofène 0,0027 mg / ml pendant 2 jours comme un analgésique. </li><li> L&#39;expression des protéines peuvent être dosées 2-8 jours après la transfection. Cependant, l&#39;expression de nombreuses protéines soutenue a été observée pendant des mois. </li></ol> REMARQUE: Toutes les procédures animales étaient approuvés par le Comité du chancelier UCLA Animal Research comme prescrit par la Loi sur la protection des animaux et de la politique du PHS sur les soins aux animaux et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire. Les résultats représentatifs: La mise en œuvre correcte de l&#39;électroporation in vivo dans les procédures décrites ci-dessus devrait se traduire par la transfection de plasmides efficaces dans les muscles FDB et IO. Toutefois, l&#39;efficacité de l&#39;expression des variants de la protéine transgénique dépendra du plasmide, la taille et la complexité de la protéine, les propriétés fonctionnelles de la protéine, et un certain nombre d&#39;autres variables hors de notre contrôle. Comme l&#39;illustre la figure 1 pour un muscle FDB électroporation dans la présence d&#39;un plasmide commercial (PMR-mCherry) codant pour la protéine mCherry, la plupart des fibres musculaires sont transfectées avec notre protocole, comme illustré par le fait que la plupart d&#39;entre eux d&#39;affichage à fluorescence rouge. Cela n&#39;exclut pas la possibilité que les fibres individuelles présentent différents degrés d&#39;expression de protéines, ou que quelques fibres ne sont pas du tout transfectées 3. Il doit be fait remarquer que l&#39;expression efficace de grandes quantités de protéines fluorescentes comme mCherry, EGFP, ECFP et EYFP, n&#39;altère pas l&#39;excitabilité des fibres musculaires et propriétés de couplage excitation-contraction. En fait, ils sont indiscernables de ceux des muscles simulacre transfectées (résultats non présentés). Approches pratiques utilisées pour vérifier l&#39;expression des protéines localisées fluorescence marqués dans les fibres musculaires squelettiques. La localisation intracellulaire des protéines exprimées di novo transgénique est évaluée régulièrement par l&#39;acquisition simultanée, en utilisant le TPLSM, images fluorescentes des balises respectives et des images de marqueurs bien identifié des structures cellulaires. Le plus typique de ces derniers sont: a) la génération de second harmonique (SHG) des images, qui proviennent de l&#39;anisotropie de la myosine sarcomériques Un bandes (centré à la M-lignes) 9,10, et b) di-8-ANEPPS de fluorescence images, qui peuvent être obtenues par marquage de la surface et transversale tubulaire (T-tubules) système de membranes des fibres musculaires avec cette dye11 imperméants potentiométrique. Dans les images de fluorescence des fibres musculaires colorés avec di-8-ANEPPS, le T-tubules apparaissent comme des bandes étroites de la fluorescence orienté approximativement orthogonale à l&#39;axe longitudinal de la fibre. Ces bandes sont inégalement espacées les unes des autres: ils sont séparés par une longue distance qui s&#39;étend à travers le M-lignes, et une courte qui s&#39;étend à travers la ligne Z 11. Expression et localisation des α-actinine-EGFP dans les fibres musculaires squelettiques. Un exemple de l&#39;expression d&#39;une variante de la protéine marqués musculaires structurelles α-actinine est montré dans la figure 2. Cette protéine est connue pour être une composante majeure de la ligne Z et, en tant que telle, est couramment utilisé comme marqueur de cette structure12. Nous transfectées muscles FDB et IO avec le plasmide pEGFPN1-α-actinin1 d&#39;encodage pour l&#39;homme (non musculaire) α-actinine marqués au terminal C avec EGFP. Six jours après la transfection, nous avons constaté que, tel qu&#39;évalué par la fluorescence EGFP distribution, α-actinine est surtout exprimée à bandes étroites régulièrement espacés le long de l&#39;axe