Name: Microinjection dADN dans intranucléaires Dissocié neurones de mammifères adultes (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-12-10T17:10:00.000+00:00
Duration: 13 min 39 s
Description: Découvrez la microinjection intranucléaire d'ADN dans des neurones de mammifères adultes dissociés. Cette méthode permet une expression élevée de protéines dans des cellules post-mitotiques difficiles à transférer.

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<html> I. Préparation pour l&#39;injection Cette section décrit les étapes de préparation qui doivent être prises avant l&#39;injection d&#39;ADNc dans le noyau des neurones. La procédure d&#39;isolement pour les neurones est au-delà de la portée de cet article, mais il est important d&#39;avoir les neurones dissociés en cellules individuelles et adhère bien à la surface inférieure de 35 mm plats de culture de cellules (voir discussion pour des conseils utiles pour atteindre cet objectif). Bien qu&#39;une variété de différents neurones pourrait potentiellement être utilisé, les ganglions périphériques tels que les ganglions cervicaux supérieurs (GCS) ou les ganglions rachidiens sont préférés pour la dissection, car ils sont facilement accessibles et le rendement d&#39;un grand nombre de neurones. Autres avantages de l&#39;utilisation de neurones SCG sont qu&#39;ils sont une population relativement homogène de cellules et bien caractérisés 1,2,3,4. A. Préparation du plasmide d&#39;ADNc pour l&#39;injection <ol><li> Pour éviter la contamination ou de panne de l&#39;ADN, les gants doivent être portés lors de la préparation. </li><li> ADN codant pour la protéine d&#39;intérêt est sous-cloné dans un vecteur d&#39;expression mammifère approprié, tel que pCI (Promega, Madison, WI), sous le contrôle du cytomégalovirus (CMV) fortement et constitutivement active. Si la protéine n&#39;est pas étiqueté, un plasmide rapporteur, EGFP encodage par exemple (pEGFP-N1, BD Biosciences Clontech, Palo Alto, CA), est co-injecté pour confirmer l&#39;injection de succès et d&#39;expression. L&#39;ADN est isolé en utilisant une colonne de grande qualité de séparation (par exemple QIAfilter Midi-prep kit, Qiagen, Chatsworth, CA) et purifiée en utilisant une unité centrifuge filtre avec un filtre en PVDF (0,1 um, Millipore, Bedford, MA) pour éliminer les particules dans le préparation de plasmide, qui peut obstruer pipettes d&#39;injection au cours du processus d&#39;injection. Les plasmides sont conservés à -20 ° C à une concentration d&#39;environ 1 ug / ul dans un tampon de stockage d&#39;ADN appropriés (par exemple tampon TE: Tris 10 mM, EDTA 1 mM, pH 8,0). </li><li> Immédiatement avant la microinjection, ADNc plasmidique sont dilués et mélangés à la concentration finale désirée dans un tampon TE ou H 2 O. Typiquement, 5-10 ng / ul du gène rapporteur est suffisante pour marquer les cellules injectées, et la concentration totale de l&#39;ADNc à injecter ne doit pas dépasser 200 ng / ul car l&#39;ADN est visqueux à des concentrations élevées et peuvent obstruer les pipettes d&#39;injection. Un petit volume d&#39;ADNc pour injection (ul 5-10) est préparé par des gouttes de mélange de solution sur la surface propre d&#39;un petit morceau de Parafilm (côté sous le support papier). Mélanger les gouttes d&#39;une solution ensemble par pipetage de haut en bas plusieurs fois avec un pipetor et éviter d&#39;introduire des bulles d&#39;air lors du mélange. </li><li> En utilisant une pipette microloader (Eppendorf, Brinkmann Instruments, Westbury, NY), transférer la solution d&#39;ADNc dans un tube à hématocrite spécialement préparé (Fisher Scientific, Pittsburgh, PA). Voir la section des matériaux pour des instructions sur la préparation des tubes à hématocrite (Tableau Matériaux). Placer le tube à hématocrite contenant la solution d&#39;injection d&#39;ADNc dans un tube de 1,5 ml. </li><li> Centrifuger le tube pendant 15-30 min à 10 000 g dans une microcentrifugeuse équipée d&#39;un rotor à godets à angle fixe ou pivotant (Eppendorf), à température ambiante (20-24 ° C) aux particules de sédiments dans la solution d&#39;ADNc qui peut bloquer le microinjection pipette. La solution d&#39;injection d&#39;ADNc peut être conservé à température ambiante pendant la séance d&#39;injection. </li></ol> B. La fabrication des pipettes d&#39;injection <ol><li> Pipettes en verre jetable microinjection sont disponibles commercialement (par exemple Femtotips, Eppendorf), qui sont pratiques mais coûteux (10 $ par microinjection pipette). Pipettes d&#39;injection peuvent être fabriqués en laboratoire en utilisant un P-97 programmable extracteur Flaming pipette Brown (Sutter Instrument Company, Novato, CA) et filamenté, à parois minces tubes de verre borosilicate capillaire (instruments de précision mondiale, Sarasota, Floride). Cette option est plus rentable et permet de contrôler la forme et la taille de la pipette de micro-injection. </li><li> Un programme en deux étapes est utilisée pour tirer étroite embouts de pipettes microinjection. Depuis l&#39;ouverture de pipettes microinjection est trop étroit pour examiner sous un microscope optique, la qualité des pipettes d&#39;injection doivent être évalués directement par l&#39;injection de quelques cellules avant que les paramètres du programme sont finalisés. Les paramètres suivants sont approximatifs pour les réglages de la chaleur, tirer, la vitesse