Name: Induction transurétrale dinfection des voies urinaires souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-08-05T17:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 24 s
Description: Découvrez l'induction transurétrale d'infection des voies urinaires chez la souris. Cette méthode permet d'inoculer des souches bactériennes et de quantifier l'infection à partir d'échantillons d'urine et de tissus.

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Les auteurs tiennent à remercier Shelly Xie et Jennifer Payne pour leur assistance technique d&#39;experts. Ce travail a été rendu possible grâce à des subventions de la Société d&#39;urologie pédiatrique et le Fonds de recherche de Stanford en pédiatrie.

I. Préparation de sonde urétrale <ol><li> Pour chaque vessie et du rein de souris à échantillonner, placez 5-6 billes en acier inoxydable (vessie, 1,6 mm ou de 0,9 à 2,0 la taille mélange mm) ou des billes d'oxyde de zirconium (rein, 0,5 mm taille) dans un tube cryovial, respectivement. Autoclaver les tubes de perles contenant. </li><li> Après les tubes refroidir à température ambiante, ajouter 200 microlitres de PBS stérile à chaque acier billes contenant le tube inox et 400 microlitres de PBS stérile à chaque oxyde de perles tube contenant du zirconium. </li><li> Nous préparons sonde urétrale décrite par Hung et Hultgren 13. Autoclave une paire propre de tête plate pinces et de ciseaux fins (iris ou de type similaire) et permettre les instruments à refroidir à température ambiante. Essuyez les surfaces d'une hotte à flux laminaire avec de l'éthanol à 70%. Dans la hotte, couper un 30 cm (approximative) du segment de tuyau en polyéthylène. Aseptiquement place une aiguille de calibre 30 stériles (1 / 2 pouces longue aiguille) sur une seringue stérile de 3 cc. Ramassez une extrémité du tuyau de polyéthylène coupés avec des pinces à l'autoclave et faites glisser le tube sur l'aiguille jusqu'à ce qu'il rencontre le moyeu. Couper le tube de telle sorte que d'environ 2 cm s'étend au-delà de la pointe de l'aiguille. Retirer le cathéter de la seringue et le placer dans une boîte de Pétri stérile. </li><li> Pour réduire la probabilité de contamination croisée, nous faisons un cathéter pour chaque souris. Après tous les cathéters sont faites, les stériliser par une exposition dans un plat de Pétri découverts à une irradiation UV pendant au moins 30 minutes. Ne pas regarder directement les lampes UV ou exposer toute partie du corps dans la hotte tandis que les lampes sont activées. Après exposition aux UV, les cathéters peuvent être stockées à long terme dans la boîte de Pétri. Nous vous recommandons de sceller le plat avec du parafilm pour aider à maintenir la stérilité. </li></ol> II. Inoculation à l'animal <ol><li> Souris doivent arriver au moins une semaine avant la manipulation expérimentale, afin d'éviter le stress induit par des facteurs confondants. Des souris femelles sont utilisées car l'urètre souris mâle est extrêmement difficile à cathétériser. CBA / J est une couramment utilisées, l'UTI sensibles souche de souris consanguines. Souris devrait être utilisé entre 8 et 12 semaines d'âge, puisque c'est la fenêtre de la maturité immunologique avant la sénescence. Le premier jour de l'expérience, tremper le bout d'une anse stérile inoculation dans un flacon de stock bactériennes congelées. Racler un petit inoculum et hors série sur une plaque de gélose appropriée. Généralement uropathogènes, E. coli (UPEC) et d'autres souches peuvent être cultivées pendant une nuit sur ​​le milieu de Luria-Bertani (LB) d'agar à 37 ° C dans l'air ambiant. UPEC souches poussent aussi