Name: Enregistrements aspiration simple cellule à partir de cônes photorécepteurs de la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-01-05T20:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 35 s
Description: Apprenez l'enregistrement par aspiration de cônes photorécepteurs isolés de souris. Cette technique d'électrophysiologie permet d'étudier les réponses flash et les propriétés cellulaires de la rétine en neurosciences visuelles.

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Soutenu par le Prix de développement de carrière à partir de la recherche pour prévenir la cécité, NIH EY 019 312, et subvention sans restriction de la recherche pour prévenir la cécité et EY 02687 (Département d&#39;ophtalmologie et de sciences visuelles à l&#39;Université Washington).

Faire électrodes <ol><li> Faire les électrodes d&#39;enregistrement à l&#39;aide d&#39;un tire-micropipette et polir les électrodes avec filament chauffant sous le microscope. Pour cône de la souris d&#39;aspiration d&#39;enregistrement unicellulaire, le diamètre intérieur de la pointe de l&#39;électrode est d&#39;environ um 6-7. </li><li> Préparer des électrodes de référence. Peser agar à 1% dans de l&#39;eau distillée. Faire fondre la solution d&#39;agar dans le bain d&#39;eau chaude. Remplissez les pipettes en verre (L = 100 mm, OD / ID = 1/0.75 mm) avec de l&#39;agar à 1% en utilisant une seringue. Solidifier la gélose à la température ambiante pendant 10 minutes. </li><li> Couper les pipettes en deux moitiés à l&#39;aide d&#39;un couteau de diamant. </li><li> Faire tremper les électrodes de référence en solution de référence pour au moins 24 heures à 4 ° C. </li></ol> Mise en place de l&#39;expérience <ol start="5"><li> Sombre adapter une souris dans une cage noire nuit. </li><li> Préparer 100 ml solution de référence et d&#39;une solution de perfusion L (voir ci-dessous) et filtrer la solution. </li><li> Dissoudre 0,1% de BSA et 10 mM de glucose dans 20 ml solution de référence. </li><li> Calibrer l&#39;intensité de la lumière du stimulateur optique en utilisant photomètre. </li><li> Montez la chambre d&#39;enregistrement sur la platine du microscope inversé. </li><li> Bubble la solution de perfusion avec 95% d&#39;O 2 / 5% CO 2, il incubation à 40 ° C bain d&#39;eau pour augmenter la solubilité du CO 2. La solution coule de la bouteille à la chambre d&#39;enregistrement en passant par une résistance en céramique, il le réchauffement à 36-38 ° C. Le chauffe-eau doit être située aussi près de la chambre d&#39;enregistrement que possible, idéalement au stade du microscope. </li><li> Ajustez le régulateur de débit pour un débit de environ 1-1,5 ml / min. </li><li> Remplir l&#39;électrode d&#39;enregistrement avec une solution de référence. Insérer l&#39;électrode dans un porte-électrode. Assurez-vous qu&#39;il n&#39;ya pas de bulles dans l&#39;électrode. Monter le support sur le headstage de l&#39;amplificateur. Connectez le titulaire d&#39;un dispositif d&#39;aspiration, qui est construit par le raccordement de tuyaux partiellement remplis d&#39;huile minérale à l&#39;orifice latéral du porte-électrodes. L&#39;autre extrémité du tuyau est relié à un petit réservoir d&#39;huile minérale, pour laquelle la pression peut être appliquée par la bouche. </li><li> Connectez l&#39;électrode de référence à l&#39;autre pôle de l&#39;headstage. Lier le couple thermique (TC) à l&#39;électrode de référence. Assurez-vous que les extrémités des électrodes et TC sont rapprochés pour que la lecture de température est considéré comme proche de la cellule que possible. </li><li> Allumez l&#39;éclairage infrarouge pour visualiser l&#39;électrode. L&#39;électrode est considérée par caméra infrarouge relié à un moniteur. Centre de l&#39;image d&#39;électrodes sur le champ visuel et de l&#39;écran en utilisant un micro-manipulateur. </li><li> Ajustez