Name: Fabrication des électrodes et limplantation de Aplysia californica Des enregistrements multi-canaux neuronaux et musculaires au Intact, Animaux Librement Behaving (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-06-04T17:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 37 s
Description: Découvrez la fabrication et l'implantation d'électrodes multicanaux pour enregistrer l'activité neuromusculaire chez Aplysia californica. Cette méthode permet d'étudier le contrôle neural du comportement alimentaire in vivo.

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Nous remercions le soutien du NIH (NS047073 au CSM). Nous sommes également reconnaissants à Catherine pour son Kehl premières expériences Kwik-Sil, qui nous a encouragés à l&#39;utiliser pour notre application.

1. Fabrication des électrodes <ol><li> Pour créer l'électrode, utiliser des ciseaux pour couper un morceau de 0,001 émaillé fils d'acier de diamètre pouces inox d'environ 2 pieds de long. Fixez une petite boule de pâte à chaque extrémité du fil, pliez le fil en deux, et de spin les extrémités pour créer une paire torsadée, dite électrode différentielle. </li><li> Bande aux deux extrémités du fil pour prévenir leur effilage. Faire quatre électrodes différentielles, en utilisant une couleur différente de ruban pour chaque électrode différentielle des fins d'identification (figure 1A). </li><li> Twist deux des électrodes différentielles ensemble, laissant deux pouces sans torsion sur une extrémité et 1 pouce sur l'autre extrémité. Répéter avec le reste de la paire d'électrodes différentielles (figure 1B). </li><li> Twist deux séries de deux électrodes différentielles ensemble, en s'assurant que les extrémités restent sans torsion. Hold up l'assemblage d'électrodes et d'appliquer la colle silicone ménages à la jonction de quatre électrodes différentielles, laissant les extrémités libres. Hang et permettre à la colle de sécher pendant au moins 4 heures (figure 1C). </li><li> Pour isoler les branches, poser l'ensemble électrode vers le bas sur un plat, mobile, de surface comme un morceau de bois. Ventilateur sur les extrémités et les fixer avec du ruban adhésif. Utiliser un petit morceau de plastique à élever l'ensemble d'électrodes juste avant qu'elle branches, et sécurisé avec des bandes. </li><li> Lors d'une loupe binoculaire, l'utilisation de pinces pour bien enrober les branches avec de la colle silicone. Les extrémités de 1 pouce de long sera l'intérieur de l'animal, ils doivent donc avoir une très fine couche de colle. Laissez la colle sécher pendant au moins 3 heures. </li><li> Raccourcir la fin 1-pouce de long d'une électrode différentielle à deux centimètres. Sur chaque fil, enlever 1cm de silicone et de l'émail. Curl un fil dénudé dans un crochet pour l'enregistrement. Pliez l'autre fil haut et loin de l'hameçon, ce qui servira de fil de terre. Répétez l'opération pour les trois autres électrodes. </li><li> Sélectionnez l'un des quatre électrodes sur la fin de 2 pouces. Utilisez une pince à gratter de silicone et de l'émail, exposant 1cm de fil d'acier inox nu sur chacun des 2 fils. Souder un connecteur d'or à chacun des deux fils. Utilisez un morceau de ruban de laboratoire pour assurer la fin et de maintenir une séparation entre le sol et les broches d'enregistrement. Répétez l'opération pour les trois autres électrodes. </li><li> Fixer une boule 1 à 2 cm de la colle silicone pour le câble, soit environ 1,5 cm de l'extrémité du crochet d'ancrage des électrodes au sein de l'animal. Laisser sécher au moins une heure (figure 1D). <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Fabrication des électrodes Assemblée. (A) d'électrode différentielle unique constituée d'un fil plié et tordu avec ses extrémités avec du ruban adhésif sécurisé. (B) Deux électrodes différentielles tordus ensemble, en laissant un espace sans torsion à l'extrémité. Différentes bandes de couleur ou d'une autre marque doit être utilisée pour identifier les extrémités. (C) Toutes les électrodes différentielles quatre combinés en un ensemble d'électrode unique, formant un seul câble avec des branches séparées des électrodes individuelles à chaque extrémité, repérés par des couleurs distinctes de ruban. (D) sous forme finale de l'assemblage de l'électrode. Sur la gauche, il ya enroulée crochets pour les enregistrements et les fils de terre pour chaque électrode différentielle. Sur la droite, broches en or ont été soudées aux fils pour le raccordement à l'amplificateur. Une boule d'ancrage de la colle silicone a également été placé vers le côté gauche de l'assemblée. </li></ol> 2. Préparation des animaux pour l'implantation <ol><li> Sélectionnez un animal sain, qui pèse environ 350-450g. En réponse à de petits morceaux d'algues, l'animal devrait générer des piqûres à des intervalles de 3 à 5 secondes. La chirurgie avec implantation d'électrodes devrait prendre environ une heure. </li><li> Pour anesthésier l'animal, y injecter 30% p / v isotonique MgCl 2. Pour éviter la perte d'hémolymphe et MgCl 2, le site d'injection peuvent être revêtus de la superglue avant de retirer l'aiguille. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Schéma montrant comment l'animal est épinglé pour l'implantation d'électrodes, et l'emplacement de l'incision (indiqué par une barre). </li><li> Lay l'animal anesthésié dans un bac de dissection avec son pied par terre. Face à la tête d'animal sur la, décaler la zone Gill à votre gauche telles que l'animal est partiellement sur son côté, penche du côté opposé. Pin le long des tentacules antérieur (figure 2). </li><li> Placez le plateau sur la scène d'un microscope à dissection. Caler le plateau à un angle de 20 degrés d'élever la tête et de recueillir l'hémolymphe dans la queue, loin de l'incision. </li><li> Avec des ciseaux de dissection, commencez une incision légèrement sur votre droite du piétin-verse et l'étendre de 1 à 1,5 cm vers l'avant. Utilisez écarteurs fixés sur les bords du plateau pour maintenir l'ouverture incision (figure 2; barre de note près de l'incision piétin-verse indiquant). </li><li> Pour exposer la masse buccale, l'utilisation forceps pour soulever la membrane claire sous la peau et les ciseaux pour couper l'utilisation d'une ouverture correspondant de l'incision principale. Tuck les bords de la