solide, blanc-jaunâtre colonies translucides sur gélose LB. Remettre immédiatement le stock bactérienne au congélateur. Souches uropathogènes bactérienne peut devenir moins virulent dans le temps avec répétées, les cultures de série. Par conséquent, nous recommandons de stries sur une gélose fraîche pour chaque expérience. </li><li> Le jour 2 de l'expérience, après avoir confirmé la morphologie des colonies bon, ramasser des colonies isolées à partir de plaques d'agar et le lieu dans au moins 5 cc de bouillon de culture pendant la nuit. Bouillon LB peut être utilisé pour la plupart des souches bactériennes uropathogènes (37 ° C, 200 rpm dans l'air ambiant). Gardez les bouchons en vrac sur les tubes de bouillon de culture pour permettre l'aération. </li><li> Au jour 3 de l'expérience, de prendre 10% du bouillon de culture première et culture dans un bouillon à nouveau pendant la nuit (généralement 37 ° C et 200 rpm), pour améliorer l'expression de type I pili. Cultures de bouillon de série permet d'optimiser uropathogenicity bactérienne, car les pili de type I a été démontré pour être un facteur de virulence essentiel pour uropathogènes in vivo 1. Gardez les bouchons en vrac sur les tubes de bouillon de culture pour permettre l'aération. </li><li> Au jour 4, de l'expérience, mesurer la DO 600 de la culture en bouillon du jour 3. S'il n'est pas déjà connu pour la souche bactérienne testée, effectuez dix fois plaquage de dilution en série sur au moins 7 logs (dilutions effectuées avec du PBS, les cultures effectuées sur gélose LB, 37 ° C une nuit d'incubation) pour déterminer la relation entre la DO 600 et CFU / ml. En règle générale, une DO 600 de 0,4-0,5 correspond généralement à la 1-2x10 7 cfu par 50 microlitres. Une fois la relation entre l'OD 600 et UFC / ml a été déterminée, on peut ajuster le bouillon de culture à la DO 600 correspondant à l'ufc désiré par souris dans 50 microlitres de PBS. Certains travaux ont suggéré que l'inoculation de 10 microlitres, plutôt que 50, conduit à moins de reflux dans l'kidneys6. Cependant, la plupart des publications ont rapporté l'utilisation de 50 microlitres par souris. Généralement, les gammes ufc souhaitée entre 10 6 et 108 ufc / souris, mais chaque combinaison souche bactérienne / souris doit être empiriquement testée in vivo. </li><li> Pour aider à s'assurer que les inoculums ne sont pas annulés immédiatement après l'instillation, les souris doivent être privés d'eau pendant au moins 30 minutes avant l'induction de l'anesthésie générale. Une autre manoeuvre clé est d'induire la miction avant l'induction de l'anesthésie par gommante souris et en appuyant doucement la partie inférieure Abdomfr. Deux à 2,5% d'isoflurane est une dose d'induction sûre pour les 8-12 semaines vieilles souris CBA féminine, suivie par l'anesthésie de maintenance avec 1,8 à 2% d'isoflurane. </li><li> Une fois l'anesthésie est réalisée, les souris sont placées en position couchée avec leur tête inséré dans une coiffe connecté à l'isoflurane contenant de l'oxygène. Le bas-ventre est massé pour évacuer l'urine de la vessie. Si la vessie est relativement vide, cette manoeuvre peut ne pas donner l'urine. Le bas de l'abdomen et du périnée est imbibé d'éthanol à 70%. </li><li> Une seringue de 1 cc stérile sans aiguille est utilisée pour établir l'inoculum désiré bactérienne. Ensuite, un cathéter stérile urétrale est aseptiquement placés sur la seringue. L'excès de tube est coupé le cathéter avec une paire de ciseaux de telle sorte que seulement 1-2 millimètres de tubes restent en aval de la pointe de l'aiguille. Ensuite, la seringue est taraudé et le piston enfoncé avec la