Name: La fabrication des matériaux injectables dorigine biologique pour lingénierie tissulaire du myocarde (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-12-20T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 32 s
Description: Découvrez la fabrication de gels matriciels injectables à partir de tissus décélularisés pour l'ingénierie tissulaire cardiaque. Cette méthode démontre la formation d'un scaffold fibreux poreux permettant l'infiltration cellulaire vasculaire in vivo chez le rat.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Cette recherche a été financée en partie par le directeur des NIH Programme Innovateur nouveau prix, le cadre de la Feuille de route du NIH pour la recherche médicale, à travers le numéro de subvention 1-DP2-OD004309-01. SBS-N. tiens à remercier la NSF pour une bourse de recherche de deuxième cycle.

1. Préparation des tissus pré-traitement <ol class="lalpha"><li> Avant d'utiliser ce protocole, il faut avoir déjà décellularisé le tissu de votre choix. Pour cet exemple, porcine fraîche et échantillons humains sont péricarde décellularisé d'utiliser un rince hypotonique et hypertonique dans déminéralisée (DI) de l'eau et de sodium dodécyl sulfate (SDS). </li><li> Plus précisément, d'abord laver le péricarde porcin dans l'eau DI pendant 30 minutes, puis remuer en permanence dans 1% de SDS dans le tampon phosphate salin (PBS) pendant 24 heures, suivie d'une eau de 5 heures DI rincer. Pour péricardique humaine, d'abord rincer à l'eau DI pendant 30 minutes, puis remuer en permanence dans 1% de SDS dans du PBS pendant 60 à 65 heures, suivie d'une nuit DI rincer. Retirez tous les spécimens de leur solution finale et rincer à nouveau sous l'eau DI 1. </li><li> Pour vérifier décellularisation, enlever un petit morceau, frais le congeler dans de l'OCT milieu de congélation, et prendre 10 coupes de tissus um um tous les 100 à travers l'échantillon pour examen par l'analyse histologique, comme indiqué précédemment 34-36. </li><li> Utilisez l'hématoxyline et l'éosine (H &amp; E) des taches d'examiner les tissus de l'absence de noyaux. On pourrait aussi utiliser une lampe fluorescente Hoescht 33342 tache (1,0 ug / ml) pour l'ADN pour vérifier la H &amp; résultats E; brièvement, fixer les sections, réhydrater et rincer à l'eau, aux taches pendant 10 minutes, puis bien rincer et conserver dans l'obscurité. Alternativement, on peut utiliser un kit comme le sang Qiagen DNeasy et kit de tissu, qui est conçu pour quantifier le contenu en ADN total d'un échantillon. </li></ol> 2. Préparation des injectables ECM <ol class="lalpha"><li> La lyophilisation <ol class="lroman"><li> Après une préparation appropriée, congeler les échantillons décellularisé à l'azote liquide ou par le stockage à -80 ° C. Lyophiliser les échantillons jusqu'au séchage complet. En fonction de votre système et la teneur en eau de vos échantillons, cela peut durer de 12 à 72 heures. </li></ol></li><li> Fraisage <ol class="lroman"><li> Une fois complètement sec, un moulin Wiley Mini est utilisé pour moudre l'ECM à sec en une poudre fine. Choisissez la taille du tamis appropriés à vos besoins; ici, la maille de 40 jauge est utilisée. Une fois que la majorité de l'échantillon est venu à travers le filtre, enlevez le bocal avec de la poudre d'ECM blanchi. S'il ya seulement un petit échantillon, le reste de l'échantillon peut être extrait de l'usine dans une variété de façons, ici, un Q-tip est utilisée pour enlever l'ECM coincé derrière des aubes fixes de l'usine. </li><li> Toujours s'assurer que l'usine est propre et exempt de débris. Il est également important de s'assurer que les deux usines et votre échantillon sont totalement sèches; toute trace d'humidité provoque l'ECM d'agréger et de s'agglutiner, empêchant mouture réussie. L'ECM peut absorber l'humidité de l'air et doivent donc aller directement à partir du lyophilisateur à l'usine. </li></ol></li><li> La digestion <ol class="lroman"><li> Pour former l'ECM injectables, la poudre est digéré par la pepsine. Le protocole suivant a été modifié par Freyetes, et al. (2). </li><li> Il est important de maintenir comme un produit stérile que possible, car il sera injecté in vivo et la contamination peut entraîner des complications. Ainsi, l'utilisation des flacons stériles et peser cuillères et filtre toutes les solutions avant de les utiliser. Une étape de lyophilisation après usinage et avant la digestion aidera également à maintenir la stérilité. </li><li> Peser la quantité désirée de poudre d'ECM dans un flacon à scintillation approprié. Pour les volumes totaux inférieurs à 1 ml, il est recommandé d'utiliser un flacon de 2 mL et pour les grands volumes, un flacon de 20 ml. Ceci garantit qu'il ya suffisamment de liquide dans le fond du flacon pour mélanger efficacement. </li><li> Peser la quantité désirée de la pepsine dans un flacon à scintillation. Ajouter 0,1 M tels que la pepsine est à une concentration de 1 mg / mL de HCl. Assurez-vous que la pepsine est entièrement dissoute (pas de particules) avant d'utiliser ce qui peut être accéléré par vortex la solution de pepsine. </li><li> Ajouter la solution de pepsine / HCl à la fiole à scintillation avec la poudre d'ECM afin que l'ECM est à une concentration de 10 mg / mL. </li><li> Remuer constamment pour les 60-65 solution heure, périodiquement raclant les côtés du flacon avec une cuillère ou une spatule pèsent. </li></ol></li><li> Ajustement du pH <ol class="lroman"><li> Cette étape est réalisée pour amener le matériau de la matrice liquide à pH physiologique et pour inactiver la pepsine, l'empêchant de cliver l'ECM supplémentaires. Encore une fois, soyez sûr d'utiliser des solutions à base d'eau filtrée Millipore. </li><li> NaOH 1 M est ajoutée à 1 / 10 du volume initial. Testez le pH à ce point et ajouter de petites quantités (2-10 pi) de NaOH ou HCl tels que le pH souhaité (7,4) est atteint. Gardez une trace de toutes petites quantités ajouté pour la neutralisation ou enlevés pour les essais du pH. Une fois la solution a été neutralisée, ajouter 10x PBS à 1 / 10 du volume final (1 / 9 du volume actuel). Déterminer la concentration de l'ECM injectables puis ajoutez 1x PBS pour atteindre désiré co finalesncentration, ici 6 mg / ml. </li><li> Caractérisation de l'ECM injectable qui peut être fait par SDS-PAGE, dosage colorimétrique Blyscan GAG, et la spectroscopie de masse. </li><li> À ce stade, le matériau de la matrice peut être injecté in vivo pour former un échafaudage pour l'ingénierie