la position de l&#39;étroite pointe de l&#39;électrode de référence (2-4 mm) à l&#39;extrémité de l&#39;électrode d&#39;enregistrement. </li><li> Régler la tension DC pour le chauffage de telle sorte que la température de la solution est d&#39;environ 36-38 ° C. </li><li> Exécuter un test d&#39;étanchéité pour vérifier la résistance des électrodes d&#39;enregistrement, normalement environ 900 kQ. </li></ol> Isoler la rétine de souris <ol start="18"><li> Sous la lumière rouge sombre, euthanasier la souris adaptés à l&#39;obscurité avec le CO 2 et de dislocation cervicale. Marquer les globes oculaires à l&#39;aide de la pointe d&#39;un chalumeau de métal chaud en cautérisant le point le plus dorsal de la sclérotique légèrement. Énucléer les globes oculaires à l&#39;aide des ciseaux. Toutes les procédures subséquentes sont effectuées sous la lumière infrarouge. </li><li> Hemisect les globes oculaires sous microscope avec éclairage infrarouge et convertisseurs d&#39;images. </li><li> Retirez la cornée et le cristallin. Retirer autant du vitré que possible. </li><li> Pour enregistrer M-cône de réponses, enlever la partie ventrale de l&#39;œilleton 4 avec une lame de rasoir en juger par la marque de cautérisation. </li><li> Peler la rétine de la couche de l&#39;épithélium pigmentaire. </li><li> Aplatir la rétine et le placer sur le fond de la boîte de Pétri remplie avec 1-2 ml solution de référence. </li><li> Trancher la rétine en petits morceaux minces à l&#39;aide d&#39;une lame de rasoir et incuber la préparation dans une boîte étanche à la lumière saturée en oxygène pur. </li></ol> Enregistrements <ol start="25"><li> Éteignez le chauffe temporairement. Mettre le flux de la perfusion à un tuyau de dérivation pour empêcher la chambre de séchage. </li><li> Égoutter la plupart de la solution dans la cuve à l&#39;aide d&#39;un morceau de tissus Kimwipe. Transférer la suspension rétine à la chambre d&#39;enregistrement à l&#39;aide d&#39;une pipette en verre. </li><li> Attendez environ 2 minutes jusqu&#39;à ce que les tranches de la rétine s&#39;installer. Mettez la perfusion de retour sur. Allumez le chauffage. </li><li> Allumez l&#39;éclairage infrarouge pour visualiser la préparation. Recherche d&#39;un morceau de la rétine couché sur la chambre avec des segments externes des photorécepteurs qui sort (voir la figure par exemple). Dessine des segments intérieurs doucement dans l&#39;électrode par aspiration. Dans cette configuration, plusieurs noyaux et les segments intérieurs devrait être établi dans l&#39;électrode. Enregistrez le photoréponse d&#39;un flash lumineux pour tester si un segment de cône intérieur est dans l&#39;électrode et si la cellule est guérissenttes, à en juger par la cinétique de réaction et d&#39;amplitude. </li><li> Abaissez le réservoir de minéraux pour exercer une légère pression négative à la pointe de l&#39;électrode pour aider à maintenir le segment intérieur de l&#39;électrode. </li><li> Enregistrement test-éclair à partir des réponses aux DIM l&#39;intensité lumineuse une fois qu&#39;une cellule est jugée satisfaisante. Test clignote sont fournis à partir d&#39;un stimulateur calibré optique 5. L&#39;intensité du flash et la longueur d&#39;onde sont contrôlés par un ensemble de filtres de densité neutre et étroite bande de filtres d&#39;interférence, respectivement. Test de durée du flash (20 ms) est contrôlé par ordinateur axée sur les volets. </li></ol> Solutions <ol><li> Solution de perfusion Souris: 112,5 mM de NaCl, 3,6 mM de KCl, 2,4 mM de MgCl2, 1,2 mM de CaCl2, 10 mM HEPES (pH 7,4), 20 mM NaHCO 3, 3 mM Na succinate, 0,5 mM Na glutamate, 0,02 mM EDTA, et 10 mM de glucose. </li><li> Solution de l&#39;électrode d&#39;enregistrement de la souris: NaCl 140 mM, 3,6 mM de KCl, 2,4 mM de MgCl2, 1,2 mM CaCl 2, 3 mM HEPES (pH 7,4), 0,02 mM d&#39;EDTA. </li></ol>