seringue verticale pour enlever toutes les bulles. Une cuillerée de gelée de lubrification bactériostatique est aspergé sur une boîte de Pétri stérile ou à l'intérieur de l'enveloppe seringue stérile. L'extrémité du cathéter (avec une seringue jointe) est plongé dans la gelée. Si plusieurs souches bactériennes sont actuellement testés dans la même expérience, faites attention à ne pas utiliser la même goutte de gelée pour lubrifier les cathéters contenant des souches différentes. </li><li> En utilisant un microscope stéréo (0,8 x au zoom 5x) pour l'agrandissement, le capuchon du clitoris de la souris anesthésiée est doucement saisi dans la main non dominante avec une paire de pinces à dents fines et soulevé céphalique pour exposer le rose profond méat urétral ( Figure 1). La seringue (avec cathéter attaché) est saisi dans la main dominante avec un grip crayon et l'extrémité du cathéter est engagé dans le méat urétral à un angle de 45 degrés. Le capuchon du clitoris est tendu dans l'axe de la seringue, de manière efficace "chargement" de l'urètre sur le cathéter. Cette manœuvre est essentielle puisque l'urètre de la souris est redondante. Le cathéter doit glisser facilement dans la vessie (jusqu'à la plate-forme, la figure 2), et peut être doucement tournoyé pour aider à naviguer dans les plis redondants de l'urètre. Une fois le cathéter S'articulant, la seringue peut être abaissé jusqu'à ce qu'il soit parallèle à l'axe longitudinal de la souris. La main non dominante peut descendre la pince pour aider à stabiliser la position du cathéter et la seringue que la main dominante est utilisée pour injecter lentement l'inoculum (au moins 5 secondes). Si le fluide est considéré coule autour du cathéter pendant l'injection, soit la vessie est pleine ou le cathéter est dans le vagin (juste caudale de l'urètre). L'injection doit être immédiatement arrêté et la position du cathéter soigneusement examinée. Si le cathéter a été dans l'urètre, la souris étant donné devraient pas être inclus dans l'expérience. D'autre part, un cathéter égaré dans le vagin peuvent être repositionnées et l'injection ré-essayé. Après l'injection, le cathéter et la seringue est lentement retiré de la souris. </li><li> Pour réduire la probabilité du début de la miction post-inoculation, ce qui peut évacuer les bactéries administrés et ainsi conduire à des niveaux d'infection variable, certains chercheurs maintiennent souris sous anesthésie pendant 30 minutes après inoculation10 transurétrale. Après la chirurgie, les souris doivent récupérer sur une couverture chauffante nettoyer avec une observation continue pour confirmer le retour des modèles de respiration et d'activité normale. Une fois que les animaux ont complètement récupéré la capacité de ramper, ils peuvent être retournés à la literie contenant des cages. </li></ol> III. UFC mesure dans les tissus infectés <ol><li> Diverses publications de souris UTI ont rapporté les résultats de culture de 6 heures à une semaine ou plus après l'inoculation. Les points de temps optimal doivent être déterminées empiriquement pour chaque combinaison de souche / souris bactérienne. Urine émise est obtenue pour la culture en gommante souris sur une boîte de Pétri stérile. Urines collectées doivent être conservés sur la glace en tout temps. De multiples tentatives pour obtenir l'urine annulés pendant plusieurs heures peut être nécessaire, puisque la souris est mictions fréquentes, de faible volume (30-100 microlitres par void), et le stress-dépendante. </li><li> Après l'obtention d'échantillons d'urine annulée, nous sacrifions les souris par dislocation cervicale et de l'isoflurane. L'abdomen