tissulaire du myocarde. </li></ol></li><li> Biotine-étiquetage <ol class="lroman"><li> L'ECM peuvent être marqués par la biotine avant l'injection pour une visualisation aisée de l'ECM injecté. </li><li> Préparer une solution 10mM de biotine et d'ajouter à l'ECM injectable à un ratio de 0.3mg/mg. L'ECM doit être à la concentration désirée pour l'injection. Si l'injection à une concentration de 6 mg / ml, ajouter 40 ul par Biotine 1 mL d'ECM. Avant l'injection, maintenir la solution de biotine-ECM sur la glace pendant au moins 1 heure. </li></ol></li><li> Toutes les étapes de traitement peuvent être réalisées à température ambiante. Pour garder la matrice injectable de gélifiants, l'étape d'ajustement du pH peut être fait sur la glace. </li></ol> 3. Infarctus injections <ol class="lalpha"><li> Préparation injectable <ol class="lroman"><li> Pour les rats femelles (225-250 g) utilisé ici, 75 uL d'injections de pH 7,4 injectable ECM ont été préparés en seringues 0,1 ml basculé avec 30 aiguilles de calibre. Si les rats mâles (375-400 g) ont été utilisés, 90 uL pourrait être injecté. </li><li> Toutes les fournitures chirurgicales doivent être stérilisés avant la chirurgie; ici, nous utilisons un pack qui contient chirurgicale autoclave tous les outils nécessaires. </li></ol></li><li> Le jour de la chirurgie, une Harlan Sprague-Dawley rats anesthésiés à l'aide d'isoflurane est à 5%, intubé à l'aide d'un otoscope, puis maintenu à 2,5% d'isoflurane pendant toute la procédure. </li><li> Ajouter une pommade pour les yeux de larmes artificielles de l'animal pour protéger contre le dessèchement et les cheveux. Administrer 3 ml de solution de Ringer lactate pour une hydratation pendant la chirurgie. Cela devrait être fait par injection sous-cutanée dans la partie inférieure de l'abdomen. </li><li> Placez l'animal en décubitus dorsal sur la table de chirurgie et doucement le bas de bandes membres. Utilisez tondeuse pour enlever les poils sur le ventre et les cheveux libres sous vide avant de frotter. </li><li> Faites une série de petites injections (environ 50 ul chacun) de lidocaïne 2% sur une diagonale du processus zyphoid d'abaisser le côté droit de l'abdomen. Puis frottez trois fois avec la bétadine, en commençant au milieu et le déplacement vers l'extérieur. Répétez l'opération avec 70% d'éthanol. Couverture de l'animal en utilisant un champ opératoire avec une fenêtre pré-fait circulaire; sécurisé avec des pinces serviette, si nécessaire. </li><li> L'utilisation d'un bistouri n ° 10 faire une incision de 3-4 cm du processus xiphoïde pour abaisser le côté droit de l'abdomen. Localisez appendice xiphoïde et disséquer à la verticale vers le bas par le muscle à droite, en prenant soin d'éviter le grand navire sur la droite. Une fois que vous avez disséqué à travers le muscle, l'utilisation des ciseaux pour couper latéralement à travers le muscle, ce qui expose le diaphragme. Soyez prudent pour éviter le foie. </li><li> En utilisant une longueur de 36 pouces de 3-0 suture Vicrile et une paire de pinces hémostatiques, conduire une aiguille à travers le processus zyphoid et tirez le fil de suture à mi-parcours. Bande aux extrémités de la suture ensemble et corriger cela à un point au-dessus et derrière l'animal essentiellement soulevant le zyphoid et exposer le diaphragme. Avec une autre longueur de 36 pouces de 3-0 suture Vicrile, conduire une aiguille à travers le muscle le plus proche du processus xiphoïde et, là encore, passer à travers et de fixer les extrémités d'un autre point à la droite de la table d'opération, entièrement exposer la cavité chirurgicale. </li><li> À ce stade, vous devriez être capable de voir le coeur à travers le diaphragme. En utilisant une petite paire de dents microforceps rat, attrapez le centre du diaphragme, tirez-le vers vous et faire une très petite incision avec des ciseaux émoussés. Il est extrêmement important d'utiliser des ciseaux très émoussé, afin d'éviter piquer les poumons. Une fois ce trou a été fait, les poumons se rétracte, vous permettant de faire une incision de 2-3 cm verticalement à travers le diaphragme de visualiser le cœur. </li><li> Insérez un 3 pouces Q-tip à la gauche de la cavité pour pousser les poumons de la route. Utilisez une pince serviette pour sécuriser le Q-tip en place. Utilisez un autre Q-tip pour déplacer le poumon droit de la route afin de localiser le sac péricardique. En utilisant une paire de microforceps et une paire de pinces dentelées grande déchirure à travers le sac péricardique, exposant l'apex du cœur. Si l'animal a déjà subi une procédure de l'infarctus, le péricarde sera déjà absent. </li><li> Prenez la pointe du cœur avec les dents de rat et microforceps injecter le matériau de la matrice liquide tiers de la hauteur de l'apex. Insérez le parallèle aiguille à la surface épicardique et injecter avec le bord biseauté de l'aiguille vers la gauche. Soyez sûr d'éviter la grande veine cardiaque. Attendez quelques secondes avant de retirer l'aiguille. Vous devriez voir un blanchiment des tissus au site d'injection. </li><li> Nettoyer le sang dans la cavité et retirez la pince serviette et Q-tip qui tenait le poumon droit. Utilisez microhemostats courbes et le ratdent microforceps de fermer le diaphragme. Faire un noeud initial et ensuite utiliser les pinces dentelées et microhemostats de fermer le diaphragme avec une suture continue et une aiguille conique. Avant de fermer complètement, insérez PE160 tuyau d'aspiration et de l'utilisation d'une seringue de 10 ml d'évacuer la cavité thoracique que la suture est serrée. </li><li> Lorsqu'il est correctement évacué et fermé, le diaphragme doit être concave. Un diaphragme convexe indique qu'il ya encore de l'air dans la cavité. </li><li> A ce point l'isoflurane peut être refusé à 1%. </li><li> Sortez tous deux 3-0 sutures Vicrile tenant la cavité ouverte. Utilisez de l'eau stérile pour hydrater le muscle, en essuyant l'excès de suite avec un coton-tige ou une gaze stérile. Utilisez une nouvelle longueur de 3-0 de suture pour fermer la couche musculaire avec des sutures intermittente. </li><li> À ce stade, l'isoflurane peut être désactivée. </li><li> Nettoyer la zone avec de l'eau stérile et agrafes utiliser pour fermer la peau. Si des agrafes va interférer avec l'étude, 5-0 proline peuvent également être utilisés. Dans ce cas, utilisez un coupe inversée (RC) de fermer l'aiguille de la peau avec des sutures intermittente. Dans les deux cas, la tache de colle chirurgicale au cours de