membrane dans les écarteurs. </li></ol> 3. L'implantation d'électrodes <ol><li> Placez l'assemblage d'électrodes sur un micromanipulateur et le déplacer sur l'incision de l'animal. </li><li> Le nerf est radular plus difficiles d'accès, et devraient être abordés en premier. Il ya deux possibilités pour accéder au nerf radular. </li><li> La première option, qui est préférable, c'est de regarder sous le ganglion buccal entre BN1 et BN2. Si une branche du nerf radular est visible, utilisez une pince à pointe fine recourbée en crochet pour sortir la branche (figure 3, la boucle de la RN sous ganglionnaires étiquetés 1). </li><li> Si une branche du nerf radular n'est pas accessible au-dessus du muscle, une deuxième option est d'y accéder via une petite incision dans I2 à côté du tissu conjonctif, à la base du ganglion buccal (figure 3, RN-dessous du muscle étiquetés 2). L'incision dans I2 doit passer par deux couches de muscle I2. Tenez le bord de l'incision musculaire avec une pince droite et utilisez la pince accrochée à une branche sortir RN. </li><li> Tout en maintenant le nerf avec la pince accroché, utiliser un ensemble différent de pince pour manipuler le crochet électrode sur le nerf. </li><li> Utilisez le micromanipulateur pour élever le crochet de sorte que le nerf est soulevé loin de la masse buccale et claire de toute autres nerfs ou des tissus. Ne pas étirer le nerf. </li><li> L'électrode à sec en utilisant un Kim-Wipe ou aspiration hors de l'excès de liquide avec une seringue. Tension de l'eau peut causer le culot de s'effondrer sur lui-même, ou un sceau d'eau pour former sous le nerf. Dans les deux cas, la zone doit être complètement sèche avant de la colle est appliquée. </li><li> Appliquez une noisette de colle où la base du crochet est en contact avec le fond du nerf. Appliquez une goutte de solution saline ou de l'aplysie hémolymphe de définir la superglue. Quand la colle est rien humide doit être déplacé que l'obtention de la colle entre le fil et le nerf pourrait bloquer la connexion électrique. </li><li> Sécher le crochet de nouveau. Mélanger Kwik-Sil colle sur un sac de glace. </li><li> Utilisez la pointe d'une épingle à appliquer une petite quantité de colle Kwik-Sil, couvrant complètement toute fil exposé de l'hameçon, mais pas le fil de terre. </li><li> Laissez la colle ensemble pendant 5 minutes environ, le réajustement de la colle si elle se détache des sections de l'hameçon. La colle est réglée quand elle s'en tient plus quand on la touche avec la broche (figure 4 montre la configuration finale). </li><li> Une fois l'électrode nerveuse radular est réglé, le muscle I2 peut être consulté. Dans la zone entre BN1 et BN2, utilisez la pince accrochée à crochet et à séparer deux bandes du muscle I2 du reste du muscle en tirant doucement sur les bandes vers le haut. Fixez l'électrode en utilisant la même procédure. </li><li> Nerfs buccaux 2 et 3 sont facilement accessibles et les électrodes sont fixées à la même procédure. </li><li> Une fois que toutes les électrodes sont attachées, faites glisser l'assemblage d'électrodes dans l'animal à l'ancre en silicone. </li><li> Suture de l'incision fermée autour du câble de l'électrode en saillie, en gardant le point d'ancrage intérieur de l'animal. Superglue les points de suture pour assurer une bonne étanchéité. </li><li> Insérez le connecteur d'or conseils à l'autre bout de l'électrode dans un petit bloc de polystyrène. Retour à l'animal de la cuve principale dans un récipient d'isolation aéré pour la nuit de récupération. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. Un schéma de l'appareil d'alimentation aplysie connue comme étant la masse buccale. Indiqués sont les nerfs buccaux (BN1, BN2, BN3), le nerf radular (RN) qui sort du fond du ganglion vestibulaire, puis plonge sous le muscle, et l'emplacement sur le muscle I2 où l'électrode est attaché. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig4.jpg" alt="Figure 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 4"> Figure 4. Schéma de principe d'électrode unique attaché à un nerf (ou musculaires) et collés en place. Notez que la région de-isolée du crochet enroulée est en contact direct avec le nerf (ou musculaires), ancré en place avec la superglue, et électriquement isolée du milieu liquide en utilisant Kwik-Sil. Notez également que la pointe de l'électrode deinsulated sol est exposé au fluide. 4. Enregistrement <ol><li> Acclimate l'animal dans un récipient aéré alors attaché à l'appareil de contrôle pendant au moins 1,5 heures. Surveiller le signal alors que l'animal est acclimatation de vérifier que toutes les électrodes sont de travail et que les niveaux sonores sont bas. </li><li> Utiliser une caméra vidéo pour enregistrer le comportement alimentaire tout en utilisant l'ordinateur pour enregistrer des signaux provenant des électrodes neurales et musculaires. Synchroniser les enregistrements vidéo et de l'électrode en utilisant un signal carré qui contrôle un compteur numérique dans la vue caméra alors qu'elle est simultanément enregistré comme un canal supplémentaire sur l'ordinateur dans Axoscope. </li><li> Nourrir les comportements sont suscitées par les techniques décrites dans Morton et Chiel 1993. </li></ol> Bien que les animaux invertébrés ne nécessitent pas une approbation formelle par l'utilisation des animaux institutionnels et comité des soins, nous avons veillé à ce que tous les traitements de l'aplysie minimiser les dommages et la souffrance à l'animal, et que toutes les techniques chirurgicales sont effectuées alors que l'animal est totalement anesthésié. Les résultats représentatifs <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig5.jpg" alt="Figure 5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 5"> Figure 5 (A). Simultanée des enregistrements à quatre canaux à partir d'un muscle (le muscle I2 rapporteur), et de trois nerfs buccaux (le nerf radular, RN, nerf buccal 2, BN2, et nerf buccal 3, BN3) lors d'une intervention à avaler. (B) Un cadre toujours de l'enregistrement vidéo simultanés de l'animal librement se comporter comme il l'avale d'une bande d'algues prédécoupés (0,5 cm de largeur), qui a été marquée à intervalles de 0,5 cm avec des bandes blanches afin que ses mouvements peuvent être facilement visualisés comme l'animal se nourrit.