est ouvert de façon aseptique. Si un échantillon d'urine a été annulée pas réussi à obtenir plus tôt, une petite quantité d'urine peut souvent être aspiré à travers la paroi de la vessie à l'aide d'une aiguille de calibre 30 et une seringue. </li><li> Un ou deux reins sont retirés, émincées dans au moins 4 pièces (chaque pièce doit être inférieure à 50 microgrammes) sur une boîte de Pétri stérile, et placés dans le zirconium billes / PBS contenant cryotubes sur la glace. La vessie est enlevée, hachée en au moins quatre morceaux, et placés dans des billes d'acier inoxydable / PBS contenant cryotubes sur la glace. Le tissu / perle / PBS contenant cryotubes sont placés dans un homogénéisateur Bullet Blender et les tissus sont homogénéisés à l'aide du "8" réglage de la vitesse pendant une minute. Il est fréquent que certains fragments de tissus de rester après homogénéisation. Aussi longtemps que 50-100 microlitres d'homogénat liquide peut être pipeté, fragments solidesne sont pas nécessairement un problème. Si le temps d'homogénéisation est augmenté pour certains échantillons, il est essentiel de le faire pour tous les tissus afin de maintenir la cohérence de l'homogénéisation. Nous utilisons un Bullet Blender homogénéisateur car il évite la possibilité de contamination croisée, est plus rapide que le traitement des échantillons individuels, un par un en utilisant un homogénéisateur standard, et ne modifie pas significativement la chaleur les échantillons étant homogénéisé. </li><li> Au moins deux ou trois à dix dilutions d'urine recueillis et homogénats de tissus devrait être réalisé dans une plaque de microtitration. Pour les expériences préliminaires, il peut être prudent de faire au moins sept à dix dilutions. Culture jusqu'à 100 microlitres d'urine, la vessie et / ou des homogénats de rein sur gélose appropriée. Depuis les échantillons d'urine peuvent être à volume limité, il peut être nécessaire d'apporter leurs volumes à 100 microlitres avant d'effectuer dix dilutions. Si cela est nécessaire, la dilution initiale (avant dix-dilution) devront être pris en compte dans les calculs définitifs des rendements bactérienne. Nous préférons UPEC culture sur l'éosine-bleu de méthylène ou gélose de MacConkey (une nuit d'incubation à 37 ° C), car ces médias sont sélectifs pour les germes à Gram négatif. UPEC souches poussent sur gélose de MacConkey que centralement ombiliquées, rouge-rose colonies en raison de leur capacité à fermenter le lactose. </li><li> Après une nuit de culture, compter le ufc pour chaque plaque. Pour les échantillons dilués en série, la dilution plaque contenant 50-100 colonies est considéré comme le résultat le plus précis. "Retour" calculer ufc par les tissus, par milligramme de tissu, ou par ml. </li></ol> IV. Les résultats représentatifs <img src="/files/ftp_upload/2070/2070fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Méat urétral (sombre tissu rose) exposées par la levée capuchon du clitoris céphalique avec une pince (au-delà haut de la photo) <img src="/files/ftp_upload/2070/2070fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Cathétérisés urètre. Le clitoris bifide peut être vu juste au-dessus du cathéter. <img src="/files/ftp_upload/2070/2070fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Vessie Figure 3. Ufc compte 2 jours après l'infection transurétrale de 8 semaines vieilles femelles souris CBA / J avec uropathogènes E. coli. Vessies ont été homogénéisés et ufc / ml déterminée par dilution et étalement sur gélose MacConkey série. Diamants indiquent ufc / ml pour chaque souris, la barre horizontale indique médiane ufc / ml.