de la fibre. Une seule bande par sarcomère est considéré (Figures 2A et 2D). La colocalisation de ces bandes avec le Z-lignes est démontrée en comparant la distribution de l&#39;EGFP par fluorescence avec le SHG (figure 2B) et di-8-ANEPPS (figure 2E) des images. Comme le montre l&#39;image de superposition (figure 2C), α-actinine-EGFP bandes alternées avec des bandes de SHG, ce qui indique qu&#39;ils sont situés à mi-chemin entre deux consécutifs M-bandes, coïncidant avec l&#39;emplacement de Z-lignes. Dans les fibres musculaires transfectées colorés avec di-8-ANEPPS, α-actinine-EGFP bandes sont vu centré entre chaque paire de tubules T (figure 2F) qui sont connus pour le flanc de la Z-lignes (c&#39;est à dire séparées par une distance plus courte), indiquant ainsi que transgénique α-actinine est ciblée sur les Z-line. Expression de DHPRα1s marqués à l&#39;extrémité N-terminale avec EGFP L&#39;efficacité de la transfection du muscle avec pEGFPC1.1-DHPR 1s α est vérifiée dans les images TPLSM (figure 3A comme) montrant que la plupart des fibres d&#39;exprimer EGFP-DHPRα1s (une protéine transmembranaire). La caractéristique la plus importante de fibres transfectées est le modèle double-bandes de la EGFP par fluorescence (figures 3A et 3B) comme on s&#39;y attendrait si cette protéine a été ciblée sur les T-tubules. Il peut également être observé dans la figure 3 que tout l&#39;affichage des différentes fibres différents niveaux d&#39;intensité de fluorescence, le modèle de fluorescence bandes d&#39;une fibre individuelle semble être maintenue homogène le long de la fibre. Au plus fort grossissement (figure 3B), il peut être clairement vu que l&#39;espacement inégal entre les bandes est similaire à celle observée dans les fibres tachées di-8-ANEPPS (Figure 2E, par exemple). Les images de superposition (figure 3B &amp; 3E) illustrent le fait que les bandes SHG sont situés dans le plus grand espacement entre EGFP-DHPRα1s bandes, corroborant que cette protéine est à la T-tubules. D&#39;autres mesures de FRET avec l&#39;anion non fluorescents lipophiles DPA (données non présentées) démontrent en outre que la fraction EGFP est au sein de quelques nanomètres de le feuillet interne des membranes des tubules T &#39;. La localisation et l&#39;évaluation fonctionnelle de l&#39;expression de EYFP-ClC1 Fibres transfectées avec pEYFP-ClC1, qui code pour une construction EYFP-marqués (à l&#39;extrémité N-terminale) du canal chlorure de muscle squelettique (ClC1), affichage des bandes de fluorescence EYFP (figure 4A) avec une tendance similaire à celle observée pour l&#39;EGFP-DHPRα1s &#39;expression (figure 3A) et correspondant à l&#39;arrangement T-tubules comme illustré avec coloration di-8-ANEPPS (figure 2E). Comme prévu, la superposition de EYFP-ClC1 (figure 4A) et les images SHG (figure 4B) comme indiqué dans la superposition (figure 4C), illustrent le fait que les bandes SHG sont centrés à l&#39;espacement des grandes of entre les bandes de fluorescence EYFP. Afin d&#39;évaluer si l&#39;expression de EYFP-ClC1 traduit par une augmentation significative de la conductance de repos des fibres musculaires, comme prévu par la surexpression de canaux chlorure fonctionnel, nous fibres musculaires dissociées enzymatiquement à partir du muscle FDB transfectées et étudié leurs propriétés électrophysiologiques utilisant un microélectrodes deux montage expérimental décrit précédemment 6,11,13. La figure 5 montre les résultats de deux fibres: une exprimant de grandes quantités de EYFP-ClC1 tel qu&#39;évalué par des mesures globales d&#39;intensité de fluorescence dans un microscope standard à fluorescence (non représenté), et l&#39;autre est un contrôle non transfectées. Le record de tension dans la figure 5A (obtenu à partir de la fibre musculaire exprimer EYFP-ClC1) démontre qu&#39;en raison de la conductance excessive de repos, la fibre est presque