<ol><li>Lu, H., Chestek, C. A., Shaw, K. M., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+extracellular+stimulation+of+individual+neurons+in+ganglia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Selective extracellular stimulation of individual neurons in ganglia.</a> J. Neural Eng. 5, 287-309 (2008).</li>
<li>Morton, D. W., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+buccal+nerve+activity+that+distinguishes+ingestion+from+rejection+can+be+used+to+predict+behavioral+transitions+in+Aplysia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">In vivo buccal nerve activity that distinguishes ingestion from rejection can be used to predict behavioral transitions in Aplysia.</a> J Comp. Physiol. A. 172, 17-32 (1993).</li>
<li>Warman, E. N., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+technique+for+chronic+single+extracellular+recording+in+freely+behaving+animals+using+pipette+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A new technique for chronic single extracellular recording in freely behaving animals using pipette electrodes.</a> J. Neurosci. Methods. 57, 161-169 (1995).</li>
<li>Ye, H., Morton, D. W., Chiel, H. J., J, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((nbsp%3BNeuromechanics+of+multifunctionality+during+rejection+in+Aplysia+californica%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">nbsp;Neuromechanics of multifunctionality during rejection in Aplysia californica.</a> J. Neurosci. 26, 10743-10755 (2006).</li>
</ol>