<ol><li>Schaeffer, A. J., Schwan, W. R., Hultgren, S. J., Duncan, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relationship+of+type+1+pilus+expression+in+Escherichia+coli+to+ascending+urinary+tract+infections+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Infect+Immun%22%5BJournal%5D)">Relationship of type 1 pilus expression in Escherichia coli to ascending urinary tract infections in mice.</a> Infect Immun. 55, 373-380 (1987).</li>
<li>Rouschop, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Urothelial+CD44+facilitates+Escherichia+coli+infection+of+the+murine+urinary+tract%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Urothelial CD44 facilitates Escherichia coli infection of the murine urinary tract.</a> J Immunol. 177, 7225-7232 (2006).</li>
<li>Malaviya, R., Ikeda, T., Abraham, S. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+mast+cells+to+bacterial+clearance+and+their+proliferation+during+experimental+cystitis+induced+by+type+1+fimbriated+E.+coli%5BTitle%5D)+AND+%22Immunol+LettM%22%5BJournal%5D)">Contribution of mast cells to bacterial clearance and their proliferation during experimental cystitis induced by type 1 fimbriated E. coli.</a> Immunol LettM. 91, 103-111 (2004).</li>
<li>Lane, M. C., Alteri, C. J., Smith, S. N., Mobley, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+flagella+is+coincident+with+uropathogenic+Escherichia+coli+ascension+to+the+upper+urinary+tract%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Expression of flagella is coincident with uropathogenic Escherichia coli ascension to the upper urinary tract.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 16669-16674 (2007).</li>
<li>Hvidberg, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+long-term+ascending+urinary+tract+infection+mouse+model+for+antibiotic+treatment+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Antimicrob+Agents+Chemother%22%5BJournal%5D)">Development of a long-term ascending urinary tract infection mouse model for antibiotic treatment studies.</a> Antimicrob Agents Chemother. 44, 156-163 (2000).</li>
<li>Hopkins, W. J., Hall, J. A., Conway, B. P., Uehling, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+urinary+tract+infection+by+intraurethral+inoculation+with+Escherichia+coli%3A+refining+the+murine+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Infect+Dis%22%5BJournal%5D)">Induction of urinary tract infection by intraurethral inoculation with Escherichia coli: refining the murine model.</a> J Infect Dis. 171, 462-465 (1995).</li>
<li>Hopkins, W. J., Gendron-Fitzpatrick, A., Balish, E., Uehling, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time+course+and+host+responses+to+Escherichia+coli+urinary+tract+infection+in+genetically+distinct+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Infect+Immun%22%5BJournal%5D)">Time course and host responses to Escherichia coli urinary tract infection in genetically distinct mouse strains.</a> Infect Immun. 66, 2798-2802 (1998).</li>
<li>Gunther, N. W. t, Lockatell, V., Johnson, D. E., Mobley, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+dynamics+of+type+1+fimbria+regulation+in+uropathogenic+Escherichia+coli+during+experimental+urinary+tract+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Infect+Immun%22%5BJournal%5D)">In vivo dynamics of type 1 fimbria regulation in uropathogenic Escherichia coli during experimental urinary tract infection.</a> Infect Immun. 69, 2838-2846 (2001).</li>
<li>Bishop, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclic+AMP-regulated+exocytosis+of+Escherichia+coli+from+infected+bladder+epithelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Cyclic AMP-regulated exocytosis of Escherichia coli from infected bladder epithelial cells.</a> Nat Med. 13, 625-630 (2007).</li>
<li>Thumbikat, P., Waltenbaugh, C., Schaeffer, A. J., Klumpp, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antigen-specific+responses+accelerate+bacterial+clearance+in+the+bladder%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Antigen-specific responses accelerate bacterial clearance in the bladder.</a> J Immunol. 176, 3080-3086 (2006).</li>
<li>Hagberg, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ascending%2C+unobstructed+urinary+tract+infection+in+mice+caused+by+pyelonephritogenic+Escherichia+coli+of+human+origin%5BTitle%5D)+AND+%22Infect+Immun%22%5BJournal%5D)">Ascending, unobstructed urinary tract infection in mice caused by pyelonephritogenic Escherichia coli of human origin.</a> Infect Immun. 40, 273-283 (1983).</li>
<li>Hopkins, W. J., Hall, J. A., Conway, B. P., Uehling, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+urinary+tract+infection+by+intraurethral+inoculation+with+Escherichia+coli%3A+refining+the+murine+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Infect+Dis%22%5BJournal%5D)">Induction of urinary tract infection by intraurethral inoculation with Escherichia coli: refining the murine model.</a> J Infect Dis. 171, 462-465 (1995).</li>
<li>Hung, C. S., Dodson, K. W., Hultgren, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+urinary+tract+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">A murine model of urinary tract infection.</a> Nat Protoc. 4, 1230-1243 (2009).</li>
</ol>