et le temps: (pull 1) 600, 115, 15, 250; (pull 2) 640, 130, 65, 200. Ces paramètres varient en fonction de différents lots de verre et par l&#39;état du filament de chauffage dans l&#39;extracteur, et doit être ajustée au besoin. Pour plus de détails, voir 5. </li><li> Tirez plusieurs pipettes d&#39;injection (2-5) par plat de neurones à injecter, en cas de dommages ou de problèmes lors de la séance d&#39;injection. Pipettes d&#39;injection Conserver dans un récipient couvert pour empêcher la poussière de pénétrer dans l&#39;embout de la pipette de micro-injection. </li></ol> II. Microinjection intranucléaire tente »&gt; Cette section détaille le processus de l&#39;injection d&#39;ADNc dans le noyau des neurones. Une microinjection de configuration de base comprend un contraste de phase inversée microscope (Nikon par exemple Diaphot TMD, Nikon, Melville, NY) de visualiser le processus, micromanipulateur (par exemple Eppendorf 5171) pour contrôler le mouvement de la pipette d&#39;injection et une pression (par exemple Eppendorf FemtoJet Express) injecteur d&#39;expulser la solution d&#39;ADNc de la pipette. Raccordement de l&#39;injecteur de pression pour le micromanipulateur permet la synchronisation de ces deux derniers processus au cours des injections. Autres facultative, mais fortement recommandée, les composants comprennent un système de surveillance vidéo montée (caméra CCD, Cohu Inc, San Diego, CA; noir et blanc du moniteur vidéo, Sony Corporation, Tokyo, Japon). Ce système n&#39;est pas une exigence absolue pour les injections; Cependant, le moniteur noir et blanc offre un contraste élevé pour une meilleure visualisation du noyau cellulaire et offre une expérience de visualisation plus confortable pendant les séances d&#39;injection de long. De plus, un ordinateur portable exécutant un logiciel d&#39;exploitation d&#39;un contrôleur à main peut être utilisée à semi- automatiser le processus d&#39;injection (voir discussion pour plus de détails). Le moment idéal pour injecter de neurones CTB est de 3-6 heures après la dissociation. A ce stade, les cellules sont sphériques, bien attaché au fond du plat, et le noyau est nettement visible, sous un microscope à contraste de phase, comme un organite central rond avec une membrane noire, contenant un seul ou plusieurs nucléoles (figure 1A). <ol><li> Placez un plat de neurones dissociés sur le centre de la platine du microscope. Réglez la mise au point et optimiser l&#39;optique à contraste de phase du microscope de sorte que le noyau des neurones sont clairement visibles. </li><li> Pipeter 2 ul de solution d&#39;ADNc préparé dans une pipette de microinjection utilisant une pipette microloader. Évitez élaboration solution proche de la partie inférieure du tube hématocrite, car cela pourrait réveiller les particules qui se sont installés pendant la centrifugation. Le filament de la microinjection pipettes devrait aider à l&#39;élaboration solution à la pointe, mais si petites bulles d&#39;air persistent, tapotez doucement le côté du verre pour les déloger. </li><li> Insérez la pipette de micro-injection dans le support de l&#39;injecteur capillaire pression, puis fixer le support à l&#39;micromanipulateur. Le support est fixé à un angle de 45 °. </li><li> Abaissez la pipette de micro-injection dans le plat. Comme la pipette entre le milieu de culture, un ménisque se forme qui affecte la réfraction de la lumière et réduit la qualité d&#39;image des neurones. Pour pallier ce problème, la tourelle anneau de phase peut être légèrement décalée jusqu&#39;à ce que le noyau des neurones sont clairement visibles à nouveau. </li><li> Certains systèmes ont une pression d&#39;injection &quot;propre&quot; fonction qui applique une pression maximale de l&#39;air de la pipette de micro-injection pour une courte durée. Utilisez cette fonction pour effacer la pipette de débris avant de commencer et pendant les injections si la pointe apparaît bouché. Si du liquide dissipé n&#39;est pas visible sur l&#39;écran tout en utilisant cette fonction, le remplacer par une pipette d&#39;injection neuf. </li><li> Centre de la pipette de micro-injection dans le moniteur de visualisation et d&#39;aligner la pointe à côté d&#39;un neurone et dans le même plan focal que le nucléole. Réglez cette position inférieure de l&#39;axe z limite sur le micromanipulateur. Cette position est la profondeur de la pipette de micro-injection se qualifieront pour les injections au cours. Maintenant la position de la pointe d&#39;environ 30 um dessus de ce point afin de la pipette de microinjection efface le haut de neurones. </li><li> Le &quot;injecter&quot; une mode de Eppendorf 5171 micromanipulateur peut être définie avec les paramètres suivants pour effectuer des injections intranucléaires. La fonction d&#39;injecter est activée, tandis que la fonction empaler est laissé. Un chemin d&#39;injection diagonale (le long du x et l&#39;axe z) produit le moins de dommages aux cellules, et donc le mode axial doit être utilisé pour les injections. Une vitesse d&#39;injection de 300 um / s est suffisant, et de synchroniser la montée en pression lorsque la pipette de micro-injection atteint l&#39;ensemble axe z limite. </li><li> L&#39;injecteur de pression contrôle la quantité de solution d&#39;ADNc injecté dans le noyau. Dans le mode d&#39;injection «automatique», la livraison de l&#39;ADN est contrôlée dans le temps et