non-excitables. Impulsions de relance actuels jusqu&#39;à 400nA (0.5ms) nécessaires pour être utilisé afin d&#39;obtenir une réponse très faible activité (pas de figure 5A dépassement,). Après le remplacement de la solution de Tyrode externe à un contenant 500 uM de l&#39;inhibiteur des canaux chlorure de 9-ACA, 200 impulsions nA actuelles étaient suffisantes pour susciter un potentiel d&#39;action (figure 5B), mais beaucoup plus lent et plus larges que celles enregistrées dans la fibre de contrôle ( La figure 5C). Comme prévu, plus de 9-ACA a eu des effets minimes sur cette fibre de contrôle (figure 5D). <img src="/files/ftp_upload/1520/1520fig1tmb.jpg" alt="Figure 1" border="0" /> Figure 1. Efficacité de transfection de la méthode d&#39;électroporation in vivo. Brightfield (A) et de fluorescence (B) des images d&#39;un muscle FDB transfectées avec PMR-mCherry. Jours après le protocole d&#39;électroporation: 12 jours. S&#39;il vous plaît <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1520/1520fig1.jpg">cliquez ici</a> pour une version agrandie de la figure 1. <img src="/files/ftp_upload/1520/1520figure2.jpg" alt="Figure 2" /> Figure 2. Expression et le ciblage des α-actinine-EGFP dans les fibres de FDB. Panels A et B sont de fluorescence EGFP et images SHG, respectivement, d&#39;une fibre exprimer α-actinine-EGFP. Panel C est une superposition des images de A et B. Les panneaux D et E sont des images de fluorescence d&#39;une autre fibre exprimer α-actinine-EGFP et colorées avec di-8-ANEPPS, respectivement. Panneau de F est la superposition d&#39;images dans D et E. Jours après l&#39;électroporation protocole: 6 jours. <img src="/files/ftp_upload/1520/1520figure3.jpg" alt="Figure 3" /> Figure 3. Expression et le ciblage de l&#39;EGFP-DHPRα1s en fibres FDB. Groupe A, l&#39;EGFP image de fluorescence d&#39;un groupe de fibres exprimant l&#39;EGFP-DHPRα1s. Groupe B est un agrandissement de la place dans le panneau A, afin de mieux montrer le modèle bandes de l&#39;expression des protéines. Panel C est l&#39;image SHG correspondant à l&#39;image dans le panneau A. D Panel est la superposition des images A et C. Groupe E est un élargissement de la zone indiquée dans Jours D. panneau après le protocole d&#39;électroporation: 20 jours. <img src="/files/ftp_upload/1520/1520figure4.jpg" alt="Figure 4" /> Figure 4. Expression et le ciblage des EYFP-ClC1 en fibres FDB. Les panneaux A et B sont de fluorescence EYFP et images SHG, respectivement, de fibres exprimant EYFP-ClC1. Panel C est la superposition des images dans les panneaux A et B. Groupe D est un profil d&#39;intensité mesurée le long de la ligne blanche en surbrillance dans l&#39;image dans Jours C. panneau après le protocole d&#39;électroporation: 7 jours. <img src="/files/ftp_upload/1520/1520figure5.jpg" alt="Figure 5" /> Figure 5. Fibres évaluation électrophysiologique exprimer transgéniques EYFP-ClC1. Panels A et B sont des enregistrements de tension d&#39;une fibre exprimer EYFP-ClC1 en réponse à des impulsions de courant, avant et après traitement avec 9-ACA, respectivement. Panneaux C et D sont des enregistrements de tension (potentiel d&#39;action) a suscité en réponse à des impulsions de courant dans une fibre non transfectées avant et après traitement avec 9-ACA, respectivement.

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</ol>

Les auteurs n'ont rien à divulguer.

Nous décrivons ici les étapes détaillées qui doivent être suivies afin d&#39;atteindre transfections efficace de plasmides ADN dans les fibres musculaires squelettiques par électroporation in vivo. Les principaux avantages de notre approche sont la simplicité de mise en œuvre et son caractère invasif minimal qui en résulte risque négligeable pour la santé des animaux. En réalité, les protocoles ci-dessus décrite électroporation n&#39;entraînent pas beaucoup plus que les injections sous-cutanées deux par pied, s...