L&#39;induction d&#39;infection des voies urinaires de la souris par inoculation transurétrale de bactéries est une procédure établie de longue date, mais techniquement exigeante 11. Hung et Hultgren récemment publié une excellente analyse des techniques d&#39;infection des voies transurétrale de souris urinaires 13. Dans ce papier, nous tentons d&#39;illustrer davantage les subtilités de cette approche expérimentale. Les novices peuvent pratiquer leur technique en réal...

<table><tbody><tr><td>Tubes cryogéniques, 2,0 ml en polypropylène (sans bouchons)</td><td>E&amp;amp;K Scientific</td><td>640201</td><td></td></tr><tr><td>Bouchons pour tubes cryogéniques, avec joint torique &amp;rsquo;O&amp;rsquo;</td><td>E&amp;amp;K Scientific</td><td>440011-N</td><td></td></tr><tr><td>Bullet Blender</td><td>Next Advance</td><td>BBX24</td><td></td></tr><tr><td>Perles d'oxyde de zirconium (0,5 mm)</td><td>Next Advance</td><td>ZROB05</td><td></td></tr><tr><td>Perles en acier inoxydable (1,6 mm)</td><td>Next Advance</td><td>SSB16</td><td></td></tr><tr><td>Mélange de perles en acier inoxydable (0,9-2,0 mm)</td><td>Next Advance</td><td>SSB14B</td><td></td></tr><tr><td>Souris CBA/J femelles, âgées de 8 à 12 semaines</td><td>Jackson Laboratory</td><td>000656</td><td></td></tr><tr><td>Solution saline tamponnée au phosphate (NaCl 137 mM, KCl 2,7 mM, Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; 4,3 mM, KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; 1,4 mM)</td><td>EMD Millipore</td><td>EM-SX0420-13 (NaCl) EM-PX1405-1 (KCl) EM1.06585.0 (Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;) EM-5108-1 (KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;)</td><td></td></tr><tr><td>Agar LB</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bouillon LB</td><td>EMD Millipore</td><td>1.10285.0500</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (Aerrane)</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td>NDC 10019-773-60</td><td></td></tr><tr><td>Platines d'inoculation</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-363-601</td><td></td></tr><tr><td>Poudre d'agar éosine-méthylène bleu (EMB)</td><td>Himedia Laboratories</td><td>MM022-500G</td><td></td></tr><tr><td>Poudre d'agar MacConkey</td><td>Difco Laboratories</td><td>212123</td><td></td></tr><tr><td>Poudre d'agar LB</td><td>Difco Laboratories</td><td>244520</td><td></td></tr><tr><td>Tubulure en polyéthylène non radiopaque Intramedic, PE10 [diamètre intérieur 0,28 mm (0,011 pouce) ; diamètre extérieur 0,61 mm (0,024 pouce)]</td><td>BD Biosciences</td><td>427401</td><td></td></tr><tr><td>Aiguilles 30 gauge, 1/2 pouce</td><td>BD Biosciences</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Seringue tuberculinique de 1 ml à embout Slip-Tip</td><td>BD Biosciences</td><td>309602</td><td></td></tr><tr><td>Seringue Luer-Lock de 3 ml</td><td>BD Biosciences</td><td>309585</td><td></td></tr></tbody></table>