initiée par le micromanipulateur connecté. La pression d&#39;injection (Pi) devrait être fixé entre 100 et 200 hectopascals (hPa; 1 hPa ~ 0.015 psi); des pressions d&#39;injection plus élevée n&#39;améliore pas le taux de réussite ou la qualité des injections et peut indiquer d&#39;autres problèmes avec la taille de la pointe de micro-injection pipette ou de l&#39;ADN pureté . Une durée d&#39;injection (ti) de 0,3 s et une pression de compensation (Pc) de 30 hPa, ce qui fournit une pression positive constante pour éviter l&#39;entrée de l&#39;occlusion des particules du milieu de culture dans l&#39;embout de la pipette, devrait être utilisé. </li><li> Position du neurone à être injecté sous la pointe de la pipette de micro-injection en utilisant le contrôle du microscope XY de l&#39;axe. Aligner l&#39;extrémité de la pipette au-dessus du centre du noyau en se concentrant avant et en arrière entre tIl pointe et les nucléoles. </li><li> Injecter le noyau en appuyant sur le bouton d&#39;injecter (sur le micromanipulateur). Pour l&#39;étape d&#39;injection, le mouvement de la pipette de micro-injection et le déversement d&#39;une solution d&#39;ADNc sont contrôlés par le micromanipulateur. Il est difficile de confirmer succès injections intranucléaires à l&#39;œil nu, mais l&#39;injection de la solution de viscosité relativement faible d&#39;ADNc (par rapport à l&#39;environnement visqueux nucléaire), apparaît souvent comme un panache blanc à contraste de phase optique et peut être utilisé comme un indicateur de l&#39;injection dans le noyau. Parfois, la pipette de micro-injection ne pénètre pas la membrane nucléaire et pousse simplement le noyau. Une tentative de deuxième injection à la même position peut conduire à une injection réussie d&#39;ADN dans le noyau. Gonflement de la cellule est généralement un indice de l&#39;injection cytoplasmique involontaire. En outre, gonflement significatif nucléaire n&#39;est pas bien toléré par les neurones et entraîne généralement la mort cellulaire peu après, ainsi, la pression d&#39;injection et la durée ne doit pas dépasser les valeurs suggérées. </li><li> Continuer injectant des neurones en repositionnant la platine du microscope pour aligner le neurone suivant sous la pipette de micro-injection. Systématiquement naviguer dans le plat à injecter approximativement 50-100 noyaux avant de retourner le plat de neurones dans l&#39;incubateur pour une nuit d&#39;incubation. Réussir neurones injectés peuvent être identifiés le jour suivant par l&#39;expression du gène rapporteur. </li></ol> III. Les résultats représentatifs <img src="/files/ftp_upload/1614/1614fig1.jpg" alt="Figure 1" /> Figure 1: cervical supérieur ganglionnaires (CTB) neurones. L&#39;image en contraste de phase de la SCG neurones 3 heures après la dissociation (A). A ce stade, le noyau est nettement visible qui aide l&#39;alignement de la pointe de pipette de microinjection. Le noyau apparaît au centre de neurones avec un seul (à gauche) ou plusieurs (à droite) nucléoles sombre. CTB neurones 16 heures suivant l&#39;injection d&#39;ADNc EGFP dans le noyau (B). Gauche, CTB neurones vue sous un éclairage en contraste de phase. A droite, l&#39;image de l&#39;épifluorescence mêmes neurones montrant l&#39;injection réussie et résultant en une expression de l&#39;EGFP neurone. Barre d&#39;échelle blanc est de 20 um. <img src="/files/ftp_upload/1614/1614figure2tmb.jpg" alt="Figure 2" border="0" /> Figure 2: cellules entières enregistrements des courants qui traversent hétérologue-exprimé couplés aux protéines G intérieurement rectifier K + (GIRK) chaînes de neurones SCG. GIRK courants (I GIRK) ont été évoqués par une rampe de tension 200 ms de -140 à 40 mV à partir d&#39;un potentiel de maintien de -60 mV (en médaillon de A) après l&#39;activation du endogènes α 2-adrénergiques par la norépinéphrine (NE, 10 uM) . Des traces superposées sont des enregistrements du même neurone et indiquer avant (noir) et après l&#39;application des deux seuls NE (bleu) ou NE plus 10 mm Ba 2 + (rouge). Les lignes pointillées indiquent le niveau zéro de courant. Pour l&#39;enregistrement, je GIRK, la solution externe contenue (en mm) 130 NaCl, 5,4 KCl, HEPES 10, 10 CaCl 2, MgCl 2 0,8, 15 de glucose, le saccharose 15, et 0,0003 TTX, ajusté à pH 7,4 avec NaOH. La solution d&#39;enregistrement interne contenue (en mm) 135 KCl, 11 EGTA, 1 CaCl 2, MgCl 2 2, 10 HEPES, 4 MgATP, et 0,3 Na 2 GTP, ajusté à pH 7,2 avec KOH. Le manque de courant provoquée par la rampe de tension en présence du NE dans les neurones SCG non-injecté (A) montre que les neurones SCG n&#39;expriment pas les chaînes GIRK endogène. D&#39;injection réussie d&#39;ADNc codant pour une fonctionnelle plasmide GIRK canal 11 donne lieu à des courants importants pendant la rampe de tension lorsqu&#39;ils sont exposés à NE (B, gauche). Les courants ont les caractéristiques typiques des courants à travers les canaux GIRK: activation par un agoniste des récepteurs aux protéines G couplées (NE), rectification entrante, et de bloquer des courants par le bloqueur des canaux GIRK putatif, Ba 2 + (B, oligo-rouge de droite). Les cercles vides et remplis représentent j&#39;ai GIRK dans l&#39;exploitation et courant crête, respectivement. S&#39;il vous plaît <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1614/1614figure2.jpg">cliquez ici</a> pour voir une version agrandie de la figure 2.