transfection d&#39;adn des mammifères muscles squelettiques à l&#39;aide in vivo l&#39;électroporation

DNA Transfection of Mammalian Skeletal Muscles using In Vivo Electroporation

Un intérêt croissant pour la biologie cellulaire est d&#39;exprimer des formes modifiées transgénique de protéines essentielles (par exemple les constructions fluorescence marqués et / ou de variants mutants) afin d&#39;étudier leur distribution endogène et de la pertinence fonctionnelle. Une approche intéressante qui a été mis en œuvre pour atteindre cet objectif dans les cellules complètement différenciées est le<em&gt; In vivo</emTransfection&gt; de plasmides par diverses méthodes dans des tissus spécifiques tels que le foie<sup&gt; 1</sup&gt;, Le muscle squelettique<sup&gt; 2,3</sup&gt;, Et même le cerveau<sup&gt; 4</sup&gt;. Nous présentons ici une description détaillée des étapes qui doivent être suivies afin d&#39;transfecter efficacement matériel génétique dans les fibres du<em&gt; Court fléchisseur des orteils</em&gt; (FDB) et<em&gt; Interosseux</em&gt; (OI) des muscles de souris adultes en utilisant une<em&gt; In vivo</emApproche de l&#39;électroporation&gt;. Les paramètres expérimentaux ont été optimisés de manière à maximiser le nombre de fibres musculaires transfectées tout en minimisant les dommages tissulaires qui peuvent nuire à la qualité et la quantité des protéines exprimées dans les fibres individuelles. Nous avons vérifié que la mise en œuvre de la méthodologie décrite dans cet article les résultats d&#39;un haut rendement de protéines solubles, soit EGFP et ECFP<sup&gt; 3</sup&gt;, La calpaïne, FKBP12, β2a-DHPR, etc; protéines structurales, c&#39;est à dire minidystrophine et α-actinine et les protéines membranaires, soit α1s-DHPR, RyR1, cardiaques Na / Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Échangeur, NaV1.4 canaux Na, SERCA1, etc, lorsqu&#39;il est appliqué à FDB, IO et autres muscles de souris et de rats. L&#39;expression efficace de certaines de ces protéines a été vérifiée avec biochimiques<sup&gt; 3</sup&gt; Et fonctionnelles des preuves<sup&gt; 5</sup&gt;. Cependant, de loin l&#39;approche la plus commune de confirmation que nous utilisons sont la norme microscopie à fluorescence et la microscopie laser 2-photons balayage (TPLSM), qui permettent d&#39;identifier non seulement l&#39;expression d&#39;ensemble, mais aussi la localisation intracellulaire détaillées, des constructions de protéines par fluorescence marqués. La méthode pourrait être également utilisé pour transfecter des plasmides codant pour l&#39;expression des protéines de pertinence physiologique (comme ici), ou pour l&#39;interférence ARN (siRNA) visant à supprimer l&#39;expression des protéines normalement exprimés (non testé par nous encore). Il faut noter que la transfection de fibres musculaires FDB et IO est particulièrement pertinent pour l&#39;enquête de la physiologie musculaire chez les mammifères car les fibres enzymatiquement dissocié de ces muscles sont actuellement l&#39;un des modèles les plus appropriés pour étudier les mécanismes de base de couplage de l&#39;excitabilité et excitation-contraction dans conditions pince de courant ou tension<sup&gt; 2,6-8</sup&gt;.

Nous décrivons des procédures détaillées pour la transfection efficace de l&#39;ADN plasmidique dans les fibres des muscles du pied des souris vivantes en utilisant l&#39;électroporation et la visualisation ultérieure de l&#39;expression des protéines en utilisant la microscopie à fluorescence.

Transfection d&#39;ADN des mammifères muscles squelettiques à l&#39;aide In Vivo L&#39;électroporation

L'intérêt croissant en biologie cellulaire consiste à exprimer des formes modifiées par transgenèse de protéines essentielles (par exemple, des constructions marquées par fluorescence et/ou des mutants...