l'incision fermée. </li><li> Utilisez un coton-tige pour oindre le site d'incision avec un onguent antibiotique triple. </li><li> Permettre à l'animal de récupérer moins de 100% d'oxygène. </li><li> Lorsque les animaux commence à respirer autour du ventilateur, enlever le tube trachée. </li><li> Une fois que les animaux sont sternale, administrer une injection sous-cutanée de 0,05 mg / kg de chlorhydrate de buprénorphine et de les retourner à leur cage d'origine sur une serviette stérile. </li><li> Les animaux doivent recevoir des post-opératoire d'observation et de soins. </li><li> Au niveau des points d'intérêt du temps, les animaux sont euthanasiés et le cœur prélevé pour analyse. Court sections axe sont prises et peuvent être colorées à l'hématoxyline et l'éosine (H &amp; E) pour l'analyse des tissus bruts. Au point de temps, la région injectée apparaîtra comme une rose, réseau fibreux qui s'est propagé interstitielle. Aux points de temps plus tard, on observera un afflux de cellules et une dégradation de finale de la matrice injecté après 2 à 3 semaines. Si l'ECM a été marqué avec la biotine avant l'injection, il peut être plus directement visualisés par coloration de la biotine avec HRP-streptavidine conjuguée. La coloration immunohistochimique peut être utilisé pour identifier des cellules ou des structures dans la région d'injection, voici les diapositives ont été co-colorées avec un isolectine conjuguée au FITC qui se lie à des cellules endothéliales et vert fluorescent et d'un anticorps anti-actine du muscle lisse avec un secondaire AlexaFluor d'anticorps que les rapports du SMC en rouge. </li></ol> 4. Les résultats représentatifs La caractérisation de matériaux à matrice précédente préparés de cette façon démontré la rétention d'une variété de macromolécules. Plus précisément, plusieurs protéines fibreuses et les glycoprotéines ont été identifiés par spectrométrie de masse (Tableau 1). Si les matériaux à matrice traitée conformément au présent protocole sont trouvés pour ne plus contenir un ensemble complexe de macromolécules, il se pourrait que le protocole employé décellularisation est trop sévère. Une fois entièrement lyophilisé, le sécher péricardique ECM ressemble très rigide, papier froissé. Autres types de tissus ressemblera l'emballage cacahuètes. Si bien moulu, l'ECM devrait tomber à travers le tamis et être recueilli dans le pot au fond. Si l'humidité est laissé dans l'échantillon, l'ECM s'agglutiner et se coincer dans la chambre de broyage. Après la digestion, la solution ECM doit être d'une couleur laiteuse et totalement exempt de particules visibles. Il sera également légèrement plus visqueux que le seul HCl. Si l'ECM ne digère pas bien, il y aura toujours les grosses particules dans le flacon, ou alternativement, l'ECM peut planter de la solution. Après ajustement du pH, il n'ya pas de changement visible dans la solution, et l'ECM est toujours un trouble, liquide homogène. Si elle commence à gel, la viscosité va augmenter et il sera difficile, voire impossible, de tirer le matériel dans une seringue. Si cela se produit, effectuez l'étape d'ajustement du pH sur la glace, avec pré-réfrigérée solutions. Une fois que les injections ont été préparés, les garder sur la glace jusqu'à utilisation. Si l'injection est un succès, la région autour de la pointe de l'aiguille blanchit et un petit bolus est visible. Si cela n'est pas respecté, l'injection peut-être allée dans la chambre plutôt que dans le mur. Lorsque l'animal jusqu'à suture après l'injection, en fermant soigneusement la membrane est l'étape la plus importante. Si fait correctement, le diaphragme sera serré contre les poumons et apparaîtra concave. S'il ya un air gauche à l'intérieur des poumons, le diaphragme restera convexe, ou avoir un endroit où il gonfle. Lorsque l'on examine l'histologie de la région de l'injection à un point de temps au début (30 minutes à 4 heures après l'injection), on devrait voir une rose, zone fibreuse qui est dépourvu de cellules de cette matrice est le matériau remonté après l'injection (figure 2) . Le réseau se propage souvent interstitielle et peut être présent tout au long de nombreuses sections. A possFIL explications pour ne voir que une très petite zone de la matrice de gel est qu'une partie de l'injection intra-muros raté la cible et a été soit injecté dans la chambre LV ou une fuite hors de l'emplacement de l'injection. En outre, selon le temps de gélification, la propagation interstitielle peut varier. <img src="/files/ftp_upload/2109/2109fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Électrophorèse sur gel de polyacrylamide (PAGE) des résultats. (A) standard de poids moléculaire. (B) du collagène de type I de queue de rat (2,5 mg / mL) par rapport à l'humain solubilisé (C) et porcine (D) péricardique ECM (7 mg / ml). Notez la présence de collagène ainsi que plusieurs autres protéines et de peptides dans les échantillons de matrice péricardique. <img src="/files/ftp_upload/2109/2109table1.jpg" alt="Tableau 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Tableau 1"> Tableau 1. Composants ECM identifié par spectroscopie de masse. <img src="/files/ftp_upload/2109/2109fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2 injections du myocarde:. Gélification dans vivo. H &amp; E tache de l'homme (A) et porcine (B) injections de matrice péricardique qui ont gélifié in vivo après 45 minutes. Les flèches indiquent l'emplacement matrice, teinté léger rose que le myocarde. La barre d'échelle est de 500 um. <img src="/files/ftp_upload/2109/2109fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. Infiltration des cellules vasculaires. Taches fluorescentes pour les navires dans l'humain injecté (AC) et porcine (DF) des gels matrice à deux semaines. Les cellules endothéliales sont étiquetés verts (A, D), tandis que les cellules musculaires lisses sont marquées rouge (B, E). Des images fusionnées sont affichées en C et F. La barre d'échelle est de 100 um. Les lignes blanches pointillées indiquent la zone d'injection de matrice, tel que déterminé par H &amp; E l'analyse d'une section voisine. <img src="/files/ftp_upload/2109/2109fig4.jpg" alt="Figure 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 4"> Figure 4. Les cellules souches au sein de la région d'injection matrice. Une tache de Hoescht pour les noyaux (bleu) et c-kit (vert) identifie les cellules souches chez l'homme (A) et porcine (B) les régions d'injection matrice. La barre d'échelle est de 50 um.