<ol><li>Eccles, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+action+potential+of+the+superior+cervical+ganglion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">The action potential of the superior cervical ganglion.</a> J Physiol. 85, 179-206 (1935).</li>
<li>Ikeda, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Voltage-dependent+modulation+of+N-type+calcium+channels+by+G-protein+%CE%B2%CE%B3+subunits%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Voltage-dependent modulation of N-type calcium channels by G-protein βγ subunits.</a> Nature. 380, 255-258 (1996).</li>
<li>Schofield, G. G., Ikeda, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potassium+currents+of+acutely+isolated+adult+rat+superior+cervical+ganglion+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Potassium currents of acutely isolated adult rat superior cervical ganglion neurons.</a> Brain Res. 485, 205-214 (1989).</li>
<li>Schofield, G. G., Ikeda, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sodium+and+calcium+currents+of+acutely+isolated+adult+rat+superior+cervical+ganglion+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Pflugers+Arch%22%5BJournal%5D)">Sodium and calcium currents of acutely isolated adult rat superior cervical ganglion neurons.</a> Pflugers Arch. 411, 481-490 (1988).</li>
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<li>Ikeda, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterologous+expression+of+receptors+and+signaling+proteins+in+adult+mammalian+sympathetic+neurons+by+microinjection%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Heterologous expression of receptors and signaling proteins in adult mammalian sympathetic neurons by microinjection.</a> Methods Mol Biol. 83, 191-202 (1997).</li>
<li>Ikeda, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+G-protein+signaling+components+in+adult+mammalian+neurons+by+microinjection%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Expression of G-protein signaling components in adult mammalian neurons by microinjection.</a> Methods Mol Biol. 259, 167-181 (2004).</li>
<li>Ikeda, S. R., Jeong, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+RGS-insensitive+G%CE%B1+subunits+to+study+endogenous+RGS+protein+action+on+G-protein+modulation+of+N-type+calcium+channels+in+sympathetic+neurons.%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Use of RGS-insensitive Gα subunits to study endogenous RGS protein action on G-protein modulation of N-type calcium channels in sympathetic neurons.</a> Methods Enzymol. 389, 170-189 (2004).</li>
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<li>Zhang, Y., Yu, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-cell+microinjection+technology+in+cell+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Bioessays%22%5BJournal%5D)">Single-cell microinjection technology in cell biology.</a> Bioessays. 30, 606-610 (2008).</li>
<li>Vivaudou, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+the+G-protein+regulation+of+GIRK1+and+GIRK4%2C+the+two+subunits+of+the+KACh+channel%2C+using+functional+homomeric+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Probing the G-protein regulation of GIRK1 and GIRK4, the two subunits of the KACh channel, using functional homomeric mutants.</a> J Biol Chem. 272, 31553-31560 (1997).</li>
</ol>

Les problèmes communs rencontrés et suggestions: Comme mentionné précédemment, le succès des injections nucléaires dépendent de la présence des cellules adhérentes à des plaques de culture de tissus. Retarder le début des injections de quelques heures suivant la procédure dissociation cellulaire permet aux neurones de se conformer au fond des plats. En outre, les plats revêtement avec 0,1 mg / ml de poids moléculaire élevé de poly-L-lysine (Sigma, St. Louis, MO) l&#39;adhérence de neurones aides à la surface inférieure de plats. Le blocage des pipettes microinjection, surtout lorsque l&#39;on tente d&#39;injecter une forte concentration de l&#39;ADN, peut être un problème fréquent. L&#39;utilisation de haute qualité de colonnes de séparation pour isoler et purifier l&#39;ADN plasmidique, et d&#39;effectuer les étapes de purification supplémentaires mentionnés (filtres spin, tourner dans des tubes à hématocrite) peut aider à éliminer les particules avant l&#39;injection. Pendant les injections, le «propre» en fonction de la pression de l&#39;injecteur peut être utilisé (pour 0,2 s est suffisant), mais si cela ne résout pas le problème, une pipette nouvelle injection doit être utilisée. Si la majorité des pipettes microinjection s&#39;obstruer lors d&#39;une séance d&#39;injection, envisager de modifier les paramètres de l&#39;extracteur