L'électroporation peut être réalisée in vivo pour transfecter de l'ADN, des plasmides et exprimer transgéniquement dans les muscles fléchisseurs digitaux courts, ou FDB, et interosseux, ou IO, de souris adulte. La procédure commence par l'anesthésie de la souris. La surface plantaire d'un pied est préparée pour la première injection d'hyaluronidase en insérant l'aiguille au niveau du talon et en la guidant sous-cutanément le long du pied.Une heure plus tard, l'animal est réanesthésié et le plasma est injecté dans la même région sous-cutanée du pied où l'hyaluronidase avait été injectée. Après 10 minutes, des aiguilles à acupuncture plaquées or sont placées sous la peau comme indiqué. Les impulsions d'électroporation sont délivrées après avoir connecté les aiguilles au stimulateur, si nécessaire.La procédure peut être répétée sur le pied controlatéral. Après une période variant de deux à huit jours, l'animal est sacrifié, les muscles sont disséqués et la transfection de la protéine souhaitée est vérifiée en observant la fluorescence au microscope. Bonjour, je suis Marino DeFranco du laboratoire de Julio Vera, du Département de physiologie de la Davy Geffen School of Medicine à l'UCLA.Aujourd'hui, nous allons vous présenter une procédure de transfection in vivo d'un plasmide exprimant une protéine transgénique dans les fibres musculaires de souris adultes. Nous utilisons cette procédure dans notre laboratoire pour étudier l'expression et la localisation de protéines transgéniques, ainsi que l'effet de la surexpression de la protéine sur la physiologie des fibres musculaires. Commençons donc.Avant de commencer les protocoles d'électroporation in vivo, les plasmides d'expression pour mammifères doivent être amplifiés afin d'obtenir des concentrations comprises entre deux et cinq microgrammes de plasmide par microlitre de tampon TE. Nous utilisons couramment des kits d'amplification Qiagen et suivons les instructions du fabricant. Nous recommandons des plasmides d'expression commerciaux portant le promoteur CMV, par exemple EEG FPC un ou EEG FPN un d'In Vitrogen.Étant donné que ce promoteur fonctionne très bien dans le muscle squelettique, nous allons démontrer la procédure par des sections in vivo. À l’aide du P EEG FPN un, nous avons préparé à l’avance une solution contenant deux milligrammes par millilitre d’hyaluronidase dans du tyro stérile. Cette solution est conservée à température ambiante jusqu’à son utilisation pour la préparation des animaux.Pour la transfection, nous utilisons une boîte d'anesthésie reliée à un appareil d'anesthésie gazeuse homologué et anesthésions profondément l'animal avec 4 % d'ISO en fluorure dans l'oxygène. Une fois l'animal anesthésié, nous appliquons une pommade afin de protéger les yeux de la souris contre le dessèchement pendant les procédures d'anesthésie suivantes. Placer l'animal sur un tapis chauffant réglé à 37 degrés Celsius et maintenir l'anesthésie à l'aide d'un masque facial odontologique.Surveillez la profondeur de l'anesthésie en vérifiant le réflexe de pincement des orteils. Lorsque l'animal est profondément anesthésié, utilisez une aiguille stérile de calibre 33 et d'un pouce de longueur pour injecter 10 microlitres de solution UR élevée sous la peau du coussinet plantaire d'une patte de la souris. Sous un microscope stéréoscopique, pénétrez la peau près du talon du pied et avancez l'aiguille sous-cutanément vers la base des orteils.Pendant environ un quart de pouce, injectez doucement la solution afin d'éviter un gonflement excessif de la peau. Répétez la procédure avec l'autre pied. Si souhaité, l'enzyme injectée ramollira, au bout d'environ une heure, les tissus conjonctifs entourant les fibres musculaires en hydrolysant l'acide hyaluronique.Cela facilitera la diffusion du plasmide d'ADN qui sera injecté par la suite dans l'espace interstitiel entre les fibres. Après l'injection d'hyaluronidase, débranchez l'anesthésie et placez la souris dans une cage. L'animal se remettra de l'anesthésie en trois à quatre minutes.Après une heure, anesthésiez à nouveau l'animal. Prélevez 10 microlitres de solution de plasmide et déposez une goutte sur le dos d'un petit bateau en lactosérum propre. Ramassez la goutte avec la seringue d'injection et injectez-la dans la pulpe plantaire.En suivant la même procédure décrite pour la solution d'hyaluronidase destinée aux protéines plus grandes, on peut injecter des quantités plus importantes de plasma. Nous recommandons de ne pas injecter plus de 20 