<ol><li>Seif-Naraghi, S. B., Salvatore, M. A., Magoffin-Schup, P. J., Hu, D. P., Christman, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+characterization+of+an+injectable+pericardial+matrix+gel%3A+A+potentially+autologous+scaffold+for+cardiac+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering%22%5BJournal%5D)">Design and characterization of an injectable pericardial matrix gel: A potentially autologous scaffold for cardiac tissue engineering.</a> Tissue Engineering. , (2009).</li>
<li>Freytes, D. O., Martin, J., Velankar, S. S., Lee, A. S., Badylak, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+and+rheological+characterization+of+a+gel+form+of+the+porcine+urinary+bladder+matrix%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Preparation and rheological characterization of a gel form of the porcine urinary bladder matrix.</a> Biomaterials. 29, 1630-1630 (2008).</li>
<li>Gilbert, T. W., Sellaro, T. L., Badylak, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decellularization+of+tissues+and+organs%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Decellularization of tissues and organs.</a> Biomaterials. 27, 3675-3675 (2006).</li>
<li>Liao, J., Joyce, E. M., Sacks, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+decellularization+on+the+mechanical+and+structural+properties+of+the+porcine+aortic+valve+leaflet%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Effects of decellularization on the mechanical and structural properties of the porcine aortic valve leaflet.</a> Biomaterials. 29, 1065-1065 (2008).</li>
<li>Singelyn, J. M., DeQuach, J. A., Seif-Naraghi, S. B., Littlefield, R. B., Schup-Magoffin, P. J., Christman, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Naturally+derived+myocardial+matrix+as+an+injectable+scaffold+for+cardiac+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Naturally derived myocardial matrix as an injectable scaffold for cardiac tissue engineering.</a> Biomaterials. 30, 5409-5409 (2009).</li>
<li>Christman, K. L., Vardanian, A. J., Fang, Q., Sievers, R. E., Fok, H. H., Lee, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Injectable+fibrin+scaffold+improves+cell+transplant+survival%2C+reduces+infarct+expansion%2C+and+induces+neovasculature+formation+in+ischemic+myocardium%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Injectable fibrin scaffold improves cell transplant survival, reduces infarct expansion, and induces neovasculature formation in ischemic myocardium.</a> J Am Coll Cardiol. 44, 654-654 (2004).</li>
<li>Christman, K. L., Fok, H. H., Sievers, R. E., Fang, Q., Lee, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibrin+glue+alone+and+skeletal+myoblasts+in+a+fibrin+scaffold+preserve+cardiac+function+after+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Fibrin glue alone and skeletal myoblasts in a fibrin scaffold preserve cardiac function after myocardial infarction.</a> Tissue Eng. 10, 403-410 (2004).</li>
<li>Huang, N. F., Sievers, R. E., Park, J. S., Fang, Q., Li, S., Lee, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rodent+model+of+myocardial+infarction+for+testing+the+efficacy+of+cells+and+polymers+for+myocardial+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">A rodent model of myocardial infarction for testing the efficacy of cells and polymers for myocardial reconstruction.</a> Nat Protoc. (1), 1596-1609 (2006).</li>
<li>Ott, H. C., Matthiesen, T. S., Goh, S. K., Black, L. D., Kren, S. M., Netoff, T. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perfusion-decellularized+matrix%3A+using+nature%27s+platform+to+engineer+a+bioartificial+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Perfusion-decellularized matrix: using nature's platform to engineer a bioartificial heart.</a> Nat Med. 14, 213-221 (2008).</li>
<li>Badylak, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+extracellular+matrix+as+a+biologic+scaffold+material%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The extracellular matrix as a biologic scaffold material.</a> Biomaterials. 28, 3587-3593 (2007).</li>
</ol>