pipette de verre pour produire embouts de pipettes microinjection avec une plus grande ouverture. Une autre question qui se pose lors des injections nucléaire est l&#39;irrégularité de la surface de fond de boîtes de culture tissulaire. Cette variabilité influe directement sur la précision du ciblage des embouts de pipettes d&#39;injection dans le noyau depuis la profondeur de la pipette traverse lors des injections est fixé. Par conséquent, cette limite axe z doivent être ajustés au cours des injections dans le même plat. Il sera évident lorsqu&#39;un ajustement est nécessaire: il n&#39;y aura pas d&#39;indication de l&#39;injection nucléaire (pas de panache blanc dans le noyau ou la cellule est entièrement manqué), ou l&#39;embout de la pipette d&#39;injection est proche du fond du plat (en comprimant la cellule ou même s&#39;écraser la pointe de pipette dans le fond du plat). Verre-clonage cylindres (. OD 10 mm, no 2090-01010, Bellco Glass, Vineland, NJ) peut être utilisé pendant le placage de neurones à les restreindre dans un petit espace plus confiné, donc en minimisant la distance nécessaire pour déplacer la pipette d&#39;injection entre les injections. Ces cylindres de clonage sont retirés avant de procéder à des microinjections. Inconvénients de la technique: Microinjections intranucléaires sont techniquement exigeantes, qui exigent de la patience et un haut degré de dextérité manuelle par l&#39;opérateur. Maîtrise avec cette technique, comme avec n&#39;importe quelle autre compétence, vient avec la pratique. Ainsi, il est conseillé de pratiquer des injections nucléaires du gène rapporteur seuls avant de tenter des expériences réelles. Afin d&#39;aider davantage le processus d&#39;injection, il peut être possible de consolider les étapes du micromanipulateur et la pression d&#39;injection dans un programme informatique. Des programmes tels que Igor Pro (WaveMetrics, Lake Oswego, OR) peut être utilisée pour stocker les paramètres de la micro-injection et de programmer les contrôleurs multifonctions (ShuttlePro, Contour Design, Windham, NH) de semi-automatiser le processus d&#39;injection (voir 6,7,8 pour les plus de détails). Un autre inconvénient de la technique de micro-injection intranucléaire est le faible taux de réussite. Environ 10-20% des tentatives d&#39;injections nucléaires conduisent à l&#39;expression des protéines. Alors que cette efficacité peut être suffisant pour les applications qui ne nécessitent pas un grand nombre de cellules exprimant, électrophysiologie, par exemple, pour les différents dosages biochimiques cela peut ne pas être suffisant. Applications de la technique: Malgré ses inconvénients, la microinjection intranucléaire de l&#39;ADN est une technique extrêmement utile pour hétérologue exprimant des protéines dans les neurones. Des niveaux élevés d&#39;expression de protéines sont obtenus avec microinjections nucléaire en raison du grand nombre de plasmides libérée dans le noyau lors des injections, un promoteur très actif CMV régulation de la transcription des gènes, et la stabilité à long de plasmides dans le noyau. Protéines sur-expression est particulièrement utile dans dominante négative des expériences où des niveaux élevés de protéines hétérologues sont requis pour submerger la protéine endogène. Un autre avantage de intranucléaires injections est la capacité à fournir une proportion constante de constructions d&#39;ADNc dans le noyau lors des constructions multiples sont injectés. Avec d&#39;autres méthodes de transfection, il est difficile d&#39;introduire de façon reproductible la même proportion de chaque construction d&#39;ADN dans les cellules différentes dans le même plat et entre les transfections. L&#39;injection directe de la solution d&#39;ADNc dans le noyau élimine cette source de variabilité et permet au ratio de protéines exprimées à être titré de manière efficace. Méthodes de transfection traditionnelles ont une efficacité limitée dans les cellules post-mitotiques raison de l&#39;incorporation à faible de l&#39;ADN dans le noyau 9 et toxicité des produits chimiques associés à REAG transfectionents 10. Microinjections nucléaire surmonter ces problèmes en introduisant du matériel génétique mécaniquement dans le noyau. Bien que cette technique est plus complexe, la possibilité d&#39;étudier l&#39;effet d&#39;une protéine dans un système biologique fonctionnel, complet avec les voies de signalisation endogènes, fait plus que compenser le caractère laborieux de cette technique. Toutes les procédures expérimentales sur les animaux ont été effectuées en conformité avec les National Institutes of Health Guide de protection des animaux et d&#39;utilisation.

