Name: Détermination des tissus Utilisation de la transplantation Cap animale (ACT) Dosage dans Xenopus laevis /em (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-05-16T17:00:00.000+00:00
Duration: 11 min
Description: Découvrez le test de détermination tissulaire par greffe de chapeau animal chez Xenopus laevis. Cette méthode permet d'étudier comment les produits géniques spécifient le destin cellulaire du derme primitif.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ce travail a été soutenu par des subventions de recherche pour prévenir la cécité (Bourses de développement de carrière à MEZ et ASV et une subvention sans restriction à du Département d&#39;ophtalmologie), la Fondation E. Matilda Ziegler (MEZ et ASV) et le National Eye Institute / NIH (MEZ , les subventions et R01EY015748 R01EY017964).

Partie I. Mise en place pour le test ACT <ol><li> Générer ARN coiffé d'injection tel que suggéré par le fabricant, en utilisant leur phénol: chloroforme méthode de purification (par exemple mMessage mMachine Kit; Applied Biosystems / Ambion, Austin, TX). ARN codant pour une protéine fluorescente est utilisée comme traceur. On supporte transcrire protéine fluorescente jaune (YFP) ou mCherry 5 ADNc, qui est dans un vecteur d'expression pCS2 +. </li><li> Tirez tubes en verre borosilicate capillaires pour former conseils verre conique à l'aide d'un extracteur micropipette. Nous utilisons Sutter Micropipette Puller, P-97 (Sutter Instruments, Inc, Novato, CA), comme décrit précédemment 6. </li><li> Assurez solutions stériles dans le tableau 1 à partir d'un 10 X Marc jour Ringer (ROR) solution mère (10 mM de MgCl2, 20 mM de KCl, 20 mM CaCl2, 50 mM d'HEPES, 1 M de NaCl, ajusté à pH 7,5, autoclave et stockés à RT). </li><li> Isoler les testicules d'un homme grenouille et le tissu stocker à 4 ° C dans une solution stérile de1X MMR / gentamicine (50 pg / ml de sulfate de gentamicine; BioWhittaker, Cat # 17-518Z). Cela peut se faire jusqu'à une semaine avant le début de l'expérience, mais il est perd de son efficacité au fil du temps. </li><li> Solution de ponte (1X: 150 mM de NaCl, 2,62 mM de KCl, 0,8 mM Na 2 HPO 4, 20 mM Trizma de base, 2,62 mM NaHCO 3 et 2,75 mM MgSO 4, ajusté à pH 7,6) peut être faite comme un stock 8X, qui peut être conservé à 4 ° C pendant jusqu'à deux semaines. Remarque: attention à la contamination dans cette solution, car cela aura une incidence sur la qualité de vos oeufs. </li><li> Générer des plaques d'injection. Pour ce faire, faire fondre 1% d'agarose dans ROR 0.4x dans un micro-ondes, ajouter ~ 6 ml solution fondue agarose en 60 plaques mm, doucement dérouler un moule en élastomère (figure 1) au-dessus de la solution pour éviter les bulles et laisser refroidir pendant environ 20 minutes à température ambiante. Pour déterminer le nombre nécessaire, considérez le nombre de conditions expérimentales (par exemple 1, YFP, 2, YFP + Noggin) et le nombre de embry hôte transplanté OS besoin. Pour nos expériences, nous générons au moins 20 embryons transplantés d'accueil pour chaque condition expérimentale. À 18-19 ° C, les embryons seront à l'étape 15 pendant environ une heure. Si cela prend une heure pour effectuer 20 greffes, puis deux points dans le temps de fertilisation sont nécessaires, en supposant que les embryons hôtes acceptent toutes les greffes. Par conséquent, quatre plats d'injection sera nécessaire (2 conditions exp x 2 points dans le temps de fécondation = 4). Stocker les plaques à 4 ° C pendant une semaine. </li><li> Générer des plaques d'isolation en utilisant capitalisation agarose à 1% + 0,7 X MMR avec des moules que pour la plaque d'injection. Faire le même nombre de plaques d'isolation bouchon en plus une injection supplémentaire de points par unité de temps la fécondation (4 + 2 points dans le temps de fécondation = 6). </li><li> Injecter femelles avec 500 unités de gonadotrophine chorionique humaine en fin de journée la veille de la micro-injection. Boutique femelles à 16-18 ° C pendant la nuit. </li></ol> Partie II. La micro-injection d'ARN d'embryons de Xenopus laevis étape "&gt; A. Préparation de la micro-injection <ol><li> Retirer des femmes hormonale induite et les placer dans des réservoirs individuels contenant 1X ponte solution (ELS). Remarque: nous n'utilisons pas les œufs qui ont été dans les ELS plus de deux heures que la qualité des œufs est réduite. Par conséquent, environ une heure avant la fécondation in vitro, nous supprimons tous les œufs dans le bac afin que les œufs fraîchement pondus ne sont collectées. </li><li> Préparer l'aiguille pour la microinjection en coupant la pointe pour obtenir un diamètre de 25 à 35 um. Placer l'aiguille sur le picoinjector et l'étalonner de sorte qu'il distribue 10 nl par injection. </li><li> Définir un incubateur à 14 ° C. </li><li> Une fois que les femelles ont pondu pendant environ une heure, retirer les œufs dans le bac à l'aide d'une pipette de transfert et les placer dans des boîtes de 60 mm de Pétri. Enlever le ELS bien des œufs que possible et remplacer par 1X ROR. Les œufs peuvent être fécondés tout de suite ou rester dans ROR 1X pour jusqu'à une heure. Pour le dosage de transplantation, il estmieux pour fertiliser deux plats, 80% complets d'une seule couche d'œufs dans un maximum de trois lots distincts vers 11 h, midi et 13 heures. Après l'injection, ils seront placés à 14 ° C afin qu'ils atteignent les étapes souhaitées pour l'isolement du bouchon (stade 8,5 à 9) et de la transplantation (étape 15; voir Partie I, n ° 6 ci-dessus). </li><li> Pour vérifier la qualité des testicules, nous procédons à une fertilisation tôt le matin (~ 8 heures), ce qui nous permet d'extraire les testicules d'un autre mâle si le sperme du premier n'est pas viable. Note: nous homogénéiser ~ 0,25 testicules dans 1 ml MMR 1X et ajouter environ 5 à 7 gouttes par plaque d'ovocytes. </li><li> In vitro, la fécondation des oeufs avec des testicules homogénéisés et, une heure plus tard, enlever la couche de gelée sur les oeufs à l'aide de la gelée de solution (1M 164μl TNT + 10 ml de Tris 1M, pH 8,8 à 50 ml d'eau nanopure à l'autoclave). Attendez jusqu'à ce qu'ils atteignent deux cellules étape pour commencer le tri, ce qui prend environ 2 heures à 18 ° C ou 1,5 heures à température ambiante (22 ° C). </li><li> L'utilisation d'un transfoer pipette, en quelque sorte uniformément pigmentés et uniformément divisant embryons, comme indiqué dans le chapeau animale gauche de la figure 3, dans le puits d'injection d'un plat rempli de 0.4x ROR + 6% de Ficoll. </li></ol> Microinjection B. <ol><li> Étirer Parafilm sur le dessus du couvercle d'une boîte de Petri de 60 mm. Prélever 2 l de votre échantillon d'ARN d'abord sur le Parafilm et aspirer l'aide de la PLI-100 pour remplir votre aiguille d'injection. N'oubliez pas de vérifier que l'aiguille est encore distribuer 10 nL d'échantillon avant de commencer l'injection. </li><li> Injecter 20-30 embryons au stade de deux cellules (blastomères deux) avec 500 pg d'ARN YFP dans un plat et votre gène d'intérêt (par exemple 20 pg d'ARN Noggin) plus YFP ARN dans un autre plat 7. </li><li> Lieu 100-200 non injectables embryons par point de temps à autre plat d'injection de la solution de Ficoll. Les déplacer dans et hors de l'incubateur en même temps que les embryons injectés. Ce sont les hôtes qui seront utilisés dans la partie IV. </li><li> Après l'injection, incuber tous les embryons à 14 ° C overnight. Répétez l'opération pour tous les points dans le temps. </li></ol> Partie III. Isoler calottes animales à partir d'embryons injectés <ol><li> Arrivez tôt le matin pour organiser les embryons. Le point plus tôt devrait être à l'étape 9. Supprimer ceux qui n'ont pas survécu. Poursuivre avec les étapes de travail suivantes à chaque point dans le temps par lots. </li><li> Décanter la solution de Ficoll à partir de chaque assiette et ajouter MMR retour 0.7X / solution de gentamicine. Pour un plat d'isolation plafond, ajouter une quantité généreuse de 0,7 X MMR / gentamicine solution. Déloger les embryons de leurs puits d'injection de plat à l'aide d'une pipette de transfert et le placer dans le plat isolement bouchon fraîchement préparé. </li><li> Isoler calottes animales en 0.7X MMR solution + gentamicine, avec 2 ou 3 embryons intacts pour la mise en scène. Soit le Gastromaster, muni d'une pointe jaune plié à 400 um, ou une paire de pinces 5 Numéro forte peut être utilisé. </li><li> Placer des bouchons de retour dans 14 incubateur ° C jusqu'au lendemain. Les embryons d'accueil devraient être retirées de l'incubateuren même temps que les chapeaux de les garder au même stade de développement que le tissu du donneur. </li></ol> Partie IV. La transplantation de bouchons sur le flanc <ol><li> Retirer les capuchons et les embryons du point première fois de l'incubateur 14 ° C et organiser les embryons. Trier par uniformes jaune ou rouge fluorescent positifs casquettes, selon le traceur injecté (figure 2). </li><li> Comptez le nombre de caps et de supprimer le double du nombre d'étages 12 à 13 embryons dans un plat fraîchement préparée avec injection de 0,7 X MMR / gentamicine solution. Avec des pinces ° 5 pointues, retirez la membrane vitelline de chacun. Transférez-les sur la plaque avec les bouchons, mais soyez prudent. Sans leurs membranes vitellines, les embryons peuvent rapidement se dissocient à la surface de l'eau. </li><li> Utilisation de la gastromaster (pointe jaune, 200 250 pm fil plié, réglage le plus élevé) ou n ° 5 pinces, retirez de 200 um carrés sur le côté de l'embryon au stade 14-15 (figure 3). Ensuite, coupez un chapeau de moitié (à l'gastromaster ou til # 5 forceps) et de placer le tissu dans le trou pratiqué dans l'embryon hôte. Tournez l'embryon contre le bien pour permettre la cicatrisation. Faites cela pour que les embryons que vous pouvez alors qu'ils sont à l'étape 15. Répétez l'opération pour tous les points dans le temps. </li><li> L'embryon se guérissent habituellement dans les 30 minutes. Éliminer les cellules mortes (blanc) avec un léger mouvement de brossage avec une pince n ° 5. Cultivez-les à 18 ° C pendant la nuit. </li><li> Sous la loupe binoculaire à fluorescence, les embryons de tri avec marquée par fluorescence, tissu transplanté. Remettez-les à 18 ° C pour se développer jusqu'au stade 42-43. </li><li> Anesthésier les animaux dans tricaïne. À ce stade, vous pouvez prendre des photos sous un microscope à fluorescence de dissection. Une fois que vous avez terminé, fixer, section et coloration immunologique ou d'effectuer l'hybridation in situ en utilisant des marqueurs pour votre tissu d'intérêt. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1932/1932fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Conception de plexiglass pour la coulée de la m élastomèreancien utilisé pour la fabrication des plats de détention d'embryons. A 38 x 38 mm carré aux angles arrondis (~ 5 mm de profondeur) a été acheminé sur un morceau de plexiglas qui est de 50 x 50 mm carré et de 25 mm d'épaisseur. Circulaire, régulièrement espacés les puits (1,5 mm de diamètre) ont été forés 1 mm de profondeur dans la matière plastique. Pour faire le moule en élastomère pour les plats micro-injection, nous avons versé élastomère Sylgard dans le plexiglas et lui a permis de se solidifier, selon les instructions du fabricant. Ce moule en élastomère est utilisé pour fabriquer des plaques d'isolation par injection et le chapeau. <img src="/files/ftp_upload/1932/1932fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Bouchon de tri des animaux avant la transplantation est importante, car l'expression peut varier. Bouchon animale sur la gauche exprime mCherry uniformément dans les tissus tandis que l'explant sur ​​le droit a l'expression inégale et seront rejetées. <img src="/files/ftp_upload/1932/1932fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. Un hôte TADPole a développé une structure oculaire comme sur son flanc transplantés à partir de cellules de la coiffe des animaux. Une image fluorescente a été superposée sur l'image en fond clair.