Une innovation clé qui a fait ces enregistrements succès est la combinaison des électrodes dans un seul câble. Deux enregistrements d&#39;électrodes ont été utilisées avant, mais en élargissant à quatre électrodes individuelles conduit à la formation d&#39;adhérences chirurgicales qui ont souvent empêché l&#39;animal de faire des mouvements alimentation normale. Combinant les électrodes dans un seul câble réduit la majeure partie des électrodes à l&#39;intérieur de l&#39;animal, qui à son tour réduit la réponse immunita...

<table><tbody><tr><td>Fil en acier inoxydable revêtu d'émail</td><td>California Fine Wire Company</td><td></td><td>0.001D, revêtement h</td></tr><tr><td>Colle au silicone Household Silicone II</td><td>GE Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Adhésif Kwik-Sil</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Superglue Duro Qwik-Gel</td><td>Henkel Corp</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Amplificateur A-M Systems modèle 1700</td><td>A-M Systems</td><td></td><td>Réglages du filtre : 100-1000 Hz pour les nerfs, 10-1000 Hz pour le muscle I2</td></tr><tr><td>Axoscope 10.1</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Broches connecteurs dorées</td><td>Bulgin</td><td>SA3148/1</td><td></td></tr><tr><td>Prises connecteurs dorées</td><td>Bulgin</td><td>SA3149/1</td><td></td></tr></tbody></table>

fabrication des électrodes et l&#39;implantation de aplysia californica des enregistrements multi-canaux neuronaux et musculaires au intact, animaux librement behaving

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Enregistrement à partir de nerfs et des muscles clés du<em&gt; Aplysie</em&gt; Au cours du comportement alimentaire nous permet d&#39;étudier les modalités de contrôle neural chez un animal intact. Simultanément enregistrement à partir de multiples nerfs et des muscles nous donne des informations précises sur le calendrier de l&#39;activité neuronale. Méthodes d&#39;enregistrement antérieures ont travaillé pendant deux électrodes, mais l&#39;étude des nerfs ou des muscles supplémentaires nécessaires combinant et la moyenne des enregistrements de plusieurs animaux, ce qui rend difficile de déterminer les détails fins du calendrier et les étapes, en raison de la variabilité de la réponse à la réponse, et de animal à l&#39;autre. L&#39;implantation de quatre électrodes individu a un taux de réussite très faible en raison de la formation d&#39;adhérences qui empêchent les animaux d&#39;accomplir des mouvements alimentation normale. Nous avons développé une nouvelle méthode de fabrication d&#39;électrodes qui réduit la majeure partie des électrodes à l&#39;intérieur de l&#39;animal permettant des mouvements de l&#39;alimentation normale. En utilisant une combinaison de colles pour fixer les résultats des électrodes dans une isolation plus fiable de l&#39;électrode qui dure plus longtemps, ce qui permet d&#39;enregistrer des périodes aussi longues que d&#39;une semaine. La technique de fabrication que nous décrivons pourrait être étendue pour incorporer plusieurs électrodes supplémentaires, et serait applicable aux animaux vertébrés.

Une technique est décrite pour l&#39;implantation de quatre<em&gt; In vivo</em&gt; Électrodes pour surveiller le contrôle neuromusculaire du comportement alimentaire chez les<em&gt; Aplysia californica</em&gt;.