<table><tbody><tr><td>Unité de filtration Ultrafree-MC</td><td>EMD Millipore</td><td>UFC30VV00</td><td>Filtre Durapore PVDF ; taille de pore de 0,1 &amp;#x03BC;m</td></tr><tr><td> tampon TE</td><td>Quality Biological, Inc.</td><td>351-010-131</td><td>10 mM Tris, 1 mM EDTA, pH 8,0</td></tr><tr><td>Tubes capillaires de micro-hématocrite</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-362-574</td><td>Préparation non héparinisée :&lt;br/&gt;Imbiber dans de l'éthanol à 100 % pendant toute une nuit. Laver soigneusement trois fois avec de l'eau déionisée et sécher par cuisson du verre dans un four (95&amp;#x00B0;C). Couper les tubes d'hématocrite nettoyés en morceaux de 3-4 cm à l'aide d'un stylet à pointe de diamant, et sceller une extrémité à l'aide d'une flamme et de pinces pour maintenir le verre. Conserver dans un bécher en verre propre et couvrir pour éviter l'accumulation de poussière.</td></tr><tr><td>Microcentrifugeuse</td><td>Eppendorf</td><td>5417 R</td><td>Avec rotor à angle fixe ou à godets oscillants</td></tr><tr><td>Embouts de pipette Microloader 20 &amp;mu;l</td><td>Eppendorf</td><td>5242 956.003</td><td></td></tr><tr><td>Verre capillaire pour microinjection</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>TW120F-4</td><td>Paroi fine avec filament, diamètre extérieur de 1,2 mm, diamètre intérieur de 0,9 mm, longueur de 100 mm</td></tr><tr><td>Tireuse de micropipettes Flaming/Brown</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>P-97</td><td>Avec filament en platine-iridium (référence FB330B)</td></tr><tr><td>Microscope inversé Nikon Diaphot TMD</td><td>Nikon Instruments</td><td></td><td>Objectifs à contraste de phase 20x et 40x, montés sur une table d'isolation vibratoire</td></tr><tr><td>Caméra à couplage de charge (CCD)</td><td>Cohu Inc.</td><td>6410</td><td></td></tr><tr><td>Moniteur vidéo</td><td>Sony Corporation</td><td>PVM-122</td><td>Noir et blanc, écran de 9&amp;#8221;</td></tr><tr><td>Système de micromanipulateur</td><td>Eppendorf</td><td>5171</td><td></td></tr><tr><td>Unité de microinjection</td><td>Eppendorf</td><td>FemtoJet Express</td><td></td></tr><tr><td>Contrôleur de microinjection</td><td>Contour Design</td><td>S-PROV2</td><td>Contrôleur multimédia programmable</td></tr><tr><td>Igor Pro</td><td>WaveMetrics</td><td>Version 4.05A</td><td>Programme de commande permettant de contrôler le contrôleur de microinjection, écrit par S. Ikeda</td></tr></tbody></table>

microinjection d&#39;adn dans intranucléaires dissocié neurones de mammifères adultes

Intranuclear Microinjection of DNA into Dissociated Adult Mammalian Neurons

Cultures primaires de cellules neuronales sont des outils précieux pour étudier la fonction des protéines, car ils représentent un système plus biologiquement pertinente par rapport aux lignées cellulaires immortalisées. Cependant, la nature post-mitotique de neurones primaires empêche efficacement l&#39;expression des protéines hétérologues en utilisant des procédures communes telles que l&#39;électroporation ou chimiquement transfection médiée. Ainsi, d&#39;autres techniques doivent être utilisées afin d&#39;exprimer efficacement des protéines dans ces cellules ne se divisent pas. Dans cet article, nous décrivons les étapes requises pour effectuer des injections intranucléaire de constructions ADNc dans dissocié adulte neurones sympathiques. Cette technique, qui a été appliqué à différents types de neurones, peuvent réussir à induire l&#39;expression de protéines hétérologues. Le matériel indispensable pour la procédure de micro-injection comprend un microscope inversé de visualiser les cellules, une pipette d&#39;injection en verre rempli d&#39;une solution d&#39;ADNc qui est connecté à un N 2 (g) le système de livraison de pression, et d&#39;un micromanipulateur. Le micromanipulateur coordonne le mouvement injection d&#39;une pipette de microinjection avec une brève impulsion de pression de N 2 pour éjecter solution d&#39;ADNc de la pointe de la pipette. Cette technique n&#39;a pas la toxicité associée à de nombreuses méthodes de transfection et permet d&#39;autres constructions d&#39;ADN multiples d&#39;être exprimée à un taux uniforme. Le faible nombre de cellules injectées rend la procédure microinjection bien adapté pour les études de la cellule unique, comme les enregistrements électrophysiologiques et d&#39;imagerie optique, mais peut-être pas idéal pour les dosages biochimiques qui exigent un plus grand nombre de cellules et des efficacités de transfection supérieur. Bien microinjections intranucléaires nécessitera un investissement de l&#39;équipement et le temps, la capacité à atteindre des niveaux élevés d&#39;expression de protéines hétérologues dans un environnement physiologiquement pertinents rend cette technique un outil très utile pour étudier la fonction des protéines.

Injection directe intranucléaire d&#39;ADNc est une technique de transfection efficaces pour les cellules post-mitotiques. Cette méthode fournit des niveaux élevés d&#39;expression de protéines hétérologues dans un ou plusieurs des constructions d&#39;ADNc et la fonction des protéines permet d&#39;être étudiée dans un environnement physiologiquement pertinents avec une variété de dosages seule cellule.

Microinjection d&#39;ADN dans intranucléaires Dissocié neurones de mammifères adultes

Les cultures primaires de cellules neuronales sont des outils précieux pour étudier la fonction des protéines, car elles représentent un système biologiquement plus pertinent que...