L&#39;utilisation des animaux: Toutes les expériences dans cette étude ont été effectuées en conformité avec les directives publiées par l&#39;Institutional Animal Care et du Comité Utiliser à l&#39;Université de Californie, San Diego et l&#39;Association américaine pour l&#39;accréditation des soins des animaux de laboratoire.

Cette méthode permet la génération d&#39;origine biologique, les échafaudages injectable pour l&#39;ingénierie tissulaire du myocarde. Bien que ces méthodes ont été initialement développées pour la fabrication et des essais in vivo d&#39;un gel de la matrice du myocarde et présenté ici avec une matrice de gel péricardique, ce protocole peut être adapté pour une utilisation avec n&#39;importe quel tissu, pourvu que le tissu peut être appropriée décellularisé. Décellularisation doit être effectuée et vér...

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Réactifs :&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pepsine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>p6887-1G</td><td>Liofilisé </td></tr><tr><td>Biotine</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>21217</td><td></td></tr><tr><td>Neutravidine-HRP</td><td>Thomas Scientific</td><td>21130</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Équipement :&lt;/strong&gt; </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wiley Mini Mill</td><td>Thomas Scientific</td><td>3383L10</td><td></td></tr><tr><td>Lyophilisateur Labconco</td><td>Labconco Corp.</td><td>7670520</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Matériel chirurgical :&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bétadine</td><td>Purdue Products L.P.</td><td>67618-154-16</td><td></td></tr><tr><td>Solution de Ringer lactatée</td><td>MWI Veterinary Supply</td><td>003966</td><td></td></tr><tr><td>KY Jelly</td><td>MWI Veterinary Supply</td><td>28658</td><td></td></tr><tr><td>Lidocaïne, 2 %</td><td>MWI Veterinary Supply</td><td>17767</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhydrate de buprénorphine</td><td>Reckitt Benckiser</td><td>12496-0757-1</td><td></td></tr><tr><td>Pommade ophtalmique artificielle</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9860843</td><td></td></tr><tr><td>Pommade antibiotique triple</td><td>Fisher Scientific</td><td>19082795</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>MWI Veterinary Supply</td><td>60307-120-25</td><td></td></tr><tr><td>Otoscope </td><td>MWI Veterinary Supply</td><td>008699</td><td></td></tr><tr><td>Robinet trois voies</td><td>MWI Veterinary Supply</td><td>006245</td><td></td></tr><tr><td>Filet de suture Vicryl 3-0</td><td>MWI Veterinary Supply</td><td>J327H</td><td></td></tr><tr><td>Filet de suture Proline 5-0</td><td>MWI Veterinary Supply</td><td>s-1173</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille courbe à tranchant inversé (RC)</td><td>Ethicon Inc.</td><td>8684G</td><td></td></tr><tr><td>Micropinces hémostatiques </td><td>Fine Science Tools</td><td>13013-14</td><td></td></tr><tr><td>Pinces micro-dentées</td><td>Fine Science Tools</td><td>11084-07</td><td></td></tr><tr><td>Lame de scalpel n° 10</td><td>Fine Science Tools</td><td>10110-01</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux émoussés</td><td>Fine Science Tools</td><td>14108-09</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux courbes pointus</td><td>Fine Science Tools</td><td>14085-08</td><td></td></tr><tr><td>Grosses pinces crantées</td><td>Fine Science Tools</td><td>1106-12</td><td></td></tr><tr><td>Tuyau d'aspiration PE160</td><td>BD Biosciences</td><td>427430</td><td></td></tr><tr><td>Tondeuses </td><td>MWI Veterinary Supply</td><td>21608</td><td></td></tr><tr><td>Staples/stapleuse chirurgicaux </td><td>Ethicon Inc.</td><td>PRR35</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Matériel général :&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agitateurs magnétiques</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>HCl 0,1 M</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaOH 1 M</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PBS 10x</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PBS 1x</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Éthanol 70 %</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Seringues de 0,1 mL</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Seringue de 10 mL</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Q-tips</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Colle chirurgicale</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Champ opératoire</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinces de fixation</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Petit aspirateur portable </td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

la fabrication des matériaux injectables d&#39;origine biologique pour l&#39;ingénierie tissulaire du myocarde

Fabrication of Biologically Derived Injectable Materials for Myocardial Tissue Engineering

Ce protocole fournit des méthodes pour la préparation d&#39;une injection de la matrice extracellulaire (ECM) de gel pour des applications en génie tissulaire du myocarde. En bref, le tissu décellularisé est lyophilisé, broyé, une digestion enzymatique, puis amené à pH physiologique. La lyophilisation supprime tous les contenus de l&#39;eau à partir des tissus, résultant de l&#39;ECM sec qui peut être broyé en poudre fine avec un petit moulin. Après le broyage, la poudre ECM est digéré par la pepsine pour former une matrice injectable. Après ajustement à un pH de 7,4, le matériau de la matrice liquide peut être injecté dans le myocarde. Résultats des tests de caractérisation précédentes ont montré que les gels matrice produite à partir de tissus décellularisé péricardique et myocardique retenir les composants ECM indigènes, y compris des protéines diverses, des peptides et des glycosaminoglycanes. Compte tenu de l&#39;utilisation de ce matériel pour l&#39;ingénierie tissulaire, la caractérisation in vivo est particulièrement utile, ici, un procédé pour effectuer une injection intra-muros dans le ventricule gauche (VG) paroi libre est présenté comme un moyen d&#39;analyser la réponse de l&#39;hôte de la matrice de gel dans les un modèle animal de petite taille. L&#39;accès à la cavité thoracique est acquise à travers le diaphragme et l&#39;injection est faite légèrement au-dessus de l&#39;apex dans le mur BT libre. L&#39;origine biologique échafaudage peuvent être visualisées par la biotine-étiquetage avant l&#39;injection puis coloration des coupes de tissus avec un raifort conjuguée à la peroxydase et la visualisation via neutravidine diaminobenzidine (DAB) coloration. Analyse de la région d&#39;injection peut aussi être fait avec coloration histologique et immunohistochimique. De cette façon, les gels déjà examiné la matrice péricardique et du myocarde ont été montrés à la forme fibreuse, réseaux poreux et de promouvoir la formation des vaisseaux dans la région d&#39;injection.