<ol><li>Yau, K. W., Lamb, T. D., Baylor, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-induced+fluctuations+in+membrane+current+of+single+toad+rod+outer+segments%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Light-induced fluctuations in membrane current of single toad rod outer segments.</a> Nature. 269, 78-80 (1977).</li>
<li>Nikonov, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoreceptors+of+Nrl+-%2F-+mice+coexpress+functional+S-+and+M-cone+opsins+having+distinct+inactivation+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gen+Physiol%22%5BJournal%5D)">Photoreceptors of Nrl -/- mice coexpress functional S- and M-cone opsins having distinct inactivation mechanisms.</a> J Gen Physiol. 125, 287-304 (2005).</li>
<li>Nikonov, S. S., Kholodenko, R., Lem, J., Pugh, E. N. JR <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiological+features+of+the+S-+and+M-cone+photoreceptors+of+wild-type+mice+from+single-cell+recordings%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gen+Physiol%22%5BJournal%5D)">Physiological features of the S- and M-cone photoreceptors of wild-type mice from single-cell recordings.</a> J Gen Physiol. 127, 359-374 (2006).</li>
<li>Applebury, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+murine+cone+photoreceptor%3A+a+single+cone+type+expresses+both+S+and+M+opsins+with+retinal+spatial+patterning%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">The murine cone photoreceptor: a single cone type expresses both S and M opsins with retinal spatial patterning.</a> Neuron. 27, 513-523 (2000).</li>
<li>Cornwall, M. C., Fein, A., MacNichol, E. F. JR <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+mechanisms+that+underlie+bleaching+and+background+adaptation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gen+Physiol%22%5BJournal%5D)">Cellular mechanisms that underlie bleaching and background adaptation.</a> J Gen Physiol. 96, 345-372 (1990).</li>
<li>Calvert, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phototransduction+in+transgenic+mice+after+targeted+deletion+of+the+rod+transducin+alpha+-subunit%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Phototransduction in transgenic mice after targeted deletion of the rod transducin alpha -subunit.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 97, 13913-13918 (2000).</li>
</ol>

L&#39;enregistrement d&#39;aspiration mono-cellulaire de cellules photoréceptrices a été développé il ya 3 décennies. Il nous permet d&#39;enregistrer le changement trans-membranaire courant induit par une stimulation lumineuse sans pénétrer la membrane cellulaire. En raison de haute adhérence cellule-cellule, il est difficile d&#39;isoler saine seule tige et le cône de la rétine de souris, comme la rétine des amphibiens et il est difficile de trouver des cônes individuels en raison de la faible pourcentage (3%) et de p...

enregistrements aspiration simple cellule à partir de cônes photorécepteurs de la souris

Single-cell Suction Recordings from Mouse Cone Photoreceptors

Photorécepteurs Rod et cônes dans la rétine sont responsables de la détection de lumière. Dans l&#39;obscurité, des nucléotides cycliques-dépendants (CNG) des canaux dans le segment externe sont ouvertes et permettent aux flux de cations régulièrement vers l&#39;intérieur à travers la membrane, dépolariser la cellule. Exposition à la lumière déclenche la fermeture des canaux CNG, bloque le flux cation courant entrant, et donc les résultats de l&#39;hyperpolarisation cellulaire. Basé sur la polarité des photorécepteurs, une méthode d&#39;enregistrement d&#39;aspiration a été développé en 1970 que, contrairement à la classique technique de patch-clamp, ne nécessite pas de pénétrer la membrane plasmique<sup&gt; 1</sup&gt;. Dessin du segment externe dans une pipette en verre bien ajustés remplis de solution extracellulaire permet d&#39;enregistrer les changements en cours dans des cellules individuelles lors de test-éclair d&#39;exposition. Cependant, ce bien établi &quot;extérieur-segment-in (OS-in)&quot; enregistrement d&#39;aspiration n&#39;est pas adapté pour les enregistrements de cône de la souris, en raison de la faible pourcentage de cônes dans la rétine de souris (3%) et les difficultés à identifier le cône segments externes. Récemment, un segment interne-dans (IS-in) d&#39;enregistrement de configuration a été développé pour tracer le segment intérieur / région nucléaire du photorécepteur dans la pipette d&#39;enregistrement<sup&gt; 2,3</sup&gt;. Dans cette vidéo, nous allons montrer comment enregistrer à partir individuels photoresponses cône de souris à l&#39;aide d&#39;électrodes à aspiration simple cellule.

Nous allons montrer comment enregistrer les réponses flash à partir de cônes de souris en utilisant une électrode de succion.

Enregistrements aspiration simple cellule à partir de cônes photorécepteurs de la souris

Les photorécepteurs en bâtonnets et en cônes de la rétine sont responsables de la détection de la lumière. Dans l'obscurité, les canaux activés par les nucléotides cycliques (CNG) du segment externe...