Dans la première étape de cette procédure d'injection, une concentration working de solution d'ADN est centrifugée pour former un culot. Des pipettes d'injection pour matières particulaires, fabriquées à partir de tubes capillaires en verre silicaté BO, sont ensuite remplies avec la solution d'ADN. Les cellules sont placées sur la platine du microscope et la visualisation du noyau cellulaire est optimisée.La pipette est alignée avec le noyau et la cellule est injectée. Plusieurs cellules sont injectées dans chaque boîte le lendemain. Les cellules injectées avec succès sont identifiées par l'expression d'un gène rapporteur.Bonjour, je suis Van Mu du laboratoire du Dr. Stephen Akeda à l'Institut national sur l'abus de l'alcool et l'alcoolisme des Instituts nationaux de la santé. Je suis Damien Williams, également du laboratoire Akeda. Et je suis Eugene Run du laboratoire AKEDA.Aujourd'hui, nous allons vous montrer la procédure d'injection microscopique INTERCLEAR de constructions d'ADNc dans des neurones dissociés. Il s'agit d'une méthode efficace pour exprimer de façon hétérologue des protéines d'intérêt dans des cellules post-mitotiques, traditionnellement difficiles à transfecter. Nous utilisons cette technique dans notre laboratoire pour étudier les mécanismes sous-jacents à la modulation des canaux N par les protéines G.Commençons donc par obtenir des dents foncées. Commencez par ensemencer des neurones de mammifères adultes dissociés dans des boîtes de culture cellulaire recouvertes de poly-L-lysine de haut poids moléculaire à une concentration de 0,1 milligramme par millilitre. Ceci favorise l'adhérence des neurones à la surface inférieure des boîtes.Des cylindres de clonage en verre peuvent être utilisés pour concentrer les neurones ensemencés dans une zone plus petite et plus confinée. Pour minimiser la distance entre les neurones à injecter, placez les boîtes dans un incubateur à 37 degrés Celsius pendant trois à six heures avant d'effectuer des micro-injections intranucléaires, afin de laisser suffisamment de temps aux cellules pour adhérer au fond des boîtes.Pendant l'incubation des neurones, les pipettes de microinjection sont préparées à l'aide d'un tireur Sutter P 97 à flamme et de capillaires en verre borosilicaté à paroi fine. Nous utilisons un programme de tirage en deux étapes avec les réglages suivants pour le premier tirage et pour le second tirage. Étant donné que les réglages requis varient selon les lots de verre et selon l'état du filament chauffant du tireur, ils doivent être ajustés en fonction des besoins.Au moins cinq pipettes d'injection doivent être tirées par boîte de neurones, au cas où les pipettes seraient endommagées ou s'il survenait des problèmes pendant la séance d'injection. Les pipettes d'injection tirées doivent être conservées dans un récipient couvert afin d'empêcher la poussière d'entrer dans la pointe de la pipette de microinjection juste avant l'injection. Les ADNc plasmidiques sont dilués à la concentration de travail. Placez un petit morceau de paraforme sur la surface de travail et retirez le support en papier.Ajoutez la solution mère d'ADNc et le tampon TE au param. Pour diluer l'ADNc, nous recommandons d'utiliser une concentration finale d'ADNc inférieure à 200 nanogrammes par microlitre et un volume total compris entre deux et dix microlitres. Si la protéine codée par l'ADNc n'est pas marquée, un plasmide rapporteur codant, par exemple, l'EGFP, peut être co-injecté avec l'ADNc expérimental. Pour confirmer une injection et une expression réussies, mélangez les solutions d'ADNc en aspirant et en expulsant plusieurs fois avec une pipette sur perfil.Veiller à éviter l'introduction de bulles d'air afin de faire sédimenter les particules présentes dans la solution d'ADN complémentaire qui pourraient par la suite obstruer la pipette de microinjection. Utiliser une pointe de pipette micro-loader pour transférer la solution dans un tube hématocrite préparé, nettoyé, coupé et scellé à la flamme à une extrémité. Placer ensuite le tube hématocrite dans un tube de microcentrifugation de 1,5 millilitre et centrifuger pendant 15 à 30 minutes.10 000 ×g à température ambiante. Une fois la centrifugation terminée, mettre de côté le tube contenant la solution d'injection d'ADNc. La solution peut être conservée à température ambiante pendant la séance d'injection, de une à deux heures.Après avoir ensemencé les cellules, retirez les cylindres de clonage en verre. Remettez ensuite les cellules ensemencées dans l'incubateur pour la durée restante de l'incubation avant la séance d'injection. Pour commencer les injections, prenez d'abord une boîte contenant des neurones ensemencés dans l'incubateur et placez-la sur la platine du microscope d'un dispositif d'injection.L'installation comprend un microscope inversé à contraste de phase, un injecteur de pression relié à un micromanipulateur et un système de surveillance vidéo. En contraste de phase, les neurones apparaissent comme des cellules sphériques avec un noyau clairement visible en tant qu'organelle central rond entouré d'une membrane sombre et pouvant contenir un nucléole unique ou multiple. À l'aide d'une pipette munie d'une pointe microloader, prélevez deux microlitres de l'ADN préparé provenant du tube hématocrite.Veiller à éviter la solution située près du fond du tube, où des particules peuvent s'être déposées. Transférer la solution dans une pipette de microinjection. Le filament présent dans la pipette de microinjection doit faciliter l'aspiration de la solution jusqu'à l'extrémité. Mais si de petites bulles d'air persistent, tapez doucement sur le côté du verre pour les détacher, puis assurez-vous que le support de capillaire de l'injecteur de pression est fixé à un angle de 45 degrés. Insérez ensuite la pipette de microinjection dans le support de capillaire et fixez fermement le support