Méthodes de préparation d&#39;une matrice de gel injectable à partir de tissus décellularisé et l&#39;injecter dans le rat myocarde<em&gt; In vivo</em&gt; Sont décrits.

La fabrication des matériaux injectables d&#39;origine biologique pour l&#39;ingénierie tissulaire du myocarde

Ce protocole présente des méthodes de préparation d'un gel de matrice extracellulaire (MEC) injectable pour des applications d'ingénierie tissulaire myocardique.

Les gels matriciels produits à partir de tissus décellularisés, péricardiques et myocardiques, conservent les composants natifs de la matrice extracellulaire, notamment diverses protéines, peptides et glycosaminoglycanes. Ces matrices tissulaires peuvent être utilisées en ingénierie tissulaire. Dans cette vidéo, des gels matriciels sont fabriqués par décellularisation de tissu péricardique afin d'obtenir une matrice extracellulaire acellulaire.La matrice extracellulaire est ensuite traitée pour produire une version liquide solubilisée. Ensuite, la matrice solubilisée est testée sur un petit modèle animal afin d'évaluer sa faisabilité en tant que support injectable. Des analyses histologiques et immunohistochimiques montrent qu'in vivo, le matériau injecté forme un support fibreux poreux permettant l'infiltration de cellules vasculaires.Bonjour, je m'appelle Sonia Zeki. Je suis étudiante diplômante dans le laboratoire de la Dre Karen Chrisman à l'Université de Californie à San Diego. Aujourd'hui, nous allons fabriquer une MEC solubilisée à partir de tissu décellularisé et démontrer les tests in vivo pour des applications en ingénierie tissulaire cardiaque.Ces techniques sont importantes pour le développement d'une thérapie à base de biomatériaux injectables pour le traitement de l'insuffisance cardiaque. Post-infarctus du myocarde illustrant la procédure chirurgicale par Pam, réalisation de McGuffin, neurochirurgien vétérinaire dans notre laboratoire. Commençons donc.Commencez ce protocole par la décellularisation du tissu afin de ne conserver que la matrice extracellulaire ou MEC : placez d'abord le péricarde porcin dans un bécher d'eau déionisée et lavez-le en agitant pendant 30 minutes à température ambiante. Après le lavage, placez le tissu dans du PBS 1× contenant 1 % de SDS et 1 % de pénicilline-streptomycine, puis agitez en continu pendant 24 heures à température ambiante. Le jour suivant, remettez le tissu dans de l'eau déionisée et agitez en continu pendant cinq heures, en secouant dans un tube de 50 millilitres jusqu'à disparition complète des bulles.La coloration par l'hématoxyline et l'éosine devrait révéler l'absence de noyaux dans le tissu décellularisé. Placer le reste du tissu décellularisé dans un tube conique de 15 à 50 millilitres. Ensuite, placer le tissu dans l'enceinte congélateur à moins 80 degrés Celsius.LyoPhylisez les échantillons congelés par séchage à congélation sous pression très faible et à température très basse jusqu'à complète dessiccation. Selon le système utilisé et la teneur en eau des échantillons, cette étape peut durer entre 12 et 72 heures. Une fois que le tissu décellularisé est complètement sec, transférez-le dans un broyeur Wiley Minim.À l'aide d'un tamis de maille 40, broyer le tissu en une poudre fine. Une fois que la majeure partie de l'échantillon est passée à travers le filtre, retirer le récipient de collecte. Cet échantillon est désormais appelé poudre de matrice extracellulaire ou poudre de MEC.Une deuxième étape de lyophilisation peut être effectuée à ce moment, si l'on ne passe pas immédiatement à l'étape suivante. Cela garantit la précision du poids enregistré pour solubiliser la MEC. Peser la quantité souhaitée de poudre de MEC dans un flacon stérile.Ajouter une solution stérile filtrée d'acide chlorhydrique contenant un milligramme par millilitre. Pepcid dans le flacon de scintillation contenant la poudre d'ECM afin que l'ECM atteigne une concentration de 10 milligrammes par millilitre. Ajouter une barre d'agitation et placer le flacon sur la plaque d'agitation.Agiter en continu pendant 48 à 60 heures, en raclant périodiquement les parois du flacon à l’aide d’une cuillère ou d’une spatule stérile WHE, afin de garantir la digestion complète de la poudre de MEC. Au fur et à mesure que le MEC est digéré, il passe en solution.Une fois la MEC solubilisée, placez l'échantillon sur de la glace et ajustez le pH à 7,4 à l'aide d'hydroxyde de sodium et d'acide chlorhydrique. Une fois le pH ajusté, ajoutez du PBS 10 fois concentré de manière à obtenir une concentration finale en PBS 1 fois. Par exemple, si vous avez 900 microlitres de solution de MEC, après l'ajustement du pH, ajoutez 100 microlitres de PBS 10 fois concentré.Déterminez la concentration de la solution d'ECM solubilisée en additionnant les volumes ajoutés pour la neutralisation et les volumes prélevés pour tester le pH. Ajoutez ensuite du PBS à une concentration égale pour atteindre la concentration finale souhaitée ici. Six milligrammes par millilitre.Le jour de l'intervention chirurgicale, préparez une injection de 75 microlitres de MEC solubilisée dans une seringue de 0,1 millilitre munie d'une aiguille de calibre 30. Maintenez l'anesthésie d'un rat femelle Harlan dolly intubé avec 2,5 % de fluorure. Appliquez des collyres, puis vérifiez l'anesthésie en effectuant une pression sur l'orteil.Administrer trois millilitres de solution de Ringer lactatée par injection sous-cutanée dans l'abdomen inférieur pour assurer l'hydratation. Ensuite, placer l'animal en position supine sur la table chirurgicale et fixer doucement les membres avec du ruban adhésif. Utiliser un tondeur pour raser les poils de l'abdomen et aspirer les poils libres.Effectuez une série d'injections de 50 microlitres de lidocaïne à 2 % selon une diagonale allant du processus xiphoïde jusqu'au côté inférieur droit de l'abdomen. Ensuite, effectuez trois frictions avec du Bétadine en partant du centre et en allant vers l'extérieur. Répétez le frottis avec