microlitres lorsque plus de 15 microlitres sont nécessaires. Nous conseillons d'utiliser une colle tissulaire pour fermer la peau au point d'entrée de l'aiguille afin d'éviter tout risque de fuite d'ADN par le point de ponction.Déconnectez l'anesthésie et placez la souris dans une cage. Laissez-la récupérer complètement de l'anesthésie et attendez 10 à 15 minutes pour préparer l'électroporation. Anesthésiez l'animal comme précédemment. Sélectionnez un pied de l'animal, placez une aiguille d'acupuncture ou une électrode plaquée or sous la peau au niveau du talon, et la seconde à la base des orteils. Les aiguilles sont orientées parallèlement l'une à l'autre et perpendiculairement à l'axe longitudinal du pied. Les aiguilles d'acupuncture ont un diamètre de 160 micromètres et une longueur de 13 millimètres.Ils sont vendus individuellement emballés et stériles. Selon l'espacement des aiguilles, ajustez l'amplitude de l'impulsion afin d'appliquer des impulsions de tension. Générez un champ électrique d'environ 100 volts par centimètre.Réglez la durée de l'impulsion sur 20 millisecondes et la fréquence à un hertz. Connectez la tête des électrodes au stimulateur électrique à l'aide de connecteurs à pinces micro. Stimulez les muscles du pied en appliquant 20 impulsions électriques.Surveiller la forme d'onde de tension sur l'oscilloscope. Aucune contraction majeure n'est observée en réponse aux stimuli. Si le niveau d'anesthésie est adéquat, on peut procéder, si souhaité, pendant que l'animal est encore sous anesthésie.Répétez la procédure d'électroporation ci-dessus dans l'autre pied ; après l'électroporation, remettez l'animal dans sa cage et maintenez-le en observation. Jusqu'à ce qu'il se réveille complètement de l'anesthésie, l'animal devrait retrouver une mobilité complète dans les cinq minutes. S'il n'y a eu aucune réaction indésirable et si la procédure s'est déroulée normalement, ajoutez à titre de précaution supplémentaire du carfin à raison de 0,027 milligramme par millilitre dans l'eau de boisson de l'animal pendant deux jours.L'expression d'une protéine analgésique peut être analysée de deux à huit jours après la transfection. Toutefois, une expression prolongée de nombreuses protéines a été observée pendant des mois. L'efficacité de la transfection d'un muscle FDB électroporé avec le plasmide commercial P EEG FPN, codant pour la protéine EGFP, peut être facilement visualisée à l'aide de lumière UV provenant soit d'une lampe UV portable, soit de diodes UV de haute intensité.En observant la patte de la souris au microscope stéréoscopique, on peut constater que la plupart des fibres musculaires sont transfectées selon notre protocole, comme en témoigne la présence de fluorescence verte dans la majorité d'entre elles. Le microscope stéréoscopique permet de visualiser le schéma général de transfection du muscle. Répéter cette observation.L'utilisation d'un microscope à fluorescence épiscopique permet de visualiser le motif d'expression de l'EGFP dans des faisceaux de fibres musculaires ou même dans des fibres individuelles. L'efficacité de l'expression de la protéine mCherry dans les fibres musculaires du muscle FDB peut être évaluée en comparant les images en champ clair et en fluorescence du muscle. La localisation intracellulaire des protéines transgéniques nouvellement exprimées peut être évaluée à l'aide d'une microscopie à balayage laser à deux photons à cet effet.Des images des protéines marquées par fluorescence et des images de marqueurs bien identifiés des structures cellulaires sont acquises simultanément. Les marqueurs les plus typiques des structures cellulaires sont les images de génération de seconde harmonique ou GSH, qui proviennent de l'anisotropie de la myosine au niveau des bandes A des sarcomères, centrées sur les lignes M, et du colorant.Des images de fluorescence des annexes, qui peuvent être obtenues en marquant les membranes du système des tubules en T, ou tubules transverses, à la surface des fibres musculaires à l'aide d'un colorant métrique potentiel imperméant, dans des images de fluorescence de fibres musculaires colorées avec le colorant huit anep. Les tubules en T apparaissent comme des bandes étroites de fluorescence orientées approximativement perpendiculairement à l'axe longitudinal de la fibre. Ces bandes sont espacées inégalement les unes par rapport aux autres.Ils sont séparés par une longue distance, qui s'étend sur les lignes M, et une courte distance, qui s'étend sur la ligne Z. Un