induction transurétrale d&#39;infection des voies urinaires souris

Transurethral Induction of Mouse Urinary Tract Infection

Souches uropathogènes bactériennes d&#39;intérêt sont cultivés sur gélose. Généralement, uropathogènes<em&gt; E. coli</em&gt; (UPEC) et d&#39;autres souches peuvent être cultivées pendant une nuit sur le milieu de Luria-Bertani (LB) d&#39;agar à 37 ° C dans l&#39;air ambiant. Souches UPEC grandir comme blanc-jaunâtre colonies translucides sur gélose LB. Après confirmation de la morphologie des colonies échéant, des colonies isolées sont ensuite repris pour être cultivées dans le bouillon. Bouillon LB peut être utilisé pour la plupart des souches bactériennes uropathogènes. Deux ports série, la nuit cultures de bouillon LB peut être employé pour amplifier l&#39;expression de type I pili, un facteur de virulence bien définis pour les bactéries uropathogènes. Les cultures en bouillon sont diluées à la concentration voulue en tampon phosphate salin (PBS). Huit à 12 semaines vieilles souris femelles sont placées sous anesthésie à l&#39;isoflurane et transurethrally inoculés avec des bactéries à l&#39;aide de polyéthylène recouvert de tubes de 30 seringues de calibre. Inoculums typiques, qui doit être déterminé empiriquement pour chaque combinaison de souche / souris bactérienne, sont de 10<sup&gt; 6</sup&gt; À 10<sup&gt; 8</sup&gt; UFC par souris dans 10 à 50 microlitres de PBS. Après la période d&#39;infection désiré (une journée à plusieurs semaines), les échantillons d&#39;urine et de la vessie et les deux reins sont récoltés. Chaque organe est hachée, placé dans du PBS, et homogénéisé dans un homogénéisateur Bullet Bleu. Homogénats d&#39;urine et les tissus sont dilués en série dans du PBS et cultivées sur gélose appropriée. Le jour suivant, les unités formant colonies sont comptées.

Cette vidéo va montrer des méthodes pour induire des infections de souris transurethrally des voies urinaires et de quantifier l&#39;ampleur des infections résultant.

Induction transurétrale d&#39;infection des voies urinaires souris

Les souches bactériennes uropathogènes d'intérêt sont cultivées sur gélose. En général, les souches d'E. coli uropathogènes (UPEC) et d'autres souches peuvent être cultivées pendant une nuit sur ...

L'objectif général de cette procédure est d'induire une infection des voies urinaires chez la souris par voie transurétrale. Cela est réalisé en premier lieu en cultivant les souches bactériennes d'intérêt et en diluant les cultures à la concentration souhaitée. La deuxième étape de la procédure consiste à inoculer la vessie de la souris par voie transurétrale avec les souches bactériennes d'intérêt.La troisième étape de la procédure consiste à prélever des échantillons d'urine et à récolter les reins et les vessies. La dernière étape de la procédure est l'inoculation de plaques à vis avec les échantillons d'urine ainsi que des reins et des vessies homogénéisés. En fin de compte, des résultats peuvent être obtenus, montrant une infection réussie du tractus urinaire en fonction de la présence de colonies bactériennes dans les échantillons ensemencés.Bonjour, je suis Michael Shea et bienvenue dans mon laboratoire du service d'urologie de la faculté de médecine de l'université Stanford. Je suis Annu ti, également du laboratoire de Shea. Aujourd'hui, nous allons vous montrer une procédure de cathétérisme transurétral chez la souris.Nous utilisons cette procédure dans notre laboratoire

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JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie et infection

Source : Luyts, N., et al. Suivi longitudinal des infections urinaires et leur traitement chez la souris par imagerie bioluminescente. J. Vis. Exp. (2021).Cette vidéo montre l’induction et le suivi de l’infection des voies urinaires dans un modèle murin utilisant l’E. coli bioluminescente injectée dans la vessie, où se produisent l’adhésion, l’invasion et la réplication intracellulaire bactérienne. La lumière émise par l’opéron bioluminescent sert de marqueur en temps réel de la charge...

Visualisation de l’infection des voies urinaires dans un modèle murin utilisant la bioluminescence

Source : Conover, M. S., et al., J. Établissement et caractérisation des infections urinaires et de la maladie des urines dans un modèle murin. J. Vis. Exp. (2015)Cette vidéo montre la procédure pour assembler et implanter un cathéter transurétral chez une souris femelle, suivie d’une inoculation bactérienne pour établir une infection urinaire associée au cathéter et étudier les interactions hôte-pathogène médiées par biofilm.