<ol><li>Smith, W. C., Harland, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+cloning+of+noggin%2C+a+new+dorsalizing+factor+localized+to+the+Spemann+organizer+in+Xenopus+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Expression cloning of noggin, a new dorsalizing factor localized to the Spemann organizer in Xenopus embryos.</a> Cell. 70, 829-840 (1992).</li>
<li>Lamb, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+induction+by+the+secreted+polypeptide+noggin%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Neural induction by the secreted polypeptide noggin.</a> Science. 262, 713-718 (1993).</li>
<li>Green, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+Methods+in+Developmental+Biology%3A+Xenopus+%26+Zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Molecular Methods in Developmental Biology: Xenopus & Zebrafish.</a> Methods in Developmental Biology. , Humana Press. Towata, N.J. (1999).</li>
<li>Viczian, A. S., Solessio, E. C., Lyou, Y., Zuber, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+functional+eyes+from+pluripotent+cells%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">Generation of functional eyes from pluripotent cells.</a> PLoS Biol. 7, e1000174-e1000174 (2009).</li>
<li>Shaner, N. C., Steinbach, P. A., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+guide+to+choosing+fluorescent+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">A guide to choosing fluorescent proteins.</a> Nat Methods. 2, 905-909 (2005).</li>
<li>Brown, A. L., Johnson, B. E., Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Making+patch-pipettes+and+sharp+electrodes+with+a+programmable+puller%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Making patch-pipettes and sharp electrodes with a programmable puller.</a> J Vis Exp. , (2008).</li>
<li>Lan, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noggin+Elicits+Retinal+Fate+in+Xenopus+Animal+Cap+Embryonic+Stem+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Noggin Elicits Retinal Fate in Xenopus Animal Cap Embryonic Stem Cells.</a> Stem Cells. , (2009).</li>
</ol>