Ce vidéo montre la dissection de la rétine de souris et l'acquisition ultérieure d'enregistrements unitaires par aspiration pour les cônes. Les globes oculaires d'une souris euthanasiée, adaptée à l'obscurité, sont cautérisés dans la partie dorsale et énucléés sous une lumière rouge atténuée. Les globes oculaires sont ensuite divisés en hémisecteurs.Le long de l'équateur, la cornée et les parties ventrales des globes oculaires sont ensuite retirées. La rétine dorsale est isolée de la couche de l'épithélium pigmentaire et découpée en petits morceaux fins à l’aide d’un rasoir. Les tranches de rétine sont ensuite placées dans la chambre d’enregistrement adaptée au plateau d’un microscope.Plusieurs corps cellulaires de photorécepteurs sont aspirés dans l'électrode d'enregistrement. Lorsqu'un photorécepteur de cône est aspiré dans l'électrode, un éclair test brillant induira une réponse photoélectrique dont l'amplitude dépassera quatre picoampères. Bonjour, je suis Jin du laboratoire du Dr Mir Kops, du département d'ophtalmologie et du centre des sciences visuelles de l'Université de Washington à St. Louis.Aujourd'hui, nous allons vous présenter une procédure permettant d'enregistrer les réponses photoélectriques de photorécepteurs individuels de Moscon. Nous utilisons cette procédure dans notre laboratoire pour étudier les propriétés d'adaptation des cônes des mammifères, les photorécepteurs responsables de notre vision diurne. Commençons donc.La veille de l'enregistrement, effectuez l'expérience en obscurité. Adaptez une souris en la plaçant toute la nuit dans une cage hermétique à la lumière. Utilisez un tireur de micropipettes pour fabriquer des électrodes d'enregistrement à partir de tubes en verre borosilicaté sous un microscope composé.Utilisez un filament chauffant pour tirer. Polissez l'extrémité de chaque électrode afin de l'aplanir et de réduire son ouverture au diamètre souhaité. Pour l'enregistrement par aspiration d'une cellule unique de cône chez la souris, le diamètre interne à l'extrémité de l'électrode doit être d'environ six à sept micromètres.Préparez une solution d'agar à 1 % dans de l'eau distillée. Placez la solution dans de l'eau bouillante pour faire fondre l'agar. Une fois l'agar fondu, transférez-la dans une seringue et remplissez les pipettes en verre avec la solution.Pour préparer les électrodes de référence, laissez-les durcir pendant 10 minutes à température ambiante. Une fois que l'agar a solidifié, utilisez un couteau en diamant pour couper chaque pipette en deux afin d'obtenir deux électrodes de référence. Placez les électrodes de référence dans un flacon de scintillation rempli de solution de référence et faites-les tremper pendant au moins 24 heures à quatre degrés Celsius afin de permettre à la solution de pénétrer dans le gel d'agar.Les électrodes de référence peuvent être utilisées jusqu'à trois mois à compter de la date de préparation. Les électrodes utilisées sont éliminées après l'expérience. Le système d'enregistrement est composé d'un microscope inversé monté sur une table à suspension pneumatique afin de minimiser le bruit vibratoire, et protégé par une cage de Faraday pour réduire au minimum le bruit électromagnétique.Un micromanipulateur motorisé est utilisé pour positionner l'électrode d'enregistrement. Le stimulateur optique est composé d'un filament de tungstène, d'obturateurs commandés par ordinateur et de filtres optiques permettant de contrôler la longueur d'onde et l'intensité lumineuse. Un amplificateur de patch-clamp sert à détecter les courants membranaires provenant de cellules photoréceptrices individuelles.Pendant l'enregistrement, le tissu sera perfusé. Placer un litre de tampon de perfusion préparé dans un bain-marie à 40 degrés Celsius près du système d'enregistrement. Ensuite, à l'aide de tubulures, relier le tampon de perfusion à un mélange de 95 % d'oxygène et de 5 % de dioxyde de carbone afin qu'il bulle en continu.