de l'alcool isopropylique.Ensuite, recouvrir l'animal avec un champ opératoire comportant une fenêtre circulaire préformée. Fixer à l'aide d'un champ opératoire. Utiliser un scalpel n° 10.Réalisez une incision de trois à quatre centimètres partant du processus xiphoïde jusqu’au côté inférieur droit de l’abdomen. Localisez le processus xiphoïde et disséquez verticalement vers le bas à travers le muscle vers la droite, en prenant soin d’éviter le gros vaisseau situé à droite. Ensuite, utilisez des ciseaux pour couper latéralement à travers le muscle afin d’exposer le diaphragme.Veillez à éviter le foie en utilisant un fil de suture Vicryl 3-0 d'une longueur de 36 pouces et une paire de pinces hémostatiques. Passez une aiguille à travers le processus xiphoïde et tirez le fil à moitié à travers. Fixez ensemble les extrémités du fil à l’aide d’un ruban adhésif et attachez-les à un point situé au-dessus et en arrière de l’animal, soulevez le xiphoïde vers le haut et exposez le diaphragme à l’aide d’un autre fil de suture Vicryl 3-0 d'une longueur de 36 pouces.Introduisez une aiguille à travers le muscle le plus proche du processus xiphoïde, puis tirez et fixez l'extrémité à un autre point situé à droite de la table chirurgicale, exposant ainsi complètement la cavité chirurgicale. Ensuite, à l’aide d’une petite pince micro-dissectrice à dents de rat, saisissez le centre du diaphragme, tirez-le vers l’extérieur et pratiquez une très petite incision avec des ciseaux contondants. Une fois cette ouverture réalisée, les poumons se rétractent.Réalisez une incision verticale de deux à trois centimètres à travers le diaphragme afin de visualiser le cœur. Insérez ensuite un coton-tige de trois pouces à gauche de la cavité et déplacez les poumons sur le côté. Fixez le coton-tige en place à l’aide d’une pince hémostatique.À l’aide d’un autre écouvillon, déplacez le poumon droit afin de localiser la gaine péricardique. Ensuite, à l’aide d’une paire de pinces microfines et d’une paire de pinces larges cannelées, percez la gaine péricardique pour exposer l’apex du cœur. Saisissez l’apex du cœur avec les pinces microfines à dents à droite et insérez l’aiguille pour injecter la matrice solubilisée, le bord biseauté orienté vers la gauche.Un tiers du chemin à partir de l'apex, parallèlement à la surface épicardique. Veillez à éviter la grande veine cardiaque. Injectez le gel matriciel solubilisé et attendez quelques secondes avant de retirer l'aiguille.Le tissu doit blanchir au site d'injection ; essuyez le sang dans la cavité, puis retirez la pince hémostatique et le coton-tige maintenant le poumon droit à l'aide de pinces hémostatiques micro-courbes, et faites un nœud initial avec un morceau de suture en proline 5-0 d'une longueur de 30 pouces. Ensuite, utilisez des pinces micro-fines à dents de rat pour fermer le diaphragme par une suture continue et une aiguille effilée avant de refermer complètement. Insérez un tube d'aspiration PE 160 et effectuez une fermeture en utilisant une seringue de 10 millilitres pour évacuer la cavité thoracique.Lorsque le point de suture est serré, le diaphragme doit être concave. Réduisez la concentration d'oxyde de fluor à 1 %. Retirez les deux sutures en Vicryl 3-0 qui maintiennent la cavité ouverte. Hydratez le muscle en essuyant l'excès avec un coton-tige ou une gaze stérile.Utilisez une nouvelle longueur de suture 3-0 pour fermer la couche musculaire par des points séparés. Ensuite, éteignez l'isoflurane. Nettoyez la zone et utilisez des agrafes pour fermer la peau.Appliquez ensuite une pommade antibiotique triple sur le site de l'incision. Laissez le rat se rétablir sous 100 % d'oxygène. Lorsque l'animal commence à respirer par lui-même, retirez le tube trachéal.Une fois que l'animal est de retour sur ses pattes, administrer une injection sous-cutanée de 0,05 milligramme par kilogramme d'analgésique chlorhydrate de buprénorphine, puis le ramener à sa cage d'origine sur une serviette stérile. Des échantillons de tissu cardiaque provenant de rats injectés avec des gels matriciels solubles ont été découpés en tranches et colorés à l'hémat, à la toïne et à l'éosine pour une analyse macroscopique du tissu à différents moments. Après la chirurgie, à des moments précoces, la région injectée apparaît comme un réseau fibreux rose qui s'est étendu de manière interstitielle à des moments ultérieurs.L'afflux cellulaire est observé après deux semaines. La dégradation de la matrice injectée est visible. Si la MEC a été marquée par de la biotine avant l'injection, elle peut être visualisée de manière plus directe en colorant la biotine à l'aide de streptavidine conjuguée à la peroxydase pour mettre en évidence la pénétration et la formation de vaisseaux dans la région d'injection de la matrice.Les lames ici ont été doublement colorées avec un conjugué de fitzy. La sélectine, conjuguée et liée aux cellules endothéliales, est montrée en vert, et un anticorps anti-actine des cellules musculaires lisses est montré en rouge. Les cellules souches peuvent également être identifiées près de la région d'injection.Ici, ils ont été visualisés à l'aide d'une coloration d'immunohistochimie dirigée contre le c-kit. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment créer une MEC solubilisée à partir de tissu décellularisé et la tester in vivo pour des applications en ingénierie tissulaire cardiaque. N'oubliez pas que, bien que nous utilisions du tissu péricardique, cette procédure générale peut être modifiée pour être utilisée avec toute source de tissu.Merci d'avoir regardé et bonne chance avec vos expériences.

fabrication-biologically-derived-injectable-materials-for-myocardial

Research

Recherche

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingénierie

Ici, nous démontrons la fabrication de base de collagène, le tissu des constructions contenant myoblastes squelettiques. Ces constructions en 3-D modifiés peuvent être utilisés pour remplacer ou réparer des...