Fabrication des électrodes et l&#39;implantation de Aplysia californica Des enregistrements multi-canaux neuronaux et musculaires au Intact, Animaux Librement Behaving

L'enregistrement des nerfs et des muscles clés d'Aplysia pendant le comportement alimentaire nous permet d'étudier les schémas de contrôle neural chez un animal intact.

Pour fabriquer l'ensemble d'électrodes destiné aux enregistrements in vivo multicanal, quatre électrodes différentielles sont créées puis torsadées ensemble, les électrodes différentielles individuelles étant séparées à leurs extrémités. L'animal anesthésié est alors fixé, et une incision est pratiquée sur le côté de la tache oculaire. Les nerfs et muscles ciblés sont localisés, puis les électrodes sont fixées à la goutte de super colle située à la base du crochet, avant d'être isolées avec un scellant rapide.Bonjour, je suis Miranda Collins du laboratoire du Dr. Halal Thiel, du département de biologie de l’université Kiss Western Reserve. Aujourd’hui, je vais vous montrer une procédure d’assemblage et d’implantation d’électrodes pour des enregistrements in vivo en SIA, Californie. Nous utilisons cette procédure dans notre laboratoire afin d’étudier le contrôle neuromusculaire de l’alimentation et de la SIA.Commençons. Pour fabriquer l'électrode, utilisez des ciseaux pour couper un morceau de fil en acier inoxydable de 0,001 pouce de diamètre gainé d'émail d'environ deux pieds de long. Fixez une petite boule de pâte modelante à chaque extrémité du fil.Replier le fil en deux et tordre les extrémités pour former une paire torsadée appelée une électrode différentielle. Fixer avec du ruban adhésif les deux extrémités du fil afin d'empêcher qu'elles ne se dénouent. Fabriquer quatre électrodes différentielles en utilisant une couleur différente de ruban pour chaque électrode différentielle.À des fins d'identification, torsadez deux des électrodes différentielles ensemble, en laissant deux pouces non torsadés à une extrémité et un pouce à l'autre extrémité. Répétez l'opération avec la paire restante d'électrodes différentielles. Torsadez ensuite ensemble les deux ensembles de deux électrodes différentielles, en veillant à ce que les extrémités restent non torsadées.Tenez l'ensemble de l'électrode et appliquez de la colle au silicone ménagère au niveau de la jonction des quatre électrodes différentielles, en laissant les extrémités libres. Suspendez l'ensemble et laissez la colle sécher pendant au moins quatre heures. Pour isoler les branches, posez l'ensemble de l'électrode à plat sur une surface plane et mobile, comme un morceau de bois.Utilisez un petit morceau de plastique pour surélever l'ensemble de l'électrode juste avant sa bifurcation, puis fixez-le avec du ruban adhésif. Écartez les extrémités et fixez-les avec du ruban adhésif. Au microscope stéréoscopique, utilisez une pince pour recouvrir les branches de colle au silicone.Les extrémités d'un pouce de long seront à l'intérieur de l'animal, elles doivent donc être recouvertes d'une couche de colle très fine. Laisser sécher la colle pendant au moins trois heures. Raccourcir l'extrémité d'un pouce de long d'une électrode différentielle à deux centimètres à chaque extrémité de l'électrode.Utilisez une pince pour gratter le silicone et l'émail des deux fils. Pour exposer un centimètre de fil nu, enroulez un fil nu en forme de crochet pour l'enregistrement. Ensuite, dirigez l'autre fil vers le haut et éloignez-le du crochet afin qu'il serve de fil de masse ; sur l'extrémité de deux pouces de long, soudez une broche connecteur en or sur chaque fil.Utilisez un morceau de ruban adhésif pour fixer l'extrémité et maintenir un espace entre les broches de mise à la terre et de mesure. Répétez ces étapes afin d'obtenir des crochets et des connecteurs en or sur les quatre électrodes différentielles. Appliquez une boule de colle au silicone d'un à deux centimètres de diamètre sur le câble, à environ 1,5 pouce de l'extrémité munie du crochet.Pour fixer les électrodes à l'intérieur de l'animal, laissez-le sécher pendant au moins une heure, choisissez un animal en bonne santé pesant environ 350 à 450 grammes, qui réagit à de petits morceaux d'algues. L'animal doit produire des morsures à des intervalles de trois à cinq secondes. La chirurgie complète, incluant l'implantation des électrodes, doit prendre environ une heure.Placer l'animal anesthésié dans un plateau de dissection, le pied vers le bas, la tête dirigée vers vous. Orienter la région des branchies vers votre gauche de sorte que l'animal soit partiellement sur le côté, penché vers l'extérieur, en fixant les tentacules antérieurs. Poser le plateau sur la platine d'un microscope stéréoscopique.Surélevez le plateau d'environ 20 degrés afin de surélever la tête et de recueillir l'hémolymphe à l'extrémité caudale, à l'écart de l'incision. À l'aide de ciseaux de dissection, pratiquez une incision légèrement à droite de la tache oculaire et prolongez-la d'un à 1,5 centimètre vers la tête. Utilisez vos