À l'aide d'un photomètre, mesurez la puissance lumineuse non atténuée de la lumière provenant du stimulateur optique ; le détecteur du photomètre est placé sur la platine du microscope, dans le plan où sera positionnée la préparation. Ensuite, convertissez la valeur lue, exprimée en microwatts, en photons par micromètre carré et par seconde, afin d'estimer le nombre de photons par test. Tenez compte de l'atténuation de la lumière par les filtres neutres lors de l'impulsion lumineuse.Une fois que la puissance lumineuse non atténuée a été mesurée, retirez le photomètre de la platine et fixez la chambre d'enregistrement destinée aux expériences sur la platine du microscope inversé. À l'aide de tubulures, reliez la bouteille contenant la solution de perfusion, en passant par une vanne régulatrice, à la chambre d'enregistrement. Faites passer la tubulure à travers une résistance chauffante.Veillez à ce que la résistance chauffante soit placée juste avant la chambre d'enregistrement. Ensuite, reliez le tube de dérivation du robinet de régulation à la chambre d'enregistrement. Démarrez la perfusion en ouvrant et en réglant le robinet de régulation du débit à une vitesse d'écoulement de un à 1,5 millilitre par minute.La solution de perfusion s'écoule par gravité hors de la chambre d'enregistrement et dans un flacon de collecte. Utilisez une seringue munie d'une aiguille émoussée pour remplir les porte-électrodes avec la solution de référence. À l’aide d’une microseringue, remplissez et rincez l’électrode d’enregistrement avec la solution de référence, en veillant à ce qu’il n’y ait aucune bulle d’air dans l’électrode.Insérez l'électrode de référence dans un support d'électrode et connectez-la à la borne de référence de l'amplificateur. Utilisez un anneau en caoutchouc pour fixer la thermocouple à l'électrode de référence. Veillez à placer les extrémités de l'électrode et de la thermocouple proches l'une de l'autre afin que la mesure de température soit effectuée au plus près de la cellule.Insérez ensuite l'électrode d'enregistrement dans un support d'électrode et fixez le support sur la tête d'amplification. À l'aide d'un tube, reliez un petit réservoir d'huile minérale au port latéral du support d'électrode. Une aspiration douce par la bouche à travers le tube connecté au réservoir permettra d'attirer la cellule à l'intérieur de l'électrode.À l’aide du logiciel informatique, ouvrez un des obturateurs du stimulateur optique. Pour visualiser la zone du faisceau de l’éclair test sur la platine du microscope, focalisez le microscope sur le fond de la chambre d’enregistrement. À l’aide du micromanipulateur, déplacez l’électrode au centre de la zone éclairée par le faisceau de l’éclair test.Placer l'électrode de référence près de l'extrémité de l'électrode d'enregistrement. Régler la tension du chauffage de manière à ce que la température de la solution dans la chambre d'enregistrement soit d'environ 36 à 38 degrés Celsius. Effectuer un test d'étanchéité, qui mesure la tension à une amplitude de courant prédéfinie, afin de calculer la résistance pour vérifier celle de l'électrode d'enregistrement, normalement d'environ 900 kiloohms.Le test d'étanchéité permet de détecter la présence de bulles dans l'électrode d'enregistrement ou dans l'électrode de référence, ou une taille de pointe inappropriée de l'électrode d'enregistrement. Ce test est contrôlé par logiciel via le programme d'acquisition Clamp X. La mesure de résistance s'affiche sur l'écran de l'ordinateur. Si la résistance est trop faible, inférieure à 500 kiloohms, la pointe de l'électrode est probablement trop large et une nouvelle électrode devra être installée.Si la résistance est supérieure à un milliohm, une bulle pourrait être présente dans l'électrode ou sa pointe est trop étroite, et l'électrode devra être rincée ou remplacée. Une fois que l'appareil d'enregistrement est prêt, préparez les tranches rétiniennes pour l'expérience sous une lumière rouge tamisée ; utilisez la pointe de l'aiguille de dissection chauffée pour cautériser la sclérotique au point le plus dorsal de chaque globe oculaire d'une souris adaptée à l'obscurité et euthanasiée. Ensuite, énucléez les globes oculaires à l'aide de ciseaux.Utilisez des pinces émousses pour transférer les yeux vers un microscope de dissection équipé d'un éclairage infrarouge et de convertisseurs d'image infrarouge. Toutes les manipulations de dissection ultérieures sont effectuées sous lumière infrarouge. Ensuite, à l’aide de ciseaux microchirurgicaux, ouvrez l’œil en coupant le long de l’équateur, sauf au niveau du point de cautérisation.Utilisez une pince fine pour retirer le cristallin. Ensuite, retirez autant que possible le vitré en utilisant la pointe du cautère comme repère. Utilisez une lame de rasoir pour enlever la partie ventrale de la cupule oculaire.Ensuite, retirez la cornée. Puis, utilisez une pince pour détacher la rétine dorsale de la couche de l'épithélium pigmentaire. Placez ensuite la rétine, côté récepteur vers le haut, au