Dans cette vidéo, nous avons démontré notre version de techniques classiques utilisées par les biologistes de Xenopus, qui nous réarrangés pour créer le test greffe animale bouchon. A température ambiante, les embryons de xénope se développer très rapidement à travers les étapes 9 et 15. En les plaçant à 14 ° C, le développement de l&#39;embryon est ralentie et beaucoup d&#39;autres greffes peuvent être effectuées en une seule expérience. S&#39;il est nécessaire d&#39;augmenter les embryons de stades p...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd"><html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en"><div><table border="1"><thead><tr><th> Nom du produit </th><th> Type </th><th> Entreprise </th><th> Numéro de catalogue </th><th> Commenter </th></tr></thead><tbody><tr><td> mMessage mMachine SP6 Kit </td><td></td><td> Applied Biosystems / Ambion </td><td> AM1340 </td><td></td><tr><td> Tubes capillaires en borosilicate (1.0mm x 0.5mm OD ID) </td><td></td><td> FHC, Inc </td><td> 27-30-1 </td><td></td><tr><td> Sutter Micropipette Puller </td><td></td><td> Sutter Instruments, Inc </td><td> P-97 </td><td></td><tr><td> Sulfate de gentamicine [50 mg / ml] </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> BW17-528Z </td><td></td><tr><td> Sylgard / Kit élastomère £ 1,1 </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> NC9644388 </td><td></td><tr><td>60 x 15 mm boîte de Pétri en polystyrène </td><td></td><td> USA Scientific </td><td> 8609-0160 </td><td></td><tr><td> gonadotrophine chorionique humaine </td><td></td><td> Intervet </td><td> 22219 </td><td></td><tr><td> Pico-injecteur systèmes de microinjection </td><td></td><td> Harvard Apparatus </td><td> 650003 </td><td></td><tr><td> Torrey Pines Scientific Incubateur ECHOtherm </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> 11-680-21 </td><td></td><tr><td> Transfert de pipette </td><td></td><td> Krackeler </td><td> 6290-20635A </td><td></td><tr><td> Dumostar ° 5 Pince </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> 11295-10 </td><td></td></tbody></table></div>

détermination des tissus utilisation de la transplantation cap animale (act) dosage dans<em&gt; xenopus laevis</em

Tissue Determination Using the Animal Cap Transplant (ACT) Assay in Xenopus laevis