rétracteurs. Fixez-les aux bords du plateau pour maintenir l'incision ouverte.Pour exposer la masse buccale, utilisez une pince pour soulever la membrane transparente située sous la peau et des ciseaux pour pratiquer une ouverture correspondant à l'incision principale. Repliez les bords de la membrane sous les rétracteurs.Placer l'ensemble de l'électrode sur un micromanipulateur et le déplacer au-dessus de l'incision de l'animal. Chaque électrode prendra environ de 10 à 15 minutes à être fixée ; l'accès aux nerfs sera d'abord montré, suivi de l'attachement de l'électrode au nerf final. Toutefois, en pratique, chaque nerf doit être rattaché à une électrode avant que le nerf suivant ne soit exposé.Le nerf ular est le plus difficile d'accès et doit être abordé en premier. Il existe deux options pour accéder au nerf ular. La première option, qui est préférable, consiste à regarder sous le ganglion buccal entre le BN un et le VN deux.Si un rameau du nerf ulaire est visible, utilisez une pince fine à extrémité recourbée en forme de crochet pour soulever le rameau. Si un rameau du nerf ulaire n'est pas accessible au-dessus du muscle, une autre option consiste à y accéder par une petite incision dans l'I deux, près du tissu conjonctif à la base du ganglion buccal. L'incision dans l'I deux doit traverser deux couches du muscle I deux afin de fixer une électrode sur l'I deux.Utilisez la pince crochue pour soulever et séparer les deux bandes du muscle I, l'accès au nerf buccal deux se trouvant ici. Le nerf buccal trois est situé ici et servira à démontrer la fixation de l'électrode. Toutes les électrodes sont fixées de la même manière que celle démontrée maintenant sur le nerf buccal trois.Une fois le nerf accroché à la pince, utilisez une autre paire de pinces pour manipuler un crochet d'électrode sur le nerf à l'aide du micromanipulateur. Soulevez le crochet de manière à soulever le nerf et à l'écarter de la masse buccale. Dégagez-le de tout autre nerf ou tissu en le soulevant le moins possible, d'une demi-centimètre ou moins.Pour éviter de trop étirer le nerf, utilisez un essuie-tout pour sécher l'électrode et la zone adjacente du nerf. Une épingle à insecte sert à appliquer la colle : fixez l'électrode avec une petite goutte de cyanoacrylate à l'endroit où la base du crochet est en contact avec la partie inférieure du nerf. Appliquez une goutte de solution saline d'Alysia ou d'hémolymphe pour faire prendre la colle. Ensuite, séchez le crochet en rouge sur un mélange de poche à glace. Collez rapidement avec de la colle. Cela maintient la colle utilisable pendant environ 30 minutes.Des malaxages supplémentaires peuvent être nécessaires pendant l'intervention chirurgicale. Utilisez l'aiguille à insecte pour recouvrir complètement, avec une petite quantité de scellant rapide, tout fil métallique exposé du crochet, en évitant le fil de masse.Laisser la colle durcir pendant cinq minutes. Ajuster à nouveau la colle. Si elle se détache du crochet, attendre que la colle soit sèche avant d'accéder au nerf suivant.Une fois que toutes les électrodes sont fixées, faites glisser l'ensemble des électrodes dans l'animal jusqu'à l'ancrage en silicone. Faites une suture pour fermer l'incision autour du câble d'électrode qui dépasse. En gardant l'ancrage à l'intérieur de l'animal, collez les points de suture avec de la colle cyanoacrylate afin d'assurer une bonne étanchéité.Insérez les embouts connecteurs en or situés à l'autre extrémité de l'électrode dans un petit bloc de polystyrène. Replacez l'animal dans le réservoir principal, dans un récipient d'isolement aéré, pour une récupération nocturne. Acclimatez l'animal dans un récipient aéré, tout en le maintenant relié à l'appareil d'enregistrement, pendant au moins 1,5 heure.Surveillez le signal pendant que l'animal s'acclimate afin de vérifier que toutes les électrodes fonctionnent et que les niveaux de bruit sont faibles. Utilisez une caméra vidéo pour enregistrer le comportement alimentaire tout en utilisant l'ordinateur pour enregistrer les signaux provenant des électrodes nerveuses et musculaires. Synchronisez les enregistrements vidéo et électrodes à l’aide d’un signal en onde carrée qui commande un compteur numérique visible dans le champ de la caméra tout en étant simultanément enregistré comme canal supplémentaire sur l’ordinateur.Dans unScope, lorsque l'animal s'alimente, on observe des bursts d'activité sur les nerfs et les muscles. Voici un exemple de motif de déglutition avec l'activité EMG du nerf I deux et l'ENG des nerfs RN BN deux et BN trois. Nous venons de vous montrer comment fabriquer et implanter des électrodes multicanal afin d'enregistrer l'activité nerveuse et musculaire pendant le comportement alimentaire chez des sia en liberté de mouvement.Lors de cette procédure, manipulez soigneusement le nerf et assurez-vous de sceller complètement les crochets d'enregistrement de manière à ce qu'aucun fil ne soit exposé. Merci d'avoir regardé et bonne chance dans vos expériences.