fond d'une nouvelle boîte de Pétri remplie d'un à deux millilitres d'une solution témoin de glucose à 10 millimolaire contenant 0,1 % de BSA, en appuyant délicatement sur la rétine avec une lame de rasoir pour l'aplatir.Tranchez la rétine en petits morceaux fins. Incubez ensuite la préparation dans une boîte de type lumineux saturée en continu avec de l'oxygène pur avant d'ajouter les tranches de rétine dans la chambre d'enregistrement. Éteignez temporairement le chauffage.Basculer le débit de perfusion vers le tube de dérivation. Ensuite, à l’aide d’un essuie-tout, évacuer la majeure partie de la solution de la chambre. Allumer l’éclairage infrarouge.Retirez la suspension de rétine de l’incubateur et transférez les tranches dans la chambre d’enregistrement. À l’aide d’une pipette de transfert à orifice large, laissez les tranches se déposer pendant deux minutes. Une fois les tranches de rétine déposées, réactivez la perfusion directe et le chauffage.Identifier un fragment de rétine dont les segments externes des photorécepteurs sont visibles. Positionner la pointe de l'électrode d'enregistrement au-dessus de la couche nucléaire externe de la rétine à l'aide d'une aspiration buccale. Aspirer délicatement plusieurs corps cellulaires de photorécepteurs dans l'électrode, en faisant pénétrer les cellules à l'intérieur de l'électrode.Donner un éclair test de 20 millisecondes à 500 nanomètres. La variation du courant induite par la lumière qui traverse le photorécepteur représente la réponse à l'éclair test. Un cône sain produira une amplitude de réponse maximale de quatre à sept picoampères (pA).Lorsqu'il est stimulé avec un éclair test non atténué. Une fois qu'une bonne cellule est trouvée, abaisser doucement à la main le réservoir d'huile minérale afin d'appliquer une légère pression négative à l'extrémité de l'électrode, ce qui aide à maintenir le segment interne de la cellule dans l'électrode. Si la cellule est réactive, enregistrer une série de réponses à des éclairs tests dont l'intensité varie du seuil à la saturation.Grâce à cette technique, nous pouvons obtenir des réponses photoélectriques des cônes à partir de tranches rétiniennes de souris à l’aide d’une électrode d’aspiration. Ici, une superposition de plusieurs enregistrements provenant de la même cellule est présentée. Les réponses photoélectriques d’un cône unique ont été induites par des éclairs-tests d’intensité croissante, allant d’une intensité faible générant une réponse seuil d’environ un picoampère à une intensité élevée générant une réponse saturée d’environ 5,5 picoampères.Lorsque l'intensité de l'éclair augmente, l'amplitude de la réponse photoélectrique augmente jusqu'à atteindre la saturation. Les éclairs sont délivrés au temps égal à zéro. Nous allons simplement vous montrer comment enregistrer les réponses photoélectriques de photorécepteurs individuels de moucheron à l'aide d'une électrode d'aspiration.Lors de cette procédure, il est important de se rappeler d'obtenir la partie do do de la rétine, de couper la rétine en fines tranches, de maintenir l'électrode propre et sans bulles, et de minimiser à la fois les bruits mécaniques et électromagnétiques. Voilà, c'est tout. Merci d'avoir regardé et bonne chance dans vos expériences.

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Ici, nous présentons une approche combinatoire pour classer les types de cellules neuronales avant l'isolement et pour la caractérisation ultérieure des transcriptomes monocellulaires. Ce protocole optimise la préparation d'échantillons pour un séquençage d'ARN réussi (RNA-Seq) et décrit une méthodologie conçue spécifiquement pour une meilleure compréhension de la diversité cellulaire.

L&#39;ARN monocellulaire-séquentiel des sous-ensembles définis des cellules ganglionnaires rétiniennes

Nous décrivons une méthode pour obtenir des cultures primaires des photorécepteurs de cône de la rétine des embryons de poulet et son utilisation pour le criblage de contenu élevé.

Cultures enrichies en cônes de la rétine d’embryons de poulet pour étudier les interactions cellulaires entre tiges et cônes

Apprenez l'enregistrement par aspiration de cônes photorécepteurs isolés de souris. Cette technique d'électrophysiologie permet d'étudier les réponses flash et les propriétés cellulaires de la rétine en neurosciences visuelles.

Enregistrements aspiration simple cellule à partir de cônes photorécepteurs de la souris

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