sur le micromanipulateur. Abaissez ensuite la pipette de microinjection dans la boîte à l’aide du micromanipulateur ; lorsque la pipette pénètre dans le milieu de culture, un ménisque se forme, ce qui modifie le trajet de la lumière à travers l’échantillon et réduit ainsi la qualité d’image des neurones.Pour atténuer ce problème, ajustez le touret de mise au point de phase jusqu'à ce que les noyaux des neurones soient clairement visibles. Avant de commencer les injections, utilisez la fonction de nettoyage du système d'injection sous pression pour déboucher la pipette de tout débris et vérifier la qualité des micropipettes d'injection.La solution expulsée doit être visible à l'écran. Lors de l'utilisation de cette fonction, le liquide contenu dans une pointe de pipette de taille optimale est expulsé sous forme d'un fin jet. Si la pipette de microinjection est obstruée ou trop étroite, elle n'expulsera pas de liquide lors de l'activation de la fonction de nettoyage.Si la pointe est trop large ou a été cassée, le liquide sera éjecté de la pointe sous forme d'un large jet. Si la pointe semble sous-optimale pendant les injections, remplacez la pipette d'injection maintenant et centrez la pipette de microinjection sur l'écran de visualisation. En gardant le noyau au foyer, abaissez la pointe de la pipette jusqu'à ce qu'elle soit au foyer, adjacente à un neurone.Définissez cette position comme la limite inférieure de l'axe Z sur le micromanipulateur. Cette position correspond à la profondeur à laquelle la pipette de microinjection s'avancera pendant les injections. Ensuite, placez la pointe à environ 30 micromètres au-dessus de ce point.Ainsi, la pipette de microinjection dégage le haut des neurones. Programmez maintenant les paramètres du micromanipulateur pour les microinjections. Réglez le mode d'injection d'un micromanipulateur Einor sur « activé » et la fonction d'empalement sur « désactivée » afin de minimiser les dommages cellulaires.Lors de la microinjection, désignez un trajet d'injection en diagonale en sélectionnant le mode axial. Réglez la vitesse d'injection à 300 micromètres par seconde et synchronisez la montée en pression à la limite. Programme suivant.Les paramètres de l'injecteur de pression fixent la pression d'injection ou PI entre 100 et 200 hectopascals ou HPA, la durée d'injection ou ti à 0,3 seconde et la pression de compensation ou PC à 30 HPA. Une fois les réglages du manipulateur ajustés, des injections intranucléaires peuvent être réalisées. À l’aide du contrôle de position du plateau selon les axes XY du microscope, positionnez le neurone sous l’extrémité de la pipette de microinjection.Alignez la pointe de la pipette au-dessus du centre du noyau en effectuant une mise au point verticale entre la pointe et le noyau. Injectez le noyau en appuyant sur le bouton d'injection du micromanipulateur. L'injection de la viscosité relativement faible.La solution d'ADNc apparaît souvent sous forme d'un panache blanc dans le noyau, lorsqu'on l'observe en optique de contraste de phase. Poursuivez l'injection des neurones en repositionnant la platine du microscope afin d'aligner le neurone suivant sous la micropipette d'injection.Parcourez systématiquement la boîte. Continuez à injecter les noyaux. Utilisez la fonction de nettoyage décrite précédemment toutes les 10 à 15 injections pour vérifier la qualité de la pipette de microinjection.Si la pipette est bouchée ou endommagée, la remplacer par une nouvelle pipette d'injection. L'irrégularité de la surface inférieure des boîtes de culture cellulaire peut entraîner un manquement de la pipette d'injection à la cellule ou empêcher la visibilité du panache blanc dans le noyau. Dans ces cas, il suffit d'ajuster la pointe de la pipette de microinjection au même plan de focalisation que le noyau, puis de définir cette position comme nouvelle limite de l'axe des x.Continuez ensuite d'injecter les neurones. Parfois, la micropipette de microinjection ne pénètre pas la membrane nucléaire et pousse simplement le noyau. Si cela se produit, une deuxième tentative d'injection au même endroit peut permettre une injection réussie de l'ADN dans le noyau.L'augmentation du volume de la cellule indique généralement une injection cytoplasmique involontaire. Une fois que 50 à cent noyaux ont été injectés, remettez la boîte de neurones dans l'incubateur pour une incubation nocturne. Après 16 heures, les neurones correctement injectés peuvent être identifiés par l'expression d'un gène rapporteur.Dans ce domaine, un neurone du ganglion cervical supérieur, ou GCS, a été injecté et peut être identifié par l'expression de la GFP. Les neurones du GCS non injectés, qui ne possèdent pas de canaux potassiques rectificateurs entrants couplés aux protéines G endogènes, ou canaux grk, ne génèrent aucun courant mesurable lors d'une rampe de tension. En revanche, lorsqu'on applique l'agoniste du récepteur couplé aux protéines G, la norépinéphrine, une injection réussie d'ADN plasmidique codant pour un canal grk fonctionnel induit de forts courants pendant une rampe de tension en présence de norépinéphrine.Les courants mesurés ici sont typiques des canaux Kir et se caractérisent par une activation par la norépinéphrine, une rectification entrante et une inhibition par le bloqueur putatif des canaux Kir. Le baryum, nous venons de vous montrer comment injecter de l'ADNc dans le noyau des neurones. Lors de la réalisation de cette technique, il est important de garder à l'esprit quatre points.Un, faire tourner l'ADN avant l'injection. Deux, s'assurer que le noyau est clairement visible. Trois, réajuster la limite de l'axe Z lorsqu'on se déplace autour de la boîte.Et quatre, de vérifier régulièrement la qualité du tip de pep entre les injections. Voilà, merci d'avoir regardé et bonne chance avec votre expérience.

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