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L’escargot marin Aplysia californica a été largement utilisé comme modèle de neurobiologie pour les études sur la base cellulaire et moléculaire du comportement. Ici, une méthodologie est décrite pour explorer le système nerveux d’Aplysia pour les analyses électrophysiologiques et moléculaires de neurones uniques de circuits neuronaux identifiés.

Aplysie Préparation des ganglions pour les analyses électrophysiologiques et moléculaires de neurones simples

Cette étude présente une méthode pour l’enregistrement simultané des potentiels de champs locaux dans le cerveau, les électrocardiogrammes, les électromyogrammes et respiration des signaux d’un rat librement mobile. Cette technique, ce qui réduit les coûts de l’expérimentales et simplifie l’analyse des données, contribuera à la compréhension des interactions entre le cerveau et les organes périphériques.

Enregistrements simultanés des potentiels corticaux champ Local, électrocardiogramme, électromyogramme et respiration rythmique d’un Rat librement mobile

Nous illustrons comment effectuer une modulation électrique et d’enregistrement de l’activité épileptiforme induite par la 4-aminopyridine dans des tranches de cerveau de rongeurs à l’aide de matrices de microélectrodes. Une chambre d’enregistrement personnalisé maintient le tissu viabilité tout au long des sessions expérimentales prolongées. Cartographie de l’électrode en direct et sélection des paires stimulants sont effectuées par une interface utilisateur graphique personnalisée.

Enregistrement et Modulation de l’activité épileptiforme dans des tranches de cerveau rongeur couplé aux baies de microélectrodes

Décrit ci-dessous est une méthode pour l'implantation de plusieurs réseaux d'électrodes de polymère à travers les régions anatomiquement éloignées du cerveau pour l'enregistrement électrophysiologique chronique chez les rats en mouvement libre. La préparation et l'implantation chirurgicale sont décrites en détail, en mettant l'accent sur les principes de conception pour guider l'adaptation de ces méthodes pour une utilisation dans d'autres espèces.

Implantation chronique de multiples réseaux d'électrodes polymères flexibles

Nous décrivons ici une méthode pour fabriquer des tableaux de microélectrode Ti3C2 MXene et les utiliser pour l’enregistrement neuronal in vivo.

Fabrication de Ti3C2 MXene Microelectrode Arrays pour In Vivo Neural Recording

Découvrez la fabrication et l'implantation d'électrodes multicanaux pour enregistrer l'activité neuromusculaire chez Aplysia californica. Cette méthode permet d'étudier le contrôle neural du comportement alimentaire in vivo.

Fabrication des électrodes et limplantation de Aplysia californica Des enregistrements multi-canaux neuronaux et musculaires au Intact, Animaux Librement Behaving (Vidéo) | JoVE Journal

Fabrication des électrodes et l'implantation de Aplysia californica Des enregistrements multi-canaux neuronaux et musculaires au Intact, Animaux Librement Behaving

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