De nombreuses protéines jouent un double rôle dans le développement embryonnaire. Celles qui régissent la détermination du destin cellulaire dans un tissu spécifique peut également affecter le développement d&#39;une grande région de l&#39;embryon. Cela rend la définition de son rôle dans un tissu particulier difficile à analyser. Par exemple,<em&gt; Caboche</em&gt; Surexpression dans<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Embryons provoque la dilatation de l&#39;ensemble de la région antérieure, y compris l&#39;oeil<sup&gt; 1,2</sup&gt;. De ce fait, on ne sait pas si Noggin joue un rôle direct dans la détermination de l&#39;œil ou en provoquant une expansion du tissu neural, Noggin affecte indirectement la formation de l&#39;œil. Ayant ce phénotype complexe rend l&#39;étude de son œil le rôle spécifique dans la détermination du destin cellulaire difficiles à analyser. Nous avons développé un test qui permet de surmonter ce problème. Profitant du caractère pluripotent de l&#39;<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Animaux bouchon<sup&gt; 3</sup&gt;, Nous avons développé un test pour tester l&#39;aptitude du produit du gène (s), comme<em&gt; Caboche</em&gt; Ou les facteurs de transcription (oeil de champ EFTFs), pour transformer les bouchons dans un tissu particulier ou des types de cellules en transplantant ce tissu sur le côté de l&#39;embryon<sup&gt; 4</sup&gt;. Bien que nous ayons constaté qu&#39;il s&#39;agisse du traitement de protéine Noggin ou un ensemble de facteurs de transcription peuvent déterminer le destin des cellules rétiniennes dans les calottes animales, cette procédure pourrait être utilisée pour identifier le produit du gène (s) impliqué dans la spécification d&#39;autres tissus ainsi.

Animaux bouchons surexprimant le produit du gène (s) sont transplantées dans le flanc de développement<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Embryons afin d&#39;établir si le tissu est déterminée.

Détermination des tissus Utilisation de la transplantation Cap animale (ACT) Dosage dans<em&gt; Xenopus laevis</em

De nombreuses protéines jouent un double rôle dans le développement embryonnaire. Celles qui régulent la détermination du destin cellulaire dans un tissu spécifique peuvent également affecter le développement...

L'objectif général du test A CT est de déterminer si un gène ou plusieurs gènes d'intérêt peuvent diriger la derme primitive vers un destin cellulaire particulier. La procédure commence par une surexpression des ARN codant pour un gène rapporteur fluorescent et le gène ou les gènes d'intérêt dans des embryons en développement de XUS lavis. L'étape suivante consiste à disséquer le cap animal ou l'odum primitif exprimant les ARN surexprimés, puis à les faire croître jusqu'au stade 15.La troisième étape de la procédure consiste à retirer un tissu sur le flanc d'un embryon hôte au stade 15. La dernière étape consiste à transplanter la moitié du tissu du blastopore donneur sur le flanc de l'embryon hôte et à faire développer l'hôte jusqu'au stade 42 à 43. Les résultats montrent la formation de tissus ectopiques, tels que des structures semblables à des yeux, grâce à des coupes histologiques et à une immunomarquage pour des marqueurs spécifiques aux tissus.Bonjour, je suis et sine du Département d'ophtalmologie de l'Université médicale d'Upstate. Aujourd'hui, je vais vous présenter une procédure que nous appelons le test de greffe de calotte animale, que j'ai développé en collaboration a

tissue-determination-using-animal-cap-transplant-act-assay-xenopus

Research

Recherche

JoVE Journal

Biology

Biologie

Xenopus embryonnaire épithéliums sont un système modèle idéal pour étudier les comportements cellulaires tels que le développement de polarité et changer de forme lors de la morphogenèse épithéliale. Histologie classique d'échantillons fixe est de plus en plus complétée par des cellules vivantes imagerie confocale. Ici nous démontrons méthodes pour isoler les tissus de grenouilles et de visualiser en direct les cellules épithéliales et de leur cytosquelette des cellules vivantes en utilisant la...

Imagerie des cellules vivantes et de l&#39;analyse quantitative des cellules embryonnaires épithéliales Xenopus laevis</em

Xenopus laevis fournit un système modèle idéal pour étudier la spécification du destin cellulaire et la fonction physiologique des différentes cellules rétiniennes en culture cellulaire primaire. Ici, nous présentons une technique de dissection des tissus rétiniens et générer des cultures de cellules primaires qui sont imagées pour l'activité de calcium et analysés par hybridation in situ.