Infection urinaire associée au cathéter dans un modèle murin

Source : Conover, M. S. et al., Établissement et caractérisation des infections urinaires et de la CAUTI dans un modèle murin. J. Vis. Exp. (2015)Cette vidéo montre la détection de communautés bactériennes intracellulaires (IBC) dans le tissu vésique de souris infecté par Escherichia coli exprimant β-galactosidase. Après fixation tissulaire, perméabilisation et coloration avec X-gal, les CCI apparaissent sous forme de points bleus sous un microscope disséquant, confirmant l’invasion bactérienne...

Visualisation des communautés bactériennes intracellulaires dans une vessie de souris infectée

Dans cette vidéo, nous décrivons la technique d’administration intravésicale de bactéries uropathogènes pour générer un modèle d’infection urinaire chez la souris. Ce modèle peut être utilisé pour comprendre la propagation de l’infection bactérienne uropathogène dans le système urinaire et les mécanismes qui déterminent la susceptibilité aux infections urinaires.

Génération d’un modèle d’infection des voies urinaires : une technique pour administrer des bactéries uropathogènes chez la souris afin de développer un modèle d’infection des voies urinaires

Cette vidéo démontre l’établissement d’une infection uropathogène à Escherichia coli dans une vessie de souris femelle par instillation d’un cathéter transurétral. Les bactéries injectées réussissent à établir une infection des voies urinaires dans la vessie, fournissant une plate-forme précieuse pour l’étude des maladies associées aux soins de santé liées aux voies urinaires.

Cathétérisme transurétral et inoculation bactérienne pour générer un modèle d’infection des voies urinaires chez des souris mâles

Etablissement d’un modèle d’infection urinaire chez des souris femelles

La capacité à modéliser les infections des voies urinaires (IVU) est cruciale pour pouvoir comprendre la pathogenèse bactérienne et favoriser le développement de nouvelles thérapies. L’objectif de ce travail est de démontrer des modèles murins d’infections urinaires expérimentales et d’infections urinaires associées à un cathéter qui récapitulent et prédisent les résultats observés chez l’homme.

Création et caractérisation de l&#39;UTI et Cauti dans un modèle de souris

Le modèle établi de cathétérisme transuréthrale de la souris permet l’étude des pathologies de la vessie, y compris les infections urinaires, mais ne peut être effectué chez les femelles. Un nouveau modèle de mâle instillation transurétrale, présenté ici, permettra des recherches dans une région marquée par fortes différences cliniques et épidémiologiques entre les sexes.

Infection des voies urinaires chez un modèle Animal petit : cathétérisme transuréthrale de souris mâles et femelles

Instillation transuréthrale est une procédure difficile et n’a pas été bien décrite dans la littérature. Le but de ce manuscrit est de décrire une technique pour l’insertion d’un cathéter intravésical livraison de liquides par des substances actives dans la vessie ou la prostate chez les souris mâles adultes transurétrale.

Transuréthrale médicamenteuse chez les souris mâles adultes

Un modèle murin d’inoculation transurétrale d’E. coli uropathogène (UPEC) pour établir des réservoirs de vessie intracellulaire latents et une exposition ultérieure de la vessie à G. vaginalis pour induire une infection urinaire UPEC récurrente est démontré. Le dénombrement des bactéries, la cytologie de l’urine et la fixation et le traitement in situ de la vessie pour la microscopie électronique à balayage sont également démontrés.

Infection récurrente des voies urinaires à Escherichia coli déclenchée par Gardnerella vaginalis Exposition à la vessie chez la souris

Ce manuscrit décrit l’administration intravésicale de bactéries uropathogènes avec un opéron lux pour induire une infection des voies urinaires chez la souris et l’analyse longitudinale in vivo ultérieure de la charge bactérienne à l’aide de l’imagerie par bioluminescence.

Suivi longitudinal des infections des voies urinaires et leur traitement chez la souris à l’aide de l’imagerie par bioluminescence

Découvrez l'induction transurétrale d'infection des voies urinaires chez la souris. Cette méthode permet d'inoculer des souches bactériennes et de quantifier l'infection à partir d'échantillons d'urine et de tissus.

Induction transurétrale d'infection des voies urinaires souris

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