Fabrication de constructions myogéniques de l&#39;ingénierie tissulaire

La génération de tissu myocardique alignés est une exigence essentielle pour adapter les progrès récents de la biologie des cellules souches à des fins utiles en clinique. Ici nous décrivons une approche impression par microcontact pour le contrôle précis de la forme et la fonction cellulaire. Utilisation populations hautement purifiées de cellules souches embryonnaires dérivées progéniteurs cardiaques, nous avons ensuite générer anisotrope tissu fonctionnel du myocarde.

Génération de tissu myocardique alignés fonctionnelle grâce à l&#39;impression par microcontact

Pour créer des structures hautement organisées de tissus complexes, il faut assembler plusieurs types de matériaux et de cellules en un composite intégré.  Cette conception combinatoire intègre des feuilles de cellules stratifiées spécifiques à un organe avec deux matériaux distincts d’origine biologique contenant une base de matrice fibreuse solide, et des cellules endothéliales pour améliorer la formation de nouveaux vaisseaux.

Ingénierie tissulaire: Construction d&#39;un échafaudage 3D multicellulaire pour la livraison de stratifiés feuilles cellulaires

Ce protocole vise à atténuer la limitation de la mauvaise greffe cellulaire pour le traitement des infarctus du myocarde par cellules souches grâce à l’utilisation d’un système d’hydrogel et d’une colle à base de fibrine. Grâce à cette approche, le contact entre les cellules et les tissus après l’infarctus peut être maintenu, ce qui augmente le potentiel thérapeutique des agents bénéfiques sur le site de la lésion.

Un hydrogel construire et de fibrine-colle à base son approche et proposer Therapeutics dans un infarctus du myocarde murin modèle.

Ce manuscrit décrit la création de tissus cardiaques modifiés définis à l’aide de l’expression de marqueurs de surface et du tri cellulaire. Les tissus définis peuvent ensuite être utilisés dans un bioréacteur multi-tissus pour étudier les mécanismes de la thérapie cellulaire cardiaque afin de fournir un système modèle fonctionnel, mais contrôlé, du cœur humain.

Construction des Défini humaines Engineered cardiaques Tissues pour étudier les mécanismes de la thérapie cellulaire cardiaque

Ce protocole décrit la fabrication de microcryogels élastique macroporeux 3D en intégrant la microfabrication avec la technologie cryogelation. Lorsqu’il se charge avec des cellules, microtissues 3D sont générés, qui peut être facilement injecté in vivo pour faciliter la thérapie régénérative ou assemblés dans des tableaux pour in vitro le dépistage des drogues de haut débit.

Microtissues 3D pour thérapie régénérative Injectable et de dépistage des drogues de haut débit

Ce protocole décrit la DÉCELLULARISATION complete du myocarde humaine tout en préservant ses constituants de la matrice extracellulaire. Traitement ultérieur des résultats dans la production de microparticules et un hydrogel auto-assemblage cytoprotecteurs matrice extracellulaire.

Traitement du tissu cardiaque humain vers la matrice extracellulaire auto-assemblage Hydrogel pour In Vitro et In Vivo des Applications

Le protocole actuel génère des tissus cardiaques en forme de maille contenant des cellules cardiovasculaires dérivées de cellules souches pluripotentes induites par l’homme pour permettre l’étude de la thérapie d’implantation cellulaire pour les maladies cardiaques.

Préparation de tissus cardiaques en forme de maille dérivés de cellules iPS humaines pour la réparation myocardique in vivo

La thérapie à base de cellules souches est apparue comme une stratégie efficace pour réparer les tissus cardiaques blessés après l’infarctus du myocarde. Nous fournissons une application in vivo optimale pour la transplantation de cellules souches utilisant des hydrogels de gélatine qui peuvent être enzymatiquement liés.

Transplantation intramyocardique d’hydrogels injectables à chargement MSC après l’infarctus du myocarde dans un modèle murin

Les tissus cardiaques tridimensionnels issus de la bio-ingénierie à l’aide de cardiomyocytes dérivés de cellules souches sont apparus comme des modèles prometteurs pour l’étude in vitro du myocarde humain sain et malade, tout en récapitulant les aspects clés de la niche cardiaque native. Ce manuscrit décrit un protocole de fabrication et d’analyse de tissus cardiaques artificiels à haut contenu générés à partir de cardiomyocytes induits pluripotents dérivés de cellules souches humaines.

Conception d’un bioréacteur pour améliorer l’acquisition de données et modéliser le débit des tissus cardiaques modifiés

Une méthode reproductible est présentée pour générer des tissus myocardiques 3D combinant l’écriture par électrofilage fondu (MEW), des échafaudages de polycaprolactone (PCL) et des hydrogels de fibrine avec des cardiomyocytes et des fibroblastes dérivés de hiPSC. Cette technique offre un contrôle précis de l’architecture de l’échafaudage et peut être appliquée dans les tests précliniques de médicaments et la modélisation des maladies cardiaques.

Génération 3D de tissu myocardique humain à l’aide de l’écriture électrofilée à l’état fondu d’échafaudages de polycaprolactone et de cellules cardiaques dérivées de hiPSC

Découvrez la fabrication de gels matriciels injectables à partir de tissus décélularisés pour l'ingénierie tissulaire cardiaque. Cette méthode démontre la formation d'un scaffold fibreux poreux permettant l'infiltration cellulaire vasculaire in vivo chez le rat.

La fabrication des matériaux injectables d'origine biologique pour l'ingénierie tissulaire du myocarde

Explorer plus de vidéos