exemple d'expression d'une variante marquée de la protéine musculaire structurale alpha-actinine est montré ici. Cette protéine est un composant majeur de la ligne Z et est couramment utilisée comme marqueur de cette structure.Nous avons transfecté les muscles FDB et IO avec le plasmide P-E-G-F-P Fpn codant pour l'alpha-actinine humaine non musculaire marquée à l'extrémité C par EGFP. L'expression de l'alpha-actinine a été analysée six jours après la transfection. Nous avons observé que l'alpha-actinine est principalement exprimée au niveau de bandes étroites régulièrement espacées le long de l'axe de la fibre. Une seule bande par sarcomère est visible.La colocalisation de ces bandes avec les lignes Z est démontrée en comparant la distribution de la fluorescence EGFP avec les images SHG ou D eight annex, comme illustré par l'image de superposition. Les bandes d'alpha-actinine et d'EGFP alternent avec les bandes SHG, indiquant qu'elles sont situées à mi-chemin entre deux bandes M consécutives, ce qui correspond à l'emplacement des lignes Z dans les fibres musculaires transfectées marquées avec d an up Alpha Actinin. Les bandes EGFP apparaissent centrées entre chaque paire de tubules T, qui sont connus pour encadrer les lignes Z. Ceci montre que l'alpha-actinine transgénique est dirigée vers la ligne Z.L'expression et le ciblage de la sous-unité alpha un s du récepteur de dihydropyridine (DHPR) marquée par EGFP en N terminal sont illustrés à la figure trois.EGFP. La fluorescence apparaît principalement sous forme de paires de bandes espacées selon un motif similaire à celui des T deux Es. La superposition des images de génération de seconde harmonique (SHG) et d'EGFP-DHPR alpha un s montre qu'il existe deux bandes fluorescentes EGFP entre deux bandes SHG consécutives, suggérant que la sous-unité alpha un s du DHPR a été correctement dirigée vers les T deux ES D huit et abstention, non montré, fournit une preuve formelle du ciblage des fibres tubulaires par le DHPR Alpha un St. Les fibres transfectées avec P-E-Y-F-P CLC un, qui code une construction marquée par EYFP au niveau du terminus C-terminal du canal chlorure CLC un du muscle squelettique, présentent des signaux de fluorescence EYFP organisés en bandes correspondant à l'arrangement des tubules T, comme illustré par D huit et abstention.Comme prévu. La superposition des images de CLC EYFP et de SG, telle qu'illustrée dans l'image composée, montre que les bandes de génération de seconde harmonique (SHG) sont centrées sur les larges espaces séparant les bandes de fluorescence EYFP. Afin d'évaluer si l'expression de CLC EYFP entraîne une augmentation significative de la conductance au repos des fibres musculaires, comme on pouvait s'y attendre suite à la surexpression de canaux chlorure fonctionnels, nous avons dissocié enzymatiquement des fibres musculaires du muscle FDB TRANSFECTÉ et étudié leurs propriétés électrophysiologiques à l'aide d'une configuration expérimentale utilisant deux microélectrodes.Cette image montre les résultats obtenus à partir de deux fibres. L'une exprime de grandes quantités de EYFP clc. L'autre a été évaluée par des mesures d'intensité de fluorescence globale au microscope à fluorescence standard, et la troisième est une cellule témoin non transfectée.L'enregistrement de la tension a été obtenu à partir de la fibre musculaire exprimant EY FP CLC one. Une impulsion de courant plus grande que celle nécessaire pour exciter une fibre témoin déclenche uniquement une faible réponse régénérative dans la fibre transfectée lorsque la solution de Tyrode externe a été remplacée par une solution contenant 500 micromolaire de l'inhibiteur des canaux chlorure, l'acide 9-racémique carboxylique ou 9 A CA. Une impulsion plus faible déclenche un potentiel d'action, bien que nettement plus lent et plus large que ceux enregistrés dans la fibre témoin, comme prévu.L'ajout de neuf a CA a eu des effets minimes sur la fibre témoin. Nous concluons que la fibre exprimant EY FP CLC est presque non excitable en raison d'une conductance chlorure au repos excessive. Nous venons de vous montrer comment transfecter un plasmide exprimant une protéine transgénique dans une fibre musculaire squelettique vivante à l'aide de l'électroporation, ainsi que comment évaluer l'efficacité du transfection, la localisation et la fonction des protéines transfectées.Voilà, c'est tout. Merci d'avoir regardé et bonne chance avec vos expériences.I.

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