Dissection, de la culture, et de l&#39;analyse des<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Tissus embryonnaires rétine

Une technique de transplantation de "Extreme antérieur domaine" mouchoirs entre les embryons de Xenopus laevis a été développé. Tissu peut être déplacé d'un gène expression fond dans un autre, ce qui permet l'étude des besoins locaux pour le développement cranio-facial et d'interactions entre les régions du visage de signalisation.

Transplantations faciales<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Embryons

Le manuscrit ici fournit un jeu simple de méthodes pour analyser la sécrétion et la diffusion de ligands marqués par fluorescence dans Xenopus. Ceci permet d'obtenir un contexte pour tester la capacité des autres protéines de modifier la distribution de ligand et en permettant des expériences qui peuvent donner un aperçu des mécanismes de régulation des gradients de morphogènes.

Utilisation de l&#39;analyse confocale<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Chargé d&#39;enquêter sur les modulateurs de Wnt et Shh morphogène Dégradés

Dans les embryons de xénope, les cellules du toit du blastocèle sont pluripotentes et peuvent être programmées pour générer divers tissus. Ici, nous décrivons des protocoles permettant d’utiliser des explants de toit de blastocèle d’amphibiens comme système de test pour étudier les principales caractéristiques in vivo et in vitro du développement neuronal précoce.

Stem Cell-like<em&gt; Xenopus</em&gt; Embryonnaires explants à étudier les caractéristiques du développement précoce Neural<em&gt; In Vitro</em&gt; Et<em&gt; In Vivo</em

Nous décrivons un système d’ovocytes et de coiffes animales de xénope pour le clonage d’expression de gènes capables d’induire une réponse chez l’ectoderme compétent, et discutons des techniques pour l’analyse ultérieure de ces gènes. Ce système est utile dans l’identification fonctionnelle d’un large éventail de produits géniques.

Clonage fonctionnelle en utilisant un<em&gt; Xenopus</em&gt; Système d&#39;expression de l&#39;ovocyte

Cet article présente une méthode pratique et rapide pour la visualisation de différentes populations de cellules neuronales dans le système nerveux central d'embryons de xénope utilisant immunofluorescence sur des coupes.

Évaluation de la neurogenèse primaire en<em&gt; Xenopus</em&gt; Embryons Utilisation de immunocoloration

Ce protocole démontre une méthode à base de fluorescence pour visualiser le système vasculaire et pour quantifier sa complexité chez Xenopus tropicalis . Les vaisseaux sanguins peuvent être imagés quelques minutes après l'injection d'un colorant fluorescent dans le coeur battant d'un embryon après des manipulations génétiques et / ou pharmacologiques pour étudier le développement cardiovasculaire in vivo .

Visualisation et analyse quantitative de l&#39;angiogenèse embryonnaire dans<em&gt; Xenopus tropicalis</em

Nous décrivons un protocole de xénotransplantation dans le jaune d’embryons de poisson-zèbre transparent qui est optimisé par une méthode de stadification simple et rapide. Les analyses post-injection comprennent la survie et l’évaluation de la charge de morbidité des cellules xénotransplantées par cytométrie en flux.

Une méthode simple, rapide et efficace pour l’analyse de la xénotransplantation tumorale dans les embryons de poisson-zèbre transparent

Il s’agit de la première partie d’un protocole complet d’échantillonnage de Xenopus . Les tissus échantillonnés sont le ventricule cardiaque, le tronc artériel, le lobe hépatique gauche, la vésicule biliaire, le poumon, le pancréas, la rate, le larynx, l’œsophage, l’estomac, les intestins, les testicules, les corps adipeux, l’oviducte, les reins appariés, le plexus sciatique, la peau, le thymus et l’œil entier.

Techniques efficaces pour l’échantillonnage complet des tissus accessibles chez le xénope adulte

Découvrez le test de détermination tissulaire par greffe de chapeau animal chez Xenopus laevis. Cette méthode permet d'étudier comment les produits géniques spécifient le destin cellulaire du derme primitif.

Détermination des tissus Utilisation de la transplantation Cap animale (ACT) Dosage dans

Explorer plus de vidéos